مقالة منهجية

تشكيل العظام المتكاملة من خلال التعظم داخل الغضروف في الجسم الحي باستخدام الخلايا الجذعية الوسيطة

DOI:

10.3791/65573

⸱

يوليو 14, 2023

 ,  ,  , 
1Department of Molecular Craniofacial Embryology, Graduate School of Medical and Dental Sciences, Tokyo Medical and Dental University, 2Department of Maxillofacial Surgery, Graduate School of Medical and Dental Sciences, Tokyo Medical and Dental University, 3Department of Regenerative and Reconstructive Dental Medicine, Graduate School of Medical and Dental Sciences, Tokyo Medical and Dental University

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

علاج العظام عن طريق التعظم داخل الغضروف عن طريق زرع أنسجة الغضاريف الاصطناعية المنتجة من الخلايا الجذعية الوسيطة لديه القدرة على التحايل على عيوب العلاجات التقليدية. الهلاميات المائية لحمض الهيالورونيك فعالة في توسيع نطاق ترقيع الغضاريف المتمايزة بشكل موحد بالإضافة إلى إنشاء عظام متكاملة مع الأوعية الدموية بين الطعوم المنصهرة في الجسم الحي.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

من الصعب تطبيق العلاج التقليدي لتجديد العظام باستخدام الخلايا الجذعية الوسيطة (MSCs) على عيوب العظام الأكبر من الحجم الحرج لأنه لا يحتوي على آلية للحث على تكوين الأوعية. يؤدي زرع أنسجة الغضاريف الاصطناعية المصنعة من MSCs إلى تكوين الأوعية الدموية وتكوين العظام في الجسم الحي عن طريق التعظم داخل الغضروف (ECO). لذلك ، قد يكون هذا النهج بوساطة منظمة التعاون البيئي علاجا واعدا لتجديد العظام في المستقبل. يتمثل أحد الجوانب المهمة للتطبيق السريري لهذا النهج بوساطة ECO في إنشاء بروتوكول لإعداد ما يكفي من الغضروف ليتم زرعه لإصلاح عيب العظام. ليس من العملي بشكل خاص تصميم كتلة واحدة من الغضروف المطعمة بحجم يتوافق مع شكل عيب العظم الفعلي. لذلك ، يجب أن يكون للغضروف المراد زرعه خاصية تكوين العظام بشكل متكامل عند زرع قطع متعددة. قد تكون الهلاميات المائية أداة جذابة لتوسيع نطاق الطعوم المهندسة بالأنسجة من أجل التعظم داخل الغضروف لتلبية المتطلبات السريرية. على الرغم من أن العديد من الهلاميات المائية المشتقة بشكل طبيعي تدعم تكوين غضروف MSC في المختبر و ECO في الجسم الحي ، إلا أن مادة السقالة المثلى لتلبية احتياجات التطبيقات السريرية لم يتم تحديدها بعد. حمض الهيالورونيك (HA) هو عنصر حاسم في مصفوفة الغضروف خارج الخلية وهو عديد السكاريد القابل للتحلل الحيوي والمتوافق حيويا. هنا ، نظهر أن الهلاميات المائية HA لها خصائص ممتازة لدعم التمايز في المختبر لأنسجة الغضاريف القائمة على MSC وتعزيز تكوين العظام داخل الغضروف في الجسم الحي.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لا يزال العظم الذاتي هو المعيار الذهبي لإصلاح عيوب العظام بسبب الصدمات والعيوب الخلقية والاستئصال الجراحي. ومع ذلك ، فإن تطعيم العظام الذاتي له قيود كبيرة ، بما في ذلك ألم المتبرع ، وخطر العدوى ، وحجم العظام المحدود الذي يمكن عزله عن المرضى1،2،3،4. تم تطوير العديد من المواد الحيوية كبدائل للعظام ، تجمع بين البوليمرات الطبيعية أو الاصطناعية والمواد المعدنية مثل فوسفات الكالسيوم أو هيدروكسيباتيت 5,6. عادة ما يتم تحقيق تكوين العظام في هذه المواد الهندسية باستخدام المواد المعدنية كمادة أولية للسماح للخلايا الجذعية بالتمايز مباشرة إلى بانيات العظم من خلال عملية التعظم داخل الغشاء (IMO)7. تفتقر هذه العملية إلى الخطوة الوعائية ، مما يؤدي إلى عدم كفاية الأوعية الدموية في الجسم الحي للكسب غير المشروع بعد الزرع8،9،10 ، وبالتالي ، قد لا تكون الطرق التي تستخدم مثل هذه العملية هي الأمثل لعلاج عيوب العظام الكبيرة 11.

وقد ثبت أن الاستراتيجيات المطبقة لتلخيص عملية التعظم داخل الغضروف (ECO) ، وهي آلية فطرية في تكوين الهيكل العظمي أثناء التطور ، تتغلب على المشاكل الكبيرة المرتبطة بالنهج التقليدية القائمة على المنظمة البحرية الدولية. في ECO ، تطلق الخلايا الغضروفية في قالب الغضروف عامل نمو بطانة الأوعية الدموية (VEGF) ، مما يعزز تسلل الأوعية الدموية وإعادة تشكيل قالب الغضروف إلى العظم12. يستخدم النهج بوساطة ECO لتكوين العظم عن طريق إعادة تشكيل الغضروف وتكوين الأوعية ، والذي يتم تنشيطه أيضا أثناء إصلاح الكسر ، أنسجة غضروفية تم إنشاؤها بشكل مصطنع مشتقة من MSCs كمادة أولية. يمكن للخلايا الغضروفية تحمل نقص الأكسجة في عيوب العظام ، والحث على تكوين الأوعية الدموية ، وتحويل طعم الغضروف الخالي من الأوعية الدموية إلى نسيج وعائي. أفادت العديد من الدراسات أن ترقيع الغضروف القائم على MSC يولد العظام في الجسم الحي من خلال تنفيذ مثل هذا البرنامج ECO 13،14،15،16،17،18،19،20،21.

أحد المتطلبات الأساسية للتطبيق السريري لهذا النهج بوساطة منظمة التعاون البيئي هو كيفية تحضير الكمية المطلوبة من طعم الغضروف في بيئة سريرية. إعداد الغضروف السريري بحجم يناسب عيب العظام الفعلي ليس عمليا. لذلك ، يجب أن يشكل غضروف الكسب غير المشروع العظام بشكل متكامل عند زرع شظايا متعددة22. قد تكون الهلاميات المائية أداة جذابة لتوسيع نطاق الطعوم المهندسة بالأنسجة من أجل التعظم داخل الغضروف. تدعم العديد من الهلاميات المائية المشتقة بشكل طبيعي تكوين غضروف MSC في المختبر و ECO في الجسم الحي23،24،25،26،27،28،29،30،31،32 ؛ ومع ذلك ، ظلت مواد الدعم المثلى لتلبية متطلبات التطبيق السريري غير محددة. حمض الهيالورونيك (HA) هو عديد السكاريد القابل للتحلل الحيوي والمتوافق حيويا الموجود في المصفوفة خارج الخلية للغضروف33. يتفاعل HA مع MSCs عبر مستقبلات سطحية مثل CD44 لدعم التمايز الغضروفي25،26،28،30،31،32،34. بالإضافة إلى ذلك ، تعزز سقالات HA التمايز العظمي بوساطة المنظمة البحرية الدولية للخلايا الجذعية لب الأسنانالبشرية 35 ، والسقالات جنبا إلى جنب مع الكولاجين تعزز تكوين العظم بوساطة ECO-36,37.

هنا ، نقدم طريقة لإعداد الهلاميات المائية HA باستخدام MSCs البشرية البالغة المشتقة من نخاع العظم واستخدامها لتكوين الغضروف الضخامي في المختبر والتعظم داخل الغضروفي اللاحق في الجسم الحي38. قارنا خصائص HA مع خصائص الكولاجين ، وهي مادة مطبقة على نطاق واسع في هندسة أنسجة العظام مع MSCs ومادة مفيدة لتوسيع نطاق الطعوم الاصطناعية للتعظم داخل الغضروف17. في نموذج الفئران التي تعاني من نقص المناعة ، تم تقييم تركيبات HA والكولاجين المصنفة مع MSCs البشرية لإمكانات ECO في الجسم الحي عن طريق الزرع تحت الجلد. تظهر النتائج أن الهلاميات المائية HA ممتازة كسقالة ل MSCs لإنشاء ترقيع غضروفي اصطناعي يسمح بتكوين العظام من خلال ECO.

ينقسم البروتوكول إلى خطوتين. أولا ، يتم تحضير تركيبات MSCs البشرية المصنفة على هيدروجيل الهيالورونان وتمييزها إلى غضروف ضخامي في المختبر. بعد ذلك ، يتم زرع التركيبات المتمايزة تحت الجلد في نموذج عاري للحث على التعظم داخل الغضروف في الجسم الحي (الشكل 1).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يستخدم هذا البروتوكول ذكور الفئران العارية البالغة من العمر 4 أسابيع. إيواء أربعة فئران في قفص تحت دورة الضوء / الظلام لمدة 12 ساعة عند 22-24 درجة مئوية ورطوبة نسبية 50٪ -70٪. أجريت جميع التجارب على وفقا للإرشادات المعتمدة من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام بجامعة طوكيو للطب وطب الأسنان (معرف الموافقة: A2019-204C و A2020-116A و A2021-121A).

1. إعداد المخازن المؤقتة والكواشف

  1. قم بإعداد وسط نمو الخلايا الجذعية الوسيطة (وسط نمو MSC) عن طريق إضافة مجموعة مكملات وسط نمو MSC إلى الوسائط القاعدية MSC وتخزينها في 4 درجات مئوية.
  2. قم بإعداد وسط النسر المعدل من Dulbecco ووسط Ham's F12 (DMEM / F-12) بإضافة 10٪ مصل بقري جنيني (FBS) ، و 50 ميكروغرام / مل جنتاميسين ، و 200 ميكرومتر L-alanyl-L-glutamine ، و 1 نانوغرام / مل عامل نمو ليفي أساسي إلى الوسط وتخزينه عند 4 درجات مئوية.
  3. قم بإعداد وسط غضروفي عن طريق إضافة 1٪ مكمل ITS-G ، و 0.12٪ ألبومين مصل بقري ، و 50 ميكروغرام / مل جنتاميسين ، و 0.35 مللي متر من البرولين ، و 100 نانومتر ديكساميثازون ، و 10 نانوغرام / مل TGF-β3 إلى DMEM قبل الاستخدام مباشرة.
  4. تحضير الوسط الضخامي عن طريق إضافة 10 مللي مول β-جليسيروفوسفات ، 0.12٪ ألبومين مصل بقري ، 10 نانومتر ديكساميثازون ، 200 ميكرومتر أسكوربات -2-فوسفات ، 50 نانومتر ل-ثيروكسين ، 50 ميكروغرام / مل جنتاميسين ، و 50 بيكوغرام / مل IL-1β إلى DMEM قبل الاستخدام مباشرة.
  5. قم بتغطية طبق استزراع مكون من 24 بئرا ب 200 ميكرولتر من البارافين المذاب المسخن مسبقا على حرارة 60 درجة مئوية. السماح للوقوف في درجة حرارة الغرفة حتى يتم ضبط البارافين.

2. التوسع في MSCs البشرية

ملاحظة: قبل البدء في التجارب ، يجب اختيار MSCs ذات الإمكانات العالية لتكوين غضروف MSC في ثقافة الكتلة الدقيقة كما هو موضح في17.

  1. وفقا لتعليمات الشركة الصانعة ، فإن MSCs المشتقة من نخاع العظم البشري الأساسي (الممر 2) مع وسط نمو MSC في طبق 10 سم بكثافة 5 × 103 خلايا / سم 2 عند 37 درجة مئوية في 5٪ CO2 و 95٪ حاضنة هواء مرطبة.
  2. تغيير الوسيط كل 2-3 أيام. بمجرد أن تصل الخلايا إلى التقاء 80٪ -90٪ ، قم بشفط الوسط من طبق زراعة الخلايا باستخدام مضخة تفريغ ، واغسله ب 5 مل من PBS ، ثم استنشاق المحلول بمضخة تفريغ.
  3. أضف 1 مل من محلول 0.05٪ تربسين / 0.02٪ EDTA إلى الطبق. احتضان الطبق لمدة 5-10 دقائق على حرارة 37 درجة مئوية.
  4. أضف 1 مل من وسط نمو MSC لإيقاف التفاعل الأنزيمي. انقل معلق الخلية إلى أنبوب سعة 50 مل.
  5. امزج تعليق الخلية من الأطباق الأخرى في أنبوب سعة 50 مل واحتفظ به على الجليد.
  6. استخدم عداد الخلية لحساب الخلايا عن طريق خلط 10 ميكرولتر من معلق الخلية مع 10 ميكرولتر من 0.4٪ تريبان بلو وصمة عار.
  7. أجهزة الطرد المركزي تعليق الخلية المتبقية في 220 × غرام لمدة 3 دقائق في درجة حرارة الغرفة. قم بإزالة المادة الطافية وإضافة محلول الحفظ بالتبريد بتركيز 1.0 × 106 خلايا لكل مل.
  8. قم بتوزيع 1 مل من معلق الخلية في كل أنبوب تبريد وخزنه في -80 درجة مئوية لمدة 12 ساعة قبل نقله إلى النيتروجين السائل. وتستخدم المخزونات المجمدة الناتجة (المقطع 3) لهذا البروتوكول.
  9. بالنسبة للتجارب ، قم بزرع MSCs المخزنة في طبق 10 سم بكثافة 5 × 103 خلايا / سم2. خلايا المزرعة حتى 80٪ -90٪ متقاربة (المقطع 4) في وسط DMEM / F-12.

3. إعداد الهلاميات المائية المغلفة MSC

  1. التربسين الخلايا وإعداد تعليق الخلية كما هو موضح في الخطوات 2.3 - 2.6.
  2. لعمل 10 تركيبات (2.5 × 10 5 خلايا لكل بناء) ، قم بقسمة تعليق الخلية الذي يحتوي على 2.5 × 106 خلايا في أنبوب دقيق سعة1.5 مل.
  3. أجهزة الطرد المركزي التعليق عند 220 × جم لمدة 3 دقائق ، وإزالة المادة الطافية بمضخة تفريغ ، والاحتفاظ بها على الجليد.
  4. أحضر حمض الهيالورونيك المعدل بالثيول (HA) ، والتشابك التفاعلي مع الثيول ، والبولي إيثيلين جلايكول دياكريلات ، وزجاجات المياه المنزوعة الغازات إلى درجة حرارة الغرفة.
  5. في ظل ظروف معقمة ، أضف 1.0 مل من الماء المفرغ إلى الزجاجة المحتوية على HA (انظر تعليمات الشركة المصنعة) باستخدام حقنة بإبرة.
  6. ترتفع درجة حرارة الدوامة أحيانا إلى 37 درجة مئوية حتى يصبح المحلول واضحا ، ثم توضع على الجليد. يستغرق أقل من 30 دقيقة حتى تذوب المواد الصلبة تماما.
  7. في ظل ظروف معقمة ، أضف 0.5 مل من الماء المفرغ إلى زجاجة crosslinker باستخدام حقنة بإبرة. تذوب عن طريق التقليب عدة مرات ، ثم توضع على الجليد.
  8. أضف 120 ميكرولتر من محلول HA المذاب إلى حبيبات الخلية المقتبسة (2.5 × 106 خلايا). أعد تعليق حبيبات الخلية عن طريق السحب ذهابا وإيابا.
  9. أضف 30 ميكرولتر من محلول الوصلة المتشابكة المذابة إلى الأنبوب الذي يحتوي على حمض الهيالورونيك والخلايا (الخطوة 3.8) وادمجها عن طريق النقر على الأنبوب ، ثم قم بتدويرها لفترة وجيزة. اجمع بين حل HA وحل الرابط المتشابك بنسبة 4: 1.
  10. قم بإسقاط 15 ميكرولتر من المحلول المدمج الذي يحتوي على MSCs (2.5 × 105 خلايا) على لوحة 24 بئرا المطلية بالبارافين واتركها تتصلب عند 37 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة (الشكل 2). بسبب اللزوجة العالية ، قم بإعداد كمية إضافية بنسبة 10٪ على الأقل من خليط الخلية / الهيدروجيل أكثر من اللازم.
    ملاحظة: تم وصف خصائص الهيدروجيل سابقا39.

4. في ظروف التمايز في المختبر

  1. أضف 0.5 مل من وسط التمايز الغضروفي إلى بنية من الهلاميات المائية HA المصنفة MSC. تغيير الوسيط كل 2-3 أيام.
  2. بعد 3 أسابيع ، قم بالتبديل إلى وسط التمايز الضخامي (0.5 مل لكل بئر) واستزراع التركيبات لمدة 2 أسابيع إضافية.

5. في الجسم الحي زرع MSCs

  1. بعد ما مجموعه 5 أسابيع من الثقافة في المختبر ، قم بزرع التركيبات تحت الجلد في الجزء الخلفي من الفئران العارية كما هو موضح سابقا38,40.
  2. وزن الفئران وتطبيق مخدر مركب محضر ب 0.75 مغ/كغ من وزن الجسم ميديتوميدين و4.0 مغ/كغ وزن الجسم ميدازولام و5.0 مغ/كغ من وزن الجسم بوتورفانول عن طريق الحقن داخل الصفاق كما هو موضح38.
  3. تأكيد التخدير الكافي عن طريق الجمود للمنبهات الجراحية ومراقبة عمق الجهاز التنفسي عن طريق حركات الصدر البطيئة والمنتظمة وإمدادات الأكسجين المناسبة بلون الغشاء المخاطي الوردي بشكل دوري أثناء العملية. استخدام مرهم بيطري على العينين لمنع الجفاف أثناء التخدير.
  4. ضع الماوس على ستارة جراحية معقمة في وضعية الانبطاح ، وقم بتعقيم موقع الشق بماء حمض هيبوكلوروس 50 جزء في المليون (درجة الحموضة 5.0 ؛ HAW) ، ووضع ثنى جراحية مثقبة على الماوس.
    ملاحظة: تعقيم جميع المواد الجراحية في الأوتوكلاف أو غاز أكسيد الإيثيلين أو HAW. يجب على الجراحين غسل أصابعهم وارتداء العباءات الجراحية والقفازات.
  5. قم بعمل شقين جلديين بطول 5 مم بمسافة 2 سم في منطقتي الكتف والورك على طول الخط المركزي للعمود الفقري باستخدام المقص.
  6. أدخل ملعقة تحت الجلد من خلال شق لإنشاء جيب تحت الجلد.
  7. أدخل اثنين إلى ثلاثة تركيبات (~ 15 ميكرولتر لكل منها ، الخطوة 5.1) في كل جيب بالملقط. تركيبات HA المزروعة في نفس الجيب عرضة للاندماج بشكل متكرر. لمنع الانصهار ، أدخل بنية HA واحدة في كل جيب.
  8. أغلق الشقوق بخيوط حريرية مضفرة 4-0. حقن الفأر بمضادات للتخدير المحضرة ب 0.75 مغ/كغ من وزن الجسم أتيباميزول كما هو موضح38.
  9. بينما تتعافى الفئران من التخدير ، ضع الفئران في أقفاص تعافي معقمة تحتوي على فراش أرضي معقم بدون زجاجات طعام وماء ومراقبة درجة حرارة الجسم والنبض والتنفس باستمرار.
  10. لا تترك الفئران دون مراقبة حتى تستعيد وعيها الكافي للحفاظ على الاستلقاء القصي. بعد الشفاء التام ، أعد إلى غرفة التكاثر مع الأخرى.
  11. راقب كل يومين خلال فترة الشفاء بحثا عن أي مضاعفات محتملة. القتل الرحيم للفئران عن طريق استنشاق ثاني أكسيد الكربون مع القليل من المعاناة في 4 و 8 أسابيع بعد الزرع.
  12. شق الجلد في المواقع المطعمة وإزالة التركيبات المزروعة بالملقط. إصلاح التركيبات في 4 ٪ بارافورمالدهيد لمدة 16 ساعة ثم إخضاعها للتحليل.

6. التحليل الإحصائي

  1. الإبلاغ عن البيانات الكمية كمتوسط ± الانحراف المعياري (SD). إجراء التحليل الإحصائي باستخدام البرامج التجارية.
  2. استخدم اختبار t للطالب أو اختبار ANOVA أحادي الاتجاه متبوعا باختبار المقارنات المتعددة ل Tukey لتحديد الاختلافات المهمة بين المجموعات. يشير P<0.05 و P<0.01 إلى اختلافات كبيرة بين مجموعتين.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم استزراع الهلاميات المائية HA المغلفة MSC في وسط غضروفي مكمل ب TGFβ3 ، وهو محفز لتكوين الغضروف41 (الخطوة 4.1). قارنا خصائص HA مع خصائص الكولاجين ، والتي أثبتت فعاليتها في إنشاء ترقيع غضروفي اصطناعي قائم على MSC للتعظم داخل الغضروف ، كما هو موضح سابقا38. لم يتم تضمين MSCs غير المتمايزة كضوابط سلبية في هذه الدراسة لأنه ثبت أن MSCs غير المتمايزة تتطلب أسطح معدنية كركيزة أولية لتوليد العظام عن طريق التمايز العظمي (أي التعظم داخل الغشاء)7.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعد استخدام مواد السقالة المناسبة التي تعزز الانتقال من الغضروف الضخامي إلى العظام نهجا واعدا لتوسيع نطاق ترقيع الغضروف الضخامي الهندسي القائم على MSC وعلاج عيوب العظام ذات الحجم الكبير سريريا. هنا ، نظهر أن HA هي مادة سقالة ممتازة لدعم تمايز أنسجة الغضاريف الضخامية القائمة على MSC في المختبر ولتعزيز تكوين العظام داخل الغضروف في الجسم الحي38. علاوة على ذلك ، في الجسم الحي ، تبين أن تركيبات HA تسهل اندماج تركيبات متعددة مزروعة في نفس الجيب لتشكيل عظم واحد متكامل. نظرا لأن...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد أعلن أصحاب البلاغ أنه لا توجد مصالح متنافسة.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذا العمل من خلال منحة في المعونة للبحث العلمي (KAKENHI) من الجمعية اليابانية لتعزيز العلوم (JSPS) (رقم المنحة . JP19K10259 و 22K10032 إلى MAI).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
0.25 واط / حجم ٪ التربسين -1 مليمول / لتر EDTA.4Na الحلFUJIFILM Wako Pure Chemical   ؛209-16941
AntisedanNippon Zenyaku Kogyo
ascorbate-2-phosphateNacalai Tesque13571-14
BambankerGC LymphotecCS-02-001
عامل النمو الليفي الأساسيReprocellRCHEOT002 
ألبومين مصل الأبقارFUJIFILM Wako Pure Chemical   ؛012-238817.5 w / v٪
عداد الخلايا الآلي للكونتيسة مع شرائح غرفة عد الخلايا وصمة عار Trypan Blue 0.4٪InvitrogenC10283
ديكساميثازونMerckD8893
DomitorNippon Zenyaku Kogyo
DormicumAstellas Pharma
Dulbecco's Modified Eagle MediumMerckD6429ارتفاع نسبة الجلوكوز
Dulbecco's Modified Eagle's Medium / Nutrient Mix F-12 HamMerckD6421
مصل الأبقار الجنينيHycloneSH30396.03
كبريتات الجنتاميسينFUJIFILM Wako Pure Chemical   ؛1676045  10 مجم / مل
مولد HaccpperTechnoMaxCH-400-5QB50 جزء في المليون من حمض هيبوكلوروس الماء
الخلايا الجذعية الوسيطة البشريةLonzaPT-2501
HyStem Cell Culture KitMerckHYS020
IL-1 & szlig ؛مكمل PeproTechAF-200-01B
ITS-GFUJIFILM Wako Pure Chemical  090-06741& مرات ؛ 100
L-Alanyl-L-GlutamineFUJIFILM Wako Pure Chemical   ؛016-21841200 مليمول / لتر (& مرات ؛ 100)
L-prolineNacalai Tesque29001-42
L-ThyroxineMerckT1775
MSCGM الخلايا الجذعية المتوسطة نمو الوسيط
BulletKit		LonzaPT-3001
البارافينFUJIFILM Wako Pure Chemical   ؛165-13375
PBS / pH7.4 100 ملMedicago09-2051-100
TGF- & beta ؛ 3 ProteintechHZ-1090
VetorphaleMeiji Seika Kaisha
Visiocare OintmentSAVAVET / SAVA Healthcare
& beta - glycerophosphateFUJIFILM Wako Pure Chemical   ؛048-34332

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Goldberg, V. M., Stevenson, S. Natural history of autografts and allografts. Clinical Orthopaedics and Related Research. (225), 7-16 (1987).
  2. Amini, A. R., Laurencin, C. T., Nukavarapu, S. P. Bone tissue engineering: recent advances and challenges. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 40 (5), 363-408 (2012).
  3. Vining, N. C., Warme, W. J., Mosca, V. S. Comparison of structural bone autografts and allografts in pediatric foot surgery. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 32 (7), 719-723 (2012).
  4. Roddy, E., DeBaun, M. R., Daoud-Gray, A., Yang, Y. P., Gardner, M. J. Treatment of critical-sized bone defects: clinical and tissue engineering perspectives. European Journal of Orthopaedic Surgery and Traumatology. 28 (3), 351-362 (2018).
  5. Rezwan, K., Chen, Q. Z., Blaker, J. J., Boccaccini, A. R. Biodegradable and bioactive porous polymer/inorganic composite scaffolds for bone tissue engineering. Biomaterials. 27 (18), 3413-3431 (2006).
  6. Swetha, M., et al. Biocomposites containing natural polymers and hydroxyapatite for bone tissue engineering. International Journal of Biological Macromolecules. 47 (1), 1-4 (2010).
  7. Meijer, G. J., de Bruijn, J. D., Koole, R., van Blitterswijk, C. A. Cell-based bone tissue engineering. PLOS Medicine. 4 (2), e9(2007).
  8. Tremblay, P. L., Hudon, V., Berthod, F., Germain, L., Auger, F. A. Inosculation of tissue-engineered capillaries with the host's vasculature in a reconstructed skin transplanted on mice. American Journal of Transplantation. 5 (5), 1002-1010 (2005).
  9. Ko, H. C., Milthorpe, B. K., McFarland, C. D. Engineering thick tissues--the vascularisation problem. European Cells and Materials. 14, 1-19 (2007).
  10. Santos, M. I., Reis, R. L. Vascularization in bone tissue engineering: physiology, current strategies, major hurdles and future challenges. Macromolecular Bioscience. 10 (1), 12-27 (2010).
  11. Almubarak, S., et al. Tissue engineering strategies for promoting vascularized bone regeneration. Bone. 83, 197-209 (2016).
  12. Kronenberg, H. M. Developmental regulation of the growth plate. Nature. 423 (6937), 332-336 (2003).
  13. Farrell, E., et al. Chondrogenic priming of human bone marrow stromal cells: a better route to bone repair. Tissue Engineering Part C: Methods. 15 (2), 285-295 (2009).
  14. Scotti, C., et al. Recapitulation of endochondral bone formation using human adult mesenchymal stem cells as a paradigm for developmental engineering. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (16), 7251-7256 (2010).
  15. Janicki, P., Kasten, P., Kleinschmidt, K., Luginbuehl, R., Richter, W. Chondrogenic pre-induction of human mesenchymal stem cells on beta-TCP: enhanced bone quality by endochondral heterotopic bone formation. Acta Biomaterialia. 6 (8), 3292-3301 (2010).
  16. Farrell, E., et al. In-vivo generation of bone via endochondral ossification by in-vitro chondrogenic priming of adult human and rat mesenchymal stem cells. BMC Musculoskeletal Disorders. 12, 31(2011).
  17. Scotti, C., et al. Engineering of a functional bone organ through endochondral ossification. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (10), 3997-4002 (2013).
  18. Harada, N., et al. Bone regeneration in a massive rat femur defect through endochondral ossification achieved with chondrogenically differentiated MSCs in a degradable scaffold. Biomaterials. 35 (27), 7800-7810 (2014).
  19. van der Stok, J., et al. Chondrogenically differentiated mesenchymal stromal cell pellets stimulate endochondral bone regeneration in critical-sized bone defects. European Cells and Materials. 27, 137-148 (2014).
  20. Sheehy, E. J., Vinardell, T., Toner, M. E., Buckley, C. T., Kelly, D. J. Altering the architecture of tissue engineered hypertrophic cartilaginous grafts facilitates vascularisation and accelerates mineralisation. PLoS One. 9 (3), e90716(2014).
  21. Sheehy, E. J., Mesallati, T., Vinardell, T., Kelly, D. J. Engineering cartilage or endochondral bone: a comparison of different naturally derived hydrogels. Acta Biomaterialia. 13, 245-253 (2015).
  22. Bahney, C. S., et al. Stem cell-derived endochondral cartilage stimulates bone healing by tissue transformation. Journal of Bone and Mineral Research. 29 (5), 1269-1282 (2014).
  23. Mauck, R. L., Yuan, X., Tuan, R. S. Chondrogenic differentiation and functional maturation of bovine mesenchymal stem cells in long-term agarose culture. Osteoarthritis Cartilage. 14 (2), 179-189 (2006).
  24. Dickhut, A., Gottwald, E., Steck, E., Heisel, C., Richter, W. Chondrogenesis of mesenchymal stem cells in gel-like biomaterials in vitro and in vivo. Frontiers in Bioscience. 13, 4517-4528 (2008).
  25. Chung, C., Burdick, J. A. Influence of three-dimensional hyaluronic acid microenvironments on mesenchymal stem cell chondrogenesis. Tissue Engineering Part A. 15 (2), 243-254 (2009).
  26. Erickson, I. E., et al. Macromer density influences mesenchymal stem cell chondrogenesis and maturation in photocrosslinked hyaluronic acid hydrogels. Osteoarthritis Cartilage. 17 (12), 1639-1648 (2009).
  27. Sheehy, E. J., Buckley, C. T., Kelly, D. J. Chondrocytes and bone marrow-derived mesenchymal stem cells undergoing chondrogenesis in agarose hydrogels of solid and channelled architectures respond differentially to dynamic culture conditions. Journal of tissue engineering and regenerative medicine. 5 (9), 747-758 (2011).
  28. Erickson, I. E., et al. High mesenchymal stem cell seeding densities in hyaluronic acid hydrogels produce engineered cartilage with native tissue properties. Acta Biomaterialia. 8 (8), 3027-3034 (2012).
  29. Ma, K., Titan, A. L., Stafford, M., Zheng, C., Levenston, M. E. Variations in chondrogenesis of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells in fibrin/alginate blended hydrogels. Acta Biomaterialia. 8 (10), 3754-3764 (2012).
  30. Levett, P. A., et al. A biomimetic extracellular matrix for cartilage tissue engineering centered on photocurable gelatin, hyaluronic acid and chondroitin sulfate. Acta Biomaterialia. 10 (1), 214-223 (2014).
  31. Reppel, L., et al. Chondrogenic induction of mesenchymal stromal/stem cells from Wharton's jelly embedded in alginate hydrogel and without added growth factor: an alternative stem cell source for cartilage tissue engineering. Stem Cell Research & Therapy. 6, 260(2015).
  32. Amann, E., Wolff, P., Breel, E., van Griensven, M., Balmayor, E. R. Hyaluronic acid facilitates chondrogenesis and matrix deposition of human adipose derived mesenchymal stem cells and human chondrocytes co-cultures. Acta Biomaterialia. 52, 130-144 (2017).
  33. Hemshekhar, M., et al. Emerging roles of hyaluronic acid bioscaffolds in tissue engineering and regenerative medicine. International Journal of Biological Macromolecules. 86, 917-928 (2016).
  34. Pfeifer, C. G., et al. Higher Ratios of Hyaluronic Acid Enhance Chondrogenic Differentiation of Human MSCs in a Hyaluronic Acid-Gelatin Composite Scaffold. Materials (Basel). 9 (5), (2016).
  35. La Noce, M., et al. Hyaluronan-Based Gel Promotes Human Dental Pulp Stem Cells Bone Differentiation by Activating YAP/TAZ Pathway. Cells. 10 (11), (2021).
  36. Thompson, E. M., Matsiko, A., Kelly, D. J., Gleeson, J. P., O'Brien, F. J. An Endochondral Ossification-Based Approach to Bone Repair: Chondrogenically Primed Mesenchymal Stem Cell-Laden Scaffolds Support Greater Repair of Critical-Sized Cranial Defects Than Osteogenically Stimulated Constructs In Vivo. Tissue Engineering Part A. 22 (5-6), 556-567 (2016).
  37. Wang, H., et al. Cell-mediated injectable blend hydrogel-BCP ceramic scaffold for in situ condylar osteochondral repair. Acta Biomaterialia. 123, 364-378 (2021).
  38. Yamazaki, S., et al. Hyaluronic acid hydrogels support to generate integrated bone formation through endochondral ossification in vivo using mesenchymal stem cells. PLoS One. 18 (2), e0281345(2023).
  39. Zarembinski, T., Skardal, A. Hydrogels - Smart Materials for Biomedical Applications. , (2019).
  40. Vinardell, T., Sheehy, E. J., Buckley, C. T., Kelly, D. J. A comparison of the functionality and in vivo phenotypic stability of cartilaginous tissues engineered from different stem cell sources. Tissue Engineering Part A. 18 (11-12), 1161-1170 (2012).
  41. Mueller, M. B., et al. Hypertrophy in mesenchymal stem cell chondrogenesis: effect of TGF-beta isoforms and chondrogenic conditioning. Cells Tissues Organs. 192 (3), 158-166 (2010).
  42. Lertkiatmongkol, P., Liao, D., Mei, H., Hu, Y., Newman, P. J. Endothelial functions of platelet/endothelial cell adhesion molecule-1 (CD31). Current Opinion in Hematology. 23 (3), 253-259 (2016).
  43. Kloxin, A. M., Kasko, A. M., Salinas, C. N., Anseth, K. S. Photodegradable hydrogels for dynamic tuning of physical and chemical properties. Science. 324 (5923), 59-63 (2009).
  44. Chan, C. K., et al. Endochondral ossification is required for haematopoietic stem-cell niche formation. Nature. 457 (7228), 490-494 (2009).
  45. Murdoch, A. D., et al. Chondrogenic differentiation of human bone marrow stem cells in transwell cultures: generation of scaffold-free cartilage. Stem Cells. 25 (11), 2786-2796 (2007).
  46. Tortelli, F., Tasso, R., Loiacono, F., Cancedda, R. The development of tissue-engineered bone of different origin through endochondral and intramembranous ossification following the implantation of mesenchymal stem cells and osteoblasts in a murine model. Biomaterials. 31 (2), 242-249 (2010).
  47. Knuth, C. A., Witte-Bouma, J., Ridwan, Y., Wolvius, E. B., Farrell, E. Mesenchymal stem cell-mediated endochondral ossification utilising micropellets and brief chondrogenic priming. European Cells and Materials. 34, 142-161 (2017).
  48. Simmons, C. A., Alsberg, E., Hsiong, S., Kim, W. J., Mooney, D. J. Dual growth factor delivery and controlled scaffold degradation enhance in vivo bone formation by transplanted bone marrow stromal cells. Bone. 35 (2), 562-569 (2004).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

Bone RegenerationArtificial CartilageHyaluronic Acid HydrogelsCartilage DifferentiationIn Vivo Bone FormationChondrogenic DifferentiationScaffold MaterialsAngiogenesis Induction

مقالات ذات صلة