Method Article

"الصورة الرمزية" ، تجارب حلقة عمل معدلة خارج الجسم الحي باستخدام الإجهاد والتنشيط في الجسم الحي

DOI:

10.3791/65610

⸱

August 18th, 2023

 , 
1Northern Arizona University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

توضح هذه المقالة بالتفصيل منهجية محاكاة إنتاج قوة العضلات في الجسم الحي أثناء تجارب حلقة العمل خارج الجسم الحي باستخدام عضلة" رمزية "من قوارض مختبرية لتقييم مساهمات عابرات الإجهاد والتنشيط في استجابة قوة العضلات.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

سلوكيات الحركة هي سمات ناشئة للأنظمة الديناميكية التي تنتج عن إنتاج قوة العضلات وإخراج العمل. يحدث التفاعل بين الأنظمة العصبية والميكانيكية على جميع مستويات التنظيم البيولوجي بشكل متزامن ، من ضبط خصائص عضلات الساق أثناء الجري إلى ديناميكيات الأطراف التي تتفاعل مع الأرض. إن فهم الظروف التي تحول فيها استراتيجيات التحكم العصبي نحو ميكانيكا العضلات الجوهرية ("الردود الفعلية") في التسلسل الهرمي للتحكم سيسمح لنماذج العضلات بالتنبؤ بقوة العضلات في الجسم الحي والعمل بشكل أكثر دقة. لفهم ميكانيكا العضلات في الجسم الحي ، يلزم إجراء تحقيق خارج الجسم الحي لقوة العضلات والعمل في ظل ظروف إجهاد وتحميل متغيرة ديناميكيا مشابهة للحركة في الجسم الحي. عادة ما تظهر مسارات الإجهاد في الجسم الحي تغيرات مفاجئة (أي عابرات الإجهاد والسرعة) تنشأ من التفاعلات بين التنشيط العصبي والحركية العضلية الهيكلية والأحمال التي تطبقها البيئة. الهدف الرئيسي من تقنية "الصورة الرمزية" لدينا هو التحقيق في كيفية عمل العضلات أثناء التغيرات المفاجئة في معدل الإجهاد والتحميل عندما تكون مساهمة الخصائص الميكانيكية الجوهرية في إنتاج قوة العضلات أعلى. في تقنية "الصورة الرمزية" ، يتم تعديل نهج حلقة العمل التقليدي باستخدام مسارات الإجهاد المقاسة في الجسم الحي وإشارات تخطيط كهربية العضل (EMG) من أثناء الحركات الديناميكية لدفع عضلات خارج الجسم الحي من خلال دورات تقصير تمدد متعددة. يشبه هذا النهج تقنية حلقة العمل ، باستثناء أنه يتم تحجيم مسارات الإجهاد في الجسم الحي بشكل مناسب وفرضها على عضلات الفأر خارج الجسم الحي المتصلة بمحرك مؤازر. تسمح هذه التقنية للمرء بما يلي: (1) محاكاة الإجهاد في الجسم الحي ، والتنشيط ، وتردد الخطوات ، وأنماط حلقة العمل ؛ (2) تغيير هذه الأنماط لتتناسب مع استجابات القوة في الجسم الحي بدقة أكبر ؛ و (3) تختلف السمات المحددة للإجهاد و / أو التنشيط في مجموعات خاضعة للرقابة لاختبار الفرضيات الميكانيكية.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تحقق المتحركة مآثر رياضية رائعة من التحمل والسرعة وخفة الحركة في البيئات المعقدة. تعتبر حركة مثيرة للإعجاب بشكل خاص على عكس الآلات التي صممها الإنسان - حيث يظل استقرار وخفة حركة الروبوتات ذات الأرجل الحالية والأطراف الاصطناعية والهياكل الخارجية ضعيفة مقارنة بالحيوانات. تتطلب الحركة ذات الأرجل في التضاريس الطبيعية تحكما دقيقا وتعديلات سريعة لتغيير السرعة والمناورة بالميزات البيئية التي تعمل كاضطرابات غير متوقعة< فئة الدعم = "xref">1,2,3,4. ومع ذلك ، فإن فهم الحركة غير المستقرة يمثل تحديا بطبيعته لأن الديناميكيات تعتمد على التفاعلات المعقدة بين البيئة المادية ، وميكانيكا العضلات والعظام ، والتحكم الحسي الحركي< فئة الدعم = "xref" >1،< sup class = "xref">2. تتطلب الحركة ذات الأرجل الاستجابة للاضطرابات غير المتوقعة من خلال المعالجة السريعة متعددة الوسائط للمعلومات الحسية والتشغيل المنسق للأطراف والمفاصل< فئة الدعم = "xref">1,5. في النهاية ، أصبحت الحركة ممكنة من خلال إنتاج العضلات للقوة عبر الخصائص الميكانيكية الجوهرية للجهاز العضلي الهيكلي وكذلك من التحكم العصبي < فئة الدعم = "xref" >1 ، < sup class = "xref" >5 ، < sup class = "xref" >6 ، < sup class = "xref" >7. السؤال المعلق في ميكانيكا الأعصاب هو كيف تتفاعل هذه العوامل لإنتاج حركة منسقة استجابة للاضطرابات غير المتوقعة. تستخدم التقنية التالية الاستجابة الميكانيكية الجوهرية للعضلات للتشوه باستخدام مسارات إجهاد في الجسم الحي أثناء تجارب خارج الجسم الحي التي يمكن التحكم فيها مع عضلة "الصورة الرمزية".

لقد وفرت تقنية حلقة عمل العضلات إطارا مهما لفهم ميكانيكا العضلات الجوهرية أثناء الحركات الدورية < sup class = "xref" >8,9,10. تقود تقنية حلقة العمل التقليدية العضلات من خلال مسارات إجهاد محددة مسبقا ، وعادة ما تكون جيبية ، باستخدام الترددات وأنماط التنشيط المقاسة أثناء تجارب in vivo < sup class = "xref" >2 ، < sup class = "xref" >8 ، < sup class = "xref" >9 ، < sup class = "xref" >11. يمكن أن يؤدي استخدام مسارات الطول الجيبية إلى تقدير العمل وإنتاج الطاقة بشكل واقعي أثناء الرحلة < فئة الرفع = "xref" >12 و swimming2 في ظل الظروف التي لا تخضع فيها لتغيرات سريعة في مسارات الإجهاد بسبب التفاعل مع البيئة والحركية العضلية الهيكلية. ومع ذلك ، فإن مسارات إجهاد العضلات في الجسم الحي أثناء الحركة ذات الأرجل تنشأ ديناميكيا من التفاعلات بين التنشيط العصبي ، والحركية العضلية الهيكلية ، والأحمال التي تطبقها البيئة< فئة الدعم = "xref" >5،< sup class = "xref" >7،13،14. هناك حاجة إلى تقنية حلقة عمل أكثر واقعية لمحاكاة الأحمال ومسارات الإجهاد وإنتاج القوة التي تتوافق مع ديناميكيات الأوتار العضلية في الجسم الحي وتوفر نظرة ثاقبة حول كيفية تفاعل ميكانيكا العضلات الجوهرية والتحكم العصبي لإنتاج حركة منسقة في مواجهة الاضطرابات.

هنا ، نقدم طريقة جديدة لمحاكاة قوى العضلات في الجسم الحي أثناء حركة جهاز المشي باستخدام عضلة" رمزية "من قوارض مختبرية أثناء تجارب خارج الجسم الحي التي يتم التحكم فيها مع مسارات إجهاد في الجسم الحي تمثل أحمال متغيرة بمرور الوقت في الجسم الحي. سيؤدي استخدام مسارات الإجهاد المقاسة في الجسم الحي من عضلة مستهدفة على عضلات مختبر أثناء تجارب خارج الجسم الحي الخاضعة للرقابة إلى محاكاة الأحمال التي يتم تجربتها أثناء الحركة. في التجارب الموضحة هنا ، يتم استخدام عضلة الفأر الباسطة للفأر خارج الجسم الحي (EDL) ك "صورة رمزية" لعضلة المعدة الإنسي للفئران في الجسم الحي (MG) أثناء المشي والهرولة والركض على جهاز المشي < فئة sup = "xref">13. يشبه هذا النهج تقنية حلقة العمل ، باستثناء أنه يتم تحجيم مسارات الإجهاد في الجسم الحي بشكل مناسب وفرضها على عضلات الفأر خارج الجسم الحي المتصلة بمحرك مؤازر. بينما تختلف عضلات الفأر EDL في الحجم ونوع الألياف والهندسة المعمارية مقارنة بالفئران MG ، فمن الممكن التحكم في هذه الاختلافات. تسمح تقنية "الصورة الرمزية" للمرء بما يلي: (1) محاكاة الإجهاد في الجسم الحي ، والتنشيط ، وتردد الخطوات ، وأنماط حلقة العمل ؛ (2) تغيير هذه الأنماط لتتناسب مع استجابات القوة في الجسم الحي بدقة أكبر ؛ و (3) تختلف السمات المحددة للإجهاد و / أو التنشيط في مجموعات خاضعة للرقابة لاختبار الفرضيات الميكانيكية.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمت الموافقة على جميع الدراسات التي أجريت على من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامه في جامعة شمال أريزونا. تم استخدام عضلات الباسطة العقدية الطويلة (EDL) من ذكور وإناث الفئران البرية (سلالة B6C3Fe a / a-Ttnmdm / J) ، التي تتراوح أعمارها بين 60 و 280 يوما ، في هذه الدراسة. تم الحصول على من مصدر تجاري (انظر جدول المواد) ، وتم إنشاؤها في مستعمرة في جامعة شمال أريزونا.

< p class = "jove_title" >1. اختيار مسار الإجهاد في الجسم الحي والتحضير للاستخدام أثناء تجارب حلقة العمل خارج الجسم الحي

ملاحظة: في هذا البروتوكول ، تم استخدام القياسات السابقة من الحركة الديناميكية في الجسم الحي ، والتي تم تقديمها مباشرة إلى المؤلفين (نيكولاي كونو ، UMass Lowell ، الاتصال الشخصي) ، في تجارب خارج الجسم الحي. تم جمع البيانات الأصلية ل Wakeling et al.15. الوقت والطول أو الإجهاد وEMG / التنشيط وبيانات القوة مطلوبة لتكرار البروتوكول.

  1. قم بتقسيم الإصدار التجريبي بأكمله في الجسم الحي إلى خطوات فردية باستخدام أي نظام أساسي للبرمجة (كود MATLab المقدم في ملف الترميز الإضافي 1).
    1. ارسم تغييرات الطول مقابل الوقت لكامل التجربة في الجسم الحي. يستخدم هذا لتصور الخطوات الفردية (الموقف إلى الموقف) ولتقييم التباين بين الخطوات (<فئة قوية = "xfig">الشكل 1).
    2. احسب الإجهاد للتجربة بأكملها (الطول (L) / القوة المتساوية القصوى عند الطول الأمثل L0).
    3. حدد خطوة من الإصدار التجريبي بأكمله تمثل جميع الخطوات ، والتي تبدأ وتنتهي بأطوال متشابهة. يمكن القيام بذلك بصريا عن طريق رسم الأطوال فوق بعضها البعض لمقارنة كل خطوة.
    4. بعد تحديد خطوة تمثيلية ، قم بتقسيم الإجهاد ، EMG / التنشيط ، وفرض البيانات من الإصدار التجريبي بأكمله باستخدام أي نظام أساسي للبرمجة (انظر ملف الترميز التكميلي 1 للرموز المستخدمة في MATLab16).
    5. إذا كان تردد أخذ العينات يختلف بسبب الإجهاد أو مخطط كهربية العضل / التنشيط أو القوة ، فقم باستيفاء نقاط البيانات بحيث يتم أخذ عينات منها جميعا بنفس التردد.
      ملاحظة: يمكن للباحثين تحديد تكرار الالتقاط بناء على الفترات الزمنية بين كل نقطة تم أخذ عينات منها في التجربة بأكملها. إذا تم التقاط المتغيرات بنفس التردد ، فستكون أوقات أخذ العينات هي نفسها.
  2. احسب تواتر الخطوات المجزأة.
    1. احسب التردد عن طريق تحديد مدة الخطوة المجزأة بالثواني وقسمة 1 (ثانية) على المدة (1 / المدة = # خطوات في الثانية).
    2. حدد يدويا عدد نقاط البيانات التي يجب الحصول عليها في تجارب ex vivo لمطابقة التردد.
    3. احسب الوقت اللازم لخطوتين. كرر الخطوات مرة واحدة على الأقل لتقدير خطأ قياس العضلات ، والذي سيكون مطلوبا للتحليل الإحصائي اللاحق.
  3. تحديد مرحلة التحفيز بالنسبة لمدخلات الإجهاد باستخدام نشاط مخطط كهربية العضل المقاس لتحديد بداية ومدة التحفيز لحلقات العمل خارج الجسم الحي. يمكن استخدام أي منصة برمجة (انظر ملف الترميز التكميلي 1 للحصول على الكود المستخدم في هذه الدراسة).
    1. عرض إشارة EMG على نفس نطاق المحور x (الوقت) مثل تغيير الإجهاد (<فئة قوية = "xfig">الشكل 1). تكبير إشارة مخطط كهربية العضل لتكون مرئية ؛ يمكن القيام بذلك عن طريق ضرب إشارة EMG في رقم عشوائي ، وإعادة تحجيم الإجهاد و EMG ليكونوا على نفس المقياس ، و / أو إضافة إشارة EMG إلى الإجهاد.
      ملاحظة: أعاد المؤلفون قياس السلالة و EMG ليكونوا على نفس المقياس باستخدام وظيفة "إعادة القياس" في MATLab (انظر الشكل التكميلي 1).
    2. أوجد أين يبدأ نشاط مخطط كهربية العضل ويتوقف ، كما يتضح من التغيير في شدة انحرافين معياريين< فئة الدعم = "xref" >17,< sup class = "xref" >18.
      ملاحظة: اعتمادا على والعضلات، قد يتوافق ظهور مخطط كهربية العضل أو لا يتوافق مع ملامسة القدم (مونيكا دالي، جامعة كاليفورنيا في إيرفين، التواصل الشخصي) (انظر قسم المناقشة).
    3. احسب النسبة المئوية لدورة الإجهاد (على سبيل المثال ، 40٪) التي تحدث فيها بداية تنشيط مخطط كهربية العضل ومدة حدوث التحفيز (على سبيل المثال ، 222 مللي ثانية).
      ملاحظة: سيحتاج الباحثون إلى حساب تأخير اقتران الإثارة والتقلص (ECC) الذي يختلف بين الحركة في الجسم الحي وحلقات العمل خارج الجسم الحي وقد يكون مختلفا لكل وعضلة (على سبيل المثال ، في الجسم الحي ECC هو 24.5 مللي ثانية للفأر MG ، ECC خارج الجسم الحي هو ~ 5 مللي ثانية للفأر EDL).
  4. قم بإعداد مدخلات إجهاد تمثيلية لبرنامج وحدة التحكم في حلقة العمل. يمكن استخدام أي برنامج يمكنه التقاط خرج القوة مع إدخال الإجهاد والتحفيز لبرنامج وحدة التحكم في حلقة العمل (انظر قسم المناقشة).
    1. اتخذ الخطوة المحددة واستيفاء العدد المناسب من النقاط اللازمة لالتقاط الخطوة بتردد في الجسم الحي لدورتين (انظر الخطوة 1.2).
    2. أعد قياس الخطوة للبدء والتوقف عند "صفر إجهاد" (على سبيل المثال ، L0 أو 95٪ L0) بعد التمدد بواسطة رحلة طول محددة مسبقا (انظر الخطوة 3.3).
      3. "
    3. مقياس" خطوة محددة ، إذا لزم الأمر ، لاستخدامها كمدخل لتغييرات الإجهاد في EDL للماوس (انظر قسم المناقشة). للقياس ، حدد رحلة طول يمكن تمديد EDL للفأر إليها دون تلف (على سبيل المثال ، نقوم عادة بتمديد EDL للفأر بنسبة 10٪ L0 بغض النظر عن الأنواع في الجسم الحي). وقد يلزم تغيير ذلك استنادا إلى النتائج الأولية (انظر الخطوة 3-3).

figure-protocol-1
<فئة قوية = "xfig">الشكل 1: الطول بمرور الوقت للتجربة الكاملة في الجسم الحي. الطول (مم) مرسوم مقابل وقت الفئران MG. يتم تحديد الخطوات بواسطة دوائر ، من أقصر طول إلى أقصر طول ، تعتبر خطوة واحدة. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

< p class = "jove_title" >2. تقييم القوة القصوى متساوية القياس لعضلة الفأر خارج الجسم الحي
  1. إعداد المعدات والجراحة.
    ملاحظة: راجع قسم المناقشة للحصول على شرح للمعدات اللازمة لحلقة العمل خارج الجسم الحي.
    1. قم بإعداد حمام الأنسجة والأعضاء عن طريق إدخال صمام إبرة oxytube في حمام أنسجة الغلاف المائي (انظر جدول المواد). قم بتوصيل oxytube بأسطوانة غاز بنسبة 95٪ 02-5٪ CO2. اترك 20 رطل لكل بوصة مربعة لملء حمام المناديل الورقية ذات السترة المائية.
    2. جهز منطقة الجراحة عن طريق تشغيل أنبوب أوكسي إضافي من خط الغاز إلى طبق متبلور مملوء بمحلول Krebs-Henseleit (الخطوة 2.1.3) بالقرب من منطقة الجراحة. سيتم استخدام هذا للحفاظ على تهوية العضلات وترطيبها أثناء وبعد العمليات الجراحية.
      ملاحظة: يمكن أيضا تخزين العضلات في هذا المحلول الهوائي لمدة تصل إلى 4 ساعات ، إذا تم إخراج أكثر من عضلة واحدة من الفأر في المرة الواحدة.
    3. تحضير 1 لتر من محلول Krebs-Henseleit الذي يحتوي على (في مليمول ل-1): كلوريد الصوديوم (118) ؛ KCl (4.75) ؛ MgSO4 (1.18) ؛ KH2PO4 (1.18); CaCl2 (2.54) ؛ والجلوكوز (10.0) في درجة حرارة الغرفة ودرجة الحموضة إلى 7.4 باستخدام حمض الهيدروكلوريك و هيدروكسيد الصوديوم (انظر جدول المواد). عند التعامل مع حمض الهيدروكلوريك و هيدروكسيد الصوديوم ، ارتد معدات الوقاية الشخصية المناسبة من النظارات الواقية والقفازات.
    4. املأ الحمام بمحلول Krebs-Henseleit في درجة حرارة الغرفة ودرجة الحموضة 7.4. اغمر العضلات والخطاف تماما في المحلول.
    5. قم بتشغيل جميع المعدات ؛ نظام ذراع العضلات ثنائي الوضع ، والمحفز ، وواجهة الإشارة (لوحة DAQ) (انظر جدول المواد).
  2. تشريح العضلات EDL.
    1. تخدير الفأر بعمق ثم إجراء القتل الرحيم عن طريق خلع عنق الرحم. ضع الماوس في وضع راقد جانبي يمين أو يسار مع شد الطرف الخلفي العلوي ولمس أصابع القدم لوح التشريح. قم بإزالة الفراء من الكاحل إلى فوق مفصل الركبة.
    2. خيمة الجلد بالملقط وقطع من مفصل الكاحل إلى منطقة الورك. بمجرد أن تتعرض العضلات ، قم بقص الكاحل مثل "تنحنح" البنطال. اسحب الجلد لأعلى لكشف عضلات الساق بشكل أكثر وضوحا.
    3. حدد موقع خط اللفافة الذي يفصل بين الظنبوب الأمامي (TA) والمعدة ، وافصله باستخدام مقص التشريح لكشف أوتار الركبة. ضع مقص التشريح بين وتر الركبة المكشوفين. سوف "يمسك" المقص بجيب أسفل أوتار الركبة المكشوفة. قم بتشريح "جيب" حاد أثناء سحب المقص بعيدا عن الساق حتى يصل المقص إلى الكاحل لفضح EDL.
    4. باستخدام عقدة حلقة مربوطة مسبقا بخياطة جراحية حريرية بحجم 4-0 (انظر جدول المواد) ، قم بربط أحد طرفي الخيط أسفل الوتر الأقرب إلى الركبة. اربط عقدة مربعة مزدوجة فوق تقاطع العضلات والأوتار القريب دون وضعها على العضلة أو بما في ذلك الوتر. قطع فوق العقدة. اسحب الحلقة المربوطة بالوتر برفق ، وسيخرج EDL من "الجيب".
    5. قم بلصق الحلقة على منطقة التشريح لخلق توتر في EDL. اربط عقدة مربعة مزدوجة باستخدام عقدة حلقية أخرى مربوطة مسبقا عند تقاطع العضلات والوتر البعيد دون وضعها على العضلة أو تضمين الوتر. اقطع العقدة على الجانب بالقرب من الساق لإزالة EDL بالكامل من الماوس. اقطع الخيط الإضافي بعيدا عن العقد المربعة المزدوجة على الجانبين القريب والبعيد من العضلات وضع العضلة في الحمام الهوائي بجوار منطقة الجراحة.
      ملاحظة: تأكد من ملاحظة الجانب القريب و / أو البعيد إذا وضعت العضلة في حمام هووي.
    6. لوضعها على جهاز ذراع المحرك المؤازر ، قم بتوصيل EDL عموديا بين أقطاب البلاتين المعلقة. قم بتوصيل عقدة الحلقة البعيدة بالخطاف الثابت وقم بتوصيل عقدة الحلقة القريبة بالخطاف المتصل بالذراع المؤازرة. ارفع حمام الأنسجة لغمر العضلات في محلول Krebs-Henseleit الهووي.
      ملاحظة: يجب ألا تزعج التهوية العضلات عند غمرها. إذا حدث ذلك ، فقم بخفض ضغط الغاز. اسمح للعضلات بالتوازن لمدة 10 دقائق قبل بدء التحفيز.
  3. قياس القوة المتساوية القصوى لعضلة EDLE.
    ملاحظة: راجع الجدول 1 للحصول على بروتوكول حول كيفية قياس القوة متساوية القياس القصوى باستخدام الارتعاش والكزاز. انظر الشكل التكميلي 1 للحصول على توضيح للبرنامج الذي يستخدمه المؤلفون.
    1. تحفيز العضلات بنفضة فوق الحد الأقصى لضمان عدم تلف العضلات أثناء الجراحة (80 فولت ، 1 جزء في الثانية ، 1 مللي ثانية ؛ الجدول 1 ؛ انظر الشكل التكميلي 2). إذا لم يحدث أي ضرر ، فاستخدم مقبض الطول الموجود على نظام ذراع العضلات للعثور على طول العضلات باستخدام تحفيز الارتعاش الذي يكون فيه التوتر النشط ~ 1 فولت / 0.1271 نيوتن مع أقل من ~ 0.1 فولت / 0.01271 نيوتن التوتر السلبي.
    2. سجل طول بداية العضلات من عقدة الخياطة إلى عقدة الخياطة بالفولت والمليمترات. إدخال القياسات في جزء المعايرة من البرنامج لبدء الطول (انظر الشكل التكميلي 1).
    3. أوجد القوة المتساوية القياس القصوى فوق القصوى للارتعاش عند الطول الأمثل (L0) ل EDL (الجدول 1). ليست هناك حاجة إلى فترة راحة من الناحية الفنية ، لكن الانتظار لمدة دقيقة واحدة بين المحفزات سيعمل على استقرار التوتر السلبي. سجل الطول (بالفولت) الذي يكون فيه الارتعاش فوق الأقصى هو الحد الأقصى. هذا هو الطول الأمثل للعضلات (L0) للارتعاش.
    4. قم بقياس العضلات بالفرجار بهذا الطول. قياس العضلات من عقدة الخياطة إلى عقدة الخياطة. بمجرد العثور على L0 ، قم بتقصير العضلات مرة أخرى إلى طول البداية (التوتر النشط ~ 1V / 0.1271 N).
    5. أوجد القوة القصوى للكزاز فوق الحد الأقصى متساوي القياس ل EDL (80 فولت ، 180 جزء في الثانية ، 500 مللي ثانية ؛ الجدول 1). سجل الطول (بالفولت والمليمترات) لقوة الكزاز فوق القصوى عند L0 وقم بقياس الألياف من عقدة الخياطة إلى عقدة الخياطة مرة أخرى باستخدام الفرجار.
      ملاحظة: ستؤدي زيادة طول العضلات بخطوات 0.5 فولت / 0.65 مم إلى L0 أكثر دقة لكل من الارتعاش والكزاز.
    6. أوجد القوة متساوية القياس دون الحد الأقصى ل EDL (45 فولت ، 110 جزء في الثانية ، 500 مللي ثانية ؛ الجدول 1) في L0 قبل وبعد التجربة لضمان عدم حدوث التعب من بروتوكول التحفيز. يعتبر انخفاض القوة بنسبة 10٪ عضلة "مرهقة".
تجربة شدة المحاكاة (V) تردد النبض (pps / هرتز) مدة التحفيز (مللي ثانية) تعليقات 1. "الإحماء" 80 1 1 زيادة أو تقليل الطول بمقدار 0.50 فولت لإيجاد التوتر السلبي البالغ 1 فولت 2. نشل طول العضلات الأمثل (L0) 80 1 1 زيادة أو تقليل الطول بمقدار 0.50 فولت للعثور على التوتر السلبي ~ 1 فولت 3. طول العضلات الأمثل الكزاز (L0) 80 < td colspan = "2" >180 < td colspan = "2" >500 استرح لمدة 3 دقائق بين تغيير الطول بمقدار 0.50 فولت 4. ما قبل التجربة تحت الحد الأقصى L0 < td colspan = "2" >45 110 < td colspan = "2" >500 بطول L0 6. تجارب الصورة الرمزية < td colspan = "2" >45 110 < td colspan = "2" > بشكل دوري استخدام تغييرات الطول التمثيلية للماوس EDL 7. ما بعد التجربة تحت الحد الأقصى L0 < td colspan = "2" >45 110 < td colspan = "2" >500 ارجع إلى L0 بعد التجربة وقم بقياس L0

الجدول 1: بروتوكول التحفيز. بروتوكول التحفيز لإيجاد الطول الأمثل للنشل والكزاز فوق الحد الأقصى ودون الحد الأقصى. يختلف البروتوكول حسب شدة التحفيز والتوقيت والنبضات في الثانية.

3. استكمال تقنية حلقة العمل "الصورة الرمزية" باستخدام مسارات إجهاد محددة في الجسم الحي

  1. قم بإعداد البرنامج اللازم لإكمال تقنيات حلقة العمل "الرمزية" (انظر جدول المواد).
    ملاحظة: هناك حاجة إلى ملف إدخال (.csv أو ما شابه) يحدد طول العضلة في كل خطوة زمنية (انظر الخطوة 1.4). من الضروري إدخال النسبة المئوية للدورة التي يبدأ فيها التحفيز ومدة التحفيز (انظر الشكل التكميلي 3 على سبيل المثال).
  2. تقنية حلقة العمل "الصورة الرمزية" الكاملة.
    ملاحظة: بينما نستخدم برنامج LabView مخصص ، يمكن للباحثين استخدام أي برنامج يسمح بالتحكم في تغيرات الطول في EDL للماوس على ذراع محرك مؤازر ، والتحكم في بداية (دورة ٪) ومدة (مللي ثانية) للتحفيز في أوقات محددة ، وقياس قوة العضلات. انظر الشكل التكميلي 3 للحصول على توضيح لاستخدام مؤلفي البرنامج.
    1. قم بتحميل تغييرات الإجهاد المقاس مع رحلة الطول المقاسة في البرنامج من الخطوة 1.4. راجع الخطوات 1.4 و3.3 وقسم المناقشة لمعرفة المزيد حول "تغييرات الإجهاد المصغرة".
    2. اضبط طول بداية العضلة إذا لزم الأمر (انظر القسم 3.3). أدخل طول البداية بالحرف V و mm لمعايرة النتائج (انظر الشكل التكميلي 3).
    3. استخدم بداية التحفيز ومدته المحسوبة في الخطوة 1.3.
    4. قم بتشغيل العضلات من خلال تغييرات الطول المتدرج مع رحلة الطول المحددة لدورتين.
    5. حفظ البيانات. إذا تم جمع العديد من بروتوكولات التحفيز على نفس العضلة، فانتظر 3 دقائق بين كل تحفيز.
    6. التحفيز بالطول الأمثل (L0) باستخدام التنشيط دون الحد الأقصى لتحديد ما إذا كان التعب قد حدث. إذا انخفضت القوة بأكثر من 10٪ ، تعتبر العضلات مرهقة. انظر الجدول 1 للحصول على بروتوكولات التحفيز.
    7. إزالة العضلات من الحمام. قطع عقدة من العضلات وربت المحلول الزائد من العضلات. وزن العضلات. تحديد مساحة المقطع العرضي الفسيولوجية باستخدام الصيغة القياسية: كتلة العضلات / (L0 * 1.06) < sup class = "xref" >19.
  3. ضبط المعلمات لتقنية حلقة العمل "الرمزية" (انظر قسم المناقشة).
    1. حدد طول البداية وطول رحلة من خلال مطابقة ارتفاع التوتر السلبي خارج الجسم الحي مع ارتفاع التوتر السلبي الذي لوحظ في الجسم الحي (<فئة قوية = "xfig" >الشكل 2).
      ملاحظة: استخدمت هذه الدراسة النسبة المئوية L0 لقياس طول البداية (مم) والرحلة (٪ L0 ؛ انظر الخطوة 1.4 وقسم المناقشة). لمطابقة ارتفاع التوتر في الفأر خارج الجسم الحي EDL مع فأر MG في الجسم الحي ، وجد المؤلفون أن طول البداية عند L0 أنتج أفضل ملاءمة (<فئة قوية = "xfig">الشكل 2).
    2. اختر ثلاثة أطوال تبدأ (على سبيل المثال ، -5٪ L0 و L0 و + 5٪ L0). قم بتنفيذ حلقة العمل "الصورة الرمزية" في كل من أطوال البداية هذه برحلة طول محددة (على سبيل المثال ، 10٪ L0).
      ملاحظة: في تجارب "الصورة الرمزية" الحالية باستخدام EDL للماوس ، تم استخدام رحلة طول 10٪ L0.
    3. كرر مع أطوال بدء جديدة و / أو رحلة حتى يكون معدل ارتفاع التوتر السلبي خارج الجسم الحي مشابها لمعدل ارتفاع التوتر السلبي في الجسم الحي (انظر <فئة قوية = "xfig" >الشكل 2 ب).
    4. اعتمادا على أنواع الألياف وديناميكيات تنشيط العضلات المستخدمة ، قم بزيادة أو تقليل مدة التحفيز لتحسين التطابق بين القوة خارج الجسم الحي والقوة الحية. وبالتالي ، قد يكون من الضروري تغيير بداية و / أو مدة التحفيز لتتناسب بشكل أفضل مع إنتاج القوة في الجسم الحي أثناء تجارب "الصورة الرمزية".
    5. لتحديد ما إذا كان هذا ضروريا (انظر قسم المناقشة) ، ارسم القوة بمرور الوقت ل "الصورة الرمزية" والعضلة في الجسم الحي (<فئة قوية = "xfig" >الشكل 3) وحساب معامل التحديد R2 عن طريق تربيع الارتباط المتدرج بين الهدف وقوة العضلات "الرمزية" (انظر النتائج التمثيلية).
< p class = "jove_content biglegend" fo: keep-together.within-page = "1" >figure-protocol-2
<فئة قوية = "xfig">الشكل 2: مطابقة ارتفاع التوتر السلبي. حلقات العمل التي توضح ارتفاع التوتر السلبي في الجسم الحي وخارج الجسم الحي (الأسهم). في الجسم الحي حلقة عمل متدرجة من الفئران MG (أسود) تمشي بسرعة 2.9 هرتز (بيانات من Wakeling et al.15). حلقات عمل مقاسة خارج الجسم الحي من EDL للماوس (أخضر) عند 2.9 هرتز. (A) الطول المبدئي لعضلة EDL للماوس هو + 5٪ L0. (ب) الطول المبدئي لعضلة EDL للفأر هو L0. لاحظ أن ارتفاع التوتر السلبي خارج الجسم الحي يتطابق مع ارتفاع التوتر في الجسم الحي في A ولكن ليس في B. تشير الخطوط السميكة إلى التحفيز. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل. < p class = "jove_content biglegend" fo: keep-together.within-page = "1" >figure-protocol-3
<فئة قوية = "xfig">الشكل 3: تحسين مدة تحفيز EDL للفأر لتتناسب مع القوة الحية للفأر MG (الخط الأسود). تنخفض القوة الناتجة عن EDL للفأر باستخدام التحفيز القائم على مخطط كهربية العضل (الخط المتقطع الأخضر) في وقت أبكر من القوة في الجسم الحي ، ويرجع ذلك على الأرجح إلى إلغاء تنشيط EDL للفأر بشكل أسرع مقارنة ب MG الفئران. لتحسين التوافق بين قوى in vivo و ex vivo ، تم تحفيز EDL للماوس لفترة أطول (خط أخضر صلب). التحفيز القائم على مخطط كهربية العضل R2 = 0.55 ، التحفيز المحسن R2 = 0.91. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الهدف من تجارب "الصورة الرمزية" هو تكرار إنتاج القوة في الجسم الحي ومخرجات العمل بأكبر قدر ممكن أثناء تجارب حلقة العمل خارج الجسم الحي. اختارت هذه الدراسة استخدام EDL للفأر ك "صورة رمزية" للفئران MG لأن الفأر EDL و الفئران MG كلاهما يتألفان في الغالب من عضلات سريعة الارتعاش < فئة sup = "xref" > 20 ، < sup class = "xref" >21. كلتا العضلتين هما محركين أساسيان لمفصل الكاحل (EDL الكاحل dorsiflexor ، MG الكاحل الأخمصي) بزوايا قرع متشابهة (الماوس EDL 12.4 + 2.12 ° < sup class = "xref...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

بينما تتحرك الكائنات الحية بسلاسة عبر المناظر الطبيعية ، فإن الأحمال والسلالات الأساسية التي تتعرض لها العضلات تختلف بشكل كبير1،6،23. خلال كل من الحركة في الجسم الحي 1،24 وفي تجارب "الصورة الرمزية" ، يتم تحفيز العضلات دون الحد الأقصى في ظل ظروف دورية غير ثابتة. علاقات طول القوة متساوية القياس والقوة والسرعة متساوية التوتر ليست مناسبة تماما للتنبؤ بقوة العضلات في...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يقر جميع المؤلفين بعدم وجود تضارب في المصالح.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نشكر الدكتور نيكولاي كونو على توفير البيانات المستخدمة في هذه الدراسة. بتمويل من NSF IOS-2016049 و NSF DBI-2021832.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
خياطة حريرية مضفرة غير قابلة للامتصاص 4-0 & nbsp ؛Mersilk 734H
هيدرات كلوريد الكالسيوم (CaCl2)سيجما ألدريتش1086436كريبس-هينسيليت  حل
سكر العنب سيجما ألدريتشD9434كريبس-هينسيليت  الحل
HEPESSigma-AldrichPHR1428Krebs-Henseleit  محلول
حمض الهيدوركلوريك (HCl)   ؛سيجما ألدريتش1.37055Krebs-Henseleit  حل
LabView جمع البيانات مختبر
عرض كبريتات المغنيسيوم (MgSO4< / sub>)سيجما ألدريتشM7506كريبس-هينسيليت   محلول
كلوريد البوتاسيوم (KCl)  سيجما ألدريتشP3911كريبس-هينسيليت  محلول
فوسفات البوتاسيوم أحادي القاعدة (KH2PO4)Sigma-Aldrich5.43841Krebs-Henseleit  الحل
S88 StimulatorGrassM643H05متاح للشراء على نظام الرافعة من سلسلة Ebay
300Bيتضمن Aurora1200Aحمام مناديل سترة مائية
بيكربونات الصوديوم (NaHCO3< / sub>)Sigma-AldrichS5761Krebs-Henseleit   ؛ محلول
كلوريد الصوديوم (NaCl)   ؛Sigma-AldrichS9888Krebs-Henseleit  محلول
هيدروكسيد الصوديوم (هيدروكسيد الصوديوم)سيجما ألدريتشS5881كريبس-هينسليت   ؛ الحل
الفئران البرية من النوعجاكسون مختبرB6C3Fe a / a Ttn mdm / J
ثنائي

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Dickinson, M. H. How Animals move: an integrative view. Science. 288 (5463), 100-106 (2000).
  2. Sponberg, S., Abbott, E., Sawicki, G. S. Perturbing the muscle work loop paradigm to unravel the neuromechanics of unsteady locomotion. Journal of Experimental Biology. 226 (7), 243561(2023).
  3. Daley, M. A., Biewener, A. A. Running over rough terrain reveals limb control for intrinsic stability. Proceedings of the National Academy of Sciences. 103 (42), 15681-15686 (2006).
  4. Daley, M. A., Usherwood, J. R., Felix, G., Biewener, A. A. Running over rough terrain: guinea fowl maintain dynamic stability despite a large unexpected change in substrate height. Journal of Experimental Biology. 209 (1), 171-187 (2006).
  5. Daley, M. A. Understanding the agility of running birds: Sensorimotor and mechanical factors in avian bipedal locomotion. Integrative and Comparative Biology. 58 (5), 884-893 (2018).
  6. Biewener, A. A. Animal locomotion. , Oxford University Press. Oxford New York. (2003).
  7. Robertson, B. D., Sawicki, G. S. Unconstrained muscle-tendon workloops indicate resonance tuning as a mechanism for elastic limb behavior during terrestrial locomotion. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (43), E5891-E5898 (2015).
  8. Josephson, R. K. Mechanical power output from striated muscle during cyclic contraction. The Journal of Experimental Biology. 114, 493-512 (1985).
  9. Ahn, A. N. How muscles function - the work loop technique. Journal of Experimental Biology. 215 (7), 1051-1052 (2012).
  10. Sawicki, G. S., Robertson, B. D., Azizi, E., Roberts, T. J. Timing matters: tuning the mechanics of a muscle-tendon unit by adjusting stimulation phase during cyclic contractions. Journal of Experimental Biology. 218 (19), 3150-3159 (2015).
  11. Libby, T., Chukwueke, C., Sponberg, S. History-dependent perturbation response in limb muscle. Journal of Experimental Biology. 223 (1), (2020).
  12. Askew, G. N., Marsh, R. L., Ellington, C. P. The mechanical power output of the flight muscles of blue-breasted quail ( Coturnix chinensis ) during take-off. Journal of Experimental Biology. 204 (21), 3601-3619 (2001).
  13. Sponberg, S., Libby, T., Mullens, C. H., Full, R. J. Shifts in a single muscle's control potential of body dynamics are determined by mechanical feedback. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 366 (1570), 1606-1620 (2011).
  14. Loeb, G. E., Brown, I. E., Cheng, E. J. A hierarchical foundation for models of sensorimotor control. Experimental Brain Research. 126 (1), 1-18 (1999).
  15. Wakeling, J. M., Tijs, C., Konow, N., Biewener, A. A. Modeling muscle function using experimentally determined subject-specific muscle properties. Journal of Biomechanics. 117, 110242(2021).
  16. The Mathworks. MATLAB:R2021a. The Mathworks. , (2021).
  17. Tenan, M. S., Tweedell, A. J., Haynes, C. A. Analysis of statistical and standard algorithms for detecting muscle onset with surface electromyography. PLOS ONE. 12 (5), 0177312(2017).
  18. Roberts, T. J., Gabaldón, A. M. Interpreting muscle function from EMG: lessons learned from direct measurements of muscle force. Integrative and Comparative Biology. 48 (2), 312-320 (2008).
  19. Rice, N., Bemis, C. M., Daley, M. A., Nishikawa, K. Understanding muscle function during perturbed in vivo locomotion using a muscle avatar approach. Journal of Experimental Biology. 226 (13), 244721(2023).
  20. Silva Cornachione, A., CaçãoOliveiraBenedini-Elias, P., Cristina Polizello , P., César Carvalho, L., CláudiaMattiello-Sverzut, A. Characterization of Fiber types in different muscles of the hindlimb in female weanling and adult wistar rats. Acta Histochemica Et Cytochemica. 44 (2), 43-50 (2011).
  21. Hämäläinen, N., Pette, D. The histochemical profiles of fast fiber types IIB, IID, and IIA in skeletal muscles of mouse, rat, and rabbit. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 41 (5), 733-743 (1993).
  22. Charles, J. P., Cappellari, O., Spence, A. J., Hutchinson, J. R., Wells, D. J. Musculoskeletal geometry, muscle architecture and functional specialisations of the mouse hindlimb. PLOS ONE. 11 (4), 0147669(2016).
  23. Nishikawa, K. Titin: A Tunable spring in active muscle. Physiology (Bethesda, Md). 35 (3), 209-217 (2020).
  24. Dick, T. J. M., Biewener, A. A., Wakeling, J. M. Comparison of human gastrocnemius forces predicted by Hill-type muscle models and estimated from ultrasound images). The Journal of Experimental Biology. 220, 1643-1653 (2017).
  25. Daley, M. A., Biewener, A. A. Leg muscles that mediate stability: mechanics and control of two distal extensor muscles during obstacle negotiation in the guinea fowl. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 366 (1570), 1580-1591 (2011).
  26. Seth, A., Sherman, M., Reinbolt, J. A., Delp, S. L. OpenSim: a musculoskeletal modeling and simulation framework for in silico investigations and exchange. Procedia IUTAM. 2, 212-232 (2011).
  27. Sandercock, T. G., Heckman, C. J. Doublet potentiation during eccentric and concentric contractions of cat soleus muscle. Journal of Applied Physiology. 82 (4), Bethesda, Md. 1219-1228 (1997).
  28. Marsh, R. L. How muscles deal with real-world loads: the influence of length trajectory on muscle performance. The Journal of Experimental Biology. 202, 3377-3385 (1999).
  29. Hessel, A. L., Monroy, J. A., Nishikawa, K. C. Non-cross bridge viscoelastic elements contribute to muscle force and work during stretch-shortening cycles: evidence from whole muscles and permeabilized fibers. Frontiers in Physiology. 12, 648019(2021).
  30. Lindstedt, S., Nishikawa, K. Huxleys' missing filament: form and function of titin in vertebrate striated muscle. Annual Review of Physiology. 79, 145-166 (2017).
  31. Abbate, F., De Ruiter, C. J., Offringa, C., Sargeant, A. J., De Haan, A. In situ rat fast skeletal muscle is more efficient at submaximal than at maximal activation levels. Journal of Applied Physiology. 92 (5), 2089-2096 (2002).
  32. Eng, C. M., Smallwood, L. H., Rainiero, M. P., Lahey, M., Ward, S. R., Lieber, R. L. Scaling of muscle architecture and fiber types in the rat hindlimb. Journal of Experimental Biology. 211 (14), 2336-2345 (2008).
  33. Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiology (Bethesda, Md). 34 (1), 5-13 (2019).
  34. Zajac, F. E. Muscle and tendon: properties, models, scaling, and application to biomechanics and motor control. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 17 (4), 359-411 (1989).
  35. Rice, N. Understanding muscle function during in vivo locomotion using a novel muscle avatar approach. ProQuest Dissertations and Theses. , https://libproxy.nau.edu/login?url=https://www.proquest.com/dissertationstheses/understanding-muscle-function-during-em-vivo/docview/2444890224/se-2?accountid=12706 (2020).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Ex Vivo Work LoopIn Vivo MuscleMuscle Force ProductionStrain TrajectoriesNeural ActivationMuscle MechanicsStretch Shortening CyclesElectromyographic SignalsServo MotorLocomotion Dynamics

Related Articles