يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

"الصورة الرمزية" ، تجارب حلقة عمل معدلة خارج الجسم الحي باستخدام الإجهاد والتنشيط في الجسم الحي

1.6K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/65610

⸱

أغسطس 18, 2023

 , 
1Northern Arizona University

في هذه المقالة

ملخص

توضح هذه المقالة بالتفصيل منهجية محاكاة إنتاج قوة العضلات في الجسم الحي أثناء تجارب حلقة العمل خارج الجسم الحي باستخدام عضلة" رمزية "من قوارض مختبرية لتقييم مساهمات عابرات الإجهاد والتنشيط في استجابة قوة العضلات.

الملخص

سلوكيات الحركة هي سمات ناشئة للأنظمة الديناميكية التي تنتج عن إنتاج قوة العضلات وإخراج العمل. يحدث التفاعل بين الأنظمة العصبية والميكانيكية على جميع مستويات التنظيم البيولوجي بشكل متزامن ، من ضبط خصائص عضلات الساق أثناء الجري إلى ديناميكيات الأطراف التي تتفاعل مع الأرض. إن فهم الظروف التي تحول فيها استراتيجيات التحكم العصبي نحو ميكانيكا العضلات الجوهرية ("الردود الفعلية") في التسلسل الهرمي للتحكم سيسمح لنماذج العضلات بالتنبؤ بقوة العضلات في الجسم الحي والعمل بشكل أكثر دقة. لفهم ميكانيكا العضلات في الجسم الحي ، يلزم إجراء تحقيق خارج الجسم الحي لقوة العضلات والعمل في ظل ظروف إجهاد وتحميل متغيرة ديناميكيا مشابهة للحركة في الجسم الحي. عادة ما تظهر مسارات الإجهاد في الجسم الحي تغيرات مفاجئة (أي عابرات الإجهاد والسرعة) تنشأ من التفاعلات بين التنشيط العصبي والحركية العضلية الهيكلية والأحمال التي تطبقها البيئة. الهدف الرئيسي من تقنية "الصورة الرمزية" لدينا هو التحقيق في كيفية عمل العضلات أثناء التغيرات المفاجئة في معدل الإجهاد والتحميل عندما تكون مساهمة الخصائص الميكانيكية الجوهرية في إنتاج قوة العضلات أعلى. في تقنية "الصورة الرمزية" ، يتم تعديل نهج حلقة العمل التقليدي باستخدام مسارات الإجهاد المقاسة في الجسم الحي وإشارات تخطيط كهربية العضل (EMG) من أثناء الحركات الديناميكية لدفع عضلات خارج الجسم الحي من خلال دورات تقصير تمدد متعددة. يشبه هذا النهج تقنية حلقة العمل ، باستثناء أنه يتم تحجيم مسارات الإجهاد في الجسم الحي بشكل مناسب وفرضها على عضلات الفأر خارج الجسم الحي المتصلة بمحرك مؤازر. تسمح هذه التقنية للمرء بما يلي: (1) محاكاة الإجهاد في الجسم الحي ، والتنشيط ، وتردد الخطوات ، وأنماط حلقة العمل ؛ (2) تغيير هذه الأنماط لتتناسب مع استجابات القوة في الجسم الحي بدقة أكبر ؛ و (3) تختلف السمات المحددة للإجهاد و / أو التنشيط في مجموعات خاضعة للرقابة لاختبار الفرضيات الميكانيكية.

المقدمة

تحقق المتحركة مآثر رياضية رائعة من التحمل والسرعة وخفة الحركة في البيئات المعقدة. تعتبر حركة مثيرة للإعجاب بشكل خاص على عكس الآلات التي صممها الإنسان - حيث يظل استقرار وخفة حركة الروبوتات ذات الأرجل الحالية والأطراف الاصطناعية والهياكل الخارجية ضعيفة مقارنة بالحيوانات. تتطلب الحركة ذات الأرجل في التضاريس الطبيعية تحكما دقيقا وتعديلات سريعة لتغيير السرعة والمناورة بالميزات البيئية التي تعمل كاضطرابات غير متوقعة< فئة الدعم = "xref">1,2,3,4. ومع ذلك ، فإن فهم الحركة غير المستقرة يمثل تحديا بطبيعته لأن الديناميكيات تعتمد على التفاعلات المعقدة بين البيئة المادية ، وميكانيكا العضلات والعظام ، والتحكم الحسي الحركي< فئة الدعم = "xref" >1،< sup class = "xref">2. تتطلب الحركة ذات الأرجل الاستجابة للاضطرابات غير المتوقعة من خلال المعالجة السريعة متعددة الوسائط للمعلومات الحسية والتشغيل المنسق للأطراف والمفاصل< فئة الدعم = "xref">1,5. في النهاية ، أصبحت الحركة ممكنة من خلال إنتاج العضلات للقوة عبر الخصائص الميكانيكية الجوهرية للجهاز العضلي الهيكلي وكذلك من التحكم العصبي < فئة الدعم = "xref" >1 ، < sup class = "xref" >5 ، < sup class = "xref" >6 ، < sup class = "xref" >7. السؤال المعلق في ميكانيكا الأعصاب هو كيف تتفاعل هذه العوامل لإنتاج حركة منسقة استجابة للاضطرابات غير المتوقعة. تستخدم التقنية التالية الاستجابة الميكانيكية الجوهرية للعضلات للتشوه باستخدام مسارات إجهاد في الجسم الحي أثناء تجارب خارج الجسم الحي التي يمكن التحكم فيها مع عضلة "الصورة الرمزية".

لقد وفرت تقنية حلقة عمل العضلات إطارا مهما لفهم ميكانيكا العضلات الجوهرية أثناء الحركات الدورية < sup class = "xref" >8,9,10. تقود تقنية حلقة العمل التقليدية العضلات من خلال مسارات إجهاد محددة مسبقا ، وعادة ما تكون جيبية ، باستخدام الترددات وأنماط التنشيط المقاسة أثناء تجارب in vivo < sup class = "xref" >2 ، < sup class = "xref" >8 ، < sup class = "xref" >9 ، < sup class = "xref" >11. يمكن أن يؤدي استخدام مسارات الطول الجيبية إلى تقدير العمل وإنتاج الطاقة بشكل واقعي أثناء الرحلة < فئة الرفع = "xref" >12 و swimming2 في ظل الظروف التي لا تخضع فيها لتغيرات سريعة في مسارات الإجهاد بسبب التفاعل مع البيئة والحركية العضلية الهيكلية. ومع ذلك ، فإن مسارات إجهاد العضلات في الجسم الحي أثناء الحركة ذات الأرجل تنشأ ديناميكيا من التفاعلات بين التنشيط العصبي ، والحركية العضلية الهيكلية ، والأحمال التي تطبقها البيئة< فئة الدعم = "xref" >5،< sup class = "xref" >7،13،14. هناك حاجة إلى تقنية حلقة عمل أكثر واقعية لمحاكاة الأحمال ومسارات الإجهاد وإنتاج القوة التي تتوافق مع ديناميكيات الأوتار العضلية في الجسم الحي وتوفر نظرة ثاقبة حول كيفية تفاعل ميكانيكا العضلات الجوهرية والتحكم العصبي لإنتاج حركة منسقة في مواجهة الاضطرابات.

هنا ، نقدم طريقة جديدة لمحاكاة قوى العضلات في الجسم الحي أثناء حركة جهاز المشي باستخدام عضلة" رمزية "من قوارض مختبرية أثناء تجارب خارج الجسم الحي التي يتم التحكم فيها مع مسارات إجهاد في الجسم الحي تمثل أحمال متغيرة بمرور الوقت في الجسم الحي. سيؤدي استخدام مسارات الإجهاد المقاسة في الجسم الحي من عضلة مستهدفة على عضلات مختبر أثناء تجارب خارج الجسم الحي الخاضعة للرقابة إلى محاكاة الأحمال التي يتم تجربتها أثناء الحركة. في التجارب الموضحة هنا ، يتم استخدام عضلة الفأر الباسطة للفأر خارج الجسم الحي (EDL) ك "صورة رمزية" لعضلة المعدة الإنسي للفئران في الجسم الحي (MG) أثناء المشي والهرولة والركض على جهاز المشي < فئة sup = "xref">13. يشبه هذا النهج تقنية حلقة العمل ، باستثناء أنه يتم تحجيم مسارات الإجهاد في الجسم الحي بشكل مناسب وفرضها على عضلات الفأر خارج الجسم الحي المتصلة بمحرك مؤازر. بينما تختلف عضلات الفأر EDL في الحجم ونوع الألياف والهندسة المعمارية مقارنة بالفئران MG ، فمن الممكن التحكم في هذه الاختلافات. تسمح تقنية "الصورة الرمزية" للمرء بما يلي: (1) محاكاة الإجهاد في الجسم الحي ، والتنشيط ، وتردد الخطوات ، وأنماط حلقة العمل ؛ (2) تغيير هذه الأنماط لتتناسب مع استجابات القوة في الجسم الحي بدقة أكبر ؛ و (3) تختلف السمات المحددة للإجهاد و / أو التنشيط في مجموعات خاضعة للرقابة لاختبار الفرضيات الميكانيكية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على جميع الدراسات الحيوانية من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوانات المؤسسية في جامعة شمال أريزونا. استُخدمت عضلات باسطة الأصابع الطويلة (EDL) من ذكور وإناث الفئران من النوع البري (سلالة B6C3Fe a/a-Ttnmdm/J)، التي تتراوح أعمارها بين 60 و280 يوماً، في هذه الدراسة. تم الحصول على الحيوانات من مصدر تجاري (انظر جدول المواد)، وتم إنشاء مستعمرة لها في جامعة شمال أريزونا.

1. اختيار مسار السلالة in vivo والتحضير للاستخدام خلال تجارب حلقة العمل ex vivo

ملاحظة: في هذا البروتوكول، استُخدمت قياسات سابقة من الحركة الديناميكية in vivo، تم تزويد المؤلفين بها مباشرة (Nicolai Konow، جامعة ماساتشوستس في لول، اتصال شخصي)، في تجارب ex vivo. جُمعت البيانات الأصلية لصالح Wakeling et al.15. يتطلب تكرار البروتوكول بيانات الوقت، أو الطول أو الانفعال، وبيانات تخطيط كهربية العضلات (EMG)/التنشيط، والبيانات الخاصة بالقوة.

  1. تجزئة الكل داخل الجسم الحي تجربة إلى خطوات فردية باستخدام أي منصة برمجة (كود MATLab متوفر في ملف الترميز التكميلي 1).
    1. رسم التغيرات في الطول بيانياً مقابلالوقت الإجمالي لـ في الجسم الحي تجربة. وتُستخدم هذه العملية لتصور الخطوات الفردية (من مرحلة الارتكاز إلى مرحلة الارتكاز) ولتقييم التباين بين الخطوات (الشكل 1).
    2. احسب الانفعال للتجربة بأكملها (الطول (L) / أقصى قوة متساوية القياس عند الطول الأمثل L)0).
    3. اختر خطوة من التجربة بأكملها تكون ممثلة لجميع الخطوات، وتبدأ وتنتهي بأطوال متماثلة. ويمكن القيام بذلك بصرياً عن طريق رسم الأطوال فوق بعضها البعض لمقارنة كل خطوة.
    4. بعد اختيار خطوة ممثلة، يتم فصل بيانات الانفعال، والتخطيط الكهربائي للعضلات/التنشيط، والقوة من التجربة بأكملها باستخدام أي منصة برمجة (انظر ملف الترميز التكميلي 1 بالنسبة للأكواد المستخدمة في MATLab16).
    5. إذا اختلف تردد أخذ العينات لكل من الانفعال، أو تخطيط كهربائية العضلات/التنشيط، أو القوة، فقم بإجراء استيفاء لنقاط البيانات بحيث يتم أخذ عينات من الجميع بنفس التردد.
      ملاحظة: يمكن للباحثين تحديد تردد الالتقاط بناءً على الفواصل الزمنية بين كل نقطة تم أخذ عينة منها في التجربة بأكملها. وإذا تم التقاط المتغيرات بنفس التردد، فستكون أوقات أخذ العينات متماثلة.
  2. احسب تردد الخطوات المجزأة.
    1. احسب التردد عن طريق تحديد مدة الخطوة المجزأة بالثواني وقسمة 1 (ثانية) على المدة (1/المدة = عدد الخطوات في الثانية).
    2. تحديد عدد نقاط البيانات التي يجب الحصول عليها يدوياً في خارج الجسم الحي تجارب لمطابقة التردد.
    3. احسب الوقت اللازم لخطوتين. كرر الخطوات مرة واحدة على الأقل لتقدير القياس ضمن خطأ قياس العضلات، وهو أمر سيكون مطلوباً للتحليل الإحصائي اللاحق.
  3. تحديد مرحلة التحفيز بالنسبة لمدخلات الانفعال باستخدام نشاط تخطيط كهربائية العضلات (EMG) المقاس، وذلك لتحديد وقت بدء التحفيز ومدته لـ خارج الجسم الحي حلقات العمل. يمكن استخدام أي منصة برمجة (انظر ملف الترميز التكميلي 1 (للكود المستخدم في هذه الدراسة).
    1. عرض إشارة تخطيط كهربائية العضلات (EMG) عبر نفس نطاق محور السينات (الزمن) الخاص بتغير الانفعال (الشكل 1). قم بتكبير إشارة تخطيط كهربائية العضلات (EMG) لتصبح مرئية؛ ويمكن القيام بذلك عن طريق ضرب إشارة تخطيط كهربائية العضلات في رقم عشوائي، أو إعادة تحجيم الانفعال وإشارة تخطيط كهربائية العضلات لتكونا على المقياس نفسه، و/أو إضافة إشارة تخطيط كهربائية العضلات إلى الانفعال.
      ملاحظة: قام المؤلفون بإعادة تحجيم الانفعال وتخطيط كهربائية العضلات (EMG) ليكونوا على المقياس نفسه باستخدام دالة "rescale" في برنامج MATLab (انظر الشكل التكميلي 1).
    2. حدد نقطة بداية ونهاية نشاط تخطيط كهربية العضلات (EMG)، كما يشير إليها التغير في الشدة بمقدار انحرافين معياريين.17,18.
      ملاحظة: اعتماداً على الحيوان والعضلة، قد يتوافق بدء التخطيط الكهربائي للعضلات (EMG) مع تلامس القدم أو قد لا يتوافق معه (مونيكا دالي، جامعة كاليفورنيا في إيرفين، اتصال شخصي) (انظر قسم المناقشة).
    3. احسب النسبة المئوية لدورة الانفعال (على سبيل المثال 40%) التي يحدث عندها بدء تنشيط تخطيط كهربائية العضلات (EMG)، والمدة التي سيستمر خلالها التحفيز (على سبيل المثال 222 مللي ثانية).
      ملاحظة: سيتعين على الباحثين مراعاة وجود تأخير في الاقتران بين الاستثارة والانقباض (ECC) يختلف بين في الجسم الحي والحركة و خارج الجسم الحي حلقات عمل، وقد تختلف من حيوان إلى آخر ومن عضلة إلى أخرى (على سبيل المثال، في الجسم الحي تبلغ قيمة فترة تمدد التقلص (ECC) في العضلة الماضغة (MG) لدى الجرذ 24.5 ميلي ثانية، خارج الجسم الحي يبلغ زمن تقلص العضلة (ECC) حوالي 5 ميلي ثانية بالنسبة للعضلة الطويلة الباسطة للرقم (EDL) في الفأر.
  4. قم بإعداد مدخلات الانفعال الممثلة لبرنامج وحدة التحكم في حلقة الشغل. يمكن استخدام أي برنامج قادر على تسجيل مخرجات القوة مع إدخال للانفعال والتحفيز لبرنامج وحدة التحكم في حلقة الشغل (راجع قسم المناقشة).
    1. خذ الخطوة المحددة وقم بإجراء الاستكمال الداخلي (interpolation) للوصول إلى عدد النقاط المناسب والضروري لضمان التقاط الخطوة عند في الجسم الحي التردد لدورتين (انظر الخطوة 1.2).
    2. أعد تحجيم الخطوة لتبدأ وتنتهي عند "انفعال صفري" (على سبيل المثال، L0 أو 95% L0) بعد التمديد بمسافة إزاحة محددة مسبقاً (انظر الخطوة 3.3).
    3. قم بـ "تحجيم" (Scale) الخطوة المختارة، إذا لزم الأمر، لاستخدامها كمدخل لتغيرات الانفعال في العضلة الباسطة الطويلة للأصابع (EDL) لدى الفأر (راجع قسم المناقشة). وللتحجيم، اختر مدى طول يمكن تمديد العضلة الباسطة الطويلة للأصابع (EDL) للفأر إليه دون إلحاق ضرر بها (على سبيل المثال، نقوم عادةً بتمديد العضلة الباسطة الطويلة للأصابع (EDL) للفأر بنسبة 10% من الطول L0 بغض النظر عن الـ في الجسم الحي الأنواع). وقد يتطلب ذلك التغيير بناءً على النتائج الأولية (انظر الخطوة 3.3).

بيانات انقباض عضلة القلب؛ رسم بياني للطول مقابل الوقت يوضح أنماط الحركة الدورية.
الشكل 1: الطول بمرور الوقت خلال التجربة الكاملة in vivo. تم رسم الطول (mm) مقابل الوقت لـ MG الجرذ. تم تحديد الخطوات بالدوائر، من أقصر طول إلى أقصر طول، وتعتبر خطوة واحدة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

2. تقييم القوة المتساوية القياس القصوى لعضلة الفأر ex vivo

  1. تجهيز المعدات والجراحة.
    ملاحظة: راجع قسم المناقشة للحصول على شرح للمعدات اللازمة لدورة العمل خارج الجسم ex vivo.
    1. قم بتجهيز حمام الأنسجة العضوية عن طريق إدخال صمام إبرة أنبوب الأكسجين في حمام الأنسجة ذو الغلاف المائي (انظر جدول المواد). قم بتوصيل أنبوب الأكسجين بأسطوانة غاز تحتوي على 95% O2-5% CO2. اسمح بضغط 20 psi لملء حمام الأنسجة ذو الغلاف المائي.
    2. قم بتجهيز منطقة الجراحة عن طريق تمديد أنبوب أكسجين إضافي من خط الغاز إلى طبق بلورة مملوء بمحلول Krebs-Henseleit (الخطوة 2.1.3) بالقرب من منطقة الجراحة. سيُستخدم هذا لإبقاء العضلات مهواة ورطبة أثناء وبعد العمليات الجراحية.
      ملاحظة: يمكن أيضاً تخزين العضلات في هذا المحلول المهوى لمدة تصل إلى 4 h، في حال تم استئصال أكثر من عضلة واحدة من الفأر في المرة الواحدة.
    3. قم بتحضير 1 L من محلول Krebs-Henseleit يحتوي على (بتركيز mmol l-1): NaCl (118)؛ KCl (4.75)؛ MgSO4 (1.18)؛ KH2PO4 (1.18)؛ CaCl2 (2.54)؛ والجلوكوز (10.0) في درجة حرارة الغرفة، واضبط الأس الهيدروجيني pH إلى 7.4 باستخدام HCl وNaOH (انظر جدول المواد). عند التعامل مع HCl وNaOH، ارتدِ معدات الوقاية الشخصية المناسبة من نظارات واقية وقفازات.
    4. املأ الحمام بمحلول Krebs-Henseleit في درجة حرارة الغرفة وبأس هيدروجيني pH 7.4. اغمر العضلة والخطاف بالكامل في المحلول.
    5. قم بتشغيل جميع المعدات؛ نظام رافعة العضلات ثنائي الوضع، والمحفز، وواجهة الإشارة (لوحة DAQ) (انظر جدول المواد).
  2. تشريح عضلة EDL.
    1. قم بتخدير الفأر تخديراً عميقاً ثم قم بإنهاء حياته عن طريق الخلع العنقي. ضع الفأر في وضعية الاستلقاء الجانبي إما جهة اليمين أو اليسار مع تمديد الطرف الخلفي العلوي بحيث تلمس الأصابع لوحة التشريح. أزل الفرو من الكاحل إلى ما فوق مفصل الركبة.
    2. ارفع الجلد باستخدام الملقط واقطع من مفصل الكاحل إلى منطقة الورك. بمجرد انكشاف العضلة، اقطع حول الكاحل بشكل يشبه "حاشية" السراويل. اسحب الجلد للأعلى للكشف عن عضلات الساق بشكل أكثر وضوحاً.
    3. حدد خط اللفافة الذي يفصل بين العضلة الظنبوبية الأمامية (TA) والعضلة التوأمية، وافصل بينهما باستخدام مقص التشريح للكشف عن أوتار الركبة. ضع مقص التشريح بين وتري الركبة المكشوفين. سيعلق المقص في جيب أسفل أوتار الركبة المكشوفة مباشرة. قم بإجراء تشريح كليل لهذا "الجيب" مع سحب المقص بعيداً عن الساق حتى يصل المقص إلى الكاحل للكشف عن عضلة EDL.
    4. باستخدام عقدة حلقية مربوطة مسبقاً من خيط جراحي حريري مقاس 4-0 (انظر جدول المواد)، مرر أحد طرفي الخيط تحت الوتر الأقرب إلى الركبة. اربط عقدة مربعة مزدوجة فوق الوصلة القريبة بين العضلة والوتر دون وضعها على العضلة أو دمج الوتر فيها. اقطع فوق العقدة. اسحب الحلقة المربوطة بالوتر برفق، وستبرز عضلة EDL من "الجيب".
    5. ثبّت الحلقة بالشريط اللاصق في منطقة التشريح لإحداث شد في عضلة EDL. اربط عقدة مربعة مزدوجة باستخدام عقدة حلقية أخرى مربوطة مسبقاً عند الوصلة البعيدة بين العضلة والوتر دون وضعها على العضلة أو دمج الوتر فيها. اقطع العقدة من الجانب الأقرب للساق لإزالة عضلة EDL بالكامل من الفأر. اقطع الخيط الزائد بعيداً عن العقد المربعة المزدوجة على الجانبين القريب والبعيد من العضلة، ثم ضع العضلة في الحمام المهوى بجانب منطقة الجراحة.
      ملاحظة: تأكد من تدوين أي جانب هو القريب و/أو البعيد عند وضع العضلة في الحمام المهوى.
    6. للوضع على منصة رافعة المحرك المؤازر (servomotor)، ثبّت عضلة EDL عمودياً بين أقطاب البلاتين المعلقة. اربط العقدة الحلقية البعيدة بالخطاف الثابت واربط العقدة الحلقية القريبة بالخطاف المتصل بذراع المحرك المؤازر. ارفع حمام الأنسجة لغمر العضلة في محلول Krebs-Henseleit المهوى.
      ملاحظة: يجب ألا يؤدي التهوية إلى إزعاج العضلة عندما تكون مغمورة. إذا حدث ذلك، خفف ضغط الغاز. اترك العضلة لتتوازن لمدة 10 minutes قبل بدء التحفيز.
  3. قياس القوة الأيزومترية القصوى لعضلة EDL.
    ملاحظة: راجع الجدول 1 لمعرفة البروتوكول الخاص بكيفية قياس القوة الأيزومترية القصوى باستخدام التقلص النفضي والكزاز. انظر الشكل التكميلي 1 لرسم توضيحي للبرنامج الذي استخدمه المؤلفون.
    1. حفز العضلة بتقلص نفضي فوق الأقصى للتأكد من عدم تضرر العضلة أثناء الجراحة (80 V، 1 pps، 1ms؛ الجدول 1؛ انظر الشكل التكميلي 2). إذا لم يحدث ضرر، استخدم مقبض الطول في نظام رافعة العضلات لإيجاد طول العضلة باستخدام تحفيز التقلص النفضي الذي يكون عنده الشد النشط ~1V / 0.1271 N مع شد خامل أقل من ~0.1V / 0.01271N.
    2. سجل الطول الابتدائي للعضلة من عقدة الخيط إلى عقدة الخيط بالفولت والمليمتر. أدخل القياسات في جزء المعايرة من البرنامج للطول الابتدائي (انظر الشكل التكميلي 1).
    3. أوجد القوة الأيزومترية القصوى للتقلص النفضي فوق الأقصى عند الطول الأمثل (L0) لعضلة EDL (الجدول 1). من الناحية التقنية لا يلزم وجود فترة راحة، ولكن الانتظار لمدة 1 min بين التحفيزات سيؤدي إلى استقرار الشد الخامل. سجل الطول (بالفولت) الذي يكون عنده التقلص النفضي فوق الأقصى في أقصى حالاته. هذا هو الطول الأمثل للعضلة (L0) للتقلص النفضي.
    4. قس العضلة باستخدام الفرجار عند هذا الطول. قس العضلة من عقدة الخيط إلى عقدة الخيط. بمجرد العثور على L0، قم بتقصير العضلة للعودة إلى الطول الابتدائي (الشد النشط ~1V / 0.1271 N).
    5. أوجد القوة الأيزومترية القصوى للكزاز فوق الأقصى لعضلة EDL (80 V، 180 pps، 500 ms؛ الجدول 1). سجل الطول (بالفولت والمليمتر) لقوة الكزاز فوق الأقصى عند L0 وقس الألياف من عقدة الخيط إلى عقدة الخيط مرة أخرى باستخدام الفرجار.
      ملاحظة: ستؤدي زيادة طول العضلة بخطوات 0.5 V/0.65 mm إلى الحصول على قيمة L0 أكثر دقة لكل من التقلص النفضي والكزاز.
    6. أوجد القوة الأيزومترية دون القصوى لعضلة EDL (45 V، 110 pps، 500ms؛ الجدول 1) عند L0 قبل التجربة وبعدها للتأكد من عدم حدوث إجهاد نتيجة بروتوكول التحفيز. يُعتبر انخفاض القوة بنسبة 10% دليلاً على أن العضلة "مجهدة".
التجربةشدة المحاكاة (V)تردد النبض (نبضة في الثانية / هرتز)مدة التحفيز (ملي ثانية)تعليقات
١. "الإحماء"8011قم بزيادة أو تقليل الطول بمقدار 0.50 فولت لإيجاد التوتر السلبي بمقدار 1 فولت
2. طول العضلة الأمثل للنفضة (L0)8011قم بزيادة أو تقليل الطول بمقدار 0.50 فولت للوصول إلى توتر سلبي يبلغ حوالي 1 فولت
3. طول العضلة الأمثل عند التكزز (L0)80180500اترك فترة راحة لمدة 3 دقائق بين كل تغيير في الطول بمقدار 0.50 فولت
4. قياس L0 دون الأقصى قبل التجربة45110500بطول L0
6. تجارب الأفاتار45110استخدام تغيرات في الطول تمثيلية وبشكل دوري للعضلة الباسطة الطويلة للأصابع (EDL) في الفأر
7. قياس L0 دون الأقصى بعد التجربة45110500العودة إلى L0 بعد التجربة وقياس L0

الجدول 1: بروتوكول التحفيز. بروتوكول التحفيز لإيجاد الطول الأمثل للانقباض والكزاز في الحالتين فوق القصوى ودون القصوى. يختلف البروتوكول باختلاف شدة التحفيز، والتوقيت، وعدد النبضات في الثانية.

3. إكمال تقنية حلقة عمل "الأفاتار" باستخدام مسارات سلالات in vivo مختارة

  1. قم بإعداد البرامج اللازمة لإكمال تقنيات حلقة عمل "الآفاتار" (انظر جدول المواد).
    ملاحظة: يلزم وجود ملف إدخال (بصيغة .csv أو صيغة مشابهة) يحدد طول العضلة عند كل خطوة زمنية (راجع الخطوة 1.4). كما أن مدخلات نسبة الدورة التي يبدأ عندها التحفيز ومدة التحفيز ضرورية (راجع الشكل التكميلي 3 على سبيل المثال).
  2. تقنية حلقة عمل "الآفاتار" الكاملة.
    ملاحظة: بينما نستخدم برنامج LabView مخصصاً، يمكن للباحثين استخدام أي برنامج يتيح التحكم في تغيرات الطول في العضلة الباسطة الطويلة للأصابع (EDL) لدى الفأر باستخدام ذراع محرك سيرفو، والتحكم في وقت بدء التحفيز (نسبة مئوية من الدورة) ومدته (بالملي ثانية) في أوقات محددة، وقياس قوة العضلة. انظر الشكل التكميلي 3 لتوضيح البرنامج الذي يستخدمه المؤلفون.
    1. قم بتحميل تغيرات الانفعال المقياسية مع انزياح الطول المقياسي في البرنامج من الخطوة 1.4. راجع الخطوات 1.4 و3.3 وقسم المناقشة لمعرفة المزيد عن "تغيرات الانفعال المقياسية".
    2. قم بضبط طول العضلة الأولي إذا لزم الأمر (راجع القسم 3.3). أدخل الطول الأولي بوحدتي V وmm لمعايرة النتائج (راجع الشكل التكميلي 3).
    3. استخدم وقت بدء التحفيز ومدته اللذين تم حسابهما في الخطوة 1.3.
    4. قم بتشغيل العضلة عبر تغيرات الطول المقيسة مع انزياح طول محدد لدورتين.
    5. احفظ البيانات. في حال جمع عدة بروتوكولات تحفيز من العضلة نفسها، انتظر لمدة 3 دقائق بين كل عملية تحفيز وأخرى.
    6. التحفيز عند الطول الأمثل (L0) باستخدام التنشيط دون الأقصى لتحديد ما إذا كان قد حدث إجهاد. إذا انخفضت القوة بنسبة تزيد عن 10%، تُعتبر العضلات مجهدة. انظر الجدول 1 لبروتوكولات التحفيز.
    7. أخرج العضلة من الحمام. اقطع عُقد الحلقات من العضلة، وجفف المحلول الزائد عنها. زن العضلة، ثم حدد مساحة المقطع العرضي الفسيولوجية باستخدام الصيغة القياسية: كتلة العضلة/(L0*1.06)19.
  3. ضبط المعلمات لتقنية حلقة عمل "avatar" (راجع قسم المناقشة).
    1. تحديد الطول الابتدائي ومقدار الإزاحة في الطول عن طريق مطابقة الـ خارج الجسم الحي ارتفاع التوتر الخامل إلى ارتفاع التوتر الخامل الملحوظ في الجسم الحي (الشكل 2).
      ملاحظة: استخدمت هذه الدراسة النسبة المئوية لـ L0 لمقياس الطول الابتدائي (مم) والنزوح (% L)0؛ انظر الخطوة 1.4 وقسم المناقشة). ولمطابقة ارتفاع التوتر في خارج الجسم الحي العضلة الباسطة الطويلة للأصابع (EDL) في الفأر إلى تلك الخاصة بـ في الجسم الحي عضلة الساق (MG) في الجرذ، وجد المؤلفون أن طول البداية عند L0 أعطى أفضل مطابقة (الشكل 2).
    2. اختر ثلاثة أطوال بدائية (على سبيل المثال، -5% L0، ل0, و +5% L0). قم بتنفيذ حلقة عمل "الأفاتار" (avatar) عند كل من أطوال البداية هذه مع انحراف محدد في الطول (على سبيل المثال، 10% من L0).
      ملاحظة: في تجارب "الأفاتار" (avatar) الحالية باستخدام العضلة الباسطة الطويلة للأصابع (EDL) لدى الفئران، كان مدى طول الإزاحة 10% من الطول (L₀)0 تَمَّ استِخدامُه.
    3. كرر العملية بأطوال ابتدائية جديدة و/أو إزاحة مختلفة حتى يصل معدل الـ خارج الجسم الحي تتشابه زيادة التوتر السلبي مع معدل في الجسم الحي ارتفاع التوتر الخامل (انظر الشكل 2B).
    4. بناءً على أنواع الألياف وديناميكيات تنشيط العضلات المستخدمة، قم بزيادة أو تقليل مدة التحفيز لتحسين التوافق بين خارج الجسم الحي و داخل الجسم الحي القوة. وبناءً على ذلك، قد يكون من الضروري تغيير وقت بدء التحفيز و/أو مدته لتحقيق أفضل تطابق داخل الجسم الحي إنتاج القوة خلال تجارب "Avatar".
    5. لتحديد ما إذا كان هذا الإجراء ضرورياً (راجع قسم المناقشة)، قم برسم القوة مقابل الزمن لـ "avatar" و داخل الجسم الحي عضلة (الشكل 3) وحساب معامل التحديد R2 عن طريق تربيع الارتباط القياسي بين قوة العضلة المستهدفة وقوة العضلة "الأفاتار" (انظر النتائج التمثيلية).

رسم بياني للتوازن الساكن، ΣFx=0، يوضح تحليل حلقة الشغل؛ مخطط الإجهاد مقابل الانفعال بمقياس رسم.
الشكل 2مضاهاة ارتفاع التوتر السلبي. حلقات العمل التي توضح الـ داخل الجسم الحي و خارج الجسم الحي زيادة في التوتر الخامل (الأسهم). داخل الجسم الحي حلقة عمل مُقاسة من عضلة Gastrocnemius (MG) لجرذ (باللون الأسود) يمشي بتردد 2.9 هرتز (البيانات مأخوذة من Wakeling et al.15). خارج الجسم الحي حلقات عمل مُقاسة من العضلة الباسطة الطويلة للأصابع (EDL) في الفأر (باللون الأخضر) عند تردد 2.9 هرتز. (Aالطول الابتدائي لعضلة EDL للفأر هو L +5%0. (B) الطول الابتدائي لعضلة EDL في الفأر هو L0لاحظ أن الارتفاع في التوتر السلبي خارج الجسم (ex vivo) يتطابق مع داخل الجسم الحي ارتفاع التوتر في A وليس في B. تشير الخطوط الأكثر سمكاً إلى التحفيز. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

رسم بياني للإجهاد مقابل الوقت يوضح منحنيات الاستجابة الديناميكية في تحليل اختبار المواد.
الشكل 3: تحسين مدة تحفيز عضلة EDL في الفأر لمطابقة القوة in vivo لعضلة MG في الجرذ (الخط الأسود). تنخفض القوة التي تولدها عضلة EDL في الفأر باستخدام التحفيز القائم على EMG (الخط الأخضر المتقطع) في وقت أبكر من القوة in vivo، ويرجع ذلك على الأرجح إلى التوقف الأسرع لنشاط عضلة EDL في الفأر مقارنة بعضلة MG في الجرذ. ولتحسين التطابق بين القوى in vivo و ex vivo، تم تحفيز عضلة EDL في الفأر لمدة أطول (الخط الأخضر المتصل). التحفيز القائم على EMG R2 = 0.55، والتحفيز المُحسَّن R2 = 0.91. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

يتمثل الهدف من تجارب "الأفاتار" (avatar) في محاكاة إنتاج القوة ومخرجات الشغل in vivo بأقرب صورة ممكنة خلال تجارب حلقة الشغل ex vivo. اختارت هذه الدراسة استخدام عضلة EDL في الفأر كـ "أفاتار" لعضلة MG في الجرذ لأن كلاً من عضلة EDL في الفأر وعضلة MG في الجرذ تتكونان في الغالب من عضلات سريعة الانقباض20,21. وتعتبر كلتا العضلتين من المحركات الأساسية لمفصل الكاحل (عضلة EDL هي عضلات ثني الكاحل ظهرياً، وعضلة MG هي عضلات ثني الكاحل أخمصياً) مع زوايا ريشية...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

بينما تتحرك الكائنات الحية بسلاسة عبر المناظر الطبيعية ، فإن الأحمال والسلالات الأساسية التي تتعرض لها العضلات تختلف بشكل كبير1،6،23. خلال كل من الحركة في الجسم الحي 1،24 وفي تجارب "الصورة الرمزية" ، يتم تحفيز العضلات دون الحد الأقصى في ظل ظروف دورية غير ثابتة. علاقات طول القوة متساوية القياس والقوة والسرعة متساوية التوتر ليست مناسبة تماما للتنبؤ بقوة العضلات في...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يقر جميع المؤلفين بعدم وجود تضارب في المصالح.

شكر وتقدير

نشكر الدكتور نيكولاي كونو على توفير البيانات المستخدمة في هذه الدراسة. بتمويل من NSF IOS-2016049 و NSF DBI-2021832.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
خياطة حريرية مضفرة غير قابلة للامتصاص 4-0 & nbsp ؛Mersilk 734H
هيدرات كلوريد الكالسيوم (CaCl2)سيجما ألدريتش1086436كريبس-هينسيليت  حل
سكر العنب سيجما ألدريتشD9434كريبس-هينسيليت  الحل
HEPESSigma-AldrichPHR1428Krebs-Henseleit  محلول
حمض الهيدوركلوريك (HCl)   ؛سيجما ألدريتش1.37055Krebs-Henseleit  حل
LabView جمع البيانات مختبر
عرض كبريتات المغنيسيوم (MgSO4< / sub>)سيجما ألدريتشM7506كريبس-هينسيليت   محلول
كلوريد البوتاسيوم (KCl)  سيجما ألدريتشP3911كريبس-هينسيليت  محلول
فوسفات البوتاسيوم أحادي القاعدة (KH2PO4)Sigma-Aldrich5.43841Krebs-Henseleit  الحل
S88 StimulatorGrassM643H05متاح للشراء على نظام الرافعة من سلسلة Ebay
300Bيتضمن Aurora1200Aحمام مناديل سترة مائية
بيكربونات الصوديوم (NaHCO3< / sub>)Sigma-AldrichS5761Krebs-Henseleit   ؛ محلول
كلوريد الصوديوم (NaCl)   ؛Sigma-AldrichS9888Krebs-Henseleit  محلول
هيدروكسيد الصوديوم (هيدروكسيد الصوديوم)سيجما ألدريتشS5881كريبس-هينسليت   ؛ الحل
الفئران البرية من النوعجاكسون مختبرB6C3Fe a / a Ttn mdm / J
ثنائي

المراجع

  1. Dickinson, M. H. How Animals move: an integrative view. Science. 288 (5463), 100-106 (2000).
  2. Sponberg, S., Abbott, E., Sawicki, G. S. Perturbing the muscle work loop paradigm to unravel the neuromechanics of unsteady locomotion. Journal of Experimental Biology. 226 (7), 243561(2023).
  3. Daley, M. A., Biewener, A. A. Running over rough terrain reveals limb control for intrinsic stability. Proceedings of the National Academy of Sciences. 103 (42), 15681-15686 (2006).
  4. Daley, M. A., Usherwood, J. R., Felix, G., Biewener, A. A. Running over rough terrain: guinea fowl maintain dynamic stability despite a large unexpected change in substrate height. Journal of Experimental Biology. 209 (1), 171-187 (2006).
  5. Daley, M. A. Understanding the agility of running birds: Sensorimotor and mechanical factors in avian bipedal locomotion. Integrative and Comparative Biology. 58 (5), 884-893 (2018).
  6. Biewener, A. A. Animal locomotion. , Oxford University Press. Oxford New York. (2003).
  7. Robertson, B. D., Sawicki, G. S. Unconstrained muscle-tendon workloops indicate resonance tuning as a mechanism for elastic limb behavior during terrestrial locomotion. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (43), E5891-E5898 (2015).
  8. Josephson, R. K. Mechanical power output from striated muscle during cyclic contraction. The Journal of Experimental Biology. 114, 493-512 (1985).
  9. Ahn, A. N. How muscles function - the work loop technique. Journal of Experimental Biology. 215 (7), 1051-1052 (2012).
  10. Sawicki, G. S., Robertson, B. D., Azizi, E., Roberts, T. J. Timing matters: tuning the mechanics of a muscle-tendon unit by adjusting stimulation phase during cyclic contractions. Journal of Experimental Biology. 218 (19), 3150-3159 (2015).
  11. Libby, T., Chukwueke, C., Sponberg, S. History-dependent perturbation response in limb muscle. Journal of Experimental Biology. 223 (1), (2020).
  12. Askew, G. N., Marsh, R. L., Ellington, C. P. The mechanical power output of the flight muscles of blue-breasted quail ( Coturnix chinensis ) during take-off. Journal of Experimental Biology. 204 (21), 3601-3619 (2001).
  13. Sponberg, S., Libby, T., Mullens, C. H., Full, R. J. Shifts in a single muscle's control potential of body dynamics are determined by mechanical feedback. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 366 (1570), 1606-1620 (2011).
  14. Loeb, G. E., Brown, I. E., Cheng, E. J. A hierarchical foundation for models of sensorimotor control. Experimental Brain Research. 126 (1), 1-18 (1999).
  15. Wakeling, J. M., Tijs, C., Konow, N., Biewener, A. A. Modeling muscle function using experimentally determined subject-specific muscle properties. Journal of Biomechanics. 117, 110242(2021).
  16. The Mathworks. MATLAB:R2021a. The Mathworks. , (2021).
  17. Tenan, M. S., Tweedell, A. J., Haynes, C. A. Analysis of statistical and standard algorithms for detecting muscle onset with surface electromyography. PLOS ONE. 12 (5), 0177312(2017).
  18. Roberts, T. J., Gabaldón, A. M. Interpreting muscle function from EMG: lessons learned from direct measurements of muscle force. Integrative and Comparative Biology. 48 (2), 312-320 (2008).
  19. Rice, N., Bemis, C. M., Daley, M. A., Nishikawa, K. Understanding muscle function during perturbed in vivo locomotion using a muscle avatar approach. Journal of Experimental Biology. 226 (13), 244721(2023).
  20. Silva Cornachione, A., CaçãoOliveiraBenedini-Elias, P., Cristina Polizello , P., César Carvalho, L., CláudiaMattiello-Sverzut, A. Characterization of Fiber types in different muscles of the hindlimb in female weanling and adult wistar rats. Acta Histochemica Et Cytochemica. 44 (2), 43-50 (2011).
  21. Hämäläinen, N., Pette, D. The histochemical profiles of fast fiber types IIB, IID, and IIA in skeletal muscles of mouse, rat, and rabbit. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 41 (5), 733-743 (1993).
  22. Charles, J. P., Cappellari, O., Spence, A. J., Hutchinson, J. R., Wells, D. J. Musculoskeletal geometry, muscle architecture and functional specialisations of the mouse hindlimb. PLOS ONE. 11 (4), 0147669(2016).
  23. Nishikawa, K. Titin: A Tunable spring in active muscle. Physiology (Bethesda, Md). 35 (3), 209-217 (2020).
  24. Dick, T. J. M., Biewener, A. A., Wakeling, J. M. Comparison of human gastrocnemius forces predicted by Hill-type muscle models and estimated from ultrasound images). The Journal of Experimental Biology. 220, 1643-1653 (2017).
  25. Daley, M. A., Biewener, A. A. Leg muscles that mediate stability: mechanics and control of two distal extensor muscles during obstacle negotiation in the guinea fowl. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 366 (1570), 1580-1591 (2011).
  26. Seth, A., Sherman, M., Reinbolt, J. A., Delp, S. L. OpenSim: a musculoskeletal modeling and simulation framework for in silico investigations and exchange. Procedia IUTAM. 2, 212-232 (2011).
  27. Sandercock, T. G., Heckman, C. J. Doublet potentiation during eccentric and concentric contractions of cat soleus muscle. Journal of Applied Physiology. 82 (4), Bethesda, Md. 1219-1228 (1997).
  28. Marsh, R. L. How muscles deal with real-world loads: the influence of length trajectory on muscle performance. The Journal of Experimental Biology. 202, 3377-3385 (1999).
  29. Hessel, A. L., Monroy, J. A., Nishikawa, K. C. Non-cross bridge viscoelastic elements contribute to muscle force and work during stretch-shortening cycles: evidence from whole muscles and permeabilized fibers. Frontiers in Physiology. 12, 648019(2021).
  30. Lindstedt, S., Nishikawa, K. Huxleys' missing filament: form and function of titin in vertebrate striated muscle. Annual Review of Physiology. 79, 145-166 (2017).
  31. Abbate, F., De Ruiter, C. J., Offringa, C., Sargeant, A. J., De Haan, A. In situ rat fast skeletal muscle is more efficient at submaximal than at maximal activation levels. Journal of Applied Physiology. 92 (5), 2089-2096 (2002).
  32. Eng, C. M., Smallwood, L. H., Rainiero, M. P., Lahey, M., Ward, S. R., Lieber, R. L. Scaling of muscle architecture and fiber types in the rat hindlimb. Journal of Experimental Biology. 211 (14), 2336-2345 (2008).
  33. Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiology (Bethesda, Md). 34 (1), 5-13 (2019).
  34. Zajac, F. E. Muscle and tendon: properties, models, scaling, and application to biomechanics and motor control. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 17 (4), 359-411 (1989).
  35. Rice, N. Understanding muscle function during in vivo locomotion using a novel muscle avatar approach. ProQuest Dissertations and Theses. , https://libproxy.nau.edu/login?url=https://www.proquest.com/dissertationstheses/understanding-muscle-function-during-em-vivo/docview/2444890224/se-2?accountid=12706 (2020).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

"الصورة الرمزية" ، تجارب حلقة عمل معدلة خارج الجسم الحي باستخدام الإجهاد والتنشيط في الجسم الحي
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.