مقالة منهجية

الفحص المجهري ثنائي الفوتون لدراسة الأوتار

DOI:

10.3791/65853

⸱

مارس 29, 2024

 , 
1Center for Regenerative Medicine, Department of Orthopedic Surgery, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 2Harvard Stem Cell Institute, 3Center Of Regeneration and Longevity (CORAL), Tel-Aviv Sourasky Medical Center

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

توضح هذه المقالة عملية تحضير الأوتار وإعدادها وتصويرها باستخدام الفحص المجهري متعدد الفوتونات. بالإضافة إلى ذلك ، فإنه يغطي تطبيق SHG لتحليل محاذاة ألياف الكولاجين وإنشاء تمثيل ثلاثي الأبعاد للأوتار. أثبتت هذه المنهجية أنها ذات قيمة عالية في توصيف خلايا الأوتار وECM الخاصة بها أثناء الإصابة والتطور.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ظهر الفحص المجهري ثنائي الفوتون كأداة قوية لتقييم خلايا الأنسجة العميقة وتوصيف محاذاة المصفوفة خارج الخلية (ECM) في أنظمة بيولوجية مختلفة. تعتمد هذه التقنية على التفاعلات غير الخطية للمادة الضوئية لاكتشاف إشارتين متميزتين: إشارة الانتشار التوافقية الثانية (SHG) ، والتي تسهل تصور ألياف الكولاجين واتجاهها ، وإشارة الإثارة القريبة من الأشعة تحت الحمراء لتصوير التألق الذاتي المتحمس بالأشعة فوق البنفسجية.

أثبت تصوير SHG فعاليته بشكل خاص في تصور ألياف الكولاجين بسبب التركيب البلوري غير المتماثل المركزي للكولاجين الليفي I. بالنظر إلى أن الأوتار عبارة عن أنسجة غنية بالمصفوفة مع عدد محدود من الخلايا ، فإن محتواها العالي من الكولاجين يجعلها مرشحة مثالية للتحليل باستخدام الفحص المجهري ثنائي الفوتون. وبالتالي ، يوفر الفحص المجهري ثنائي الفوتون وسيلة قيمة لتحليل وتوصيف تشوهات الكولاجين في الأوتار. يمتد تطبيقه إلى دراسة تطور الأوتار والإصابات والشفاء والشيخوخة ، مما يتيح التوصيف الشامل لخلايا الأوتار وتفاعلاتها مع ECM في ظل ظروف مختلفة باستخدام أدوات الفحص المجهري ثنائي الفوتون. يحدد هذا البروتوكول استخدام الفحص المجهري ثنائي الفوتون في بيولوجيا الأوتار ويقدم منهجية معدلة لتحقيق التصوير الفعال وتوصيف خلايا الأوتار أثناء التطور وبعد الإصابة. تسمح الطريقة باستخدام المقاطع المجهرية الرقيقة لإنشاء صورة شاملة ل ECM داخل الأوتار والخلايا التي تتفاعل مع هذه المصفوفة. والجدير بالذكر أن المقالة تعرض تقنية لإنشاء صور ثلاثية الأبعاد باستخدام الفحص المجهري ثنائي الفوتون في النماذج الحيوانية.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لتعمل بشكل صحيح ونقل القوة من العضلات إلى العظام1 ، تعتمد الأوتار على الروابط بين الجزيئات وداخل الجزيئات بين ألياف الكولاجين. يؤدي التجميع الذاتي المعقد والتشابك والمحاذاة لألياف الكولاجين إلى إنشاء مصفوفة عالية التنظيم تساهم في القوة الميكانيكية الحيوية ومرونة أنسجة الأوتار2،3،4. على الرغم من أن بروتينات ECM الأخرى تساهم أيضا في استقرار الشبكة الليفية في الأوتار5 ، إلا أن الكتلة الجافة للوتر تبلغ حوالي 86٪ كولاجين6 ، حيث يشكل الكولاجين الأول ما يصل إلى 96٪ من إجمالي محتوى الكولاجين 7,8. هذا يجعل بنية الكولاجين في النهاية ناتجا رئيسيا لصحة الأوتار الطبيعية ووظيفتها.

بعض طرق التصوير السريري المستخدمة للأوتار هي التصوير بالرنين المغناطيسي و / أو الموجات فوق الصوتية. بينما توفر تقنية الموجات فوق الصوتية صورا للبنية اللبسيية للوتر وتكشف عن بعض البنية الليفية في الأنسجة9 ، فإن الدقة ليست مثالية للقياس الكمي. يتمتع التصوير بالرنين المغناطيسي بدقة مكانية أفضل من التصوير بالموجات فوق الصوتية ، لكنه لا يزال محدودا. ومع ذلك ، فإن هذه الطرق محدودة أيضا في عمق التصوير المحتمل من خلال الأنسجة. على نطاق أكثر صغرية ، يمكن استخدام تشتت الضوء بزاوية صغيرة وعريضة والفحص المجهري متحد البؤر لتقييم بنية ألياف الكولاجين وأي تشوهات محتملة.

في المقابل ، يختلف الفحص المجهري للجيل الثاني التوافقي (SHG) عن طرق التصوير الأخرى لأنه يمكن أن يلتقط الغلاف الخارجي لألياف الكولاجين. يتم تنظيم ألياف الكولاجين I في الأوتار بطريقة متوازية أحادية المحور من خلال ECM للوتر وهي غير متماثلة مركزيا بطبيعتها4،10. يمكن الاستفادة من هذه الخصائص للتصوير باستخدام مجهر متعدد الفوتون ، والذي يمكن أن ينتج صورا واضحة تصل إلى 2-3 مرات أعمق من التصوير متحدالبؤر 11. يتيح لنا هذا أيضا إنشاء أقسام بصرية ذات جودة أفضل من الوتر. عندما يتم إسقاط الضوء في العينة محل الاهتمام ، يتم إنتاج إشارة SHG ، ويمكن التقاط تشتت الضوء هذا. في الأوتار ، ينتج عن هذا صورة لبنية الكولاجين ومحاذاة الكولاجين ، مما يسمح لنا بتقييم العواقب المورفولوجية والمرضية المحتملة لاعتلال الأوتار والإصابات وما إلى ذلك.

نظرا لأن الكولاجين يشكل معظم كتلة الأوتار الجافة ويساهم في وظيفةالأوتار 6،12 ، فإن اضطراب بنية الكولاجين يمكن أن يؤثر على الخصائص الميكانيكية الحيوية للأوتار. وبالتالي ، فإن تحليل هيكلها يمكن أن يساعدنا في فهم تأثير وشدة الإصابات بشكل أفضل ، بالإضافة إلى إنشاء مقياس لفعالية الشفاء. تستعرض هذه الورقة طريقة تستخدم الفحص المجهري متعدد الفوتون و SHG لتحليل كيفية تأثير التطور والإصابات على بنية ومحاذاة ألياف الكولاجين I وتوليد صور ثلاثية الأبعاد لوحدة التحكم في الوتر في النماذج الحيوانية. لذلك ، قد تساعد طريقتنا في تصوير الأوتار الباحثين على توصيف خلايا الأوتار و ECM أثناء التطور أو بعد الإصابة.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم إجراء جميع التجارب على وفقا للجنة رعاية المؤسسي واستخدامه (IACUC) (البروتوكول #2013N0000062) وإرشادات AAALAC في مستشفى ماساتشوستس العام. BHLHE40 تم استخدام إناث الفئران بالضربة القاضية الفارغة أو متغايرة الزيجوت في خلفية Scx-GFP ، بعمر 30 يوما ، في هذه الدراسة. تم الحصول على من مصدر تجاري (انظر جدول المواد).

1. تحضير الأنسجة وتثبيتها

  1. لتحضير الأنسجة ، قم بالقتل الرحيم للفئران في غرفة ثاني أكسيد الكربون2 (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا) متبوعا بخلع عنق الرحم.
  2. للمساعدة في تقليل كمية الفراء التي قد تلتصق بعينة الأنسجة ، رش الفأر بنسبة 70٪ EtOH حتى يتشبع الفراء. جلد الأطراف الخلفية ، ثم باستخدام المقص ، قم بإزالة الطرفين الخلفيين عن طريق قطع مفصل الورك.
  3. ضع الطرفين الخلفيين في قارورة تلألؤ سعة 20 مل ، واغمرهما في 4٪ PFA بحيث تمتلئ القارورة. ضع القوارير على حرارة 4 درجات مئوية مع التحريك طوال الليل.
  4. اغسل الأطراف الخلفية في 1x PBS في درجة حرارة الغرفة (RT) مع التحريك لمدة 10 دقائق وكرر ما مجموعه 3 مرات. اغمر الأطراف الخلفية في 0.5 متر EDTA (درجة الحموضة 8.0) عند 4 درجات مئوية مع التحريك لمدة تصل إلى أسبوعين ، واستبدلها ب EDTA الطازج كل 2-3 أيام.
  5. اغسل الأطراف الخلفية في 1x PBS في RT مع التحريك لمدة 10 دقائق ، وكرر الغسيل ما مجموعه 3 مرات.
  6. اغمر الأطراف في 1x PBS طازج وخزنها على حرارة 4 درجات مئوية حتى يتم استخدامها للتصوير.

2. تشريح الأوتار وإعداد الأنسجة للتصوير

  1. أثناء إمساك القدم بالملقط ، حرك أحد طرفي شفرة المقص الزنبركي (انظر جدول المواد) أسفل وتر العرقوب وتأكد من القطع بالقرب من التقاطع العضلي قدر الإمكان.
  2. أمسك الطرف العضلي المقطوع للوتر بالملقط واستخدم مقص الزنبرك لقطع الوتر بالقرب من العظم قدر الإمكان.
    ملاحظة: إذا لزم الأمر ، استخدم ملقطا للمساعدة في إبعاد وتر العرقوب عن بقية الطرف الخلفي أثناء القطع الأول. تأكد من عدم سحق الأنسجة أو إتلافها ، لأنها ستؤثر على محاذاة الكولاجين أثناء التصوير.
  3. للتغلغل والحصول على بقعة نووية مضادة ، اغمر الوتر المقطوع في PBT (1٪ Triton-X في PBS) مع 0.1٪ Draq5 (تركيز المخزون ، 5 ملي مولار ، انظر جدول المواد). ضع الوتر في أنبوب طرد مركزي دقيق سعة 2 مل ، وأضف 1 ميكرولتر من Draq5 إلى 1 مل من PBT. احتضن بين عشية وضحاها في RT على هزاز. نظرا لأن Draq5 حساس للضوء ، قم بتغطية أنابيب أجهزة الطرد المركزي الدقيقة بورق الألمنيوم وحماية العينات من الضوء.
  4. قبل التصوير ، قم بإزالة محلول Draq5 واستبدله ب dPBS. تأكد من الاستمرار في حماية العينة من الضوء.
    تنبيه: يحتوي Draq5 على سمية من الفئة الثالثة ويعتبر خطيرا وفقا لمعيار اتصالات المخاطر OSHA. تجنب ملامسة وتخلص منها في حاوية نفايات موسمية.
  5. باستخدام أداة ثقب الخزعة بقطر داخلي يبلغ 6 مم ، قم بقص قطعة من رغوة الجل (انظر جدول المواد) وضعها في طبق بتري صغير مقاس 60 × 15 مم. أضف ddH2O إلى الطبق للسماح لرغوة الجل بالتمدد.
  6. ضع وتر العرقوب المقطوع على رغوة الجل. باستخدام غطاء لاصق على الغسالة ، ضع الغسالة بحذر فوق الوتر حتى يتلامس الغطاء مع الأنسجة. لتجنب المشكلات عند التصوير ، تأكد من عدم وجود فقاعات هواء بين العينة والغطاء. إذا لزم الأمر ، أضف المزيد من ddH2O إلى الطبق لتغطية العينة والغسالة بالغطاء.

3. التصوير بمجهر متعدد الفوتون

  1. باستخدام مجهر ليزر متعدد الفوتون FVMPE-RS ، هدف 25x يمكن غمره في الماء ، والليزر النبضي HPDS-O IR ، والليزر النبضي بالأشعة تحت الحمراء (انظر جدول المواد) ، حدد العينة ومنطقة الاهتمام التي سيتم تصويرها باستخدام مسار ضوء EPI. بمجرد تحديد موقع العينة ، اضبط الكاميرا على الطرف العضلي أو الطرف البطاني لوتر العرقوب.
  2. قم بتبديل مسار الضوء إلى LSH ، واضبط إعداد ليزر الأشعة تحت الحمراء في Laser 2 على 840 نانومتر ، وقم بالمحاذاة بنشاط. اضبط قوة الجهد العالي لتتمكن من رؤية الأنسجة وإشارة SHG ، دون تجاوز 20٪. لا تضبط الكسب وحافظ على الإزاحة تساوي 0.
  3. بعد ذلك، قم بتكوين معلمات z-stack للحصول على نماذج الصور. استخدم حجم مسح ضوئي 1024 × 1024 واضبط حجم الخطوة على 0.4 ميكرون. تتكون الأكوام Z ، في المتوسط حوالي 150 شريحة ، وتبدأ من الغلاف الخارجي وتتحرك نحو مركز الوتر حتى لا تكون إشارة SHG واضحة ، مما ينتج عنه أقسام بصرية سهمية13.
  4. اضبط طاقة الليزر على وضع Bright Z للسماح بتوحيد الكشف عن الإشارة. بمجرد إنشاء معلمات بدء / إيقاف المكدس Z ، اضبط شدة الليزر من 4 في بداية التصوير و 6 في نهاية التصوير. يساعد هذا في الحفاظ على الاتساق في إشارات SHG حيث يصور النطاق بشكل أعمق في الأنسجة.
  5. بمجرد إنشاء مكدسات z، قم بمعالجتها بشكل أكبر في ImageJ/FIJI لإنشاء فيلم من المقاطع البصرية في الاتجاه العرضي. للقيام بذلك ، افتح برنامج ImageJ / FIJI14 وانقر فوق Image > Stacks > Reslice. سيسمح لنا ذلك بالحصول على رؤية عرضية لوتر العرقوب ، مما يكشف عن التشكل النجمي لخلايا العرقوب واتجاهها في مصفوفة الكولاجين.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هذا البروتوكول مفيد لتوصيف خلايا الأوتار ومصفوفتها خارج الخلية (ECM) بعد الإصابة أو أثناء التطور أو في حالة طفرة. من خلال التشريح الدقيق وإعداد العينة ، يمكن إنشاء مقاطع فيديو z-stack من خلال الأنسجة في اتجاه سهمي (فيديو 1 وفيديو 2). باستخدام ImageJ / FIJI لمعالجة الصور وإعادة تقطيعها ، يتم إنشاء عرض عرضي لوتر العرقوب (مقاطع الفيديو 3 والفيديو 4). يكشف هذا عن التشكل النجمي للخلايا الوترية ويمكننا من مراقبة بنيتها الفريدة داخل مصفوفة الكولاجين الكثيفة.

من خلال استخدام الفحص المجهري متعدد الفوتون والاستفادة من الخصائص البلورية غير المتماثلة المركزية للكولاجين الليفي I ، تم إنشاء صور مقطع بصري عالية الدقة تلتقط كل من خلايا الأوتار ومصفوفاتها. يتم عزل هذه المقاطع البصرية عن مكدسات z لكل من BHLHE40 +/-; Scx-GFP و BHLHE40 -/-; الفئران Scx-GFP (الشكل 1 أ ، ب ، على التوالي). الأقسام مأخوذة من المكدس السهمي الأصلي الذي تم إنشاؤه بواسطة التصوير 2-P ومن مكدس z المعاد تقطيعه الذي تم إنشاؤه باستخدام ImageJ / FIJI. بالإضافة إلى ذلك ، يمكننا أيضا استخدام طريقة التصوير هذه لتحليل أي اختلافات محتملة في تنظيم الكولاجين ، والتشكل الخلوي ، وما إلى ذلك ، بين الفئران.

figure-results-1
الشكل 1: القسم البصري من BHLHE40 +/- ؛ Scx-GFP و BHLHE40 -/-; وتر الفأر Scx-GFP. تم التقاط Z-stack باستخدام مجهر متعدد الفوتونات. (أ) تظهر المقاطع البصرية المكتسبة من المكدس Z إشارة SHG وخلايا GFP+/Draq5+ في BHLHE40 +/-؛ Scx-GFP (P30 ، أنثى ، 14.68 جم) و (B) BHLHE40 -/- ؛ Scx-GFP (P30 ، أنثى ، 12.16 جم). تحتوي الأقسام السهمية على إشارة SHG مضمنة بينما لا تحتوي المقاطع المستعرضة على ذلك. تم تلبوخ العينات باستخدام Draq5. يلتقط SHG مصفوفة الكولاجين في الأنسجة. شريط المقياس = 10 ميكرومتر. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

الفيديو 1: مقاطع فيديو Z-stack للعرض السهمي ل BHLHE40 +/- ؛ وتر الفأر Scx-GFP. تم التقاط Z-stack باستخدام مجهر ثنائي الفوتون. يظهر الفيديو المنظر السهمي لوتر العرقوب. تم تلبوخ العينات باستخدام Draq5. يلتقط SHG مصفوفة الكولاجين في الأنسجة. الرجاء النقر هنا لتنزيل هذا الفيديو.

فيديو 2: مقاطع فيديو Z-stack للعرض السهمي ل BHLHE40 -/-; Scx-GFP فأر وتر العرقوب. تم التقاط Z-stack باستخدام مجهر ثنائي الفوتون. يظهر الفيديو المنظر السهمي لوتر العرقوب في فأر KO فارغ BHLHE40. تم تلبوخ العينات باستخدام Draq5. يلتقط SHG مصفوفة الكولاجين في الأنسجة. الرجاء النقر هنا لتنزيل هذا الفيديو.

الفيديو 3: مقاطع فيديو Z-stack للعرض العرضي ل BHLHE40 +/- ؛ وتر الفأر Scx-GFP. تم التقاط Z-stack باستخدام مجهر ثنائي الفوتون. يظهر الفيديو المنظر العرضي لوتر العرقوب. تم تلبوخ العينات باستخدام Draq5. يلتقط SHG مصفوفة الكولاجين في الأنسجة. الرجاء النقر هنا لتنزيل هذا الفيديو.

فيديو 4: مقاطع فيديو Z-stack للعرض العرضي ل BHLHE40 -/-; Scx-GFP فأر وتر العرقوب. تم التقاط Z-stack باستخدام مجهر ثنائي الفوتون. يظهر الفيديو المنظر العرضي لوتر العرقوب في فأرة KO فارغة BHLHE40. تم تلبوخ العينات باستخدام Draq5. يلتقط SHG مصفوفة الكولاجين في الأنسجة. الرجاء النقر هنا لتنزيل هذا الفيديو.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تقدم هذه المقالة طريقة لتحضير وتشريح وتصوير وتر العرقوب للفأر ، باستخدام الخصائص البلورية غير المتماثلة المركزية لوتر ECM. تتضمن الخطوات الرئيسية في تحضير الأنسجة نفاذية البقع المضادة وضمان وضع الأنسجة بشكل صحيح في طبق بتري أثناء التصوير. بدلا من Draq5 ، يمكن استخدام Hoechst 33258 عند تخفيف 1: 100,00013 ، ولكن يفضل Draq5 لنفاذيته العالية وثباته الضوئي والحد الأدنى من التبييض الضوئي. يعد وضع الأنسجة بشكل صحيح أمرا بالغ الأهمية لتجنب الفقاعات بين الغطاء والوتر ، حيث يمكن أن يؤثر الاتجاه غير الصحيح على الصور الناتجة.

بالمقارنة مع طرق الفحص المجهري الأخرى ، يتيح الفحص المجهري للجيل التوافقي الثاني (SHG) التقاط ألياف الكولاجين وخلايا الأوتار داخل المصفوفة10. إلى جانب البقع المضادة ، تسمح هذه البيانات بتحليل كيفية تأثير التطور أو الإصابات أو الطفرات على بنية الأوتار. يسمح إنشاء صور ثلاثية الأبعاد لوحدة التحكم في الوتر بمراقبة المقاطع البصرية أثناء مرورها عبر الوتر. في حين أن تقنية الفوتون المتعدد توفر اختراقا فائقا للأنسجة ، إلا أنها لا تزال تواجه قيودا في التصوير من خلال وتر العرقوب بأكمله ، مما يستلزم تقنيات إضافية مثل التقسيم. ومع ذلك ، تتيح هذه الطريقة إنتاج ما يقرب من 150 قسما بصريا بوضوح 0.4 ميكرون ، وتجنب اضطراب الأنسجة من خلال التقسيم.

باختصار ، تقدم هذه الطريقة رؤى قيمة حول توصيف نمو الأوتار والإصابات والشفاء والشيخوخة ، من خلال تصوير خلايا الأوتار و ECM باستخدام الفحص المجهري متعدد الفوتونات. يوفر استخدام التصوير متعدد الفوتون للأقسام البصرية ومقاطع الفيديو z-stack في جميع أنحاء الأنسجة فهما أفضل للتغيرات في مورفولوجيا الأوتار في ظل الظروف التجريبية.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يشكر المؤلفون جينا غالواي وأعضاء مختبر غالواي على دعمهم وتشجيعهم في تطوير هذه البروتوكولات واستكشاف الأخطاء وإصلاحها.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
0.5 م EDTA درجة الحموضة 8.0InvitrogenAM9262
2 مل أنابيب الطرد المركزي الدقيقة الولاياتالمتحدة الأمريكية العلمية1620-2700
20 مل قارورة تلألؤSigma-AldrichZ190527-1PAK
المجهرالإلكتروني بارافورمالدهايد50-980-487استخدم أمبول PFA لإنشاء محلول PFA
خزعة لكمة6 مم Ted Pella Inc. 15111-60
60 × 15 مم طبق
BHLHE40 الضربة القاضية الفارغة أو الفئران المتغايرة الزيجوت في خلفية Scx-GFP  معرف مختبر جاكسونJAX # 029732معرف MGI # 3717419
CoverslipsFisher12-544-Fيمكن استخدام أي غطاء يمتد على مساحة غسالة M20
dPBSGibco14190144
Draq5ABCAMab108410
مقص ناعم 21 مم أدواتالعلوم الدقيقة14060-10
ليزر FVMPE-RS متعدد الفوتون مسح المجهرأوليمبوس
جلفوم الإسفنج المعقم حجم 50  فايزر00009-0323-01
INSIGHT X3-OL IR ليزر نابضأوليمبوس
مايتاي HPDS-O IR ليزر نابضأوليمبوس
(1x)InvitrogenAM9625تمييع 10x PBS في ماء مللي Q للحصول على محلول 1x
غسالة مسطحة من الفولاذ المقاوم للصدأ M20   ؛McMaster-Carr
Triton X-100MP Biomedicals807426تمييع Triton X-100 في dPBS للحصول على محلول 1
مقص زنبركي Vannas 4 مم أدواتالعلوم الدقيقة15018-10
XLPlan N 25X WMP Lens
4٪ علوم 4٪ أداة بتري فوسفات مخزن ٪

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sharma, P., Maffulli, N. Tendon injury and tendinopathy: healing and repair. The Journal of Bone and Joint Surgery. 87 (1), 187-202 (2005).
  2. Kadler, K. E., Holmes, D. F., Trotter, J. A., Chapman, J. A. Collagen fibril formation. The Biochemical Journal. 316 (Pt 1), 1-11 (1996).
  3. Butler, D. L., Grood, E. S., Noyes, F. R., Zernicke, R. F. Biomechanics of ligaments and tendons. Exercise And Sport Sciences Reviews. 6, 125-181 (1978).
  4. Tsai, S. L., Nödl, M. T., Galloway, J. L. Bringing tendon biology to heel: Leveraging mechanisms of tendon development, healing, and regeneration to advance therapeutic strategies. Developmental Dynamics: An Official Publication of the American Association of Anatomists. 250 (3), 393-413 (2020).
  5. Subramanian, A., Schilling, T. F. Tendon development and musculoskeletal assembly: emerging roles for the extracellular matrix. Development (Cambridge, England). 142 (24), 4191-4204 (2015).
  6. Lin, T. W., Cardenas, L., Soslowsky, L. J. Biomechanics of tendon injury and repair. Journal of Biomechanics. 37 (6), 865-877 (2004).
  7. Riley, G. P., Harrall, R. L., Constant, C. R., Chard, M. D., Cawston, T. E., Hazleman, B. L. Tendon degeneration and chronic shoulder pain: changes in the collagen composition of the human rotator cuff tendons in rotator cuff tendinitis. Annals of the Rheumatic Diseases. 53 (6), 359-366 (1994).
  8. Bobzin, L., Roberts, R. R., Chen, H. J., Crump, J. G., Merrill, A. E. Development and maintenance of tendons and ligaments. Development (Cambridge, England). 148 (8), dev186916(2021).
  9. Hodgson, R. J., O'Connor, P. J., Grainger, A. J. Tendon and ligament imaging. The British Journal of Radiology. 85 (1016), 1157-1172 (2012).
  10. Williams, R. M., Zipfel, W. R., Webb, W. W. Interpreting second-harmonic generation images of collagen I fibrils. Biophysical Journal. 88 (2), 1377-1386 (2005).
  11. Centonze, V. E., White, J. G. Multiphoton excitation provides optical sections from deeper within scattering specimens than confocal imaging. Biophysical Journal. 75 (4), 2015-2024 (1998).
  12. Franchi, M., Trirè, A., Quaranta, M., Orsini, E., Ottani, V. Collagen structure of tendon relates to function. The Scientific World Journal. 7, 404-420 (2007).
  13. Grinstein, M., Dingwall, H. L., O'Connor, L. D., Zou, K., Capellini, T. D., Galloway, J. L. A distinct transition from cell growth to physiological homeostasis in the tendon. eLife. 8, e48689(2019).
  14. Rueden, C. T., Schindelin, J., Hiner, M. C., et al. ImageJ2: ImageJ for the next generation of scientific image data. BMC Bioinformatics. 18, 529(2017).

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

الفيديو قريباً

مقالات ذات صلة