يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

مزيج من جزء الأوعية الدموية اللحمية المعزولة ميكانيكيا وهيدروجيل الفيبرين: بروتوكول معالجة

1.4K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/65860

⸱

نوفمبر 17, 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Triemli City Hospital Zurich, 2Department of Plastic Surgery and Hand Surgery, University Hospital Zurich, University of Zurich, 3Institute for Human Tissue Restoration, Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Yonsei University College of Medicine

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

يوفر الجزء الوعائي اللحمي المعزول ميكانيكيا (SVF) بالاشتراك مع هيدروجيل الفيبرين حاملا سهلا وفعالا للخلايا اللحمية المشتقة من الدهون القابلة للحياة لمختلف المؤشرات ، بما في ذلك هندسة الأنسجة و / أو أغراض التئام الجروح. هنا ، نقدم إعداد بنية هيدروجيل SVF (mSVF) - الفيبرين الميكانيكية للبحث الانتقالي والتطبيق السريري.

الملخص

اكتسبت الإمكانات التجديدية للخلايا اللحمية المشتقة من الدهون (ASCs) اهتماما كبيرا في الأبحاث التجديدية والانتقالية. في الماضي ، كان استخراج هذه الخلايا من الأنسجة الدهنية يتطلب عملية قائمة على الإنزيم متعدد الخطوات ، مما أدى إلى مزيج خلايا غير متجانسة يتكون من ACSs وخلايا أخرى ، والتي يطلق عليها مجتمعة الجزء الوعائي اللحمي (SVF). تعد بروتوكولات عزل SVF (mSVF) الميكانيكية التي تم إدخالها مؤخرا أقل استهلاكا للوقت وتتجاوز المخاوف التنظيمية. اقترحنا مؤخرا بروتوكولا يولد mSVF غنيا بالخلايا اللحمية بناء على مزيج من الاستحلاب والطرد المركزي. تتمثل إحدى المشكلات الحالية في تطبيق mSVF لتطبيق علاج الجروح في عدم وجود سقالة توفر الحماية من التلاعب الميكانيكي والجفاف. لقد ثبت أن الهلاميات المائية الفيبرينية هي عامل مساعد مفيد في نقل الخلايا لأغراض التئام الجروح في الماضي. في العمل هنا ، نحدد خطوات التحضير لبناء هيدروجيل mSVF-fibrin كنهج جديد للبحث الانتقالي والتطبيق السريري.

المقدمة

على مدى السنوات القليلة الماضية ، برزت الجراحة التجميلية التجديدية كركيزة إضافية للجراحة التجميلية1. تهدف الجراحة التجميلية التجديدية إلى استعادة الأنسجة التالفة عن طريق نقل العوامل القابلة للذوبان والخلايا والأنسجة التي تم حصادها من المريض لتعزيز استعادة الأنسجة بطريقة طفيفة التوغل2. اكتسبت الخلايا الجذعية المشتقة من الدهون (ASCs) الانتباه بسبب قدرتها على التمايز إلى سلالات متعددة من اللحمة المتوسطة ، مما يجعلها مرشحا واعدا لأبحاث الطب التجديدي3. يعرض ملف تعريف السيتوكين الخاص بهم تأثيرات وعائية ومثبطة للمناعة ومضادة للأكسدة4.

تقليديا ، تم عزل ASCs من الأنسجة الدهنية باستخدام نهج إنزيمي مع كولاجيناز ، مما أدى إلى جزء الأوعية الدموية اللحمية (SVF) ، والذي تم استزراعه لاحقا للحصول على ASCs. هذه التقنيات القائمة على المختبرات مكلفة وتستغرق وقتا طويلا ، والأهم من ذلك أنها تخضع لقيود تنظيمية صارمة ، مما يعقد الترجمة السريرية5،6،7. في المقابل ، تقدم بروتوكولات جزء الأوعية الدموية اللحمية المعزولة ميكانيكيا (mSVF) الفوائد السريرية ليس فقط لتجاوز المشكلات التنظيمية ولكن أيضا لتقليل مخاطر التلوث 8,9.

تم وصف العديد من البروتوكولات لعزل SVF ميكانيكيا10. من بين هؤلاء ، اكتسب بروتوكول التحول الذي نشره Tonnard et al. أكبر قدر من الاهتمام بين الجراحين التجديديين11. يمكن نقل الدهون التي يتم جمعها من خلال إجراءات شفط الدهون القياسية ، والمعروفة باسم شفط الدهون ، بين حقنتين محمولتين متصلتين بجهاز توصيل ، مما ينتج عنه شكل سائل يشار إليه باسم nanofat. تشمل الفوائد الواضحة لبروتوكولات عزل mSVF هذه تقليل وقت المعالجة ، والحد الأدنى من خطر التلوث ، حيث يتم الإجراء بأكمله في بيئة جيدة التحكم ، والترجمة السريرية الفوريةالمحتملة 12.

تشير الأدلة قبل السريرية والسريرية إلى أن خصائص mSVF ، بما في ذلك صلاحية الخلية وخصائص التئام الجروح ، قابلة للمقارنة مع طرق العزل الأنزيمي القياسية12. تم التحقق من صحة إمكانات mSVF في تعزيز التئام الجروح في نماذج الفئران والفئران من خلال الدراسات في الجسم الحي التي أجراها Chen et al. و Sun et al.13,14. ومع ذلك ، هناك نقص في البيانات المتاحة فيما يتعلق بالتئام الجروح في البيئة السريرية. تم الإبلاغ عن نتائج واعدة عندما أجرت مجموعة دراسة عملية زرع دهون ذاتية في مريض يبلغ من العمر 83 عاما أصيب بجرح مع زرع مكشوف في كسر مفتوح في الطرف السفلي15. علاوة على ذلك ، أجرى Lu et al. مقارنة بين mSVF وعلاج الجروح بالضغط السلبي في مجموعة من 20 مريضا يعانون من جروح مزمنة16. كشفت النتائج التي توصلوا إليها أن علاج mSVF أدى إلى ارتفاع معدل التئام الجروح مقارنة بعلاج الجروح بالضغط السلبي16. قامت كلتا الدراستين المذكورتين بحقن mSVF بمفرده أو بالاشتراك مع هلام في منطقة الجرح المستهدفة15,16.

في سيناريو العالم الحقيقي ، يكون التطبيق السريري ل mSVF محدودا بسبب معدلات الامتصاص غير المتوقعة في المواقع المتلقية17,18. تعد السقالات بعلاج لهذه المشكلة ، لأنها تساعد في الاحتفاظ بالخلايا والأوعية الدموية والاندماج في الأنسجة المحيطة19،20،21. الهلاميات المائية الفيبرينية هي أداة شائعة الاستخدام ومعتمدة من إدارة الغذاء والدواء الأمريكية (FDA) تستخدم في التخصصات الجراحية وقد ثبت أنها حامل فعال ل mSVF19. هلام الفيبرين هو مادة بوليمرية حيوية توفر العديد من المزايا في العمل كحامل للخلية: فهي تعرض توافقا حيويا ممتازا ، وتعزز ارتباط الخلية ، وهي قادرة على التحلل بطريقة يمكن التحكم فيها22،24،25. بالإضافة إلى ذلك ، فإنه يوضح الحد الأدنى من رد فعل الجسم الالتهابي والغريب ويتم امتصاصه بسهولة أثناء المسار الطبيعي لالتئام الجروح22. نعتقد أن القدرات التجديدية المتنوعة لخلايا mSVF المذكورة والجمع المفيد مع هيدروجيل الفيبرين يمكن أن يوفر نهجا مبتكرا لتعزيز عمليات التئام الجروح. بشكل عام ، يسمح هذا النهج بالتسليم الموضعي الفعال لخلايا mSVF القابلة للحياة. نقدم بموجب هذا البروتوكول الذي يجمع بين mSVF وهيدروجيل الفيبرين المخصص للتطبيق في أغراض التئام الجروح.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

وقد أجريت هذه الدراسة وفقا لإعلان هلسنكي. قدم جميع المتبرعين البالغين موافقة خطية مستنيرة للسماح بمزيد من استخدام عينات الأنسجة التي تم جمعها. يتبع البروتوكول المبادئ التوجيهية للجنة أخلاقيات البحوث البشرية في مؤسستنا.

1. حصاد الأنسجة الدهنية

  1. حصاد الأنسجة الدهنية عن طريق إجراء شفط الدهون القياسي في تقنية حصاد الدهون التقليدية الموصوفة في المنشورات السابقة26,27. تأكد من استخدام محلول منتفخ يتكون من لاكتات الرنين العادي والإبينفرين بنسبة 1: 200000.
  2. قم بإجراء عملية شفط الدهون باستخدام قنية شفط 4 مم ، تحت ضغط سلبي واهتزاز ، في كيس معقم. نقل الدهون المحصودة إلى المختبر على الفور.

2. mSVF - العزلة

  1. قم بتنفيذ الخطوات التالية (القسمان 2 و 3) في غطاء زراعة الخلايا لتوفير منطقة عمل معقمة. ارتد معطف وقفازات معملية عادية لضمان مستوى السلامة البيولوجية 2.
  2. تحضير وسط الاستزراع: مكمل 500 مل من وسط النسور المعدلة من Dulbecco عالي الجلوكوز (DMEM) مع 50 مل من مصل الأبقار الجنينية (FBS) ، 5 مل من البنسلين والستربتومايسين.
  3. نقل شفط الدهون إلى أنبوب طرد مركزي سعة 50 مل.
  4. انقل شفط الدهون إلى حقنة معقمة سعة 20 مل من Luer-lock وقم بتوصيل موصل 1.4 مم. تأكد من عدم وجود هواء داخل المحقنة.
  5. قم بتوصيل حقنة ثانية سعة 20 مل Luer-lock بالجانب المقابل للموصل مقاس 1.4 مم.
  6. ادفع الأنسجة الدهنية من حقنة إلى أخرى لما مجموعه 30 مرة.
  7. انقل الدهون المستحلبة إلى أنبوب طرد مركزي جديد سعة 50 مل.
  8. طرد مركزي للدهون المستحلبة عند 500 × جم لمدة 10 دقائق.
  9. بعد الطرد المركزي ، تخلص من الطبقة العليا الزيتية. بعد ذلك ، اجمع طبقة mSV المركزية المنقاة. قم بنقله إلى أنبوب طرد مركزي جديد سعة 50 مل وتخلص من المرحلة المائية.
  10. املأ أنبوب الطرد المركزي بوسط استزراع (من الخطوة 2.2) حتى علامة 40 مل.
  11. ضع أنبوب الطرد المركزي في جهاز الطرد المركزي ومرة أخرى جهاز الطرد المركزي عند 500 × جم لمدة 5 دقائق.
  12. اجمع طبقة mSVF الناتجة وانقلها إلى أنبوب طرد مركزي جديد سعة 50 مل.

3. تصنيع mSVF-الفيبرين هيدروجيل

  1. اجمع 100 ميكرولتر من mSVF مع 10 ميكرولتر من الثرومبين (100 وحدة / مل) ، و 10 ميكرولتر من CaCl2 (80 mM) ، و 70 ميكرولتر من حمض الترانيكساميك (100 مجم / مل) في أنبوب معقم سعة 1.5 مل.
  2. استخدم طرف ماصة جديد لإضافة 10 ميكرولتر من الفيبرينوجين (100 مجم / مل) كمكون أخير ، قبل وقت قصير من التطبيق. احذر من ملاحظة بلمرة هيدروجيل في غضون 10-30 ثانية تقريبا.
  3. للتطبيق السريري ، قم بإجراء هذه الخطوة الأخيرة قبل وقت قصير من الإعطاء الموضعي ، ويفضل أن يكون ذلك بجانب السرير. لأغراض تحليلية ، انقلها إلى لوحة ذات 12 بئرا عن طريق الماصة.

4. مقايسة الجدوى والأنسجة

  1. ماصة 200 ميكرولتر من خليط mSVF-hydrogel من الخطوة 3.3 في بئر واحد من لوحة 12 بئرا.
  2. ماصة 100 ميكرولتر من مجموعة mSVF (الخطوة 2.12.) في بئر واحد بالإضافة إلى التحكم الإيجابي.
  3. ماصة 200 ميكرولتر من هيدروجيل الفيبرين فقط في بئر واحد كعنصر تحكم سلبي.
  4. ضع لوحة 12 بئرا في حاضنة عادية عند 37 درجة مئوية و 5٪ CO2 لمدة 30 دقيقة.
  5. بعد هذا الوقت ، أضف 1 مل من resazurin (أزرق ألامار ، تركيز 10 ٪ ، مخفف في وسط الثقافة) إلى كل بئر.
  6. بعد الإضافة ، احتضان 12 صفيحة بئر عند 37 درجة مئوية و 5٪ CO2 لمدة 24 ساعة.
  7. بعد 24 ساعة ، قم بقياس شدة التألق الأولى باستخدام قارئ صفيحة مجهرية متعدد الأوضاع لتصوير الخلية باستخدام طول موجة إثارة يبلغ 555 نانومتر وطول موجة انبعاث يبلغ 596 نانومتر.
  8. قم بإجراء قياسات متتالية لشدة التألق في اليومين 3 و 7.
  9. إذا كان التقييم النسيجي ضروريا ، أوقف التجربة في الأيام 1 و 3 و 7 وقم بتثبيت هيدروجيل الفيبرين في 4٪ بارافورمالدهيد عند 4 درجات مئوية لمدة 24 ساعة. بعد التثبيت ، أضف 1٪ محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS) وقم بتخزينه في 4 درجات مئوية.
  10. قم بتضمين الهلاميات المائية في مركب درجة حرارة القطع المثلى (OCT) وقطع الكتل المجمدة بسمك 10 ميكرومتر باستخدام cryostat. تلطيخ المقاطع بمحلول الهيماتوكسيلين ويوزين (H&E) وفقا للبروتوكولات القياسية28.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

مقايسة ريسازورين
قمنا أولا بفحص صلاحية الخلايا في المختبر لخلايا mSVF. لهذا الغرض ، أجرينا مقايسة صلاحية خلية resazurin في الأيام 0 و 3 و 7. يوضح الشكل 1 صلاحية الخلية في الأيام 0 و 3 و 7 من إجمالي أربع عينات. تعمل قيم اليوم 0 كخط أساس وتم تعيينها على أنها 100٪. في اليوم الثالث ، أظهر التحكم الإيجابي (mSVF) انخفاضا طفيفا إلى 78.92٪ (± 5.33٪) ، بينما ظل مزيج mSVF-fibrin hydrogel عند 96.48٪ (±1.89٪). لوحظت اتجاهات مماثلة في اليوم السابع ، حيث تم قياس mSVF بنسبة 77....

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يوفر العزل الميكانيكي ل SVF بديلا أنيقا للنهج الأنزيمي التقليدي ويوفر وصولا واسعا للتطبيق السريري29. في الواقع ، mSVF ، كما هو مقترح في هذه المخطوطة ، هو بالفعل في الاستخدام السريري لعلاج الأنسجة الرخوة من الندوب أو كعامل مساعد للإجراءات التجميلية30. يوفر البروتوكول المقدم هنا طريقة بسيطة للتوصيل الموضعي الفعال لخلايا mSVF القابلة للحياة. في حين أن السيطرة الإيجابية مع خلايا mSVF فقط أظهرت اتجاها نحو انخفاض قيم الامتصاص بعد 7 أيام ، فإن ترك...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

يتم دعم بونغ سونغ كيم من قبل مؤسسة الأبحاث الألمانية (KI 1973/2-1) ومؤسسة نوفارتيس للبحوث الطبية البيولوجية (#22A046).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
12-WellplateSarstedt83.3921
4 & prime ؛ 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI)BiochemicaA1001.0010
50 مل FalconFalcon352070
مناشف ماصة ، عبوتينHalyard89701
Alamar أزرق 25 ملInvitrogenDAL1025
ألبومين ، بقري (BSA)VWR0332-500G
Biotek Cytation 5 قارئ صفيحة دقيقة متعدد الأوضاع لتصوير الخلايا الرشيقة
CaCl2 Sigma-AldrichC5670-500G
Cryostat Microtome
DMEM مع 4,5 جم / لتر جلوكوز ، مع L-Glutamine ، مع بيروفات الصوديومVWR392-0416
DPBSGibco14190-144
EpinephrinSigma-AldrichE4250
مصل الأبقار الجنينيBiowestS181H-500
فيبرينوجين بلازما بشرية 100 مجمسيجما ألدريتش341576-100 مجم
فورمالينفيشر ScientificSF100-4
فورمالين 4٪فورمافيكس1308069
FSC 22-Einbettmedium ، بلاوبيوأنظمة3801481S
هيماتوكسيلين & محلول إيوسينسيجما ألدريتشH3136 / HT110132
جرس مركب s الحل 1000 ملB براونR5410-01
مرسيدس كانولا 4 ممMicroAirePAL-R404LL
NaCl 0.9٪Bbraun570160
OCT تضمين مصفوفة 125 ملCellPathKMA-0100-00A
ParaformaldehydeFisher Scientific10342243
PBS 1٪Sigma-AldrichP4474
PenStrepSigma-AldrichP4333-100ML
Petridish 150mmSarstedt83.1803
Phalloidin-iFluor 488 ReagentAbcamab176753
حقنة معقمة 20 مل LuerHENKE-JECT5200-000V0
حقنة معقمة 30 مل Luer-LockBD10521
الثرومبين من البلازماالبشريةسيجما ألدريتشT6884-100UN
حمض الترانيكساميكأورفا فلتر التوليب السويسري6837093
1.2فلترATLLLL
1.4النسيج الجراحيATLLLL
  التوليب الجراحي

المراجع

  1. Daar, A. S., Greenwood, H. L. A proposed definition of regenerative medicine. J Tissue Eng Regen Med. 1 (3), 179-184 (2007).
  2. Machens, H. G., Mailänder, P. Regenerative medicine and plastic surgery. Chirurg. 76 (5), 474-480 (2005).
  3. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng. 7 (2), 211-228 (2001).
  4. Hassan, W. U., Greiser, U., Wang, W. Role of adipose-derived stem cells in wound healing. Wound Repair Regen. 22 (3), 313-325 (2014).
  5. Gir, P., Oni, G., Brown, S. A., Mojallal, A., Rohrich, R. J. Human adipose stem cells: current clinical applications. Plast Reconstr Surg. 129 (6), 1277-1290 (2012).
  6. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  7. Raposio, E., Ciliberti, R. Clinical use of adipose-derived stem cells: European legislative issues. Ann Med Surg (Lond). 24, 61-64 (2017).
  8. Condé-Green, A., et al. Shift toward mechanical isolation of adipose-derived stromal vascular fraction: Review of upcoming techniques. Plast Reconstr Surg Glob Open. 4 (9), e1017(2016).
  9. Dykstra, J. A., et al. Concise review: Fat and furious: Harnessing the full potential of adipose-derived stromal vascular fraction. Stem Cells Transl Med. 6 (4), 1096-1108 (2017).
  10. Aronowitz, J. A., Lockhart, R. A., Hakakian, C. S. Mechanical versus enzymatic isolation of stromal vascular fraction cells from adipose tissue. Springerplus. 4, 713(2015).
  11. Tonnard, P., et al. Nanofat grafting: basic research and clinical applications. Plast Reconstr Surg. 132 (4), 1017-1026 (2013).
  12. Tiryaki, K. T., Cohen, S., Kocak, P., Canikyan Turkay, S., Hewett, S. In-vitro comparative examination of the effect of stromal vascular fraction isolated by mechanical and enzymatic methods on wound healing. Aesthet Surg J. 40 (11), 1232-1240 (2020).
  13. Sun, M., et al. Adipose extracellular matrix/stromal vascular fraction gel secretes angiogenic factors and enhances skin wound healing in a murine model. Biomed Res Int. 2017, 3105780(2017).
  14. Chen, L., et al. Autologous nanofat transplantation accelerates foot wound healing in diabetic rats. Regen Med. 14 (3), 231-241 (2019).
  15. Lin, Y. N., et al. Fat grafting for resurfacing an exposed implant in lower extremity: A case report. Medicine (Baltimore). 96 (48), e8901(2017).
  16. Deng, C., Wang, L., Feng, J., Lu, F. Treatment of human chronic wounds with autologous extracellular matrix/stromal vascular fraction gel: A STROBE-compliant study. Medicine (Baltimore). 97 (32), e11667(2018).
  17. Chung, M. T., et al. Micro-computed tomography evaluation of human fat grafts in nude mice. Tissue Eng Part C Methods. 19 (3), 227-232 (2013).
  18. Gonzalez, A. M., Lobocki, C., Kelly, C. P., Jackson, I. T. An alternative method for harvest and processing fat grafts: an in vitro study of cell viability and survival. Plast Reconstr Surg. 120 (1), 285-294 (2007).
  19. Kim, B. S., et al. In vivo evaluation of mechanically processed stromal vascular fraction in a chamber vascularized by an arteriovenous shunt. Pharmaceutics. 14 (2), 417(2022).
  20. Dryden, G. W., Boland, E., Yajnik, V., Williams, S. Comparison of stromal vascular fraction with or without a novel bioscaffold to fibrin glue in a porcine model of mechanically induced anorectal fistula. Inflamm Bowel Dis. 23 (11), 1962-1971 (2017).
  21. Mahoney, C. M., Imbarlina, C., Yates, C. C., Marra, K. G. Current therapeutic strategies for adipose tissue defects/repair using engineered biomaterials and biomolecule formulations. Front Pharmacol. 9, 507(2018).
  22. Li, Y., Meng, H., Liu, Y., Lee, B. P. Fibrin gel as an injectable biodegradable scaffold and cell carrier for tissue engineering. ScientificWorldJournal. 2015, 685690(2015).
  23. Malafaya, P. B., Silva, G. A., Reis, R. L. Natural-origin polymers as carriers and scaffolds for biomolecules and cell delivery in tissue engineering applications. Adv Drug Deliv Rev. 59 (4-5), 207-233 (2007).
  24. Jackson, M. R. Fibrin sealants in surgical practice: An overview. Am J Surg. 182 (2 Suppl), 1s-7s (2001).
  25. Swartz, D. D., Russell, J. A., Andreadis, S. T. Engineering of fibrin-based functional and implantable small-diameter blood vessels. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288 (3), H1451-H1460 (2005).
  26. Alharbi, Z., et al. Conventional vs. micro-fat harvesting: how fat harvesting technique affects tissue-engineering approaches using adipose tissue-derived stem/stromal cells. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 66 (9), 1271-1278 (2013).
  27. Coleman, S. R. Structural fat grafts: the ideal filler. Clin Plast Surg. 28 (1), 111-119 (2001).
  28. Feldman, A. T., Wolfe, D. Tissue processing and hematoxylin and eosin staining. Methods Mol Biol. 1180, 31-43 (2014).
  29. Raposio, E., Bertozzi, N. How to isolate a ready-to-use adipose-derived stem cells pellet for clinical application. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 21 (18), 4252-4260 (2017).
  30. Pallua, N., Kim, B. S. Microfat and lipoconcentrate for the treatment of facial scars. Clin Plast Surg. 47 (1), 139-145 (2020).
  31. Pallua, N., Grasys, J., Kim, B. S. Enhancement of progenitor cells by two-step centrifugation of emulsified lipoaspirates. Plast Reconstr Surg. 142 (1), 99-109 (2018).
  32. Lehnhardt, M., et al. Major and lethal complications of liposuction: a review of 72 cases in Germany between 1998 and 2002. Plast Reconstr Surg. 121 (6), 396e-403e (2008).
  33. Shoshani, O., et al. The effect of lidocaine and adrenaline on the viability of injected adipose tissue--an experimental study in nude mice. J Drugs Dermatol. 4 (3), 311-316 (2005).
  34. Girard, A. C., et al. New insights into lidocaine and adrenaline effects on human adipose stem cells. Aesthetic Plast Surg. 37 (1), 144-152 (2013).
  35. Grambow, F., et al. The impact of lidocaine on adipose-derived stem cells in human adipose tissue harvested by liposuction and used for lipotransfer. Int J Mol Sci. 21 (8), 2869(2020).
  36. Xiao, S., et al. Mechanical micronization of lipoaspirates combined with fractional CO2 laser for the treatment of hypertrophic scars. Plast Reconstr Surg. 151 (3), 549-559 (2023).
  37. Zhang, J., et al. Adipose tissue-derived pericytes for cartilage tissue engineering. Curr Stem Cell Res Ther. 12 (6), 513-521 (2017).
  38. Yao, Y., et al. Adipose extracellular matrix/stromal vascular fraction gel: A novel adipose tissue-derived injectable for stem cell therapy. Plast Reconstr Surg. 139 (4), 867-879 (2017).
  39. Williams, S. K., Touroo, J. S., Church, K. H., Hoying, J. B. Encapsulation of adipose stromal vascular fraction cells in alginate hydrogel spheroids using a direct-write three-dimensional printing system. Biores Open Access. 2 (6), 448-454 (2013).
  40. Denost, Q., et al. Colorectal wall regeneration resulting from the association of chitosan hydrogel and stromal vascular fraction from adipose tissue. J Biomed Mater Res A. 106 (2), 460-467 (2018).
  41. Nilforoushzadeh, M. A., et al. Engineered skin graft with stromal vascular fraction cells encapsulated in fibrin-collagen hydrogel: A clinical study for diabetic wound healing. J Tissue Eng Regen Med. 14 (3), 424-440 (2020).
  42. Lin, S. D., et al. Injected implant of uncultured stromal vascular fraction loaded onto a collagen gel: In vivo study of adipogenesis and long-term outcomes. Ann Plast Surg. 76 (Suppl 1), S108-S116 (2016).
  43. Lv, X., et al. Comparative efficacy of autologous stromal vascular fraction and autologous adipose-derived mesenchymal stem cells combined with hyaluronic acid for the treatment of sheep osteoarthritis. Cell Transplant. 27 (7), 1111-1125 (2018).
  44. de Boer, M. T., Boonstra, E. A., Lisman, T., Porte, R. J. Role of fibrin sealants in liver surgery. Dig Surg. 29 (1), 54-61 (2012).
  45. Fuller, C. Reduction of intraoperative air leaks with Progel in pulmonary resection: a comprehensive review. J Cardiothorac Surg. 8, 90(2013).
  46. Ratnalingam, V., Eu, A. L., Ng, G. L., Taharin, R., John, E. Fibrin adhesive is better than sutures in pterygium surgery. Cornea. 29 (5), 485-489 (2010).
  47. Sierra, D. H. Fibrin sealant adhesive systems: a review of their chemistry, material properties and clinical applications. J Biomater Appl. 7 (4), 309-352 (1993).
  48. Rampersad, S. N. Multiple applications of Alamar Blue as an indicator of metabolic function and cellular health in cell viability bioassays. Sensors (Basel). 12 (9), 12347-12360 (2012).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

مزيج من جزء الأوعية الدموية اللحمية المعزولة ميكانيكيا وهيدروجيل الفيبرين: بروتوكول معالجة
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.