يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

إحداث اللدونة طويلة المدى للاستثارة العصبية الجوهرية في الخلايا العصبية في النواة الركبية الجانبية الظهرية

1K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/65950

⸱

سبتمبر 20, 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Unité de Neurobiologie des canaux Ioniques et de la Synapse (UNIS), UMR1072, INSERM, Aix-Marseille University

في هذه المقالة

ملخص

هنا ، نصف بروتوكولا لتحفيز اللدونة طويلة المدى للاستثارة الجوهرية العصبية في الخلايا العصبية المتتابعة من النواة الركبية الجانبية الظهرية المحفوظة في شرائح الدماغ خارج الجسم الحي.

الملخص

لطالما تم الاحتفاظ بالنواة الركبية الجانبية الظهرية (dLGN) لتعمل كمرحل أساسي للمعلومات المرئية التي تنتقل من شبكية العين إلى المناطق القشرية ، لكن النتائج الحديثة تشير إلى التقليل إلى حد كبير من اللدونة الوظيفية للخلايا الرئيسية dLGN. ومع ذلك ، لم يتم استكشاف الآليات الخلوية التي تدعم هذه التغييرات بشكل كامل. هنا ، نبلغ عن بروتوكول للحث على تقوية استثارة الخلايا العصبية الجوهرية على المدى الطويل (LTP-IE) في خلايا ترحيل dLGN الظهرية من شرائح الدماغ الحادة للفئران الصغيرة. يتم تحفيز اللدونة الجوهرية بشكل عام بالتوازي مع اللدونة المتشابكة. ومع ذلك ، في الخلايا العصبية dLGN ، يتم تحفيز LTP-IE بشكل موثوق عن طريق نشاط الارتفاع بتردد 40 هرتز لمدة 10 دقائق. LTP-IE في الخلايا العصبية المرحلية dLGN طويلة الأمد حيث يمكن متابعتها لمدة تصل إلى 40 دقيقة بعد بروتوكول الحث. في الختام ، تقدم نتائج هذه الدراسة أول دليل على تحريض اللدونة الجوهرية في خلايا ترحيل dLGN ، مما يشير بشكل أكبر إلى دور الخلايا العصبية المهادية في اللدونة البصرية المعتمدة على النشاط.

المقدمة

الهدف العام من ورقة الطريقة هذه هو توفير طريقة بسيطة للحث على مرونة طويلة الأمد لاستثارة الخلايا العصبية في الخلايا العصبية المهادية البصرية للفئران في المختبر ، باستخدام وضع المشبك الحالي القياسي لتقنية مشبك التصحيح < فئة الدعم = "xref" >1 ، < فئة الدعم = "xref" >2. الأساس المنطقي وراء تطوير هذه التقنية هو بساطتها وقابليتها للتكرار. الميزة على التقنيات البديلة ، مثل تحفيز المدخلات المشبكية المقترنة أو غير المقترنة بإمكانيات عمل ما بعد المشبكي التي يتم تسليمها بتوقيت معين ، هي موثوقيتها.

< p class = "jove_content">يعتقد تقليديا أن اللدونة في النظام البصري يتم التعبير عنها حصريا على المستوى القشري ، في حين أن النواة الركبية الجانبية الظهرية (dLGN) ، وهي بنية مستقبلة أساسية لمدخلات الشبكية على مستوى المهاد ، تعتبر تقليديا مجرد ترحيل للمعلومات المرئية < فئة sup = "xref">3. ومع ذلك ، فقد تم الطعن في هذا الاستنتاج الأولي من خلال الأعمال الحديثة التي تشير إلى أن هذه النظرة المبسطة لا تصمد لفترة أطول < sup class = "xref" >4 ، < sup class = "xref" >5 ، < sup class = "xref" >6. على سبيل المثال ، لوحظت بالفعل عجز وظيفي في الاستجابة البصرية في المرضى الغمشيين في مرحلة فئة LGN7. بالإضافة إلى ذلك ، تتلقى نسبة كبيرة من الخلايا العصبية لترحيل dLGN في منطقة أحادية العين مدخلات من كل عين ، مما يشير إلى مجهري العين المحتمل لنسبة كبيرة من الخلايا العصبية dLGN < sup class = "xref" >8،< sup class = "xref" >9 ، < sup class = "xref" >10. علاوة على ذلك ، ينتج عن الحرمان الأحادي تحول كبير في هيمنة العين في الخلايا العصبية dLGN < فئة الدعم = "xref" >5 ، < sup class = "xref" > 11 ، < sup class = "xref" >12.

من بين آليات اللدونة الوظيفية التي قد تحدث في تحول هيمنة العين ، تعد مرونة استثارة الخلايا العصبية الجوهرية مرشحا محتملا. في الواقع ، تعبر العديد من مناطق الدماغ بما في ذلك المناطق البصرية عن اللدونة الجوهرية بعد المهام السلوكية المختلفة< sup class = "xref" >13,14. تم الإبلاغ عن اللدونة الجوهرية طويلة المدى في الخلايا العصبية المركزية بعد تحفيز مدخلات الغلوتامات الواردة < فئة الدعم = "xref" >15 ، < sup class = "xref" > 16 ، < sup class = "xref" > 17 ، < sup class = "xref" >18 ، نشاط الارتفاع < فئة الدعم = "xref" > 19 ، < sup class = "xref" >20 ، التحفيز الحسي < فئة الدعم = "xref" >21 أو النشاط التالي أو الحرمان الحسي < فئة الدعم = "xref" >20 ،<فئة سوب = "xref" >22,< فئة الدعم = "xref">23. هنا ، نصف بروتوكولا يسمح بتحريض التقوية طويلة المدى للاستثارة الجوهرية (LTP-IE) في الخلايا العصبية لترحيل dLGN بعد نشاط الارتفاع بتردد 40 هرتز. يتوافق تردد إطلاق النار 40 هرتز مع التردد الذي لوحظ في معظم الخلايا العصبية dLGN في الجسم الحي عند التحفيز البصري < فئة الدعم = "xref" > 24 ، < sup class = "xref" >25.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تم إجراء جميع التجارب وفقا للمبادئ التوجيهية الأوروبية والمؤسسية (توجيه المجلس 86/609 / EEC والمجلس الوطني الفرنسي للبحوث ووافقت عليها السلطة الصحية المحلية (الخدمات البيطرية ، Préfecture des Bouches-du-Rhône ، مرسيليا)).

< p class = "jove_title" >1.

  1. قم بإجراء تجارب باستخدام فئران لونغ إيفانز البالغة من العمر 19-25 يوما من كلا الجنسين (يتراوح وزنها بين 50-90 جم).
  2. قم بإيواء في أقفاص بلاستيكية تقليدية ، مع والدتها وزملائها في القمامة. حافظ على درجة الحرارة ثابتة مع دورة ضوء/ظلام مدتها 12 ساعة والوصول إلى الماء والطعام.
< p class = "jove_title" >2. شرائح حادة من الفئران dLGN

  1. قم بإعداد حلول القطع / الاسترداد والتسجيل خارج الخلية.
    1. لتحضير محلول القطع / الاسترداد ، اخلطي 92 ملي مولار n-methyl-D-glutamine ، 30 ملي NaHCO3 ، 25 ملي مولار D-glucose ، 10 ملي ملي MgCl2 ، 2.5 ملي كلوريد كوتاديوس ، 0.5 ملي كلوريدالكالسيوم 2 ، 1.2 ملي هيهيدراتهيدروهيدروجين 2PO4 ، 20 ملي هيبس ، 5 ملي أسكوربات الصوديوم ، و 3 ملي مولار بيروفات الصوديوم وفقاعات مع 95٪ O2-5٪ CO2 (الرقم الهيدروجيني 7.4). حافظ على محلول القطع باردا أثناء إجراء التقطيع.
    2. تحضير محلول التسجيل (السائل الدماغي النخاعي الاصطناعي ، ACSF) عن طريق خلط 125 ملي كلوريد الصوديوم ، 26 ملي مولار هيدروكلوريدالصوديوم 3 ، 2 ملي كالسيموم2 ، 2.5 ملي كلوريد الكنتاجين ، 2 ملي ملي كلوريد2 ، 0.8 ملي هيدروهيدراتهيدروكسيد 2PO4 ، و 10 ملي مولار D-glucose وموازنته بشكل دائم مع 95٪ O2-5٪ CO2.
  2. قم بإعداد أدوات التشريح ومنصتين جليديتين (<فئة قوية = "xfig" >الشكل 1 أ).
  3. ضع الثلج في الخزان الخارجي واملأ غرفة التقطيع في الاهتزاز بمحلول قطع مثلج (<فئة قوية = "xfig" >الشكل 1 ب).
  4. تخدير بعمق فأر Long Evans الصغير (العمر: P19-P25) مع الأيزوفلوران (5٪). بعد التأكد من أن مخدر بعمق (عن طريق الضغط بإحكام على القدم دون استجابة) ، قم بالقتل الرحيم للحيوان عن طريق قطع الرأس إما بمقص أو مقصلة (حسب عمر / حجم) على مستوى النخاع. ضع الرأس على أول منصة مثلجة وسقي الأنسجة المعزولة كل 10 ثوان بمحلول التقطيع المثلج المؤكسج.
    ملاحظة: يجب إجراء إجراءات التخدير والقتل الرحيم في غرفة منفصلة من منشأة.
  5. قطع فروة الرأس في اتجاه الذيلية ، وباستخدام مقص صغير ، قم بقص الجمجمة بشكل ثنائي. باستخدام ملقط حاد ، افتح الجمجمة واستخرج الدماغ بسرعة من الجمجمة باستخدام ملعقة وضعها على منصة الجليد الثانية.
    ملاحظة: يجب ألا يتجاوز الوقت دقيقتين من قطع الرأس إلى استخراج الدماغ.
  6. قم بعمل جروح في المستوى الأمامي للدماغ على الدماغ بأكمله ؛ الأول لإزالة الجزء الأمامي من القشرة والبصيلات الشمية (انظر <فئة قوية = "xfig" >الشكل 1C) والثانية على مستوى القولون السفلي لإزالة الجزء الخلفي من القشرة والمخيخ.
  7. ألصق كتلة الدماغ على لوحة الاهتزاز مع الجانب المنقاري لأعلى (انظر <فئة قوية = "xfig" >الشكل 1D ، E). سقي الدماغ بانتظام (كل 10 ثوان) أثناء الإجراء بأكمله حتى يتم غمره في غرفة التقطيع في الاهتزاز.
  8. اصنع شرائح رفيعة 350 ميكرومتر تحتوي على dLGN مع الاهتزاز (<فئة قوية = "xfig" >الشكل 1G). قم بإزالة القشرة والحصين من الدماغ المتوسط بقلم رصاص عن طريق سحب هذه الهياكل برفق.
  9. استطاع الشرائح بماصة باستور مكسورة متصلة بمصاصة مطاطية مرنة (<فئة قوية = "xfig">الشكل 1H).
  10. دع الشرائح تتعافى لمدة 20-30 دقيقة في محلول الاسترداد (<فئة قوية = "xfig">الشكل 1I).
فئة

3. الفيزيولوجيا الكهربية لمشبك التصحيح للخلية

الكاملة

ملاحظة: بالنسبة لتسجيلات مشبك التصحيح للخلية الكاملة من الخلايا العصبية لترحيل dLGN ، استخدم مضخم مشبك تصحيح محدد.

  1. قم بتشغيل مضخات الحفارة لجعل محلول ملحي للتسجيل خارج الخلية (انظر التكوين في الخطوة 2.1) متداولا في غرفة التسجيل.
  2. تحضير المحلول داخل الخلايا عن طريق خلط 120 ملي مولار من كلوريد الكلوريد ، 20 ملي كلوريد الهيبيس ، 0.5 ملي مولار EGTA ، 2 ملي ملي كلوريد2 ، 2 ملي مولار Na2ATP و 0.3 ملي NaGTP (درجة الحموضة 7.4).
    ملاحظة: يمكن تحضير المحلول داخل الخلايا مسبقا وحفظه مجمدا عند -80 درجة مئوية. عندما يتم عدم تجميده ، يتم الاحتفاظ بالمحلول عند 4 درجات مئوية.
  3. أضف مانع قناة GABAA ، البيكروتوكسين (التركيز النهائي 100 ميكرومتر) ، ومضاد مستقبلات الغلوتامات المتأين ، كينورينات (2 ملي مولار ، التركيز النهائي) ، إلى المحلول الملحي خارج الخلية.
  4. انقل الشريحة إلى غرفة مغمورة مثبتة على مجهر عمودي. يتم التحكم في درجة حرارة الغرفة عند 30 درجة مئوية ويتم تقويها باستمرار مع aCSF متوازن.
  5. ضع السلك البلاتيني على شكل حرف U على الشريحة وضع الشريحة لتصور dLGN (<فئة قوية = "xfig">الشكل 2 أ).
  6. قم بإعداد ماصات التصحيح من أنابيب زجاجية من البورسليكات المسحوبة باستخدام مجتذب. تأكد من أن ماصات التصحيح تتمتع بمقاومة تتراوح من 5 إلى 10 MΩ عند ملئها بالمحلول داخل الخلايا.
  7. تصور dLGN بتكبير عال (40x أو 60x) وحدد خلية عصبية لتسجيل مشبك التصحيح باستخدام الفحص المجهري للفيديو بالأشعة تحت الحمراء على النقيض التفاضلي (<فئة قوية = "xfig" >الشكل 2 ب). حدد الخلايا العصبية بناء على مظهرها الصحي (أي منتفخة قليلا مع ملامح غشاء حادة).
  8. ضع الماصة اللاصقة على الخلايا العصبية المحددة بضغط إيجابي ثابت باستخدام المعالج الدقيق.
    1. اضبط مكبر الصوت على وضع VC وقم بحقن خطوة جهد 5 مللي فولت. اضبط الجهد على -65 مللي فولت. بعد ذلك ، حرر الضغط الإيجابي للحصول على ختم عالي المقاومة (يتوافق مع تقليل التيار استجابة لخطوات الجهد). استطاع قليلا من خلال الماصة للحصول على عابرين واضحين.
    2. اضبط مكبر الصوت على وضع CC ، وقم بموازنة الجسر للتعويض عن مقاومة الوصول ، واحتفظ بالخلايا العصبية عند -65 مللي فولت.
< p class = "jove_title" >4. الحصول على البيانات

  1. احصل على إشارات بسرعة 20 كيلو هرتز لاكتشاف إمكانات الحركة السريعة بشكل أفضل. اضبط مرشح التمرير المنخفض على 10 كيلو هرتز لإشارات الجهد والتيار.
  2. راقب استثارة الخلايا العصبية خلال فترة تحكم تبلغ حوالي 10 دقائق عن طريق حقن نبضة موجبة للتيار (عادة ~ 80-250 باسكال خلال 500 مللي ثانية) كافية لاستنباط 3-5 إمكانات عمل في ظروف التحكم بتردد 0.1 هرتز.
  3. راقب مقاومة الإدخال للخلايا العصبية طوال التجربة بنبضة سالبة قصيرة من التيار (عادة -20 باسكال خلال 100 مللي ثانية). حافظ على ثبات سعة النبضة الحالية قبل وبعد تحريض LTP-IE.
فئة

5. تحريض LTP-IE

  1. بعد فترة التحكم ، قم بتحفيز LTP-IE عن طريق استنباط قطارات من 15 طفرة يتم استحضارها بواسطة 15 خطوة قصيرة (2-5 مللي ثانية) من تيار إزالة الاستقطاب الذي يتم تسليمه عند 40 هرتز لمدة 10 دقائق.
  2. اختر سعة النبضة الحالية لاستنباط جهد فعل واحد في كل مرة (أي 15 جهد فعل لكل قطار).
    ملاحظة: يتم استنباط كل قطار من 15 مسامير بتردد 0.1 هرتز (أي 60 قطارا و 900 مسامير).

6. تحليل البيانات

ملاحظة: إجراء التحليل هو نفسه قبل (شروط التحكم) وبعد تحريض LTP-IE.

  1. لكل تتبع مسجل ، احسب مقاومة الإدخال (Rin) من استجابة الجهد إلى نبضة التيار السالب الصغيرة التي تم حقنها قبل خطوة اختبار التيار (Rin =خطوة V / Iخطوة). إذا كان هناك تشغيل أو تشغيل لمقاومة الإدخال (أكثر من 10٪) خلال فترة التحكم ، فتجاهل التجربة.
  2. حدد الآثار المسجلة بناء على إمكانات الغشاء قبل أي حقن حالي. احتفظ فقط بالآثار ذات إمكانات غشاء الراحة من -67 إلى -63 مللي فولت.
  3. قم بقياس LTP-IE على مدى 10 دقائق و 20 دقيقة بعد بداية فترة ما بعد الحث عن طريق قياس عدد نقاط الوصول التي أثارها كل نبضة حالية وحساب متوسط كل دقيقة باستخدام روتين محلي الصنع في برنامج تحليل البيانات (راجع الملف التكميلي 1 لروتين Igor Pro). اكتشف المسامير عندما تعبر إشارة الجهد 0 مللي فولت < br / > ملاحظة: يتم التعبير عن LTP-IE على أنه عدد إمكانات الفعل الناتجة عن حقن النبض الحالي بعد بروتوكول الحث مقارنة بما كان عليه قبل (٪). تم إجراء التحليل في -10-0 دقيقة لخط الأساس و +20 / + 30 دقيقة للاختبار.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

تم تسجيل عصبونات dLGN بتكوين الخلية الكاملة، وحُفز LTP-IE عن طريق إطلاق جهد الفعل بتردد 40 Hz لمدة 10 min في وجود مضادات مستقبلات الغلوتامات وGABA الأيونية (الشكل 3A). ولوحظت زيادة بمقدار ثلاثة أضعاف في عدد جهود الفعل بعد 20-30 min من التحفيز (الشكل 3B) دون أي تغيير في مقاومة الدخل، Rin (الشكل 3C). لقد نجح هذا البروتوكول في تحفيز LTP-IE في عصبونات dLGN بشكل موثوق (الشكل 3D)2...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

نبلغ هنا عن تحريض LTP-IE في الخلايا العصبية dLGN التي تم الحفاظ عليها على قيد الحياة في شرائح الدماغ الحادة عن طريق تحفيز الخلايا العصبية المسجلة لاستحضار إمكانات العمل بتردد 40 هرتز لمدة 10 دقائق. هذا البروتوكول سهل التنفيذ في أي مختبر للفيزيولوجيا العصبية لأنه يتطلب الحد الأدنى من المعدات (قطاعة ، مجهر ، مكبر صوت واحد ، لوحة اكتساب واحدة وكمبيوتر). ومع ذلك ، يجب احترام بعض الخطوات الحاسمة من أجل جمع بيانات قيمة. الخطوة الحاسمة الأولى في البروتوكول هي جودة أنسجة المخ. تحتوي شريحة المهاد الصحية على العديد من الخلايا العص...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يعلن المؤلفون عدم وجود تضارب في المصالح.

شكر وتقدير

بدعم من INSERM و CNRS (إلى DD) و AMU (إلى MR) و FRM (DVS20131228768 إلى DD و DEQ20180839583 إلى DD) و NeuroSchool (برنامج "France 2030" عبر A * Midex (مبادرة التميز في جامعة مرسيليا ، AMX-19-IET-004) وتمويل ANR (ANR-17-EURE-0029 إلى AW) ، و ANR (LoGiK ، ANR-17-CE16-0022 إلى DD ، Plastinex ، ANR-21-CE16-013 إلى DD). نشكر A Venture & K Milton على العناية الممتازة بالحيوانات.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
شفرة الاهتزاز الأوتوماتيكية ميكروتومLeicaVT-1200Sالاهتزاز / التقطيع
أنبوب زجاجي البورسليكاتPhymepB-15086-10
وحدة تحكم Typ VLuigs & جهاز التحكم في درجة الحرارةTyp V
برنامج Igorتحليلالمتريات
الموجية الأشعة تحت الحمراء الفحص المجهريللفيديو OlympusXM-10 Camera
KynurenateMerk / SigmaK3375AMPA / NMDA
مستقبلات منخفض الضوضاء نظام الحصول على البياناتAxon - الأجهزة الجزيئيةDigidata 1440Aواجهة تناظرية / رقمية
المتلاعبون الدقيقةLuigs & amp NeumannLN Mini25
Multiclamp 200BAxon - الأجهزة الجزيئيةN / Aمكبر للصوت
المشبك 700BAxon - الأجهزة الجزيئيةN / Aمكبر للصوت PC-100
مجتذبNarishigePC-100مجتذب ماصة
دقيقة PClamp10Axon - الأجهزة الجزيئيةN / Aبرنامج
PicrotoxinAbCamab120315GABAA مستقبلات مانع
شريحة غرفة صغيرة لويجز & نيومانLN Chambre شريحة صغيرة I-IIمغمورة الغرفة
المجهر العموديأوليمبوسBX51 WI
Neumann برنامج مانع متعدد تسجيل مشبك التصحيح

المراجع

  1. Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pflugers Arch. 391 (2), 85-100 (1981).
  2. Sakmann, B., Neher, E. Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable membranes. Annu Rev Physiol. 46, 455-472 (1984).
  3. Wiesel, T. N., Hubel, D. H. Effect of visual deprivation on morphology and physiology of cells in the cat's lateral geniculate body. J Neurophysiol. 26, 978-993 (1963).
  4. Sherman, S. M. The thalamus is more than just a relay. Curr Opin Neurobiol. 17 (4), 417-422 (2007).
  5. Rose, T., Bonhoeffer, T. Experience-dependent plasticity in the lateral geniculate nucleus. Curr Opin Neurobiol. 53, 22-28 (2018).
  6. Duménieu, M., Marquèze-Pouey, B., Russier, M., Debanne, D. Mechanisms of plasticity in subcortical visual areas. Cells. 10 (11), 3162(2021).
  7. Hess, R. F., Thompson, B., Gole, G., Mullen, K. T. Deficient responses from the lateral geniculate nucleus in humans with amblyopia. Eur J Neurosci. 29 (5), 1064-1070 (2009).
  8. Hammer, S., Monavarfeshani, A., Lemon, T., Su, J., Fox, M. A. Multiple retinal axons converge onto relay cells in the adult mouse thalamus. Cell Rep. 12 (10), 1575-1583 (2015).
  9. Morgan, J. L., Berger, D. R., Wetzel, A. W., Lichtman, J. W. The fuzzy logic of network connectivity in mouse visual thalamus. Cell. 165 (1), 192-206 (2016).
  10. Rompani, S. B., et al. Different modes of visual integration in the lateral geniculate nucleus revealed by single-cell-initiated transsynaptic tracing. Neuron. 93 (4), 767-776 (2017).
  11. Sommeijer, J. -P., et al. Thalamic inhibition regulates critical-period plasticity in visual cortex and thalamus. Nat Neurosci. 20 (12), 1715-1721 (2017).
  12. Jaepel, J., Hübener, M., Bonhoeffer, T., Rose, T. Lateral geniculate neurons projecting to primary visual cortex show ocular dominance plasticity in adult mice. Nat Neurosci. 20 (12), 1708-1714 (2017).
  13. Mozzachiodi, R., Byrne, J. H. More than synaptic plasticity: role of nonsynaptic plasticity in learning and memory. Trends Neurosci. 33 (1), 17-26 (2010).
  14. Debanne, D., Inglebert, Y., Russier, M. Plasticity of intrinsic neuronal excitability. Curr Opin Neurobiol. 54, 73-82 (2019).
  15. Sourdet, V., Russier, M., Daoudal, G., Ankri, N., Debanne, D. Long-term enhancement of neuronal excitability and temporal fidelity mediated by metabotropic glutamate receptor subtype 5. J Neurosci. 23 (32), 10238-10248 (2003).
  16. Campanac, E., Gasselin, C., Baude, A., Rama, S., Ankri, N., Debanne, D. Enhanced intrinsic excitability in basket cells maintains excitatory-inhibitory balance in hippocampal circuits. Neuron. 77 (4), 712-722 (2013).
  17. Incontro, S., et al. Endocannabinoids tune intrinsic excitability in O-LM interneurons by direct modulation of postsynaptic Kv7 channels. J Neurosci. 41 (46), 9521-9538 (2021).
  18. Sammari, M., Inglebert, Y., Ankri, N., Russier, M., Incontro, S., Debanne, D. Theta patterns of stimulation induce synaptic and intrinsic potentiation in O-LM interneurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (44), e2205264119(2022).
  19. Cudmore, R. H., Turrigiano, G. G. Long-term potentiation of intrinsic excitability in LV visual cortical neurons. J Neurophysiol. 92 (1), 341-348 (2004).
  20. Nataraj, K., Le Roux, N., Nahmani, M., Lefort, S., Turrigiano, G. Visual deprivation suppresses L5 pyramidal neuron excitability by preventing the induction of intrinsic plasticity. Neuron. 68 (4), 750-762 (2010).
  21. Aizenman, C. D., Akerman, C. J., Jensen, K. R., Cline, H. T. Visually driven regulation of intrinsic neuronal excitability improves stimulus detection in vivo. Neuron. 39 (5), 831-842 (2003).
  22. Desai, N. S., Rutherford, L. C., Turrigiano, G. G. Plasticity in the intrinsic excitability of cortical pyramidal neurons. Nat Neurosci. 2 (6), 515-520 (1999).
  23. Brown, A. P. Y., Cossell, L., Margrie, T. W. Visual experience regulates the intrinsic excitability of visual cortical neurons to maintain sensory function. Cell Rep. 27 (3), 685-689 (2019).
  24. Denman, D. J., Contreras, D. On parallel streams through the mouse dorsal lateral geniculate nucleus. Front Neural Circuits. 10, 20(2016).
  25. Sriram, B., Meier, P. M., Reinagel, P. Temporal and spatial tuning of dorsal lateral geniculate nucleus neurons in unanesthetized rats. J Neurophysiol. 115 (5), 2658-2671 (2016).
  26. Duménieu, M., et al. Visual activity enhances neuronal excitability in thalamic relay neurons. bioRxiv. , (2023).
  27. Chen, C., Regehr, W. G. Developmental remodeling of the retinogeniculate synapse. Neuron. 28 (3), 955-966 (2000).
  28. Sherman, S. M. Thalamus plays a central role in ongoing cortical functioning. Nat Neurosci. 19 (4), 533-541 (2016).
  29. Cudmore, R. H., Fronzaroli-Molinieres, L., Giraud, P., Debanne, D. Spike-time precision and network synchrony are controlled by the homeostatic regulation of the D-type potassium current. J Neurosci. 30 (38), 12885-12895 (2010).
  30. Zbili, M., et al. Homeostatic regulation of axonal Kv1.1 channels accounts for both synaptic and intrinsic modifications in the hippocampal CA3 circuit. Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (47), e2110601118(2021).
  31. Gray, C. M., Singer, W. Stimulus-specific neuronal oscillations in orientation columns of cat visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 86 (5), 1698-1702 (1989).
  32. Galuske, R. A. W., Munk, M. H. J., Singer, W. Relation between gamma oscillations and neuronal plasticity in the visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 116 (46), 23317-23325 (2019).
  33. Inglebert, Y., Aljadeff, J., Brunel, N., Debanne, D. Synaptic plasticity rules with physiological calcium levels. Proc Natl Acad Sci U S A. 117 (52), 33639-33648 (2020).
  34. Blitz, D. M., Regehr, W. G. Timing and specificity of feed-forward inhibition within the LGN. Neuron. 45 (6), 917-928 (2005).
  35. Chrobok, L., Palus-Chramiec, K., Chrzanowska, A., Kepczynski, M., Lewandowski, M. H. Multiple excitatory actions of orexins upon thalamo-cortical neurons in dorsal lateral geniculate nucleus - implications for vision modulation by arousal. Sci Rep. 7 (1), 7713(2017).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

العصبونات المهادية البصريةتسجيل تثبيت الرقعةتحضير شرائح الدماغتهيئة الخلية الكاملةإطلاق جهد الفعللدونة القنوات الأيونيةاللدونة البصرية
إحداث اللدونة طويلة المدى للاستثارة العصبية الجوهرية في الخلايا العصبية في النواة الركبية الجانبية الظهرية
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.