مقالة منهجية

نمذجة جراحة الساد في الفئران

DOI:

10.3791/66050

⸱

ديسمبر 1, 2023

 ,  , 
1Department of Biological Sciences, University of Delaware

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هذه الطريقة نمذجة جراحة إعتام عدسة العين في الجسم الحي عن طريق إزالة خلايا ألياف العدسة من الفئران البالغة وترك كيس المحفظة مع الخلايا الظهارية للعدسة المرفقة (LECs). ثم يتم تقييم الاستجابة للإصابة في أوقات مختلفة بعد الجراحة باستخدام المعايير الجزيئية والمورفولوجية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

جراحة إعتام عدسة العين (CS) هي علاج فعال لإعتام عدسة العين ، وهو سبب رئيسي لإعاقة البصر في جميع أنحاء العالم. ومع ذلك ، يؤدي CS إلى التهاب العين ، وعلى المدى الطويل ، يمكن أن يؤدي إلى عتامة المحفظة الخلفية (PCO) و / أو خلع العدسة مدفوعا بفرط نمو الخلايا الظهارية للعدسة (LECs) بعد الجراحة وتحويلها إلى الخلايا الليفية العضلية و / أو خلايا الألياف الشاذة. ومع ذلك ، فإن الآليات الجزيئية التي يؤدي بها CS إلى الالتهاب و PCO لا تزال غامضة لأن معظم النماذج في المختبر لا تلخص استجابة التئام الجروح ل LECs التي شوهدت في الجسم الحي ، في حين أن النماذج الحيوانية التقليدية لجراحة إعتام عدسة العين ، مثل الأرانب ، لا تسمح بالتلاعب الجيني للتعبير الجيني لاختبار الآليات. في الآونة الأخيرة ، نجح مختبرنا وغيره في استخدام الفئران المعدلة وراثيا لدراسة الآليات الجزيئية التي تدفع تحريض الإشارات المسببة للالتهابات والانتقال الظهاري إلى اللحمة المتوسطة LEC ، مما يؤدي إلى رؤية جديدة لتسبب متلازمة تكيس المبايض. هنا ، نبلغ عن البروتوكول المعمول به لنمذجة جراحة إعتام عدسة العين في الفئران ، والذي يسمح بالتنميط النسخي القوي لاستجابة LECs لإزالة خلايا ألياف العدسة عبر RNAseq ، وتقييم التعبير البروتيني عن طريق التألق المناعي شبه الكمي ، واستخدام أدوات علم الوراثة الحديثة للفأر لاختبار وظيفة الجينات التي يفترض أنها تشارك في التسبب في عقابيل حادة مثل الالتهاب وكذلك التحويل اللاحق ل LECs إلى خلايا ليفية عضلية و / أو خلايا ألياف العدسة الشاذة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

العدسة عبارة عن نسيج شفاف منظم للغاية ينكسر الضوء لإنتاج صورة مركزة بوضوح على شبكية العين1،2،3. هذا العضو المتخصص محاط بغشاء قاعدي غير منقطع (الكبسولة) ، والذي يعزل العدسة عن أجزاء أخرى من العين. يثبت السطح الأمامي الداخلي للكبسولة طبقة أحادية من الخلايا الظهارية للعدسة (LECs) ، والتي تتمايز بعد ذلك عند خط استواء العدسة إلى خلايا ألياف العدسة ، والتي تشكل الغالبية العظمى منالعدسة 3. يحدث إعتام عدسة العين عندما تفقد العدسة شفافيتها بسبب عوامل مثل الشيخوخة والطفرة الجينية والأشعة فوق البنفسجية والإجهاد التأكسدي وصدمة العين4. إعتام عدسة العين هو السبب الرئيسي للعمى في جميع أنحاء العالم ، لا سيما في البلدان التي تعاني من سوء الرعاية الطبية5. ومع ذلك ، يتم الآن علاج هذه الحالة بسهولة عن طريق الاستئصال الجراحي لخلايا العدسة المعتمة عن طريق استحلاب العدسة حيث تتم إزالة كبسولة العدسة المركزية وظهارة العدسة المرفقة ، يليها استخدام مسبار اهتزازي لكسر الكتلة الخلوية للعدسة إلى شظايا أصغر يمكن شفطها ؛ تاركا وراءه حقيبة كبسولة مع بعض LECs الاستوائية المرفقة1. ثم يتم استعادة الرؤية بشكل شائع عن طريق زرع عدسة اصطناعية داخل العين (IOL) بعد الجراحة.

في حين أن جراحة إعتام عدسة العين (CS) هي علاج فعال للغاية وطفيف التوغل لإعتام عدسة العين ، يمكن إعاقة تعافي المريض بعد الجراحة بشكل حاد بسبب تطور التهاب العين5،6،8. يمكن أن يسبب هذا الالتهاب ألما بعد الجراحة ، وذمة شبكية تؤدي إلى انفصال الشبكية ، بالإضافة إلى تفاقم الحالات الالتهابية والتليفية الأخرى مثل التهاب القزحية والزرق4،7،8،9. يتم علاج التهاب العين بعد CS (PCS) بشكل عام باستخدام قطرات العين المضادة للالتهابات التي تعاني من ضعف امتثال المريض أو جراحة إعتام عدسة العين بدون قطرة والتي يمكن أن تؤدي إلى زيادة انتشار العوائم8،10،11. على المدى الطويل ، يمكن أن تتعرض نتائج CS للخطر من خلال تطوير عتامة المحفظة الخلفية (PCO) 12. يحدث PCO عندما تخضع LECs المتبقية بعد الجراحة لاستجابة التئام الجروح ، وتتكاثر ، وتنتقل إلى كبسولة العدسة الخلفية في شهور إلى سنوات تساهم PCS في انسداد بصري ثانوي13,14.

يمثل فهم الآليات الجزيئية التي ينتج بها CS مثل هذه الاستجابات الحادة والمزمنة تحديا كبيرا في هذا المجال ، حيث تعتمد الكثير من الأدبيات التي تبحث في PCO على تحريض تحويل LEC إلى الخلايا الليفية العضلية في الثقافة عن طريق العلاج باستخدام عامل النمو النشط المحول بيتا (TGFβ) 12،15. تعكس نماذج أكياس المحفظة البشرية التي تم إنشاؤها من عدسات الجثث المزروعة في المختبر بشكل أفضل بيولوجيا العدسة PCS حيث يتم استزراع LECs على الغشاء القاعدي الأصلي ولكن يصعب التلاعب بها ميكانيكيا ، ولا تلخص البيئة داخل العين ، وهي متغيرة بطبيعتها بسبب تباين العدسة إلى العدسة (أو الجهة المانحة إلى المانحة)16,17. الأرنب1،18 والرئيسيات غير البشرية19،20في الجسم الحي تتغلب نماذج جراحة الساد على بعض هذه المشكلات ولكن لا يزال من الصعب التلاعب بها للدراسات الآلية. والجدير بالذكر أن دراسة سابقة لتجديد عدسة الثدييات وجدت تجديدا كبيرا للعدسة في غضون أربعة أسابيع بعد إزالة خلايا ألياف العدسة من الفئران ، تاركة الخلايا الظهارية للعدسة والكبسولة وراءها ، بينما لم يحدث أي إعادة نمو للعدسة عند إزالة العدسة بأكملها21,22. قمنا بعد ذلك بتبسيط هذا الإجراء وتحسينه لدراسة الاستجابة الحادة ل LECs لإزالة خلايا ألياف العدسة وتحويلها لاحقا إلى مجموعة مختلطة من الخلايا ذات الخلايا الليفية العضلية وخصائص الخلايا الليفية. 

باستخدام نموذج الفأر هذا لجراحة إعتام عدسة العين ، أظهرنا أن الخلايا الظهارية للعدسة تعيد تشكيل نسخها بشكل كبير بواسطة 6 ساعات PCS لإنتاج العديد من السيتوكينات المسببة للالتهابات23 ، بينما تبدأ في التعبير عن العلامات الليفية في وقت مبكر من 24 ساعة PCS12,23 ، قبل ظهور إشارات TGFβ الكنسي. كشفت التجارب الميكانيكية في الفئران بالضربة القاضية باستخدام هذا النموذج أن تعبير الفبرونيكتين الخلوي بواسطة LECs مطلوب لاستجابة ليفية مستدامة PCS ، ويرجع ذلك على الأرجح إلى دورها في تجميع ECM الليفي وإشارات الخلية12. أظهرت دراسات أخرى أن αVβ8-integrin مطلوب لانتقال LECs إلى الخلايا الليفية العضلية بسبب وظيفتها في تنشيط TGFβ ، وتم تأكيد إمكانات هذا النهج لتحديد الخيوط العلاجية المضادة ل PCO حيث أن مضاد αVβ8-integrin منع أيضا LEC EMT15.

هنا ، نقدم بروتوكولا مفصلا يصف كيفية إزالة خلايا ألياف العدسة من الفئران الحية (الشكل 1 والشكل 4) مع ترك كبسولة العدسة و LECs لنمذجة استجابة LEC لجراحة إعتام عدسة العين.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمت الموافقة على البروتوكول التالي من قبل لجنة رعاية واستخدام المؤسسية بجامعة ديلاوير بموجب البروتوكول # 1039-2021-1. امتثالا لجمعية أبحاث الرؤية وطب العيون (ARVO) لاستخدام في أبحاث العيون والرؤية24 ، لا يمكن إجراء جميع جراحات بقاء العين إلا في عين واحدة. انظر جدول المواد للحصول على تفاصيل حول الكواشف والأدوات المستخدمة في هذا البروتوكول. يوضح الشكل 2 والشكل 3 الطرق البديلة لاستخراج ألياف العدسة وخياطتها.

1.

  1. استخدم أي سلالة فأر مختبرية من النوع البري أو المعدلة وراثيا لها عيون ذات عدسات سليمة لهذا الإجراء.
    1. استخدم الفئران C57BL / 6 كنقطة انطلاق ، حيث أن استجاباتها قابلة للتكرار بشكل كبير على المستويين المورفولوجي والجزيئي25,26.
      ملاحظة: يمكن استخدام C57BL / 6 أو أي سلالة ماوس. في بروتوكول الفيديو ، يتم استخدام ماوس FVB لعرض مرئي أفضل.
    2. إجراء دراسات لاستجابة الطفرات على سلالات الفئران الأخرى مع عناصر تحكم متطابقة مع الإجهاد.
      ملاحظة: مع الممارسة ، يمكن إجراء هذا الإجراء على الفئران التي تعاني عدساتها من إعتام عدسة العين طالما أن كبسولة العدسة سليمة ولم تخضع العدسة لتسييل كبير. انظر دراسة الفئران مع الحذف الشرطي للعدسة لعامل النسخ Sip127.
  2. قم بإجراء هذه الجراحة على الفئران من أي من الجنسين الذين تتراوح أعمارهم بين 8 أسابيع و 24 شهراو 25,26.
    1. قم بإجراء هذه الجراحة في الفئران الأصغر سنا (بعد فتح الجفن) مع الممارسة ، على الرغم من أنها ستكون أكثر صعوبة لأن هذه العيون ستكون أصغر بكثير.
    2. انتبه بشكل خاص للعمليات الجراحية على الفئران المسنة بسبب تحملها المنخفض للتخدير25,26.
      ملاحظة: الاختلافات بين الجنسين في استجابات الجراحة أكثر انتشارا في الفئران المسنة26.

2. إعداد المحاليل والأدوات الجراحية

  1. احصل على عوامل التخدير والمسكنات ، قطرات التمدد ، مشرط معقم يمكن التخلص منه ، # 5 ملقط دومون ، 2-110 ملقط خياطة ، إبر (26 جم 1/2 و 27 جم 45 درجة طرف توزيع منحني 1 بوصة) ، محاقن ، ومحلول ملحي متوازن (BSS).
  2. تعقيم الأدوات الجراحية في الأوتوكلاف.

3. قبل التخدير

  1. قبل التخدير ، أعط الفأر قطرة واحدة من كل من 1٪ أتروبين و 2.5٪ فينيليفرين لتوسيع التلميذ (انظر الشكل 1 أ) للعين التي تخضع لعملية جراحية. ضع مرهما للعيون على العين غير المشغلة لمنع السطح من الجفاف.
    ملاحظة: بيان ARVO حول استخدام في أبحاث العيون24 يسمح فقط لعين واحدة بالخضوع لجراحة البقاء على قيد الحياة ، تاركا العين الأخرى دون أن تمسها حتى يحتفظ بالرؤية. وبالتالي ، فإن جراحات البقاء على قيد الحياة تكون دائما من جانب واحد. ومع ذلك ، يمكن تشغيل العين المقابلة غير المشغلة قبل التضحية مباشرة لإنشاء ضوابط "Time Zero" متطابقة مع.
  2. تأكد من أن قطرات العين لا تتدفق على وجه الفأر وتدخل الأنف ، لأن ذلك يمكن أن يعيق تنفسه.
  3. تحضير حقنة مع BSS معقمة باستخدام إبرة معقمة 26 G 1/2. قم بتركيب المحقنة بطرف توزيع حاد معقم 27 جم 45 درجة من 1 بوصة (يشار إليه باسم طرف الاستغناء أدناه).

4. التخدير

  1. بعد قطرات العين ، قم بتخدير الفأر بحقن داخل الصفاق من محلول زيلازين / كيتامين / أسيبرومازين (35 مجم / كجم ، 80 مجم / كجم ، و 0.5 مجم / كجم) (الشكل 1 ب).
    ملاحظة: قد لا يكون التخدير المستنشق ممكنا ما لم يكن من الممكن استخدام مخروط الأنف المتخصص للسماح بالوصول إلى العين اللازمة للجراحة.

5. إجراء شق

  1. بمجرد أن يكون الفأر تحت التخدير تماما ، كما تم قياسه من خلال عدم وجود منعكس قرصة إصبع القدم ، وتوسع بؤبؤ العين تماما (2 مم) (الشكل 4 أ) ، يكون الفأر جاهزا للجراحة.
    1. انقل الماوس المخدر إلى مرحلة المجهر الضوئي المركب الذي يقوم بتشريح الضوء. استخدم وسادة تسخين للتأكد من أن الماوس لديه تنظيم حراري كاف واستخدم ستائر معقمة.
    2. عرض العين تحت التكبير 10x-20x باستخدام مجهر تشريح (انظر جدول المواد للحصول على التفاصيل).
  2. قم بعمل شق 1-1.5 مم في وسط القرنية باستخدام مشرط جراحي معقم. تأكد من أن الشق يمتد عبر القرنية ويشق كبسولة العدسة الأمامية (الشكل 1C والشكل 4B).

6. فصل ألياف العدسة عن كيس المحفظة

  1. أمسك المحقنة بطرف صرف يحتوي على BSS معقم واطرد برفق 1 قطرة من BSS فوق القرنية لتبليل السطح لمزيد من التلاعب.
  2. افصل كتلة ألياف العدسة عن كبسولة العدسة.
    1. أدخل طرف الاستغناء من خلال شق القرنية المركزي في شق كبسولة العدسة ، ثم حرك الإبرة برفق بحركة دائرية مع تحرير BSS ببطء لفصل الوصلات القمية القمية بين الخلايا الظهارية للعدسة والخلايا الليفية (تشريح مائي) ، مما يؤدي في النهاية إلى طرد كتلة ألياف العدسة (الشكل 1 د).
    2. في معظم الحالات ، ستلتصق كتلة الألياف في النهاية بطرف الاستغناء أثناء هذا الإجراء (الشكل 2 أ). إذا حدث هذا ، فقم بإزالة طرف الاستغناء برفق من داخل العين ؛ ونظيفة بمنشفة معقمة لإزالة هذا الأنسجة. كرر حتى تتم إزالة جميع خلايا ألياف العدسة.
    3. بدلا من ذلك ، استخدم ملقط دقيق (رقم 5 Dumont) لاستخراج نواة العدسة (الشكل 2B). في حالة استخدام هذه الطريقة ، يجب الحرص على أن يتجاوز شق القرنية الأصلي قطر النواة لضمان سهولة إزالتها.
  3. اشطف كبسولة العدسة باستخدام BSS المعقم لإزالة أي ألياف متبقية.
  4. تأكد من ترك كبسولة العدسة داخل العين (الشكل 1E والشكل 4C) من خلال عرض مظهرها الشفاف / الزجاجي من خلال المجهر.

7. نفخ الغرفة الأمامية وخياطة شق القرنية

  1. تضخيم الغرفة الأمامية إلى عمقها الطبيعي عن طريق حقن BSS من خلال شق في الغرفة الأمامية.
    1. أضف مثبطات أو منشطات لمسارات الإشارات التي تهم BSS لاختبار أدوارها في استجابة إصابة العدسة12,15.
      ملاحظة: يمكن أيضا علاج بشكل منهجي باستخدام مثبطات المسار ، والتي قد تكون ضرورية اعتمادا على الحرائك الدوائية لدوران الدواء حيث يتم إعادة توازن الخلط المائي بعد الجراحة15.
  2. قم بخياطة شق القرنية بعقدة مربعة باستخدام خيط نايلون 10-0 بإبرة مدببة ومنحنية 5.3 مم 1/2c (الشكل 1F والشكل 4D-F).
    1. ضع إما غرزة عقدة مربعة واحدة في الجزء المركزي من الشق أو غرزتين مربعتين في كل من النصفين العلوي والسفلي من الشق الأصلي (انظر الشكل 3). يعتمد عدد الغرز على طول شق القرنية.
    2. لا تثقب كل من اللوحات القرنية في وقت واحد. بدلا من ذلك ، أمسك سديلة قرنية واحدة باستخدام ملقط في اليد غير المهيمنة وادفع الإبرة / النايلون من خلالها. بمجرد ثقب جانب واحد من القرنية ، ادفع الإبرة / النايلون من خلال سديلة القرنية التالية. أغلق سدائل القرنية باستخدام غرز عقدة مربعة.

8. رعاية ما بعد الجراحة

ملاحظة: يتم تطبيق مرهم مضاد حيوي موضعي على العين ، ويتم إعطاء عوامل مسكنة. لا تظهر الفئران عادة علامات الضيق بعد الجراحة الأولية. إذا لزم الأمر ، يمكن استخدام نسخة بطيئة الإطلاق من البوبرينورفين.

  1. بعد هذه الجراحة مباشرة ، قم بالخطوات الفرعية التالية.
    1. ضع قطرة واحدة من مرهم العيون الإريثروميسين 0.5٪ مباشرة فوق الخيط. تأكد من تغطية الشق بأكمله بمرهم.
    2. تطبيق البوبرينورفين حقنة داخل الصفاق (0.1 ملغ/ كغ).
  2. اسمح للماوس بالتعافي من التخدير في قفص يوضع على وسادة تدفئة لتحسين الدعم الحراري.
    ملاحظة: راقب بحثا عن علامات الصدمة أو الضيق أو الانزعاج. تشمل بعض العلامات العدوى / الخدش في موقع الجراحة ، والخياطة النازحة ، وفقدان الفراء ، وما إلى ذلك.

9. مراقبة استعادة

  1. راقب تعافي بعد الجراحة حتى يستيقظ من التخدير.
  2. افحص الفئران كل يوم لأول 3 أيام بعد الجراحة.
    ملاحظة: عادة لا تكون هناك حاجة لإزالة الغرز لأن الفئران إما يتم التضحية بها قبل الشفاء التام (2 أسابيع PCS) أو الغرز تسقط تلقائيا.
  3. تطبيق البوبرينورفين عن طريق الفم، حسب الحاجة للتحكم في الألم بعد 4-8 ساعات بعد الجراحة، بجرعة 0.5 ملغ/كغ (في جيلو) أو جرعة 0.1 ملغ/كغ لمن لا يتناولون الطعام. بدلا من ذلك، يتم تطبيق البوبرينورفين ممتد المفعول قبل الجراحة مباشرة.
    ملاحظة: عندما يكون ذلك ممكنا ، يجب استخدام المسكنات الوقائية ، ولكن هذا قد يتطلب تعديلات على بروتوكول المسكن الذي يتطلب مراجعة وموافقة من لجنة رعاية واستخدام المؤسسية.

10. القتل الرحيم

  1. القتل الرحيم للفأر في الوقت المطلوب بعد الجراحة
    1. إزالة العين التي يتم تشغيلها باستخدام العين غير المشغلة كنسيج تحكم ؛ أو إعادة تخدير ، وإجراء جراحة إزالة خلايا ألياف العدسة على العين المقابلة التي لم يتم تشغيلها سابقا ، ثم التضحية بالحيوان على الفور (دون السماح له بالاستيقاظ من التخدير) لتوفير وقت صفر تعمل.
    2. ضمان تشريح سريع وحصاد الأنسجة.
      ملاحظة: تخضع LECs لتغييرات نسخية في غضون دقائق من الجراحة ، لذا فإن الحصاد السريع للأنسجة والتثبيت / التجميد ضروريان عند دراسة استجابات LEC المبكرة للجراحة.

11. إجراء مزيد من التحليل على أنسجة العدسات المحصودة

  1. استخدم الأنسجة التي تم الحصول عليها للتلطيخ المناعي أو تسلسل الحمض النووي الريبي أو زراعة الخلايا أو التحليل الغربي12،15،23،25،26،28. قياس التدفق الخلوي ممكن نظريا أيضا12 ، على الرغم من أن العدد الصغير من LECs في عدسة الماوس (~ 40000) 29 ووجود حطام الخلايا المرتبط بالكبسولة بعد الجراحة يجعل هذا الأمر صعبا.
  2. تلطيخ مناعي
    1. القتل الرحيم للفأر في غرفة عن طريق استنشاق CO2 (4 لتر / دقيقة) من اسطوانة غاز. قم بزيادة معدل التدفق إلى 8-10 لتر / دقيقة بمجرد أن يكون الماوس فاقدا للوعي واستمر في هذا التعرض حتى التوقف التام عن التنفس بالإضافة إلى 1 دقيقة.
      ملاحظة: يمكن القتل الرحيم للفأر باستخدام طريقة مناسبة وفقا لإرشادات AVMA للقتل الرحيم للحيوانات أو وفقا للإرشادات أو السياسات المعتمدة من لجنة رعاية واستخدام المؤسسية.
    2. ضمان التضحية المناسبة من خلال استخدام طريقة ثانوية للقتل الرحيم ، على سبيل المثال ، خلع عنق الرحم.
      ملاحظة: قام مختبر دنكان بالتحقيق في النقاط الزمنية التي تتراوح من دقائق إلى أشهر PCS12،15،23.
    3. بعد التضحية بالفأر بشكل إنساني ، اعزل العين التي تم تشغيلها لتحليلها.
      1. امسك ملقط دقيق في اليد غير المهيمنة للإمساك بالعين التي تم تشغيلها أثناء إمساك المقص الصغير في اليد المهيمنة.
      2. قص العصب البصري والعضلات التي تثبت العين برفق.
        ملاحظة: كن حذرا بشكل خاص في التعامل مع العيون التي خضعت لعملية جراحية مؤخرا مقابل تلك التي كان لديها وقت أطول للشفاء من أجهزة ما بعد الولادة. العيون التي تم تشغيلها مؤخرا أكثر هشاشة من الناحية الهيكلية.
    4. قم بتضمين العين المشرحة في وسائط OCT للتقطيع بالتبريد لاحقا ، والتلوين المناعي ، والفحص المجهري شبه الكمي28,30.
  3. عزل كيس المحفظة مع الخلايا المرتبطة به لتسلسل الحمض النووي الريبي أو زراعة الخلايا أو تحليل اللطخة الغربية
    1. القتل الرحيم للفأر في غرفة عن طريق استنشاق CO2 (4 لتر / دقيقة) من اسطوانة غاز. قم بزيادة معدل التدفق إلى 8-10 لتر / دقيقة بمجرد أن يكون الماوس فاقدا للوعي واستمر في هذا التعرض حتى التوقف التام عن التنفس بالإضافة إلى 1 دقيقة.
    2. ضمان التضحية المناسبة من خلال استخدام طريقة ثانوية للقتل الرحيم ، على سبيل المثال ، خلع عنق الرحم.
    3. إذا كانت هناك حاجة إلى PCS في وقت مبكر (في غضون 1-2 أيام) ، فقم إما بإزالة الغرز قبل استخراج الأنسجة أو إجراء شق آخر في القرنية يتم من خلاله استخراج كبسولة العدسة.
      ملاحظة: في نقاط PCS في وقت لاحق ، من المحتمل أن تكون الغرز قد سقطت ، لذلك ستكون هناك حاجة إلى شق جديد.
  4. حدد موقع كبسولة العدسة الشفافة.
    1. أدخل الملقط الدقيق برفق من خلال فتحة القرنية ، وأمسك الكبسولة ، وقم بإزالتها من الغرفة الأمامية.
    2. ضع الكبسولة في أنبوب طرد مركزي صغير سعة 1.5 مل أو طبق مزرعة لمزيد من التحليل.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

بناء على نتائج هذه الطريقة الجراحية ، استخدم مختبر دنكان نموذج الفأر هذا لجراحة إعتام عدسة العين لبناء مسار وقت استجابة الإصابة للخلايا الظهارية للعدسة بعد الجراحة (الشكل 5). بحلول 6 ساعات بعد الجراحة ، يتم التعبير عن 5٪ من النسخ الظهاري للعدسة بشكل تفاضلي (الشكل 6 أ) ، بما في ذلك تنظيم العديد من جينات الاستجابة المبكرة الفورية والسيتوكينات المسببة للالتهابات23 (الشكل 6 ب). بحلول 24 ساعة PCS ، يتم إعادة تشكيل...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تتطلب هذه التقنية الجراحية معالجة متقدمة للفأر ومهارات جراحية دقيقة تتطلب ممارسة لتطويرها. أصعب ما يمكن إتقانه هو وضع خيوط دقيقة في القرنية لإغلاق الجرح. لنفترض أن المجرب مبتدئ تماما في الخياطة. في هذه الحالة ، يوصى أولا بالتدرب على استخدام الخيط والقماش ، ثم الانتقال إلى التدرب على استخدام خيوط ذات قطر كبير على ثمار صغيرة لإتقان حركات اليد اللازمة لعمل عقدة مربعة جراحية. بعد ذلك ، يجب على المجرب التدرب على عمل شقوق بمشرط ثم خياطة تلك الجروح على الثمار ذات الأحجام المتناقصة (مثل العنب ثم...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تلقى مختبر دنكان دعما ماليا من Pliantx لاختبار العلاجات المضادة لمتلازمة تكيس المبايض باستخدام نموذج الجراحة هذا.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذا العمل من قبل المعهد الوطني للعيون (EY015279 و EY028597) و Delaware INBRE (P20 GM103446).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
0.5٪ إريثرييوميسين مرهم بصري USPBaush Lomb24208-910-55
1٪ محلول كبريتات الأتروبين للعينAmneal60219-1748-2
1٪ محلول بصري تروبيكاميد USPAkorn17478-102-12
10-0 خياطة نايلونEthicon7707G
2.5٪ فينيل إيفرين هيدروكلوريد محلول العين USPAkorn17478-200-12
26 G 1/2 إبر - مستقيمBD PrecisionGlide5111
27 G 45 & deg ؛ طرف الاستغناء عن المثنية 1 "متوازن Harfington
Phoenix57319-555-06
Bupranorphine (0.1 مجم / كجم) APPPharmaceticals401730D
محلولالكلورهيكسيدين
حامل إبرة 2-110داكوورث & أمبير كينت2-110-3E
مقص نويز ، أدواتالعلوم الدقيقةالمستقيمة 12060-02
SMZ800 نيكون نموذج مجهرنيكون
مشرط معقم يمكن التخلص منه رقم 11ريشة2975 # 11
ملاقط # 5 علوم المجهر الإلكتروني دومون72700-D
زيلازين / كيتامين / أسيبرومازين (35 مجم / كجم ، 80 مجم / كجم ، 0.5 مجم / كجم) حلAPP الصيدلانيات401730D
محلول ملحي

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wormstone, I. M., Wormstone, Y. M., Smith, A. J. O., Eldred, J. A. Posterior capsule opacification: What's in the bag. Prog Retin Eye Res. 82, 100905(2021).
  2. Bassnett, S., Shi, Y., Vrensen, G. F. Biological glass: structural determinants of eye lens transparency. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 366 (1568), 1250-1264 (2011).
  3. Danysh, B. P., Duncan, M. K. The lens capsule. Exp Eye Res. 88 (2), 151-164 (2009).
  4. Liu, Y. C., Wilkins, M., Kim, T., Malyugin, B., Mehta, J. S. Cataracts. Lancet. 390 (10094), 600-612 (2017).
  5. Khairallah, M., et al. Number of people blind or visually impaired by cataract worldwide and in world regions, 1990 to 2010. Invest Ophthalmol Vis Sci. 56 (11), 6762-6769 (2015).
  6. Chan, E., Mahroo, O. A., Spalton, D. J. Complications of cataract surgery. Clin Exp Optom. 93 (6), 379-389 (2010).
  7. Taravati, P., Lam, D. L., Leveque, T., Van Gelder, R. N. Postcataract surgical inflammation. Curr Opin Ophthalmol. 23 (1), 12-18 (2012).
  8. Shihan, M. H., Novo, S. G., Duncan, M. K. Cataract surgeon viewpoints on the need for novel preventative anti-inflammatory and anti-posterior capsular opacification therapies. Curr Med Res Opin. 35 (11), 1971-1981 (2019).
  9. El-Harazi, S. M., Feldman, R. M. Control of intra-ocular inflammation associated with cataract surgery. Curr Opin Ophthalmol. 12 (1), 4-8 (2001).
  10. Lindstrom, R. L., Galloway, M. S., Grzybowski, A., Liegner, J. T. Dropless Cataract Surgery: An Overview. Curr Pharm Des. 23 (4), 558-564 (2017).
  11. Assil, K. K., et al. Dropless cataract surgery: modernizing perioperative medical therapy to improve outcomes and patient satisfaction. Curr Opin Ophthalmol. 32 (Suppl 1), S1-S12 (2021).
  12. Shihan, M. H., et al. Fibronectin has multifunctional roles in posterior capsular opacification (PCO). Matrix Biol. 90, 79-108 (2020).
  13. Wormstone, I. M., Wang, L., Liu, C. S. Posterior capsule opacification. Exp Eye Res. 88 (2), 257-269 (2009).
  14. Awasthi, N., Guo, S., Wagner, B. J. Posterior capsular opacification: a problem reduced but not yet eradicated. Arch Ophthalmol. 127 (4), 555-562 (2009).
  15. Shihan, M. H., et al. αVβ8 integrin targeting to prevent posterior capsular opacification. JCI Insight. 6 (21), e145715(2021).
  16. Wormstone, I. M. The human capsular bag model of posterior capsule opacification. Eye (Lond). 34 (2), 225-231 (2020).
  17. Wormstone, I. M., Collison, D. J., Hansom, S. P., Duncan, G. A focus on the human lens in vitro. Environ Toxicol Pharmacol. 21 (2), 215-221 (2006).
  18. Konopińska, J., Młynarczyk, M., Dmuchowska, D. A., Obuchowska, I. Posterior capsule opacification: A review of experimental studies. J Clin Med. 10 (13), 2847(2021).
  19. Koopmans, S. A., et al. Prevention of capsule opacification after accommodating lens refilling: pilot study of strategies evaluated in a monkey model. J Cataract Refract Surg. 40 (9), 1521-1535 (2014).
  20. Koopmans, S. A., et al. Accommodative lens refilling in rhesus monkeys. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47 (7), 2976-2984 (2006).
  21. Call, M. K., Grogg, M. W., Tsonis, P. A. Eye on regeneration. Anat Rec B New Anat. 287 (1), 42-48 (2005).
  22. Call, M. K., Grogg, M. W., Del Rio-Tsonis, K., Tsonis, P. A. Lens regeneration in mice: implications in cataracts. Exp Eye Res. 78 (2), 297-299 (2004).
  23. Novo, S. G., et al. The immediate early response of lens epithelial cells to lens injury. Cells. 11 (21), 3456(2022).
  24. ARVO Statement for the Use of Animals in Ophthalmic and Vision Research. , https://www.arvo.org/About/policies/arvo-statement-for-the-use-of-animals-in-ophthalmic-and-vision-research/ (2021).
  25. Faranda, A. P., Shihan, M. H., Wang, Y., Duncan, M. K. The aging mouse lens transcriptome. Exp Eye Res. 209, 108663(2021).
  26. Faranda, A. P., Shihan, M. H., Wang, Y., Duncan, M. K. The effect of sex on the mouse lens transcriptome. Exp Eye Res. 209, 108676(2021).
  27. Grabitz, A. L., Duncan, M. K. Focus on molecules: Smad Interacting Protein 1 (Sip1, ZEB2, ZFHX1B). Exp Eye Res. 101, 105-106 (2012).
  28. Shihan, M. H., Novo, S. G., Le Marchand, S. J., Wang, Y., Duncan, M. K. A simple method for quantitating confocal fluorescent images. Biochem Biophys Rep. 25, 100916(2021).
  29. Shi, Y., De Maria, A., Lubura, S., Sikic, H., Bassnett, S. The penny pusher: a cellular model of lens growth. Invest Ophthalmol Vis Sci. 56 (2), 799-809 (2014).
  30. Reed, N. A., Oh, D. J., Czymmek, K. J., Duncan, M. K. An immunohistochemical method for the detection of proteins in the vertebrate lens. J Immunol Methods. 253 (1-2), 243-252 (2001).
  31. Jiang, J., Shihan, M. H., Wang, Y., Duncan, M. K. Lens epithelial cells initiate an inflammatory response following cataract surgery. Invest Ophthalmol Vis Sci. 59 (12), 4986-4997 (2018).
  32. Mamuya, F. A., et al. The roles of αV integrins in lens EMT and posterior capsular opacification. J Cell Mol Med. 18 (4), 656-670 (2014).
  33. Manthey, A. L., et al. The Zeb proteins δEF1 and Sip1 may have distinct functions in lens cells following cataract surgery. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (8), 5445-5455 (2014).
  34. Hupy, M. L., et al. Suppression of epithelial to mesenchymal transition markers in mouse lens by a Smad7-based recombinant protein. Chem Biol Interact. 344, 109495(2021).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

Cataract SurgeryPosterior Capsule OpacificationLens Epithelial CellsMouse Cataract ModelTGF Beta SignalingAlpha V Beta Eight IntegrinMyofibroblast FormationOcular InflammationGenetic ManipulationImmunofluorescence Analysis

مقالات ذات صلة