مقالة منهجية

إنشاء نموذج فأر Xenograft مشتق من المريض مع أنسجة الساركوما العظمية البشرية

2K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/66491

⸱

مارس 22, 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Longhua Hospital, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 2Key Laboratory of theory and therapy of muscles and bones, Ministry of Education

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

يصف البروتوكول الحالي طريقة إنشاء نموذج فأر xenograft (PDX) مشتق من المريض باستخدام أنسجة الساركوما العظمية البشرية.

الملخص

الساركوما العظمية هي أكثر أورام العظام الخبيثة الأولية شيوعا لدى الأطفال والمراهقين. على الرغم من وضع خطط علاجية جديدة في السنوات الأخيرة ، إلا أن تشخيص مرضى الساركوما العظمية لم يتحسن بشكل ملحوظ. لذلك ، من الأهمية بمكان إنشاء نموذج قوي قبل السريري بدقة عالية. يحافظ نموذج xenograft المشتق من المريض (PDX) بأمانة على الخصائص الجينية واللاجينية وغير المتجانسة للأورام الخبيثة البشرية لكل مريض. وبالتالي ، تعتبر نماذج PDX أصلية في نماذج الجسم الحي لدراسة أنواع السرطان المختلفة في دراسات التحول. تقدم هذه المقالة بروتوكولا شاملا لإنشاء وصيانة نموذج ماوس PDX يعكس بدقة السمات المورفولوجية للساركوما العظمية البشرية. وهذا ينطوي على الزرع الفوري لأنسجة الساركوما العظمية البشرية التي تم استئصالها حديثا في الفئران التي تعاني من نقص المناعة ، تليها عمليات تمرير متتالية. يعمل النموذج الموصوف كمنصة لدراسة نمو الساركوما العظمية ومقاومتها للأدوية والانتكاس وورم خبيث. بالإضافة إلى ذلك ، فإنه يساعد في فحص العلاجات المستهدفة وإنشاء خطط علاج شخصية.

المقدمة

الساركوما العظمية هي ورم خبيث عظمي أولي مشتق من خلايا الفص بين العظام وهو أكثر شيوعا عند المراهقين وكذلك الأطفال. غالبا ما يحدث في المشاش للحاجز الطويل ويتميز بورم خبيث مرتفع ، ورم خبيث مبكر ، وسوء التشخيص 1,2. ورم خبيث في الرئة هو السبب الرئيسي للوفاة في مرضى الساركوما العظمية. معدل البقاء على قيد الحياة لمدة 5 سنوات للمرضى الذين يعانون من الساركوما العظمية غير النقيلي هو 65٪ -70٪ 3. ومع ذلك ، على مدى السنوات ال 40 الماضية ، لم يتحسن معدل البقاء على قيد الحياة لمدة 5 سنوات (20 ٪ فقط) من المرضى الذين يعانون من الساركوما العظمية النقيلي بشكل ملحوظ ، و 25 ٪ من مرضى الساركوما العظمية لديهم نقائل في وقت التشخيص4. حاليا ، توصلت أدوية الخط الأول لعلاج الساركوما العظمية إلى توافق في الآراء ، ولكن لا تزال هناك اختلافات كبيرة في نظام العلاج الكيميائي ووقت العلاج5. من المهم إجراء تجارب قبل السريرية بناء على النماذج الحيوانية المناسبة للحصول على أنظمة علاج كيميائي أكثر فعالية.

حاليا ، تشمل النماذج المستخدمة بشكل شائع في التجارب قبل السريرية للساركوما العظمية زراعة الخلايا في المختبر القائمة على خط الخلية وفي الطعوم الخارجية المشتقة من الخلايا الحية (CDX) ، بالإضافة إلى الطعوم الخارجية المشتقة من المريض (PDX) 6,7.

خطوط الخلايا ملائمة للزراعة وللاستخدام في الدراسات المختبرية ، أو للزرع في الفئران التي تعاني من نقص المناعة لإنشاء نماذجCDX 8. ومع ذلك ، قد لا تعكس خطوط الخلايا المزروعة في المختبر بدقة عدم تجانس الأورام الخبيثة والخصائص الفردية للمرضى بسبب الطفرات المحتملة التي تحدث للتكيف مع بيئة الثقافة في المختبر أثناء الممرات المتكررة. بالإضافة إلى ذلك ، فإنها تفتقر إلى البيئة المكروية والجهاز المناعي اللازم لنمو الورم وتطوره في الجسم الحي. في حين أن نماذج CDX تقدم بعض المزايا مقارنة بزراعة الخلايا في المختبر ، إلا أنها قد لا تعكس بشكل كامل الخصائص الفردية لمرضى الساركوما العظمية ، على الرغم من أن أنسجة الورم التي تم الحصول عليها من نماذج CDX لها عدم تجانس محدود داخل الورم وتمثيل الجهاز المناعي مقارنة بخطوط الخلايا المزروعة في المختبر9. لذلك ، فإن إنشاء نموذج قبل سريري بدقة عالية أمر بالغ الأهمية.

تتضمن نماذج PDX الزرع الفوري لأنسجة السرطان البشرية التي تم استئصالها حديثا في الفئران التي تعاني من نقص المناعة. تسمح هذه الطريقة بالحفاظ المخلص على الخصائص الوراثية واللاجينية وغير المتجانسة للأورام الخبيثة البشرية لكل مريض ، حتى بعد الممرات المتتالية في الفئران. علاوة على ذلك ، من المعروف أن نماذج PDX تتنبأ بدقة بالنتائج السريرية اللاحقة10 ، مما يجعلها أدوات قيمة لإنشاء علاجات فردية وتطوير أبحاث الطب الدقيق11.

يصف هذا العمل الإجراء الخاص بإنشاء نموذج PDX في الفئران التي تعاني من نقص المناعة عن طريق زرع أنسجة الساركوما العظمية البشرية. تعمل هذه النماذج كمنصات لإجراء التجارب قبل السريرية للساركوما العظمية.

البروتوكول

تمت الموافقة على جميع الدراسات التي تنطوي على الأنسجة البشرية من قبل لجنة مراجعة الأخلاقيات المؤسسية لمستشفى لونغهوا ، التابعة لجامعة شنغهاي للطب الصيني التقليدي (شنغهاي ، الصين) (2013LC52) ، وتم الحصول على موافقة خطية مستنيرة من المرضى وفقا لإعلان هلسنكي. رقم IACUC لهذه الدراسة على هو PZSHUTCM221017013. تم تزويد ذكور الفئران البالغة من العمر أربعة أسابيع CAnN.Cg-Foxn1nu / Crl بأسد مزدوج حمية القوارض المشععة GB 14924.3 ومياه معقمة ، وتم إيواؤها في قفص الفئران IVCs مع خمسة فئران لكل قفص ، في ظل ظروف SPF مع دورة ضوء / مظلمة لمدة 12 ساعة. يتضمن جدول المواد معلومات مفصلة حول جميع المواد والكواشف والأدوات المستخدمة في هذا البروتوكول.

1. إعداد أنسجة الساركوما العظمية البشرية

ملاحظة: في هذه الدراسة ، تم استئصال أنسجة الساركوما العظمية البشرية12 من آفة عظم الفخذ لمريض ساركوما عظمية يبلغ من العمر 15 عاما قبل العلاج الكيميائي.

  1. قم على الفور بتخزين أنسجة الساركوما العظمية التي تم استئصالها حديثا في محلول واقي للأنسجة لزيادة الحفاظ على تنشيط خلايا الساركوما العظمية بعد الشطف بمحلول ملحي فسيولوجي معقم.
    ملاحظة: يجب زرع أنسجة الساركوما العظمية التي تم استئصالها حديثا في الفئران في أسرع وقت ممكن. يمكن تخزينها في محلول واقي الأنسجة لمدة أقصاها 24 ساعة قبل الزرع. يجب أن تكون أنسجة الساركوما العظمية المستخدمة في النمذجة من المرضى الذين لم يتلقوا العلاج الكيميائي. سيكون نشاط الخلايا السرطانية من المرضى الذين تلقوا العلاج الكيميائي ضعيفا ، مما يؤدي إلى فشل إنشاء النموذج وفقدان الدقة العالية.
  2. انقل أنسجة الساركوما العظمية التي تم استئصالها حديثا والمخزنة في المحلول الواقي للأنسجة إلى المختبر في أسرع وقت ممكن.
  3. إعداد الأدوات والمواد التجريبية لإنشاء نموذج PDX: المشارط (الشكل 1 أ) ؛ ملاقط العيون (الشكل 1B ، C) ؛ مقص العيون (الشكل 1 د) ؛ إبرة خياطة (الشكل 1E) ؛ خط خياطة (الشكل 1F) ؛ حامل إبرة مستقيم (الشكل 1 ز) ؛ قلم الوسم (الشكل 1H).
    ملاحظة: تأكد من تعقيم جميع الأدوات الجراحية عن طريق التعقيم قبل الاستخدام.
  4. شطف أنسجة الساركوما العظمية مرتين مع محلول ملحي فسيولوجي معقم مبرد مسبقا في غطاء معقم.
  5. إزالة مناطق من أنسجة الساركوما العظمية مع النزيف والنخر.
  6. قطع أنسجة الساركوما العظمية التي تم تنظيفها إلى 3 مم3 قطع بمشرط في طبق مزرعة يحتوي على محلول ملحي فسيولوجي معقم مبرد مسبقا واحتفظ به على الجليد.

2. إنشاء نماذج PDX عن طريق زرع أنسجة الساركوما العظمية في منطقة جناح الفأر

  1. يجب تطبيق تسكين ميلوكسيكام قبل الجراحة (5 ملغ/كغ/24 ساعة) عن طريق الحقن تحت الجلد في الفئران ووضع الفئران العارية على ستائر جراحية معقمة. توفير الدعم الحراري طوال العملية.
  2. تحفيز التخدير في الفئران عن طريق تعريضها ل 3٪ إيزوفلوران و 97٪ أكسجين. بعد تخدير الفئران تماما ، قم بنقلها إلى مخروط الأنف والحفاظ على التخدير بنسبة 1.5٪ إيزوفلوران و 98.5٪ أكسجين.
  3. اضغط على أصابع القدم للتأكد من تخدير الفئران تماما ، وانتظر لفترة أطول إذا كانت لا تزال هناك تشنجات أو ردود فعل متشنجة.
    ملاحظة: يجب تنفيذ جميع الإجراءات باستخدام معدات معقمة في غطاء معقم. تجنب جفاف الفئران أثناء التخدير عن طريق تطبيق مرهم العيون على عيونهم.
  4. تأمين الماوس في وضع الاستلقاء الجانبي (الشكل 2 أ). تطهير جانب واحد من منطقة جناح الفأر لزراعة أنسجة الساركوما العظمية 3 مرات مع جولات متناوبة من البوفيدون اليود و 70٪ كرات القطن المطهرة من الإيثانول.
    ملاحظة: يتم إجراء التطهير الجراحي في نمط دائري ، يبدأ من المركز ويتصاعد إلى الخارج.
  5. ضع علامة على موقع الشق الجراحي على الجلد بقلم تحديد.
  6. قم بعمل شق 5 مم من الجلد إلى الأنسجة تحت الجلد بمشرط (الشكل 2 ب).
  7. ارفع الجلد الجانبي العلوي من هامش الشق باستخدام ملاقط العيون باستخدام اليد اليسرى ، وقم بإجراء تشريح حاد لأعلى تحت أدمة الفئران باستخدام حامل إبرة مستقيم باستخدام اليد اليمنى (الشكل 2C).
  8. امسك جلد الجانب العلوي من الشق بملاقط العيون باستخدام اليد اليسرى ، وضع أنسجة الساركوما العظمية تحت الجلد حوالي 5 مم فوق هامش الشق باستخدام ملاقط العيون باستخدام اليد اليمنى لزرع أنسجة الساركوما العظمية (الشكل 2 ج).
    ملاحظة: تأكد من زرع أنسجة الساركوما العظمية أسفل أدمة الجلد مباشرة. يتم إجراء تشريح حاد باستخدام ملقط تشريح مستقيم وغير حاد ، مثل حامل إبرة مستقيم ، لتجنب اختراق التجويف الصدري للفأر أثناء العثور على طبقة الأدمة من جلد الفأر.
  9. خيط الشق باستخدام خياطة قابلة للامتصاص مع 2-3 غرز لشق 5 مم (الشكل 2 د).
  10. أعد الفئران إلى أقفاص نظيفة وراقبها حتى تتعافى تماما من التخدير.
    ملاحظة: تم تعيين PDX الذي تم إنشاؤه عن طريق زرع أنسجة الساركوما العظمية البشرية على أنه الممر 0 (P0) ، تم تعيين PDX الذي تم إنشاؤه عن طريق زرع نسيج PDX في P0 على أنه الممر 1 (P1) ، متبوعا ب P2 و P3.

3. جمع أنسجة الورم PDX

  1. قياس حجم الورم مرة واحدة في الأسبوع. عندما يصل حجم الورم إلى 1500 مم3 ، القتل الرحيم للفئران باستخدام طريقة خلع عنق الرحم بعد استنشاق CO2 . تشمل نقاط النهاية الإنسانية تقرح الورم أو مشاكل في حركة الأطراف الأمامية.
    ملاحظة: قم بقياس القطر الطويل (أ) والقطر القصير (ب) للورم باستخدام الفرجار. احسب حجم الورم (V) باستخدام الصيغة: V = 1/2 × a × b2.
  2. ضع الماوس بشكل جانبي لكشف الورم ، وقم بتطهير الجلد في موقع الورم باستخدام كرة قطنية مبللة بالكحول.
  3. استخدم مقص العيون لفصل الورم بأكمله. وزن كتلة الورم باستخدام ميزان إلكتروني.

4. الفحص المرضي لأنسجة الورم السريرية الأولية و PDX

  1. ثبت أنسجة الورم13 في أنبوب سعة 50 مل يحتوي على 30 مل من محلول الفورمالين المخزن المحايد بنسبة 10٪ لمدة 24 ساعة. شطف أنسجة الورم جيدا بالماء المتدفق لإزالة المثبت.
  2. تجفيف وتضمين أنسجة الورم في البارافين14.
  3. شريحة أنسجة الورم وإجراء الفحص النسيجي الروتيني15.

النتائج

يصف هذا البروتوكول الإجراء التفصيلي لإنشاء نموذج فأر PDX ، مع الحفاظ على السمات المورفولوجية للساركوما العظمية البشرية بعد الزرع الفوري لأنسجة الساركوما العظمية البشرية التي تم استئصالها حديثا والممرات المتتالية في الفئران. هنا ، تم إنشاء نموذج فأر PDX بنجاح باستخدام أنسجة الساركوما العظمية البشرية.

يوضح الشكل 3 أ فأرا تمثيليا ل PDX عند P0 ، بعد شهرين من زرع أنسجة الساركوما العظمية الفخذية من مريض يبلغ من العمر 15 عاما. يصور الشكل 3B فأرا تمثيليا ل PDX في P1 ، بعد شهر واحد من زرع أنسجة PDX في P0. يعرض الشكل 3C فأرا تمثيليا ل PDX في P2 ، بعد شهر واحد من زرع أنسجة PDX في P1. يوضح الشكل 3D فأرا تمثيليا ل PDX في P3 ، بعد شهر واحد من زرع أنسجة PDX في P2.

تم التضحية بالفئران باستخدام طريقة خلع عنق الرحم بعد استنشاق CO2 عندما وصل حجم الورم إلى 1500 مم3 لجمع أنسجة الورم PDX. ثم تم تضمين أنسجة الورم من المرضى السريريين والفئران في البارافين وتعريضها لتلطيخ H&E. يظهر الشكل 4 أ صورة تلطيخ H&E تمثيلية لأنسجة ورم المريض السريرية. تظهر صور تلطيخ H&E التمثيلية لأنسجة ورم الفأر PDX في P0 و P1 و P2 في الشكل 4B و C و D. تم الحفاظ على ميزات الساركوما العظمية ، التي تتميز بخلايا صغيرة ذات نوى مستديرة مفرطة اللون في أنسجة ورم المريض السريري الأبوي ، في PDXs الراسخة في P0 و P1 و P2.

figure-results-1
الشكل 1: الأدوات الجراحية. أ: مشرط. (ب، ج) ملاقط العيون. د: مقص العيون. ه: إبرة خياطة. (و) خط خياطة. (ز) حامل إبرة مستقيم. (ح) قلم الوسم. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-2
الشكل 2: إنشاء نموذج PDX. (أ) يلصق على موقع زراعة أنسجة الساركوما العظمية في منطقة الخاصرة بالفأر قلم وسم. (ب) شق طوله 5 مم من الجلد إلى النسيج تحت الجلد. ج: التسلخ الحاد وزرع أنسجة الساركوما العظمية. د: شق مخيط. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-3
الشكل 3: نمو PDX المزروع في الأصل مع أنسجة الساركوما العظمية الفخذية من مريض يبلغ من العمر 15 عاما. (أ) PDX التي تم إنشاؤها عن طريق زرع أنسجة الساركوما العظمية البشرية (P0). (ب) PDX التي تم إنشاؤها عن طريق زرع نسيج PDX في P0 (P1). (C) PDX التي تم إنشاؤها عن طريق زرع أنسجة PDX في P1 (P2). (د) PDX التي تم إنشاؤها عن طريق زرع أنسجة PDX في P2 (P3). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-4
الشكل 4: تلطيخ الهيماتوكسيلين-إيوسين (H&E) لأقسام الأنسجة من الأنسجة السريرية الأولية وأنسجة PDX. كشف تلطيخ H&E عن السمات النسيجية ل (A) الساركوما العظمية الفخذية من المريض البالغ من العمر 15 عاما ، (B) PDX في P0 ، (C) PDX في P1 ، (D) PDX في P2. قضبان المقياس: (A-D) 100 ميكرومتر ؛ (E-H) 20 ميكرومتر. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

المناقشة

يمكن لنماذج PDX محاكاة خصائص السرطانات البشرية والاحتفاظ بمزيد من التشابه مع الورم الرئيسي ، بما في ذلك التغيرات الجينية والجينومية ، والأنسجة ، وعدم التجانس ، وملف تعريف التعبير الجيني16،17،18،19. لذلك ، فإنها تحافظ على الأنماط الظاهرية الجزيئية والأنماط الجينية لمرضى السرطان ، وتوفر مناهج مبتكرة لدراسة علم الأحياء وتقييم العلاجات المحتملة. تشمل هذه الأساليب الفحص قبل السريري للأدوية الجديدة المضادة للسرطان ذات الاستجابات المتشابهة للغاية للاستجابات السريرية الحقيقية ، والكشف عن المؤشرات الحيوية لمقاومة الأدوية ، وفحص الأدوية الحساسة في اختيار نظام العلاج السريري الشخصي ، والتنبؤ بنتائج المرضى20. علاوة على ذلك ، فإن عملية إنشاء نماذج PDX بسيطة نسبيا ولا تتطلب معدات خاصة.

نجحت هذه الدراسة في إنشاء نموذج فأر PDX باستخدام أنسجة الساركوما العظمية البشرية. تم الكشف عن العديد من الجوانب الرئيسية لإنشاء نموذج PDX بنجاح مع أنسجة الساركوما العظمية البشرية. أولا ، من الممكن زرع أنسجة الساركوما العظمية البشرية في الفئران ، مما يتيح دراسة بيولوجيا الساركوما العظمية البشرية في نظام الفئران. يمكن أن يعزى ارتفاع معدل تكوين الورم إلى استخدام الفئران التي تعاني من نقص المناعة والتي تفتقر إلى أجهزة المناعة الوظيفية ، مما يسمح لخلايا الساركوما العظمية المزروعة بالتكاثر دون رفض. علاوة على ذلك ، أظهرت هذه الدراسة أن نموذج PDX حافظ على أنسجة أنسجة الساركوما العظمية البشرية الأصلية. كان مورفولوجيا الورم والسمات النسيجية المرضية متشابهة بين ورم المريض الأساسي وأورام PDX. يشير هذا إلى أن نموذج PDX يلخص بدقة الساركوما العظمية ، مما يجعله أداة قيمة لدراسة تطور الساركوما العظمية ، ورم خبيث ، والاستجابة للعلاجات.

ومع ذلك ، يجب معالجة العديد من النقاط الرئيسية أثناء نمذجة PDX. أولا ، يجب استئصال أنسجة الساركوما العظمية البشرية المستخدمة في الزرع حديثا ويجب تخزينها في محلول واقي للأنسجة في أسرع وقت ممكن. يفضل إكمال عملية الزرع في غضون 12 ساعة بعد الاستئصال ، على الرغم من أنه يمكن الحفاظ على نشاط الخلايا السرطانية في أنسجة الساركوما العظمية البشرية المخزنة في محلول حماية الأنسجة لمدة أقصاها 24 ساعة16. ثانيا ، من الأفضل استخدام أنسجة الورم من المرضى الذين لم يتلقوا العلاج الكيميائي للحفاظ على الأنماط الظاهرية الجزيئية والأنماط الجينية للمرضى إلى أقصى حد ، على الرغم من أن أنسجة الساركوما العظمية البشرية من المرضى الذين تلقوا العلاج الكيميائي مرة أو مرتين يمكن زرعها بنجاح في الفئران التي تعاني من نقص المناعة. علاوة على ذلك ، سيكون نشاط الخلايا السرطانية ضعيفا إذا تلقى المريض علاجات كيميائية متعددة ، مما يؤدي إلى فشل نمذجة الزرع. ومع ذلك ، قد يكون لأنسجة الساركوما العظمية من المرضى المنتكسين معدل تكوين ورم ناجح أعلى بعد زرعها في الفئران التي تعاني من نقص المناعة مقارنة بأنسجة الساركوما العظمية من المرضى الذين تم تشخيصهم في البداية. ثالثا ، سيؤدي زرع أنسجة الساركوما العظمية أسفل أدمة الجلد مباشرة إلى تحسين معدل تكوين الورم في الفئران التي تعاني من نقص المناعة21.

من المهم الاعتراف بقيود هذه الدراسة. أولا ، دورة إنشاء نموذج PDX طويلة وتستغرق من 4 إلى 12 أسبوعا من الزرع إلى تكوين الورم22. ثانيا ، قد تكون المعلومات المتعلقة ببدء الورم ومسبباته غائبة بسبب زرع أنسجة الساركوما العظمية للخلايا السرطانية المطورة بالكامل ، وقد تضيع الفرعية النادرة أو التغيرات الجينومية أثناء عملية الزرع. سيكون تسلسل الجينوم الكامل لأورام PDX ومقارنته بعينات المرضى ذا قيمة لتقييم الدقة الجينية للنموذج23. ثالثا ، يمكن للخلايا المضيفة للفأر التسلل إلى الأورام ، مما قد يؤثر على نشاط الخلايا السرطانية9. رابعا ، يبلغ معدل فشل نموذج PDX حوالي 50٪ 24,25. أخيرا ، في بعض الحالات ، لا يمكن دراسة ورم خبيث للسرطان بسبب عدم وجود ورم خبيث في الخلايا السرطانية بعد زرعه في الفئران التي تعاني من نقص المناعة26.

في الختام ، تؤكد هذه الدراسة صحة الإنشاء الناجح لنموذج فأر PDX باستخدام أنسجة الساركوما العظمية البشرية. يلخص هذا النموذج بأمانة السمات النسيجية المرضية للورم الأصلي ، مما يوفر أداة قيمة لاستكشاف بيولوجيا الساركوما العظمية واختبار العلاجات المحتملة. ستعزز الدراسات الإضافية باستخدام نموذج PDX هذا فهمنا للساركوما العظمية وتؤدي إلى تطوير استراتيجيات أكثر فعالية لهؤلاء المرضى.

الإفصاحات

يعلن أصحاب البلاغ عدم وجود مصالح مالية متنافسة.

شكر وتقدير

يتم دعم هذا العمل بمنح من (1) المؤسسة الوطنية لعلوم الطبيعة (81973877 و 82174408) ؛ (2) مشروع بناء مركز شنغهاي للأبحاث ذات الأولوية القصوى (2022ZZ01009) ؛ (3) البرنامج الوطني للبحث والتطوير الرئيسي في الصين (2020YFE0201600) ؛ (4) مركز شنغهاي للابتكار التعاوني للتحول الصناعي لإعداد الطب الصيني التقليدي في المستشفى و (5) مشاريع بحثية ضمن ميزانية جامعة شنغهاي للطب الصيني التقليدي (2021LK047).

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
10 ٪ فورمالين الحل المحايدووهان Saiweier التكنولوجيا الحيوية المحدودةG1101-500 ملإصلاح الأنسجة
الأوتوكلافاليابان شركة هيرياماHVE-50التعقيم الأدوات الجراحية
CAnN.Cg-Foxn1nu / < / em> Crlشنغهاي SLAC مختبر المحدودة./الفرجار الحيواني
Yantai Green Forest Tools Co.، Ltd.034180Aقياس حجم
الورم طبق (60 مم)Shanghai NianYue Biotechnology Co.، Ltd430166 ، Corningعينة placment أثناء الزرع
كرات قطنية مطهرةShanghai Honglong Industrial Co.، Ltd.20230627تطهير جلد الفئران
قفازات معقمة يمكن التخلص منهاGuilin Hengbao Health Protection Co.، Ltd.YT21131عملية معقمة
حمية القوارض المشعة الأسدسوتشو شوانغشي التجريبية لتغذية المحدودةGB 14924.3الأعلاف الحيوانية
شنغهاي NianYue Biotechnology Co.، Ltd1-2000وزن وزن الورم
EosinShanghai Gengyun Biotechnology Co.، LtdE4009-25GHematoxylin eosin stain
HematoxylinShanghai Gengyun Biotechnology Co.، LtdH3136-25GHematoxylin eosin stain
IsofluraneShenzhen RWD Life التكنولوجيا المحدودةVETEASYفأر التخدير 
IVCs قفص الفئرانسوتشو الملك المعدات التجريبية التكنولوجيا المحدودةHH-MMB-2حاجز
مارك القلمحمار وحشي للتجارة (شنتشن) المحدودة.YYST5وضع علامة على الشق الجراحي
أوليمبوس المجهر البصريأوليمبوس اليابانيةBH20مسح شرائح الأنسجة
مرهم العيونشنغهاي Gengyun التكنولوجيا الحيوية المحدودةSOICOEYEGRLتجنب جفاف عيون الفئران أثناء التخدير
مقص العيونشنغهاي NianYue التكنولوجيا الحيوية المحدودةY00030 JZقطع الجلد
ملاقط العيونشنغهاي NianYue التكنولوجيا الحيوية المحدودةBS-ZER-S-100 Biosharpعقد أنسجة الساركوما العظمية أثناء زرع
البارافينجيانغسو شيتاي المعدات التجريبية المحدودة.80200-0015آلة تقطيع أنسجة الساركوما العظمية المدفونة
Lyca Microsystem (شنغهاي) Trading Co.، Ltd.RM2235قسم أنسجة الساركوما العظمية
ملحي فسيولوجيقوانغتشو Jinsheng التكنولوجيا الحيوية المحدودة605-004057شطف وتخزين مؤقت لأنسجة الساركوما العظمية
الأدوات الجراحية للمشارط في شنغهاي للأجهزة الطبية (المجموعة) المحدودة.J11010-10 # JZفصل أنسجة الساركوما العظمية وعمل شقوق جراحية
غطاء محركالمعقم Thermo Fisher Technology (الصين) المحدودةECO0.9طاولة العمليات الجراحية
الستائر الجراحية المعقمةHenan Huayu Medical Equipment Co.، Ltd.20160090توفير منطقة الجراحة المعقمة
حامل إبرة مستقيمShanghai Gengyun Biotechnology Co.، LtdJ31050 JZخياطة خط خياطة
الجرح شنغهاي بودونغ جينهوان للمنتجات الطبية المحدودةF3124خياطة الجرح
إبرةشنغهاي بودونغ جينهوان للمنتجات الطبية المحدودةF3124خياطة محلول
حماية أنسجة الجرحنانجينغ Shenghang التكنولوجيا الحيوية المحدودةBC-CFM-03الحفاظ على نشاط خلايا الأنسجة
أنبوب (50 مل)شنغهاي بايساي ، التكنولوجيا الحيوية المحدودةBLD-BL2002500تثبيت حل تثبيت الفورمالين
المزدوج مقياس شركة محلول مصنع السيارة خياطة

المراجع

  1. Saraf, A. J., Fenger, J. M., Roberts, R. D. Osteosarcoma: accelerating progress makes for a hopeful future. Front Oncol. 8, 4(2018).
  2. Ligon, J. A., et al. Pathways of immune exclusion in metastatic osteosarcoma are associated with inferior patient outcomes. J Immunother Cancer. 9 (5), e001772(2021).
  3. Miwa, S., et al. Current and emerging targets in immunotherapy for osteosarcoma. J Oncol. 2019, 7035045(2019).
  4. Eaton, B. R., et al. Osteosarcoma. Pediatr Blood Cancer. 68 (2), e28352(2021).
  5. Ritter, J. Osteosarcoma. Ann Oncol. 21, 320-325 (2010).
  6. Lowery, C. D., et al. Broad spectrum activity of the checkpoint kinase 1 inhibitor prexasertib as a single agent or chemo potentiator across a range of preclinical pediatric tumor models. Clin Cancer Res. 25 (7), 2278-2289 (2019).
  7. Hingorani, P., et al. Trastuzumab deruxtecan, antibody-drug conjugate targeting Her2, is effective in pediatric malignancies: a report by the pediatric preclinical testing consortium. Mol Cancer Ther. 21 (8), 1318-1325 (2022).
  8. Brennecke, P., et al. CXCR4 antibody treatment suppresses metastatic spread to the lung of intratibial human osteosarcoma xenografts in mice. Clin Exp Metastasis. 31 (3), 339-349 (2014).
  9. Pan, B., Wei, X., Xu, X. Patient-derived xenograft models in hepatopancreatobiliary cancer. Cancer Cell Int. 22 (1), 41(2022).
  10. Tentler, J. J., et al. Patient-derived tumor xenografts as models for oncology drug development. Nat Rev Clin Oncol. 9 (6), 338-350 (2012).
  11. Yoshida, G. J. Applications of patient-derived tumor xenograft models and tumor organoids. J Hematol Oncol. 13 (1), 4(2020).
  12. Stitzlein, R. N., Wojcik, J., Sebro, R. A., Balamuth, N. J., Weber, K. L. Team approach: Osteosarcoma of the distal part of the femur in adolescents. JBJS Rev. 5 (12), 5(2017).
  13. Kai, K., et al. Formalin fixation on Her-2 and PD-l1 expression in gastric cancer: A pilot analysis using the same surgical specimens with different fixation times. World J Clin Cases. 7 (4), 419-430 (2019).
  14. Yang, T. S., et al. A practical protocol to prepare paraffin-embedded whole tick histology sections. Ticks Tick Borne Dis. 14 (4), 102162(2023).
  15. Chang, J., et al. Matrine inhibits prostate cancer via activation of the unfolded protein response/endoplasmic reticulum stress signaling and reversal of epithelial to mesenchymal transition. Mol Med Rep. 18 (1), 945-957 (2018).
  16. de Alava, E. Ewing sarcoma, an update on molecular pathology with therapeutic implications. Surg Pathol Clin. 10 (3), 575-585 (2017).
  17. Hidalgo, M., et al. Patient-derived xenograft models: An emerging platform for translational cancer research. Cancer Discov. 4 (9), 998-1013 (2014).
  18. Eoh, K. J., et al. Comparison of clinical features and outcomes in epithelial ovarian cancer according to tumorigenicity in patient-derived xenograft models. Cancer Res Treat. 50 (3), 956-963 (2018).
  19. Stewart, E. L., et al. Clinical utility of patient-derived xenografts to determine biomarkers of prognosis and map resistance pathways in EGFR-mutant lung adenocarcinoma. J Clin Oncol. 33 (22), 2472-2480 (2015).
  20. Kresse, S. H., Meza-Zepeda, L. A., Machado, I., Llombart-Bosch, A., Myklebost, O. Preclinical xenograft models of human sarcoma show nonrandom loss of aberrations. Cancer. 118 (2), 558-570 (2012).
  21. Dobrolecki, L. E., et al. Patient-derived xenograft (PDX) models in basic and translational breast cancer research. Cancer Metastasis Rev. 35 (4), 547-573 (2016).
  22. Abdolahi, S., et al. Patient-derived xenograft (PDX) models, applications and challenges in cancer research. J Transl Med. 20 (1), 206(2022).
  23. Deng, N., et al. Deep whole-genome sequencing identifies recurrent genomic alterations in commonly used breast cancer cell lines and patient-derived xenograft models. Breast Cancer Res. 24 (1), 63(2022).
  24. Chen, F., et al. Generation and characterization of patient-derived xenografts from patients with osteosarcoma. Tissue Cell. 79, 101911(2022).
  25. Fortuna-Costa, A., et al. An association between successful engraftment of osteosarcoma patient-derived xenografts and clinicopathological findings. Histol Histopathol. 35 (11), 1295-1307 (2020).
  26. Beck, J., et al. Canine and murine models of osteosarcoma. Vet Pathol. 59 (3), 399-414 (2022).

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

إنشاء نموذج فأر Xenograft مشتق من المريض مع أنسجة الساركوما العظمية البشرية
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.