مقالة منهجية

تسجيل نشاط العضلات الأمامية في الفئران المثبتة بالرأس باستخدام أقطاب EMG المزروعة بشكل مزمن

DOI:

10.3791/66584

⸱

مارس 29, 2024

 ,  , 
1Department of Neurobiology, Northwestern University, 2Department of Medical Neuroscience, Dalhousie University

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يصف هذا البروتوكول تصنيع اليد والزرع الجراحي لأقطاب تخطيط كهربية العضل (EMG) في عضلات الأطراف الأمامية للفئران لتسجيل نشاط العضلات أثناء تجارب السلوك الثابت للرأس.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

مكنت الأدوات الجينية والجزيئية القوية المتوفرة في أبحاث علم الأعصاب في أنظمة الفئران الباحثين من استجواب وظيفة النظام الحركي بدقة غير مسبوقة في الفئران الثابتة الرأس التي تؤدي مجموعة متنوعة من المهام. يجعل الحجم الصغير للفأر قياس الناتج الحركي أمرا صعبا ، حيث تم تصميم الطريقة التقليدية لتسجيل تخطيط كهربية العضل (EMG) لنشاط العضلات للحيوانات الكبيرة مثل القطط والرئيسيات. في انتظار أقطاب EMG المتاحة تجاريا للفئران ، فإن الطريقة القياسية الذهبية الحالية لتسجيل نشاط العضلات في الفئران هي صنع مجموعات أقطاب كهربائية داخلية. توضح هذه المقالة صقل الإجراءات المعمول بها لتصنيع مجموعة الأقطاب الكهربائية يدويا ، وزرع الأقطاب الكهربائية في نفس الجراحة مثل زرع صفيحة الرأس ، وتثبيت موصل على لوح الرأس ، ورعاية التعافي بعد الجراحة. بعد الاسترداد ، يمكن الحصول على تسجيلات EMG بدقة ميلي ثانية أثناء السلوك الثابت للرأس لعدة أسابيع دون تغييرات ملحوظة في جودة الإشارة. تتيح هذه التسجيلات قياسا دقيقا لنشاط عضلات الأطراف الأمامية جنبا إلى جنب مع التسجيل العصبي في الجسم الحي و / أو الاضطراب لاستكشاف آليات التحكم الحركي في الفئران.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

في العقود الأخيرة ، أصبحت الفئران كائنا نموذجيا جذابا لدراسة النظام الحركي للثدييات. تتضمن الأساليب التجريبية الشائعة الفئران الثابتة الرأس التي تؤدي المهام الحركية جنبا إلى جنب مع مراقبة و / أو اضطراب النشاط العصبي1،2،3،4،5. اعتمدت دراسات النظام الحركي في الأنواع الأكبر (مثل القطط والرئيسيات) تقليديا على تخطيط كهربية العضل (EMG) لقياس الناتج الحركي مباشرة خلال هذه التجارب6،7،8. ومع ذلك ، فإن تسجيل نشاط العضلات في الفئران يمثل تحديا لأن عضلاتها صغيرة جدا بالنسبة لأقطاب EMG المتاحة تجاريا المستخدمة في تجارب الثدييات الكبيرة9. يختار العديد من الباحثين تتبع حركية الأطراف من خلال الفيديو4،10،11 و / أو الأداء السلوكي2،4،12 لفحص الناتج الحركي بشكل غير مباشر ، لكن هذه الطرق تفتقر إلى الدقة للكشف عن تأثير المقياس الزمني ميلي ثانية للنشاط العصبي واضطرابه على العضلات. وبالتالي ، فإن تسجيل EMG أمر مرغوب فيه للباحثين المهتمين بالتحكم العصبي المباشر في العضلات.

يتضمن EMG قياس الجهد بين نقطتين ، مفصولة عادة بمسافة قصيرة موازية تقريبا لألياف العضلات التي يتم تسجيلها. تأتي أقطاب EMG في أصناف سطحية (أو "رقعة") وعضلية (أو "إبرة"). يتم وضع الأقطاب الكهربائية السطحية فوق الجلد أو تراكبها على الأنسجة العضلية ويتم تثبيتها بمادة لاصقة أو خياطة. على هذا النحو ، فإن الأقطاب الكهربائية السطحية أقل توغلا من الأقطاب الكهربائية العضلية وهي الأكثر شيوعا لدى البشر والقطط والرئيسيات نظرا لسهولة استخدامها النسبية. كما تم استخدام الأقطاب الكهربائية السطحية بنجاح مع الجرذان والفئران13،14 ؛ ومع ذلك ، يجب تصنيعها يدويا وزرعها جراحيا تحت الجلد بسبب ميل القوارض لمحاولة إزالة الأجسام الغريبة أثناء الاستمالة. من ناحية أخرى ، يتم زرع أقطاب EMG العضلية جراحيا داخل الأنسجة العضلية. نظرا لأنها غارقة في الأنسجة العضلية ، فإنها توفر دقة مكانية عالية وتظل ثابتة في موضعها إلى أجل غير مسمى. وبالتالي ، فإن أقطاب EMG العضلية المزروعة مثالية على الأقطاب الكهربائية السطحية للتجارب طويلة المدى باستخدام القوارض. لتسجيل EMG العضلي بشكل موثوق في الفئران ، طور الباحثون طريقة لتصنيع وزرع أقطاب EMG يدويا في عضلات صغيرة مثل تلك الموجودة في ساعد الفأر البالغ. تتيح هذه الأقطاب الكهربائية تسجيل العضلات المزمنة أثناء السلوك الحركي في القوارض على مدار عدة أسابيع.

البروتوكول الموصوف هنا هو نتيجة صقل دام عقدا من الزمن للطرق المعمول بها15،16،17،18 ، والتي أسفرت عن إجراء لتصنيع اليد وزرعها وتسجيلها من أقطاب EMG السلكية المزروعة بشكل مزمن في أزواج العضلات المثنية / الباسطة للكوع والمعصم في الفئران التصرفية. يصف القسم الأول التصنيع اليدوي لمجموعة أقطاب كهربائية بأربعة أزواج من الأقطاب الكهربائية وموصل ذو 8 سنون لواجهة مرحلة الرأس. يفصل القسم التالي الزرع الجراحي للأقطاب الكهربائية في العضل في عضلات الذراع العلوية والسفلية في نفس جراحة زرع صفيحة الرأس. أخيرا ، تتم مناقشة التسجيلات التمثيلية من الفئران التي تؤدي مجموعة متنوعة من السلوكيات. بشكل عام ، تعد هذه الطريقة طريقة فعالة من حيث التكلفة وقابلة للتخصيص لتضمين قياسات نشاط العضلات في تجارب السلوك الثابت للرأس والتي تعتبر مثالية للمختبرات التي تتمتع ببعض الخبرة في تصنيع الأقطاب الكهربائية.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم إجراء جميع التجارب والإجراءات وفقا لإرشادات المعاهد الوطنية للصحة وتمت الموافقة عليها من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام بجامعة نورث وسترن. قد يكون لدى البلدان و / أو المؤسسات الأخرى لوائح مختلفة تتطلب تعديلات على هذا الإجراء. كانت المدرجة في الدراسة الحالية من الذكور البالغين C57BL6 / J (انظر جدول المواد) الذين تتراوح أعمارهم بين 12-20 أسبوعا مع الحد الأدنى لوزن الجسم 20 جم.

1. تصنيع مجموعة القطب

ملاحظة: نفذ هذه الخطوات على سطح طاولة نظيف باستخدام مجهر مجسم مع نطاق تكبير من 10x-40x وأيدي نظيفة وعارية. انظر الشكل 1 للحصول على مخططات توضح بالتفصيل تجريد سلك القطب (الشكل 1 أ) ومجموعة الموصل (الشكل 1 ب).

  1. قطع الأسلاك: لكل زوج من الأقطاب الكهربائية ، قم بقطع قطعتين من أسلاك الفولاذ المقاوم للصدأ المضفرة المطلية ب PFA (7 خيوط ، قطر 0.0055 بوصة) (انظر جدول المواد). بالنسبة لعضلات الذراع العلوية ، اقطع كل سلك بطول 9.5 سم. بالنسبة لعضلات الذراع السفلية ، اقطع كل سلك بطول 10.5 سم.
  2. اربط السلكين معا بعقدة واحدة - ستصبح هذه العقدة الموجودة خارج موقع الإدخال مباشرة (العقدة القريبة) عند زرعها. تتكون الأسلاك المربوطة من زوج قطب كهربائي واحد.
    1. باستخدام إبرة 18 G يتم إدخالها في قطعة من الورق المقوى المضلع ، ضع العقدة على بعد 6 سم من نهاية الإدخال وشدها حول الإبرة عن طريق سحب خيوط القطب على الورق المقوى. سوف تتقلص نهاية الإدخال إلى حوالي 5.5 سم ، مع ربط 0.5 سم المتبقية في العقدة.
    2. قم بإزالة الإبرة بعناية واسحب العقدة بإحكام بأيد عارية مرتين لتشديدها أكثر.
      ملاحظة: يجب ألا تكون العقدة ضيقة قدر الإمكان ؛ سيؤدي الشد بهذه الطريقة إلى عقدة قريبة بالحجم الصحيح لتثبيت الأقطاب الكهربائية المزروعة في الأنسجة.
    3. بالنسبة لعضلات الذراع العلوية ، تأكد من أن نهايات الموصل بطول 3.5 سم. بالنسبة لعضلات الذراع السفلية ، تأكد من أن نهايات الموصل بطول 4.5 سم.
  3. قم بتجريد 0.5 مم من العزل من كل سلك: 1-1.5 مم من العقدة على سلك واحد و 2-2.5 مم من العقدة الموجودة على السلك الآخر. يوضح الشكل 1 مكان تجريد كل سلك.
    1. قم بلصق القطب المشدود على قطعة من الورق المقوى المسطح مع وجود سلكين طرفي الموصل معا وتنتشر أسلاك نهاية الإدخال بعيدا.
    2. باستخدام مشرط ، قم بعمل شقوق في العزل ، وحدد الأطراف التي سيتم فيها إزالة العزل.
    3. في كل شق ، قم بعمل سلسلة من ~ 6 جروح بشفرة مشرط في كل: ~ 2 في الأعلى ، ~ 2 على الجانب ، و ~ 2 تحت السلك.
      ملاحظة: من الأهمية بمكان تجنب قطع السلك نفسه أكثر من اللازم. خلاف ذلك ، قد تنكسر الخيوط. الممارسة مطلوبة لتحقيق القدر المناسب من الضغط لقطع العزل تماما مع تلف محدود للسلك.
    4. قم بتدوير زوج القطب 180 درجة وكرر 6 جروح في كل.
    5. ضع قطعا إضافية حسب الحاجة لفصل 0.5 مم من العزل عن السلك الأساسي. يعتمد عدد القطع المطلوبة هنا على الضغط المطبق وحدة شفرة المشرط.
    6. قم بزاوية شفرة المشرط لقطع العزل المفكوك بالطول وإزالته من السلك باستخدام ملقط.
    7. افحص السلك المكشوف بحثا عن الكسر و / أو العزل المهترئ الذي قد يتسبب في تلف أثناء الإدخال في الأنسجة.
  4. قم بتجريد 1 مم من نهاية كل سلك في نهاية الموصل.
  5. قم بتجريد 5 مم من نهاية كل سلك في نهاية الإدراج.
  6. قم بلف شرائح سلك نهاية الإدخال معا وقم بتجعيد الأطراف المكشوفة مقاس 5 مم معا في عمود 0.5 بوصة. 27 غرام إبرة. يمكن استخدام الإبر تحت الجلد النموذجية بعد إزالة نهاية قفل luer.
  7. كرر الخطوات من 1.1 إلى 1.6 لكل زوج من الأقطاب الكهربائية.
  8. قم بتجميع الموصل.
    1. قم بقص الطرف الأنثوي للموصل المكون من 12 سنا (انظر جدول المواد) وصولا إلى الحجم: # أزواج القطب × فتحات 2 دبوس.
    2. قم بإزالة التركيبات النحاسية من كل منفذ موصل (تأتي متصلة مسبقا بالموصل ذي 12 سنا) برفق باستخدام كماشة. احفظ هذه التركيبات للخطوة التالية.
    3. لحام كل 1 مم نهاية مكشوفة من كل سلك على السطح الخارجي لإحدى شفرات التركيب النحاسي.
      تنبيه: يطلق اللحام أبخرة يمكن أن تسبب تهيج الجلد والعين والجهاز التنفسي. ارتد قفازات (أو اغسل يديك بعد ذلك) ، واستخدم واقي العين ، واستخدم جهاز استخراج الدخان المحلي للحد من التعرض.
      1. قم بتثبيت التركيب النحاسي في مشبك تمساح بدون أسنان متصل بأداة يدوية مساعدة مع توجيه السطح الخارجي لإحدى شفراته لأعلى.
      2. ضع التركيب تحت المجهر للسماح بالتحكم البصري العالي أثناء اللحام. باستخدام مشبك ورق غير مطوي أو قطعة من الأسلاك الخردة ، ربت كمية صغيرة من التدفق المتوافق مع الفولاذ المقاوم للصدأ على سطح الشفرة.
      3. ضع كمية كافية من اللحام على الشفرة لتغطية الجزء السفلي ~ 1.5 مم من الشفرة النحاسية باستخدام طرف لحام مخروطي ضيق.
        ملاحظة: سيتداخل الكثير من اللحام هنا مع تجميع الموصل ، في حين أن القليل جدا من اللحام قد يترك اتصالا غير كاف. توفر تركيبات نحاسية إضافية للبدء من جديد إذا لزم الأمر.
      4. قم بتغطية سطح اللحام على الشفرة بتدفق متوافق مع الفولاذ المقاوم للصدأ ، ولكن تجنب التنقيط في الفراغ بين الشفرتين.
      5. أمسك سلك القطب المكشوف الذي يبلغ 1 مم ضد اللحام الموجود على الشفرة وقم بتسخين اللحام بالمكواة لدمج الاتصال.
      6. افحص الاتصال: يجب غمر غالبية السلك المكشوف في اللحام ، ويجب توصيل السلك بإحكام بالتركيب النحاسي. تأكد من عدم وجود لحام بين شفرتي التركيب النحاسي - وهذا قد يجعل من الصعب إدخال موصل ذكر لاحقا. أخيرا ، تأكد من أن الاتصال متدفق مع الشفرة النحاسية للسماح بإعادة إدخال التركيب في الموصل في الخطوة التالية.
    4. باستخدام ملقط مستقيم ، أعد إدخال كل نحاس ملحوم يتم تركيبه مرة أخرى في الموصل ، مع التأكد من أن أسلاك كل زوج من الأقطاب الكهربائية متجاورة مع بعضها البعض ولا تتشابك مع أزواج الأقطاب الكهربائية الأخرى. انظر الشكل 1B لتصور اتجاه زوج قطب كهربائي واحد في الموصل.
      ملاحظة: الاتجاه المثالي من اليسار إلى اليمين هو: العضلة ذات الرأسين (3.5 مم في نهاية الموصل) ، ثلاثية الرؤوس (3.5 مم في نهاية الموصل) ، الباسطة carpi radialis (ECR ؛ 4.5 مم في نهاية الموصل) ، و palmaris longus (PL ؛ 4.5 مم في نهاية الموصل). ضع علامة على جانب واحد بعلامة أو بياض لتتبع اتجاه الموصل أثناء الزرع.
    5. قم بقص موصل ذكر مكون من 12 سنا بنفس الحجم (# أزواج القطب × 2) مثل الطرف الأنثوي وقم بتوصيله بالموصل الأنثوي. إذا تم إزاحة التركيبات ، فيمكن إعادة إدخالها بالملقط المستقيم بعد تثبيت الموصل الذكري.
    6. قم بإزالة علامات التبويب المنبثقة من التركيبات النحاسية باستخدام كماشة.
    7. قم بتغطية فتحات الدبوس بالإيبوكسي ، مما يضمن عزل جميع المعادن أو الأسلاك القريبة من الموصل عن الأنسجة.
      تنبيه: يمكن أن يسبب الإيبوكسي تهيج الجلد والعين والجهاز التنفسي مع التعرض لفترات طويلة. ارتد القفازات وحماية العين واستخدم الإيبوكسي فقط في منطقة جيدة التهوية أو تحت جهاز استخراج الدخان المحلي.
    8. اترك الموصل يجف في الهواء لمدة 30 دقيقة على الأقل.
  9. اختبر مقاومة كل زوج من الأقطاب الكهربائية وإبر الملصقات بشرائح ملونة صغيرة من الانكماش الحراري لسهولة التعرف عليها أثناء الجراحة.
    ملاحظة: يجب أن تكون المقاومة بين 18-50 أوم. قد تشير المقاومة المنخفضة إلى البيع. قد تشير المقاومة العالية إلى الكثير من الضرر الذي يلحق بخيوط الأسلاك. ومع ذلك ، غالبا ما تنبع المقاومة العالية من الاتصال غير الكامل بين عمود الإبرة والسلك (المصنوع في الخطوة 1.6) ، والذي يمكن حله عن طريق العقص الإضافي عند هذا التقاطع.
  10. تأكد من خلو مجموعة الأقطاب الكهربائية من الألياف وغيرها من الحطام قبل الزرع. منفضة رذاذ يمكن استخدامها لهذا الغرض. يمكن أن يكون الفحص تحت المجهر مفيدا للتحقق.

2. جراحة زرع القطب الكهربائي

ملاحظة: يصف هذا القسم إجراء جراحيا واحدا لزرع صفيحة رأس وأقطاب كهربائية ملفقة في القسم السابق في ثلاثية الرؤوس والعضلة ذات الرأسين والباسطة الباسطة الشعاعية (ECR) وراحة اليد الطويلة (PL). بالنسبة للعضلتين الأخيرتين ، من الصعب جدا زرع القطب حصريا في هذه العضلات الفردية دون المرور عبر عضلات التآزر القريبة. انظر المناقشة أدناه فيما يتعلق بمحاذير محاولة عزل التسجيلات عن العضلات الفردية. عادة ما تكون الألواح الأمامية مصممة خصيصا ومصنعة لتجارب محددة. استخدمت الدراسة الحالية ألواح رأس RIVETS البلاستيكية المطبوعة 3D19. تتوفر العديد من تصميمات ألواح الرأس مفتوحة المصدر عبر الإنترنت من خلال Janelia ومعهد Allen ومجموعات بحثية مستقلة. تم استخدام إجراء صفيحة الرأس الموصوفة هنا بنجاح مع ألواح الرأس المصنوعة من التيتانيوم والبلاستيك. يجب إجراء العملية الجراحية على أداة مجسمة (انظر جدول المواد) باستخدام مجهر مجسم يتراوح من 10-40x تكبير.

  1. تعقيم الباردة الأقطاب الكهربائية وصفيحة الرأس باستخدام 1.5٪ غلوتارالدهيد بين عشية وضحاها أو لمدة 8 ساعات. اشطفها لفترة وجيزة بالماء المعقم واتركها تجف تماما قبل الزرع.
    تنبيه: الجلوتارالدهيد ضار إذا تم ابتلاعه ويمكن أن يسبب تهيجا للعينين والجلد والجهاز التنفسي. تعامل مع القفازات في غطاء دخان جيد التهوية.
  2. تحفيز التخدير مع 2-4٪ إيزوفلوران في الأكسجين الطبي في غرفة الحث حتى فقدان رد الفعل الصحيح (حوالي 3 دقائق) باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا.
  3. نقل إلى مخروط الأنف المتحرك لمواصلة تلقي التخدير. تحت التخدير مع 2٪ إيزوفلوران في الأكسجين الطبي ، حلق رأس ورقبته وطرفه قبل الجراحة. نفذ جميع الخطوات المتبقية في هذا القسم تحت التخدير. اضبط جرعة الأيزوفلوران حسب الحاجة للحفاظ على معدل تنفس يبلغ 1 هرتز وغياب منعكس قرصة إصبع القدم.
  4. ضع مزلق العين وأعد تطبيقه كل 1 ساعة طوال الجراحة.
  5. تطبيق أدوية مسكنة عن طريق الحقن (مثل كاربروفين، 5 ملغ/كغ) وأدوية المضادات الحيوية تحت الجلد (مثل إينروفلوكساسين، 10 ملغ/كغ) (انظر جدول المواد) في بداية الجراحة.
  6. زرع لوح الرأس باستخدام الخطوات التالية أو طريقة بديلة معتمدة من المؤسسة.
    1. قم بتأمين رأس في قضبان الأذن على أداة التجسيم وتوفير التخدير (2٪ إيزوفلوران) من خلال مخروط الأنف المتصل بأداة التجسيم. أضف ستارة معقمة للحفاظ على التعقيم.
    2. نظف الرأس والرقبة باستخدام ضمادات تحضير البوفيدون واليود ومنصات تحضير الكحول المعقمة.
      أعد وضع مزلق العين إذا لزم الأمر.
    3. حقن ليدوكائين (4 ملغ/كغ) (انظر جدول المواد) تحت الجلد في موقع الشق.
    4. تأكد من تحريض التخدير الكافي عن طريق إجراء قرصة إصبع القدم. إذا كان رد الفعل الصحيح غائبا ، فقم بعمل شق أسفل خط الوسط لرأس من الحافة الذيلية للعينين إلى الحافة الذيلية للأذنين.
    5. قم بتثبيت الجلد بمشابك الأنسجة: اثنان على حافة المنضدة على كل جانب خلف العينين مباشرة واثنان عند الحافة الذيلية خلف الأذنين مباشرة.
    6. نظف سطح الجمجمة عن طريق كشطه برفق بشفرة مشرط لإزالة اللفافة الجافة.
    7. ضع طبقة رقيقة من الأسمنت السني (انظر جدول المواد) على سطح الجمجمة واتركها تجف لمدة 5 دقائق.
    8. ضع صفيحة الرأس على جمجمة. تختلف كيفية ومكان زرع صفيحة الرأس حسب لوح الرأس وسؤال البحث.
    9. استخدم أسمنت الأسنان للصق صفيحة الرأس بالجمجمة. تأكد من تغطية الجمجمة بالكامل. اترك الأسمنت السني يجف لمدة 10 دقائق.
  7. نقل إلى مخروط أنف بلاستيكي متحرك لتوفير التخدير لبقية الجراحة ؛ سيسمح ذلك بإعادة وضع بانتظام أثناء الجراحة للوصول إلى عضلات مختلفة مع الحفاظ على التخدير.
  8. قم بتمديد الشق الموجود على الجزء الخلفي من الرقبة (أثناء زرع صفيحة الرأس) بحيث يصل إلى 1 سم ذيلية إلى الأذنين.
  9. باستخدام مكشطة عظمية حادة ، افصل الجلد الموجود أسفل شق الرقبة عن الأنسجة الكامنة لمسح مسار من شق الرقبة إلى الطرف الأمامي ، حيث سيتم زرع الأقطاب الكهربائية.
  10. ثبت موصل EMG بلوحة الرأس مؤقتا باستخدام قطعة صغيرة من الشريط لإبقائه في مكانه أثناء زرع القطب الكهربائي.
  11. قم بتنظيف مقدمة باستخدام وسادات تحضير البوفيدون واليود ومنصات تحضير الكحول المعقمة.
  12. جعل شق ثلاثية الرؤوس.
    1. ضع على جانبه مع توجيه ثلاثية الرؤوس لأعلى.
    2. حقن ليدوكائين (4 ملغ / كغ) في الموقع المخطط للشق. سيؤدي ذلك إلى تخفيف الألم الموضعي والحفاظ على رطوبة العضلات أثناء الزرع.
      ملاحظة: يجب أن تظل العضلات رطبة ولكن لا تقطر مبللة طوال الجراحة. ضع محلول ملحي معقم موضعيا حسب الحاجة إذا بدت العضلات أو الجلد جافا.
    3. قطع 7 مم فوق ثلاثية الرؤوس موازية للعظم.
  13. افصل الجلد المحيط بالشق عن الأنسجة الكامنة باستخدام مكشطة العظام الحادة. اعمل الكاشطة تحت الجلد والعودة إلى شق الرقبة لتمهيد مسار الأقطاب الكهربائية.
  14. قم بإزالة أي لفافة تحجب العضلات.
  15. تأكد من أن المسار من الرقبة إلى ثلاثية الرؤوس كبير بما يكفي عن طريق إدخال مقص مغلق من خلال شق ثلاثية الرؤوس ودفع فتحة الرقبة للخارج ، وفتحها قليلا بعد الخروج من الفتحة.
  16. أحضر قطب العضلة ثلاثية الرؤوس إلى شق ثلاثية الرؤوس: أدخل طرف سائق الإبرة الكبير من خلال شق العضلة ثلاثية الرؤوس وخارج شق الرقبة. ثبت محرك الإبرة حول إبرة القطب بالطول واسحبه إلى شق ثلاثية الرؤوس.
  17. إدخال ثلاثية الرؤوس: اتبع الخطوة 3 "إدخال أقطاب كهربائية في العضلات".
  18. جعل شق الذراع البعيدة.
    1. ضع على ظهره.
    2. قم بلصق الذراع على طول جانب بحيث يكون راحة يده متجهة لأسفل.
    3. حقن ليدوكائين (4 ملغ / كغ) في الموقع المخطط للشق.
    4. قم بعمل شق 1 سم فوق العضلة ذات الرأسين و ECR من أسفل الدالية إلى منتصف الطريق أسفل أسفل الذراع ، بالتوازي مع العظم. يجب أن تكون النهاية البعيدة للشق ~ 2 مم فوق نهاية عضلات الذراع السفلية.
  19. قم بإزالة اللفافة لكشف عضلة العضلة ذات الرأسين.
  20. امسح مسارا من شق الذراع البعيد إلى شق ثلاثية الرؤوس فوق (بالقرب من) الوعاء الدموي الكبير الذي يمتد تحت جلد الجزء العلوي من الذراع.
  21. قم بتمرير قطب العضلة ذات الرأسين تحت الجلد من خلال شق الرقبة إلى شق ثلاثية الرؤوس ، ثم من شق العضلة ثلاثية الرؤوس إلى شق الذراع البعيد.
  22. إدخال العضلة ذات الرأسين: اتبع الخطوة 3 "إدخال الأقطاب الكهربائية في العضلات".
    1. أعد لصق ذراع في نفس الوضع ولكن مع توجيه راحة اليد لأسفل.
    2. أدخل أقرب ما يمكن إلى الطرف القريب من العضلة ذات الرأسين المكشوفة.
    3. لغمر ما لا يقل عن 3 مم من القطب في الأنسجة العضلية ، تأكد من إدخاله قطريا قليلا في ألياف العضلات حسب حجم الماوس.
  23. امسح مسارا من شق العضلة ثلاثية الرؤوس إلى موقع إدخال الذراع البعيد أسفل (البعيد إلى) الوعاء الدموي الكبير الذي يمر تحت جلد الجزء العلوي من الذراع ، مما يخلق مسارا مختلفا عن مسار قطب العضلة ذات الرأسين.
  24. إدخال ECR: اتبع الخطوة 3 "إدخال أقطاب كهربائية في العضلات".
    1. أدخل في الجزء الأقرب من ECR.
    2. اخرج من الثنية بين ECR وخصمه واربط العقدة في هذه الثنية.
  25. امسح مسارا من إدخال ثلاثية الرؤوس إلى موقع إدخال PL أسفل الكوع.
  26. إدخال PL: اتبع الخطوة 3 "إدخال الأقطاب الكهربائية في العضلات".
    1. ضع على ظهره وربط ذراعه فوق رأسه مع توجيه راحة اليد لأعلى.
    2. إدراج فقط البعيدة إلى الكوع.
    3. اخرج بالقرب من أوتار الرسغ بحيث تقع العقدة في موقع الخروج على العضلات وليس أوتار الرسغ.
  27. أعد وضع على جانبه وخيط شق ثلاثية الرؤوس باستخدام خيوط الحرير 6-0.
  28. أعد وضع على ظهره وخيط شق الذراع البعيد باستخدام خيوط الحرير 6-0.
  29. قم بتثبيت الموصل على الجزء الخلفي من صفيحة الرأس باستخدام الأسمنت السني.
  30. خياطة شق الرقبة باستخدام 6-0 خيوط حرير.
  31. ضع كريم المضادات الحيوية الموضعي على مواقع الشق لتقليل الالتهاب.
  32. ضع طوقا إليزابيثيا (انظر جدول المواد) على لمنعه من إزعاج الغرز أثناء الشفاء.

3. إدخال الأقطاب الكهربائية في العضلات

  1. قم بثني الإبرة قليلا (27 جم ، الخطوة 1) عن طريق الانحناء.
    1. أمسك الإبرة بمشغل الإبرة (انظر جدول المواد) واضغط عليها على مقبض زوج من الملقط لإضافة انحناء 5-10 درجات.
    2. أضف ثلاثة انحناءات إجمالية في مواضع مختلفة على طول الإبرة.
  2. تصور مكان الدخول والخروج من العضلات.
  3. قم بإزالة أي دهون ولفافة تحجب موقع الدخول والخروج عن طريق القطع أو السحب بالملقط الرفيع. حاول تجنب تلف الأوعية الدموية للحد من النزيف.
  4. استهدف 3-5 مم من الأسلاك المغمورة التي تعمل بالتوازي مع ألياف العضلات. سيضمن ذلك غمر الامتدادات المكشوفة لسلك القطب داخل العضلات.
  5. باستخدام سائق الإبرة ، أدخل الإبرة في الطرف القريب من العضلات أثناء الضغط المضاد باستخدام ملقط منحني حاد في يدك الأخرى. ادفع الإبرة عبر العضلات إلى موقع الخروج.
  6. بمجرد خروج الإبرة من العضلات ، أمسك الطرف بالملقط الحاد واسحب الإبرة من خلاله. استمر في السحب حتى تستقر العقدة القريبة فوق موقع الإدراج.
  7. جعل عقدة البعيدة.
    1. باستخدام ملقط ، اربط عقدة فضفاضة بعيدة بموقع الخروج. شد العقدة إلى حلقة 1 سم.
    2. ادفع الحلقة بالملقط وضعها فوق موقع الخروج.
    3. تصور المكان الذي يجب إغلاق العقدة البعيدة إليه قبل شدها بالكامل ، على بعد حوالي 0.5 مم من موقع الخروج. أمسك الحلقة برفق باستخدام الملقط المنحني الناعم في هذا الوضع واسحب الحلقة بإحكام فوق الملقط.
      ملاحظة: لا تشد العقدة البعيدة على الفور فوق موقع الخروج في هذه الخطوة ، وإلا سيتم ضغط العضلات عندما يتم شد العقدة بالكامل في الخطوة التالية.
    4. قم بإزالة الملقط الناعم من العقدة وانتهي من شد العقدة عن طريق دفع العقدة نحو موقع الخروج بالملقط المثني الناعم وسحب طرف الإبرة بالأصابع. تأكد من وضع كل من العقد القريبة والبعيدة بشكل صحيح خارج مواقع الإدخال والخروج ، على التوالي ، لتثبيت القطب المدرج في مكانه.
    5. أمسك عقدة الخروج بالملقط المستقيم والناعم وقم بلف السلك البعيد بإحكام حول الملقط لثني السلك حول العقدة ونحو العضلات / بعيدا عن الجلد.
    6. قطع السلك 0.5 مم البعيد إلى العقدة البعيدة ، وترك قطعة صغيرة كرة لولبية حول العقدة.
      تضمن الخطوة السابقة أن الطرف المقطوع من النوب لن ينخرط في جلد ، مما قد يسبب تهيجا.

4. رعاية ما بعد الجراحة

  1. مباشرة بعد الجراحة ، قم بتنفيذ الخطوات التالية.
    1. قم بإيواء بشكل فردي حتى لا يزعج رفاقه في القفص غرزه.
    2. ضع في قفص نظيف مع فراش منخفض. قم بإزالة أي مواد عش وإثراء قد تتداخل مع حركة أثناء ارتداء طوق الإليزابيثي.
    3. أعط الماء والطعام الرطب الذي يمكنه الوصول إليه أثناء ارتداء الياقة.
  2. نفذ الخطوات التالية بعد 24 ساعة و 48 ساعة من الجراحة.
    1. قم بإزالة طوق الإليزابيثي للسماح للحيوان بالعناية بنفسه لمدة 20 دقيقة.
    2. حث التخدير مع إيزوفلوران ، كما هو مذكور في الخطوة 2.2 والخطوة 2.3.
    3. تطبيق الأدوية المسكنة والمضادات الحيوية عن طريق الحقن.
    4. افحص مواقع الشق بحثا عن الغرز المفقودة والجروح المفتوحة وعلامات العدوى أو التهيج. استبدل الغرز واستخدم المزيد من المضادات الحيوية الموضعية إذا لزم الأمر.
    5. استبدل الطعام الرطب كل 48 ساعة حتى تتم إزالة طوق الإليزابيثي.
  3. نفذ الخطوات التالية بعد 6 أيام من الجراحة.
    1. افحص الجروح للشفاء التام.
    2. إذا كانت الجروح مغلقة ، فقم بإزالة الغرز. إذا كانت الجروح مفتوحة ، فانتظر يومين آخرين لإزالة الغرز. قم بإزالة طوق الإليزابيثي عند إزالة الغرز.
    3. أعد الماوس إلى قفص جديد ونظيف مع فراش كامل وإثراء.
      ملاحظة: يمكن للحيوانات المضي قدما في التجريب أو الحرمان من الماء بعد 7 أيام من الجراحة.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يوضح الشكل 2 والشكل 3 والشكل 4 النشاط العضلي الطبيعي المسجل من عضلات الأطراف الأمامية للفئران التي تؤدي سلوكيات مختلفة: المشي على جهاز المشي دون تثبيت الرأس (الشكل 2) ، وتسلق عجلة دوارة تحت تثبيت الرأس (الشكل 3) ، والوصول إلى قطرات الماء تحت تثبيت الرأس (الشكل 4). يوضح الشكل 2 1.5 ثانية من حركة جهاز المشي مع دورة خطوة تقريبية تقدر من الوقت بين تنشيط ثني الكوع. يوضح الشكل 3 5 ثوان من بيانات EMG من فشل قطب الباسطة المعصم بعد 6 أسابيع من الزرع. في الشكل 3 أ ، تنتج جميع الأقطاب الكهربائية الأربعة إشارة EMG نظيفة تتماشى مع دوران العجلة (مما يشير إلى التسلق). يوضح الشكل 3B الإشارة من نفس الأقطاب الكهربائية بعد الفشل: ينتج القطب الباسطة للمعصم إشارة صاخبة لا تتغير مع حركة. يوضح الشكل 4 1 ثانية من EMG من مجموعات العضلات الأمامية الأربع أثناء مهمة انتقل فيها الفأر من الجمود إلى الوصول إلى قطرة الماء.

في الشكل 2 والشكل 3 والشكل 4 ، تم تضخيم إشارات الجهد وترشيح ممر النطاق (250-20000 هرتز) باستخدام مضخم تفاضلي. ثم تم أخذ عينات من الجهد الخام إلى 1 كيلو هرتز ودرجة z للمقارنة عبر مجموعات البيانات. لاحظ مرة أخرى أنه في حين تم زرع الأقطاب الكهربائية في العضلات الأربع المحددة في البروتوكول (العضلة ذات الرأسين ، ثلاثية الرؤوس ، ECR ، و PL) ، فإنه ليس مضمونا أن العضلات التآزرية المجاورة لم تؤثر على إشارة EMG ؛ لذلك ، يتم تعيين كل تسجيل لمجموعة التآزر الخاصة به (ثني الكوع ، وما إلى ذلك) للتأكد من دقتها. يتطلب التحقق من التسجيلات المعزولة من عضلات مفردة تسجيلات متزامنة في تآزر متعدد لفحص الحديث المتبادل بين تسجيلات العضلات ، والتي قد تكون صعبة للغاية ، خاصة في الجزء السفلي من ذراع الفئران.

figure-results-1
الشكل 1: مخططات تصنيع مجموعة الأقطاب الكهربائية. أ: مخطط لزوج قطب واحد. تشير المناطق الرمادية إلى مكان التعري. ( ب) رسم تخطيطي لمجموعة الموصلات مع إدخال زوج قطب كهربائي واحد مكتمل في الموصل. الشكل في (ب) ليس مقياسا. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-2
الشكل 2: تسجيل EMG التمثيلي من أربع عضلات لفأر يتحرك بحرية (غير مثبت الرأس) يمشي على جهاز المشي. المدة الإجمالية 1.5 ثانية. تم تقدير دورة الخطوة من الوقت بين عمليات تنشيط الكوع الباسطة المتسلسلة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-3
الشكل 3: تسجيل EMG التمثيلي من أربع عضلات لفأر مثبت الرأس يؤدي سلوك تسلق طبيعي. يظهرالصف 5 موضع عجلة التسلق التي يقرأها جهاز تشفير دوار ؛ تشير التغييرات في هذه القيمة إلى أن العجلة تدور وأن يتسلق بنشاط. المدة الإجمالية هي 5 ثوان. (أ) التسجيل بعد 36 يوما من الزرع أثناء التسلق. ب: التسجيل بعد 72 يوما من الزرع في الفأر نفسه بعد فشل قطب المعصم الباسطة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-4
الشكل 4: تسجيل EMG التمثيلي من أربع عضلات لفأر مثبت الرأس ينتقل من الجمود إلى أداء حركة الوصول. المدة الإجمالية هي 1 ثانية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يتيح هذا البروتوكول تسجيلات نشاط العضلات المستقرة من الفئران الثابتة الرأس التي تؤدي مجموعة متنوعة من السلوكيات لعدة أسابيع. في الآونة الأخيرة ، تم استخدام هذه الطريقة لفحص التحكم العصبي في عضلات الأطراف أثناء سلوكيات مثل حركة جهاز المشي18,20 ، ومهمة سحب عصا التحكم18 ، ومهمة الانكماش المشترك21. في حين أن البروتوكول الموصوف هنا خاص بعضلات مرفق الفأر والمعصم ، إلا أنه يمكن تعديله بسهولة للتسجيل من عضلات مختلفة أو عدد مختلف من العضلات عن طريق تغيير الطول و / أو العدد الإجمالي لأزواج الأقطاب الكهربائية. تم تكييف الطريقة الموصوفة هنا من تلك المستخدمة سابقا لتسجيل نشاط عضلات الأطراف الأمامية والخلفية في الفئران بدون تقييد الرأس15،16،17.

يتطلب تصنيع القطب ممارسة كبيرة لإتقانها. يوصى بالممارسة اليومية لمدة 1-2 ساعات أثناء التعلم. يعد تجريد الأقطاب الكهربائية الخطوة الأكثر تحديا نظرا للمستوى الدقيق للقوة المطلوبة لقطع العزل دون إتلاف السلك الأساسي. يعتمد هذا المستوى من القوة على حدة الشفرة ، لذا فإن استبدال شفرة المشرط بشكل متكرر يمكن أن يساعد في ضمان قابلية التكرار أثناء التعلم. قد يكون لحام الأسلاك بالشفرات النحاسية للموصل أمرا صعبا أيضا لأن الفولاذ المقاوم للصدأ لا يلحم بسهولة. يساعد تطبيق كمية ليبرالية من التدفق المتوافق مع الفولاذ المقاوم للصدأ على تعزيز الاتصال.

التحدي الرئيسي أثناء جراحة الزرع هو ربط العقدة البعيدة دون إزعاج السلك المزروع أو العقدة القريبة. يجب أن تكون العقدة القريبة كبيرة بما يكفي لمقاومة الانزلاق إلى العضلات في موقع الإدخال - وبالتالي ، تجنب ربط العقدة بإحكام شديد في الخطوة 2 من تصنيع مجموعة الأقطاب الكهربائية. إذا هاجرت العقدة القريبة بعد الزرع ، فاستخدم ملقط ذو رأس من ألياف الكربون لإعادة وضعه بعناية. شد العقدة البعيدة ببطء مع الحفاظ على قبضة قوية على السلك بالملقط لتجنب سحب القطب بأكمله من خلاله. هذه الخطوة ضرورية لضمان طول عمر الأقطاب الكهربائية المزروعة: الكثير من التوتر الموجود على القطب يمكن أن يتسبب في كسره عندما يتحرك ، في حين أن القطب الفضفاض يمكن أن يتحول أثناء الشفاء ويفقد الاتصال بالعضلات المرتبطة به أثناء شفاء الأنسجة.

تتعافى بشكل جيد بشكل ملحوظ من الجراحة ، على الرغم من وجود مضاعفات محتملة يجب ملاحظتها. أولا ، سوف تمضغ الفئران الغرز والأقطاب الكهربائية إذا أتيحت لها الفرصة. في حين أن طوق الإليزابيثي يمنع ذلك ، فإنه يمنع أيضا من الاستمالة بنفسه. تصاب بعض الفئران بتراكم يشبه المخاط حول عيونها. تعاني ذكور الفئران العرضية ، وخاصة الأكبر سنا ، من انسداد مجرى البول الذي يمكن أن يكون مؤلما للحيوان. السماح للحيوان بالعناية بنفسه لمدة 20 دقيقة كل يوم قبل فحص الغرز يجب أن يمنح وقتا كافيا لمنع هذه المشكلات.

هناك قيود مهمة لهذه الطريقة يجب ملاحظتها. أولا ، لا يمكن لهذه الأقطاب الكهربائية المخصصة عموما حل نشاط وحدة المحرك المفردة. علاوة على ذلك ، ليس من المضمون أن تنبعث الإشارة الكهربائية حصريا من عضلة معينة (أي العضلة ذات الرأسين) ، حيث يصعب استبعاد الحديث المتبادل من النشاط في عضلات التآزر القريبة. لذلك ، في المنشورات ، يشير الباحثون عادة إلى العضلات المسجلة من خلال مجموعة التآزر الخاصة بهم (أي ثني الكوع). يوصى بإجراء تشريح بعد الوفاة بعد كل تجربة للتحقق من موضع كل قطب كهربائي ، حيث يمكن أن يتحول في الأنسجة أثناء الشفاء.

يجب على الباحثين المهتمين بنشاط الوحدة الحركية المفردة التفكير في تجربة أقطاب EMG المطورة حديثا من قبل مركز أبحاث الهندسة الحيوية الحركية المتقدمة (CAMBER) في جامعة إيموري. لا تزال هذه الأقطاب الكهربائية قيد التطوير ، لكن CAMBER ستوفر أحدث تصميم للقطب الكهربائي. العيب الرئيسي لهذه الأقطاب الكهربائية هو طول العمر: تسمح الأقطاب الكهربائية المصنعة يدويا الموصوفة في هذا البروتوكول عموما بالتسجيلات لعدة أسابيع ، في حين أن أقطاب CAMBER تعمل بشكل أفضل للتجارب قصيرة المدى. يمكن للباحثين الذين يختارون طريقة تسجيل EMG الاتصال ب CAMBER مباشرة لتحديد ما إذا كانت أقطابهم الكهربائية مناسبة لتجربة معينة.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يود المؤلفون أن يشكروا الدكتورة كلير وارينر لمساهمتها في تطوير هذه الطريقة. ساعد مارك أجريوس وساجيشنو سافيا في إعداد الأرقام. تم دعم هذا البحث من خلال جائزة Searle Scholar ، وزمالة Sloan Research ، وتعاون Simons في جائزة Global Brain Pilot ، وجائزة Whitehall Research Grant ، واتحاد شيكاغو الطبي الحيوي بدعم من صناديق سيرل في The Chicago Community Trust ، ومنحة المعاهد الوطنية للصحة DP2 NS120847 (AM) ، ومنحة المعاهد الوطنية للصحة 2T32MH067564 (AK).

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
# 11 شفرات مشرطأدوات الدقة العالمية504170لتصنيع قطب كهربية العضل
# 3 مقبض مشرطأدوات العلوم الدقيقة10003-12لتصنيع قطب كهربية العضل
1 مل حقنة Sub-Q (100 عبوة)   ؛Becton Dickinson309597لإدارة الأدوية القابلة للحقن
موصل 12 دبوسNewark33AC2371موصل 12 سنا مع تركيبات نحاسية ؛ لتصنيع قطب كهربية العضل
18 G إبرExel International26419لتصنيع قطب كهربية العضل
27 G إبر   ؛Exel International26426لتصنيع قطب كهربية العضل
3 M Transpore الشريط الجراحي3M1527-0للصق أطراف أثناء الجراحة
6-0 خيوط حريريةHenry Schein101-2636تعمل هذه الغرز بشكل جيد مع الجلد الرقيق حول الرسغين   ؛
سي اند B Metabond مجموعة كاملةPearson DentalP16-0126أسمنت الأسنان لتثبيت الموصل على الصفيح الأمامي
C57BL6 / J الفئران   ؛مختبرات جاكسون# 000664فئران من النوع البري   ؛
ملاقط Carbofib 5-CF (2)أدوات Aven 18762ملقط من ألياف الكربون ، يستخدم لمعالجة الأجزاء الحساسة من القطب الكهربائي (أقسام مجردة أو مدخلة)   ؛
كاربروديل (كاربروفين) 50 مجم / مل حقنCeva Animal Health، LLCG43010Bمسكن عن طريق الحقن لإدارة الألم أثناء وبعد الجراحة
حامل إبرة كاستروفيجو مايكروأدوات العلوم الدقيقة12060-01لخياطة
حامل إبرة Castroviejo (كبير)أدوات العلوم الدقيقة12565-14لإدخال إبرة في العضلات   ؛
مكشطة العظام الحساسةأدوات العلوم الدقيقة10075-16لفصل الجلد عن الأنسجة الأساسية   ؛
Dietgel 76A مكمل غذائيClear H2O72-07-5022لرعاية ما بعد الجراحة
Dumont # 5/45 Footpsأدوات العلوم الدقيقة11251-35لإزالة اللفافة المغطاة بالعضلات   ؛
طوق إليزابيثي للفأركينت ساينتفيك كوربوريشنEC201V-10لرعاية ما بعد الجراحة
إنروفلوكساسين 2.27٪Covetrus# 074743مضاد حيوي قابل للحقن للاستخدام أثناء وبعد الجراحة
هلام الايبوكسيDevcon14265لتصنيع قطب كهربية العضل
Hopkins Bulldog Clamp (4)Stoelting10-000-481مشابك الأنسجة للغطاء الأمامي زرع
محلول الأيزوفلورانCovetrus11695067771التخدير القابل للاستنشاق
ليدوكائين هيدروكلوريد عن طريق الحقن - 2٪Covetrus# 002468مسكن موضعي لإدارة الألم أثناء الجراحة
أكسجين من الدرجة الطبيةAirgasOX USP200لإعطاء الأيزوفلوران أثناء الجراحة
MetriCide 1 جالونMetrex10-1400محلول الجلوتارالديهايد للتعقيم البارد للصفيح الأمامي والأقطاب الكهربائية   ؛
شرائط MetriTest 1.5٪Metrex10-303شرائط اختبار لمراقبة محلول الجلوتارالديهايد (موصى به)
نموذج 900LS أداة تجسيمية للحيوانات الصغيرةKopf Instruments   ؛900LS Stereotaxمع ميزة سوزان الكسولة التي تسمح بدوران المنصة أثناء الجراحة  
PFA المغلفة 0.0055 "مضفر أسلاك الفولاذ المقاوم للصدأ  أنظمة A-M 793200لتصنيع قطب كهربي العضل
إعداد بوفيدون اليودDynarex1108لتنظيف البشرة   ؛
مرهم Puralube البيطري Dechra37327مرهم العين للجراحة 
وسادات تحضير الكحول المعقمةDynarex1113لتنظيف البشرة  
ملقط مستقيم # 5 ملقطأدوات العلوم الدقيقة11295-10لسلك الشباك بعد الإدراج   ;
مقص مستقيم ناعمأدوات العلوم الدقيقة14060-11لقطع الأسلاك   ؛
مقص الربيع للطالب Vannasأدوات العلوم الدقيقة91500-09لعمل شقوق وتقليم الدهون واللفافة والخياطة ؛
Technik Tweezers 7B-SA (2)أدوات Aven18074USAملقط حاد منحني ، للاستخدام العام أثناء الجراحة
مرهم مضاد حيوي ثلاثيWalgreens975863مضاد حيوي موضعي للجراحة
V-1 نظام تخدير حيواني مختبر منضديةVetEquip901806يحتوي على جميع المعدات اللازمة لتحريض التخدير والكسح بما في ذلك المرذاذ ، وغرفة الحث ، ومخروط الأنف البلاستيكي المتحرك ، والأنابيب ؛
منصات

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Imaging large scale neural activity with cellular resolution in awake mobile mice. Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).">Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. Imaging large scale neural activity with cellular resolution in awake mobile mice. Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).
  2. Flow of cortical activity underlying a tactile decision in mice. Neuron. 81 (1), 179-194 (2014).">Guo, Z. V., et al. Flow of cortical activity underlying a tactile decision in mice. Neuron. 81 (1), 179-194 (2014).
  3. Cortex commands the performance of skilled movement. eLife. 4, e10774(2015).">Guo, J. Z., et al. Cortex commands the performance of skilled movement. eLife. 4, e10774(2015).
  4. The role of forelimb motor cortex areas in goal directed action in mice. Sci Rep. 7 (1), 15759(2017).">Morandell, K., Huber, D. The role of forelimb motor cortex areas in goal directed action in mice. Sci Rep. 7 (1), 15759(2017).
  5. Directional reaching for water as a cortex-dependent behavioral framework for mice. Cell Rep. 22 (10), 2767-2783 (2018).">Galiñanes, G. L., Bonardi, C., Huber, D. Directional reaching for water as a cortex-dependent behavioral framework for mice. Cell Rep. 22 (10), 2767-2783 (2018).
  6. Reflex and intended responses in motor cortex pyramidal tract neurons of monkey. J Neurophysiol. 39 (5), 1069-1080 (1976).">Evarts, E. V., Tanji, J. Reflex and intended responses in motor cortex pyramidal tract neurons of monkey. J Neurophysiol. 39 (5), 1069-1080 (1976).
  7. Bistability of alpha-motoneurones in the decerebrate cat and in the acute spinal cat after intravenous 5-hydroxytryptophan. J Physiol. 405, 345-367 (1988).">Hounsgaard, J., Hultborn, H., Jespersen, B., Kiehn, O. Bistability of alpha-motoneurones in the decerebrate cat and in the acute spinal cat after intravenous 5-hydroxytryptophan. J Physiol. 405, 345-367 (1988).
  8. The role of cutaneous afferents in the control of gamma-motoneurones during locomotion in the decerebrate cat. J Physiol. 434, 529-547 (1991).">Murphy, P. R., Hammond, G. R. The role of cutaneous afferents in the control of gamma-motoneurones during locomotion in the decerebrate cat. J Physiol. 434, 529-547 (1991).
  9. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiol Bethesda Md. 34 (1), 5-13 (2019).">Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiol Bethesda Md. 34 (1), 5-13 (2019).
  10. Cortical pattern generation during dexterous movement is input-driven. Nature. 577 (7790), 386-391 (2020).">Sauerbrei, B. A., et al. Cortical pattern generation during dexterous movement is input-driven. Nature. 577 (7790), 386-391 (2020).
  11. Manual dexterity of mice during food-handling involves the thumb and a set of fast basic movements. PLoS One. 15 (1), e0226774(2020).">Barrett, J. M., Raineri Tapies, M. G., Shepherd, G. M. G. Manual dexterity of mice during food-handling involves the thumb and a set of fast basic movements. PLoS One. 15 (1), e0226774(2020).
  12. Task-specific modulation of corticospinal neuron activity during motor learning in mice. Nat Commun. 14, 2708(2023).">Serradj, N., et al. Task-specific modulation of corticospinal neuron activity during motor learning in mice. Nat Commun. 14, 2708(2023).
  13. Spatiotemporal surface EMG characteristics from rat triceps brachii muscle during treadmill locomotion indicate selective recruitment of functionally distinct muscle regions. Exp Brain Res. 138 (1), 26-36 (2001).">Scholle, H. C., et al. Spatiotemporal surface EMG characteristics from rat triceps brachii muscle during treadmill locomotion indicate selective recruitment of functionally distinct muscle regions. Exp Brain Res. 138 (1), 26-36 (2001).
  14. Kinematic and electromyographic tools for characterizing movement disorders in mice. Mov Disord off J Mov Disord Soc. 25 (3), 265-274 (2010).">Scholle, H. C., et al. Kinematic and electromyographic tools for characterizing movement disorders in mice. Mov Disord off J Mov Disord Soc. 25 (3), 265-274 (2010).
  15. A new electrode configuration for recording electromyographic activity in behaving mice. J Neurosci Methods. 148 (1), 36-42 (2005).">Pearson, K. G., Acharya, H., Fouad, K. A new electrode configuration for recording electromyographic activity in behaving mice. J Neurosci Methods. 148 (1), 36-42 (2005).
  16. Behavioral and electromyographic characterization of mice lacking EphA4 receptors. J Neurophysiol. 96 (2), 642-651 (2006).">Akay, T., Acharya, H. J., Fouad, K., Pearson, K. G. Behavioral and electromyographic characterization of mice lacking EphA4 receptors. J Neurophysiol. 96 (2), 642-651 (2006).
  17. Degradation of mouse locomotor pattern in the absence of proprioceptive sensory feedback. Proc Natl Acad Sci USA. 111 (47), 16877-16882 (2014).">Akay, T., Tourtellotte, W. G., Arber, S., Jessell, T. M. Degradation of mouse locomotor pattern in the absence of proprioceptive sensory feedback. Proc Natl Acad Sci USA. 111 (47), 16877-16882 (2014).
  18. Behaviorally selective engagement of short-latency effector pathways by motor cortex. Neuron. 95 (3), 683-696 (2017).">Miri, A., et al. Behaviorally selective engagement of short-latency effector pathways by motor cortex. Neuron. 95 (3), 683-696 (2017).
  19. RIVETS: A mechanical system for in vivo and in vitro electrophysiology and imaging. PloS One. 9 (2), e89007(2014).">Osborne, J., Dudman, J. RIVETS: A mechanical system for in vivo and in vitro electrophysiology and imaging. PloS One. 9 (2), e89007(2014).
  20. The brain integrates proprioceptive information to ensure robust locomotion. J Physiol. 600 (24), 5267-5294 (2022).">Santuz, A., Laflamme, O. D., Akay, T. The brain integrates proprioceptive information to ensure robust locomotion. J Physiol. 600 (24), 5267-5294 (2022).
  21. Motor cortical influence relies on task-specific activity covariation. Cell Rep. 40, 111427(2022).">Warriner, C. L., Fageiry, S., Saxena, S., Costa, R. M., Miri, A. Motor cortical influence relies on task-specific activity covariation. Cell Rep. 40, 111427(2022).

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة