يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

إنشاء نموذج فئران طفيف التوغل للانسداد الرئوي باستخدام جلطات الدم الذاتية

1.3K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/66776

⸱

أكتوبر 25, 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Vascular Surgery, Beijing Hospital, National Center of Gerontology, Institute of Geriatric Medicine, Chinese Academy of Medical Sciences, 2Graduate School of Chinese Academy of Medical Sciences & Peking Union Medical College, 3Tianjin Key Laboratory of Biomaterial Research, Institute of Biomedical Engineering, Chinese Academy of Medical Science & Peking Union Medical College

في هذه المقالة

ملخص

تم وصف منهجية مفصلة لإنشاء نموذج فئران طفيف التوغل للانسداد الرئوي باستخدام جلطات الدم الذاتية. كما يتم توفير طرق إضافية لتحديد المنطقة المصابة بالاحتشاء وتصور شجرة الشرايين الرئوية.

الملخص

يعد الانسداد الرئوي (PE) أحد الأسباب الرئيسية لوفيات القلب والأوعية الدموية ، مما يؤدي إلى عبء اجتماعي واقتصادي كبير. على الرغم من أن العلاجات الحالية تركز بشكل أساسي على مضادات التخثر وانحلال الخثار ، إلا أن هناك حاجة ملحة لفهم أفضل للفيزيولوجيا المرضية وتطوير استراتيجيات علاج جديدة. تلعب النماذج الحيوانية دورا مهما في فهم PE وتطوير علاجات جديدة للمرض ، مع استخدام القوارض بشكل شائع بسبب الاعتبارات الأخلاقية والتكلفة. ومع ذلك ، فإن نماذج القوارض الحالية ل PE محدودة بسبب عدم وجود إجراءات موحدة ، مما يعيق قابلية التكاثر والمقارنات بين الدراسة. تهدف هذه الدراسة إلى إنشاء نموذج فئران طفيف التوغل من PE باستخدام جلطات الدم الذاتية. يتميز النموذج بتقنية أخذ عينات الدم طفيفة التوغل ، وإجراء موحد لتوليد الجلطة ، والوصول إلى الأوردة طفيفة التوغل. بالإضافة إلى ذلك ، يتم توفير بروتوكولات لتحديد المناطق المحتضنة وتصور شجرة الشرايين الرئوية. تهدف هذه الإجراءات إلى تحسين موثوقية نماذج القوارض لدراسة تطور PE وتسهيل تطوير علاجات جديدة.

المقدمة

الانسداد الرئوي (PE) هو سبب رئيسي للوفاة داخل المستشفى وثالث أكثر الأسباب شيوعا للوفاة القلبية الوعائية. على الرغم من ارتفاع حدوثه ، لا تزال الوقاية والتشخيص الفوري تحديا1،2. تعتبر العلاجات المضادة للتخثر وتحلل الدم أمرا بالغ الأهمية في علاج PE ، ومع ذلك فإن الفهم الأعمق لتطور المرض والأساليب العلاجية الجديدة أمر ضروري لتحسين إدارة المرض3.

في البحوث الطبية الحيوية الحديثة ، تلعب النماذج الحيوانية دورا محوريا في توضيح آليات الأمراض البشرية وتطوير علاجات جديدة4،5. كثيرا ما تستخدم الفئران والجرذان والهامستر والأرانب في نمذجة PE بسبب الاعتبارات الأخلاقية والفعالية من حيث التكلفة6،7،8،9،10. تنقسم مناهج نمذجة PE بشكل عام إلى ثلاث فئات: تكوين الجلطة في الجسم الحي ، وحقن جلطة الدم في المختبر ، وإعطاء الجسيمات غير الخثارية. يتم تحديد اختيار الأنواع الحيوانية وتقنية النمذجة من خلال أهداف البحث المحددة ، حيث لا يوجد نموذج واحد يناسب جميع الأغراض. على سبيل المثال ، غالبا ما تستخدم الدراسات التي تركز على استكشاف علاجات جديدة لتحلل التخثر نماذج تتضمن جلطات دموية ذاتية المنشأ بدلا من الجسيمات غير الخثارية.

تواجه الأساليب الحالية لنمذجة PE في القوارض تحديات بسبب عدم وجود منهجيات مفصلة وموحدة. يؤثر هذا على العمليات الرئيسية مثل أخذ عينات الدم وتكوين جلطات الدم والانصمام اللاحق ، وكلها ضرورية لضمان نتائج قابلة للتكرار عبر الدراسات. بالإضافة إلى ذلك ، هناك فجوة كبيرة في القدرة على تحديد المنطقة المسبومة ورسم خريطة دقيقة لتوزيع الصمات اللاحقة للانصمام. تعد معالجة أوجه القصور هذه أمرا ضروريا لتعزيز موثوقية وفائدة نماذج القوارض في أبحاث PE.

في هذه الدراسة ، تم وصف بروتوكولات مفصلة لإنشاء نموذج الفئران من PE باستخدام جلطات الدم الذاتية. يتميز هذا النموذج بتقنية أخذ عينات الدم طفيفة التوغل ، وإجراء موحد لتوليد الجلطة ، والوصول إلى الأوردة طفيفة التوغل. بالإضافة إلى ذلك ، يتم توفير بروتوكولات لتحديد المناطق المحتضنة في الرئتين وتصور شجرة الشرايين الرئوية ، مما قد يسهل المزيد من الاكتشافات البحثية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

أجريت جميع التجارب على بموافقة لجنة رعاية واستخدامه التابعة للأكاديمية الصينية للعلوم الطبية وكلية الطب الاتحادية في بكين (رقم الموافقة: IRM / 2-1ACUC-2311-015). تم استخدام ذكور فئران Sprague-Dawley ، التي يبلغ عمرها 6 أسابيع وتزن حوالي 250 جراما ، في هذه الدراسة. تم إيواء في بيئة محددة خالية من مسببات الأمراض مع إمكانية الوصول إلى نظام غذائي متوازن ومياه. تم الاحتفاظ بها تحت دورة ضوء/مظلمة مدتها 12 ساعة عند درجة حرارة الغرفة من 22 درجة مئوية ± 2 درجة مئوية. سمح للحيوانات بالتكيف مع البيئة لمدة أسبوع واحد قبل الخضوع لأي عمليات جراحية. تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في هذه الدراسة مدرجة في جدول المواد.

1. المعدات والمواد

  1. معدات التخدير: استخدم آلة التخدير بالغاز للحيوانات الصغيرة والأيزوفلوران.
  2. المواد الجراحية: تحضير مسحات قطنية ، مطهر يودوفور ، مجهر ستيريو ، ماكينة حلاقة ، شريط طبي ، حقنة 1 مل بإبرة 27 جم ، حقنة 5 مل ، حقنة 10 مل ، محلول ملحي عادي ، شاش ، 8-0 خيوط النايلون ، خيوط نايلون 6-0 مع إبرة خياطة ، مشابك مرقئ دقيقة ، ملاقط صغيرة ، ومقص ناعم.
  3. مواد أخرى: احصل على إبر توزيع 19 جم و 18 جم متوافقة مع المحاقن الطبية ، وأنبوب سيليكون بقطر داخلي 1.2 مم وطول 10 سم ، وأنبوب تسريب بقطر داخلي 3.0 مم وطول 20 سم ، وأنبوب طرد مركزي 1.5 مل ، وماصة ، وأطراف ماصة.
  4. مولد الجلطة عصامي وحاقن جلطة الدم (الشكل 1): قم بتوصيل أنبوب السيليكون بإبرة الاستغناء 19 جيجا متصلة بحقنة 1 مل لإنشاء مولد الجلطة. قم بتوصيل أحد طرفي أنبوب التسريب بإبرة الاستغناء 18 G وقم بتوصيل الطرف الآخر بحقنة سعة 5 مل لإنشاء حاقن الجلطة.

2. تحضير جلطة دموية ذاتية المنشأ

  1. تخدير
    1. ضع داخل غرفة تحريض التخدير وقم بإعطاء خليط من 4٪ من الأيزوفلوران مع هواء الغرفة بمعدل تدفق 2 لتر / دقيقة لمدة 2-3 دقائق (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا).
    2. ضع على منصة التشغيل في وضع ضعيف. الحفاظ على التخدير عن طريق إعطاء 2.5٪ أيزوفلوران بمعدل تدفق 0.4 لتر / دقيقة. اختبر منعكس الدواسة لضمان تحقيق التخدير الكافي.
    3. مد كلا الطرفين الأماميين أفقيا من الجسم ، وقم بتمديد الأطراف الخلفية لفضح منطقة الفخذ بشكل مناسب. قم بتأمين في هذا الوضع باستخدام شريط طبي (الشكل 2 أ).
  2. أخذ عينات الدم من خلال الوريد الأجوف القحفي (CVC)
    1. قم بإزالة الشعر حول المانوبريوم باستخدام ماكينة حلاقة وكريم لإزالة الشعر. تطهير الجلد باليودوفور.
    2. أدخل إبرة 27 جم متصلة بحقنة 1 مل عموديا على عمق 8 مم لثقب CVC الأيسر أو الأيمن ، كما هو موضح في الشكل 2 أ.
      ملاحظة: إسقاط سطح الجسم ل CVC هو 5 مم جانبيا للمانوبريوم. يمكن استخدام كلا الجانبين ، ولا يؤثر الاختيار على الخطوات التالية.
    3. أمسك المحقنة واسحب المكبس برفق لخلق ضغط سلبي داخل البرميل. اسحب الإبرة تدريجيا حتى يتدفق الدم ، ثم حافظ على هذا الوضع حتى يتم جمع 0.3 مل من الدم (الشكل 2 ب).
  3. تحضير جلطة دموية
    1. ادفع الدم الذي تم جمعه إلى أنبوب طرد مركزي سعة 1.5 مل ، مع الحرص على عدم إنتاج فقاعات.
    2. اسحب الدم إلى أنبوب السيليكون لمولد الجلطة عصامي الصنع حتى يبلغ طول عمود الدم 10 سم.
      ملاحظة: قم بتنفيذ هاتين الخطوتين بسرعة ، حيث سيبدأ التخثر وينتشر في أنبوب الطرد المركزي ، مما يقلل من جودة جلطات الدم المحصودة.
    3. انتظر لمدة 30 دقيقة حتى يتم تخثر الدم بالكامل. خلال هذا الوقت ، قم بإعداد أعمدة الدم للحيوانات الأخرى بنفس الطريقة.
    4. اغسل عمود الدم المخثر في طبق بتري يحتوي على محلول ملحي عادي ، واغسل عمود الجلطة بمحلول ملحي عادي ثلاث مرات (الشكل 2 ج).
    5. استخدم مقصا دقيقا لقطع عمود الجلطة إلى جلطات دموية موحدة ، يبلغ طول كل منها 4 مم (الشكل 2 د). ارسم 10-20 جلطة في الحاقن عصامي الصنع المملوء مسبقا ب 2 مل من المحلول الملحي العادي.
      ملاحظة: يجب ألا يتجاوز طول الجلطات الدموية 1 سم ، وإلا ستصبح محاصرة في البطين الأيمن.

3. إعداد الوصول إلى الوريد

  1. تعريض الأوعية الشرسوفية السطحية
    1. تخدير وإصلاحه كما هو موضح في الخطوة 2.1.
    2. احلق الشعر المحيط بمنطقة الفخذ اليسرى. ضعي كريم إزالة الشعر على هذه المناطق ، وانتظري لمدة 1 دقيقة ، ثم امسحي الكريم بالشاش. تطهير الجلد باليودوفور.
    3. قم بعمل شق جلدي بطول 5 مم فوق أصل الأوعية الشرسوفية السطحية في منطقة الفخذ. عادة ، يمكن تتبع أصل الأوعية الشرسوفية السطحية من خلال ملاحظة نبض صغير في منطقة الفخذ.
    4. باستخدام مجهر استريو مكبر 10x ، افصل طبقة رقيقة من الدهون تحت الجلد لفضح الأوعية الشرسوفية السطحية (الشكل 3 أ).
  2. عزل الوريد الشرسوفي السطحي
    1. اعزل الوريد الشرسوفي السطحي بعناية عن الشريان والأعصاب والأنسجة الدهنية. قم بإجراء ذلك بشكل قريب ، حتى النقطة التي يتم فيها تصريفه في الوريد الفخذي ، وبعيدا ، وصولا إلى تشعب الوريد الأول.
    2. اربط الجانب البعيد ب 8-0 قم بخيط الخيط وتثبيته بمشبك صغير. تحكم في الجانب القريب ب 8-0 حلقة الخيط متصلة بمشبك صغير آخر (الشكل 3 ب).
    3. قم بعمل شق عرضي صغير في الجانب البعيد من الوريد المعزول. السيطرة على الجانب القريب لتجنب النزيف. اغسل الدم المتبقي في تجويف الوريد باستخدام محلول ملحي عادي. بمجرد أن يصبح الوريد صافيا ، استخدم ملاقط صغيرة لتكبير الشق الوريدي.

4. الانصمام

  1. قنية الوريد
    1. أدخل إبرة الحاقن ذاتي الصنع برفق في الوريد من خلال شق الوريد. قم بتأمين الإبرة بمشبك ثالث لمنعها من الانزلاق من الوريد.
  2. إجراء الانصمام
    1. ادفع المكبس ببطء لإعطاء كمية صغيرة من المحلول الملحي العادي. يشير امتلاء الوريد بدون مقاومة إلى وصول الوريد دون عائق (الشكل 3 د).
    2. استمر في دفع المكبس لإعطاء الجلطات في الوريد الفخذي من خلال الوصول إلى الوريد الشرسوفي السطحي. تحكم في سرعة الانصمام بمعدل 5 صمات في الدقيقة. مراقبة تنفس. يشير ضيق التنفس الناشئ والمتفاقم إلى الانصمام الناجح.
    3. بعد حقن الكمية المحددة مسبقا من جلطات الدم ، اسحب الإبرة واربط الجانب القريب من الوريد الشرسوفي السطحي.
    4. خياطة الشق وضع في صندوق دافئ. انقل إلى قفصه بمجرد استيقاظه.

5. القياس الكمي للمنطقة المحتضنة

  1. القتل الرحيم والتروية القلبية
    1. أضف 25,000 وحدة من الهيبارين الصوديوم إلى 250 مل من المحلول الملحي العادي واخلطه جيدا. قم بتوصيل الزجاجة بجهاز التسريب الزجاجة رأسا على عقب على ارتفاع 80 سم. أغلق صمام جهاز التسريب.
    2. قتل بجرعة زائدة من الأيزوفلوران (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا).
    3. قطع الضلوع بمقص كبير وافتح الصدر ، وتجنب تلف الرئتين والأوعية الكبيرة.
    4. أدخل إبرة جهاز التسريب في البطين الأيسر. افتح صمام جهاز التسريب للسماح بالتسريب الملحي الهيباريني. استخدم المقص لقطع الوريد الأجوف السفلي والزائدة اليسرى للسماح بالصرف. تحكم في سرعة التروية عند 50 مل / دقيقة.
      ملاحظة: خلال هذا الإجراء ، تتحول أنسجة الرئة الطبيعية إلى اللون الأبيض ، بينما تظل المنطقة المسبومة صدئة.
    5. بعد الانتهاء من التروية بمحلول ملحي هبارين ، قم بثقب جذع الشريان الرئوي من خلال البطين الأيمن باستخدام حقنة سعة 10 مل مملوءة بمحلول بارافورمالدهايد بنسبة 4٪. إصلاح أنسجة الرئة عن طريق إجراء 4٪ من نضح بارافورمالدهيد عبر الرئتين لحجم إجمالي قدره 30 مل.
  2. تقديم مؤشر يسمى نسبة الاحتشاء
    1. بعد التثبيت ، استئصال الرئتين والقلب والقصبة الهوائية والمريء والغدة الصعترية والأوعية الكبيرة ككل من العمود الفقري والحجاب الحاجز11.
    2. قم بإزالة المريء والغدة الصعترية والأنسجة الدهنية بعناية من الكتلة الأولية ، ولم يتبق سوى القلب والرئتين والأوعية الكبيرة.
    3. اغمر الجزء المتبقي في حجم مناسب من محلول بارافورمالدهايد 4٪ لمدة 48 ساعة على الأقل.
    4. استخدم ميزان تحليلي لوزن الرئتين بالكامل. استخدم مقصا دقيقا لفصل الجزء المحتشاني من الرئتين ووزن الأنسجة المحتشة بنفس التوازن. احسب نسبة الاحتشاء باستخدام المعادلة التالية:
      figure-protocol-1
      أنا هو وزن الأنسجة المصابة بالاحتشاء ، و w هو وزن الرئتين بأكملها ، وأنا أمثل نسبة الاحتشاء.
    5. بعد تحديد المنطقة المحشية ، قم بقص أنسجة الرئة الثابتة ببارافورمالدهايد لتضمين البارافين11.

6. تصور شجرة الشرايين الرئوية

  1. صب الشريان الرئوي
    1. القتل الرحيم للحيوان وإجراء نضح القلب كما هو موضح في الخطوة 5.1.
    2. أضف كمية متساوية (بالوزن) من المخفف إلى مركب صب السيليكون ، وامزج الخليط ، ثم أضف 5٪ (بالوزن أو الحجم) من عامل المعالجة. امزج الخليط مرة أخرى.
    3. اسحب 1 مل من الخليط في حقنة سعة 1 مل ، واستنفد الهواء ، وأدخل الإبرة في جذع الشريان الرئوي من خلال البطين الأيمن. ثبت الإبرة في الشريان الرئوي لمنع الانزلاق والتدفق العكسي.
    4. اضغط برفق على المكبس للسماح لخليط صب السيليكون بملء شجرة الشرايين الرئوية. سيتم صبغ مناطق الرئة الطبيعية بخليط الصب ، بينما تظل المناطق المحتشة حمراء صدئة.
      ملاحظة: يجب تطبيق صب الشريان الرئوي فقط على أنسجة الرئة السليمة. عادة ما يكون 0.6-0.8 مل من خليط الصب كافيا لملء شجرة الشرايين الرئوية. يمكن أن يؤدي الإفراط في حقن خليط الصب إلى صب الوريد الرئوي ، مما يؤثر على تصور شجرة الشرايين الرئوية. يجب استخدام خليط الصب في غضون 20 دقيقة بعد إضافة عامل المعالجة ، حيث سيتبلور بعد هذا الوقت.
    5. اسحب المحقنة بعد صب التروية ، وربط جذع الشريان الرئوي ، وحصاد الرئتين والقلب والأوعية الكبيرة كما هو موضح في الخطوة 5.2. ضع الكتلة بأكملها في طبق بتري واحفظها في ثلاجة 4 درجات مئوية طوال الليل للسماح لخليط الصب بالتبلور.
  2. المقاصة والتصور
    1. قم بإزالة القلب والأوعية الكبيرة من الرئتين بالمقص ، ثم نظف بقايا خليط المعالجة من سطح الرئة.
    2. اغمر الرئتين بالتتابع في محاليل الكحول الإيثيلي بنسبة 25٪ و 50٪ و 75٪ و 95٪ و 100٪ ، كل منها لمدة 24 ساعة. سيؤدي هذا الإجراء إلى جفاف الرئتين تماما.
    3. اغمر الرئتين المجففة في ميثيل الساليسيلات لمدة 24 ساعة. بعد عملية المقاصة هذه ، ستكون شجرة الشرايين الرئوية مرئية ، ويمكن أيضا رؤية الصمات ، حيث أن ميثيل الساليسيلات لا يزيل الهيموجلوبين (الشكل 4 ب ، د).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

أعراض وأمراض نموذج PE
أثناء الانصمام ، عانت الفئران من ضيق في التنفس ، وأظهر الصدر تقلبات متساعة. نجت جميع تقريبا من نوبة الانسداد الرئوي عندما تم إعطاء أقل من 10 سم من الجلطات الدموية (14 من أصل 15 نموذجيا). بعد إعادتها إلى أقفاصها ، تجعدت في الزوايا وأظهرت اهتماما منخفضا بالطعام والماء. ومع ذلك ، تم حل هذه الأعراض بسرعة ، وفي غضون عدة ساعات ، تصرفت بشكل طبيعي. لم يكن هناك فرق يعتد به في الوزن بين خط الأساس و 24 ساعة بعد الانصمام (341.8 ± 10.4 مقابل 343.3 ± 8.5 ، ص = 0.25).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

في هذه الدراسة ، تم إنشاء نموذج فئران طفيف التوغل من PE باستخدام جلطات دموية ذاتية المنشأ بنجاح. بمجرد إتقانها ، يمكن إكمال إجراء النمذجة هذا في غضون 30 دقيقة. يلتقط النموذج بشكل فعال السمات الرئيسية ل PE السريري ، كما تؤكده الفحوصات المرضية. وبالتالي ، فإنه يوفر أداة قيمة لتوضيح التغيرات الديناميكية الدموية والتسبب في المضاعفات بعد PE ، وتطوير مؤشرات حيوية تشخيصية وأهداف علاجية جديدة ، واختبار علاجات جديدة مضادة للتخثر.

تم بذل جهود كبيرة على مدى عدة عقود لتطو...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ويعلن أصحاب البلاغ عدم وجود تضارب في المصالح.

شكر وتقدير

هذه الدراسة مدعومة بمنحة من مؤسسة وو جيبينغ الطبية (320.6750.19089-36).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
الميزان التحليليMETTLER TOLEDOMA55/Aلا شيء
إبرة الاستغناءJinrong الإلكترونياتلا شيء19 جم و 18 جم
مقص ناعمأقوىXGJ1300لا شيء ملح
الصوديوم الهيبارينSolarbio01-08-9041140U / mg
IsofluraneRWDR510-22-10لا شيء
ميثيل الساليسيلاتماكلينM813577AR ، 99٪
مشبك مايكروJZ & nbsp ؛W40160لا شيء
ملاقط صغيرةأقوىXGN1310لا شيء
مركب صب السيليكونFlow TechMV-130لا شيء
Sprague-Dawley الفئرانVital RiverSD-IGSلا شيء
مجهر ستيريوMurziderMSD204لا شيء

المراجع

  1. Götzinger, F., et al. Interventional therapies for pulmonary embolism. Nat Rev Cardiol. 20 (10), 670-684 (2023).
  2. Falster, C., et al. Comparison of international guideline recommendations for the diagnosis of pulmonary embolism. Lancet Haematol. 10 (11), e922-e935 (2023).
  3. Konstantinides, S. V., et al. ESC guidelines for the diagnosis and management of acute pulmonary embolism developed in collaboration with the European Respiratory Society (ERS). Eur Heart J. 41 (4), 543-603 (2020).
  4. Domínguez-Oliva, A., et al. The importance of animal models in biomedical research: Current insights and applications. Animals (Basel). 13 (7), 1223(2023).
  5. Mukherjee, P., Roy, S., Ghosh, D., Nandi, S. K. Role of animal models in biomedical research: A review. Lab Anim Res. 38 (1), 18(2022).
  6. Tang, Z., et al. Gene expression profiling of pulmonary artery in a rabbit model of pulmonary thromboembolism. PLoS One. 11 (10), e0164530(2016).
  7. Deng, C., et al. Expression of tissue factor and forkhead box transcription factor o-1 in a rat model for chronic thromboembolic pulmonary hypertension. J Thromb Thrombolysis. 42 (4), 520-528 (2016).
  8. Runyon, M. S., Gellar, M. A., Sanapareddy, N., Kline, J. A., Watts, J. A. Development and comparison of a minimally-invasive model of autologous clot pulmonary embolism in Sprague-Dawley and Copenhagen rats. Thromb J. 8, 3(2010).
  9. Li, S. Q., et al. Comparative proteomic study of acute pulmonary embolism in a rat model. Proteomics. 7 (13), 2287-2299 (2007).
  10. Deng, C., et al. Role of FOXO1 and apoptosis in pulmonary vascular remolding in a rat model of chronic thromboembolic pulmonary hypertension. Sci Rep. 7 (1), 2270(2017).
  11. Morton, J., Snider, T. A. Guidelines for collection and processing of lungs from aged mice for histological studies. Pathobiol Aging Age Relat Dis. 7 (1), 1313676(2017).
  12. Karpov, A. A., Vaulina, D. D., Smirnov, S. S., Moiseeva, O. M., Galagudza, M. M. Rodent models of pulmonary embolism and chronic thromboembolic pulmonary hypertension. Heliyon. 8 (3), e09014(2022).
  13. Picazo, M. G., Benito, P. J., García-Olmo, D. C. Efficiency and safety of a technique for drawing blood from the hamster cranial vena cava. Lab Anim (NY). 38 (6), 211-216 (2009).
  14. Szabó, K. The cranial venous system in the rat: Anatomical pattern and ontogenetic development. Ii. Dorsal drainage. Ann Anat. 177 (4), 313-322 (1995).
  15. Li, C. Y., et al. The effects and mechanism of ginsenoside rg1 on myocardial remodeling in an animal model of chronic thromboembolic pulmonary hypertension. Eur J Med Res. 18 (1), 16(2013).
  16. Sullivan, D. M., Watts, J. A., Kline, J. A. Biventricular cardiac dysfunction after acute massive pulmonary embolism in the rat. J Appl Physiol (1985). 90 (5), 1648-1656 (2001).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

تكوّن الخثرةالوصول إلى الوريداحتشاء الرئةالشجرة الشريانية الرئويةترويق الأنسجةإمكانية تحلل الفيبرين
إنشاء نموذج فئران طفيف التوغل للانسداد الرئوي باستخدام جلطات الدم الذاتية
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.