مقالة منهجية

حصاد وتضمين وزراعة العقد الجذرية الظهرية في أجهزة متعددة الأجزاء لدراسة السمات العصبية الطرفية

2K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/66854

⸱

يونيو 28, 2024

 ,  ,  ,  , 
1Department of Biological Systems Engineering, University of Nebraska-Lincoln

في هذه المقالة

ملخص

يوفر هذا البروتوكول تقنية لحصاد وزراعة العقدة الجذرية الظهرية المزروعة (DRG) من فئران Sprague Dawley البالغة في جهاز متعدد الأجزاء (MC).

الملخص

الميزة العصبية الطرفية الأكثر شيوعا للألم هي انخفاض عتبة التحفيز أو فرط الحساسية للأعصاب الطرفية من العقد الجذرية الظهرية (DRG). يرتبط أحد الأسباب المقترحة لفرط الحساسية هذا بالتفاعل بين الخلايا المناعية في الأنسجة المحيطية والخلايا العصبية. قدمت النماذج في المختبر المعرفة الأساسية في فهم كيف تؤدي هذه الآليات إلى فرط الحساسية لمستقبلات الألم. ومع ذلك ، تواجه النماذج في المختبر التحدي المتمثل في ترجمة الفعالية إلى البشر. لمواجهة هذا التحدي ، تم تطوير نموذج ذي صلة من الناحية الفسيولوجية والتشريحية في المختبر لثقافة العقد الجذرية الظهرية السليمة (DRGs) في ثلاث حجرات معزولة في صفيحة 48 بئرا. يتم حصاد DRGs الأولية من فئران Sprague Dawley البالغة بعد القتل الرحيم الإنساني. يتم قطع جذور الأعصاب الزائدة ، ويتم تقطيع DRG إلى أحجام مناسبة للثقافة. ثم تزرع DRGs في الهلاميات المائية الطبيعية ، مما يتيح نموا قويا في جميع المقصورات. يوفر هذا النظام متعدد الأجزاء عزلا تشريحيا لأجسام خلايا DRG من الخلايا العصبية ، وأنواع الخلايا ذات الصلة من الناحية الفسيولوجية ، والخصائص الميكانيكية لدراسة التفاعلات بين الخلايا العصبية والمناعية. وبالتالي ، توفر منصة الثقافة هذه أداة قيمة للتحقيق في استراتيجيات عزل العلاج ، مما يؤدي في النهاية إلى تحسين نهج الفحص للتنبؤ بالألم.

المقدمة

الألم المزمن هو السبب الرئيسي للإعاقة وفقدان العمل على مستوى العالم1. يؤثر الألم المزمن على حوالي 20٪ من البالغين على مستوى العالم ويفرض عبئا اجتماعيا واقتصاديا كبيرا2 ، حيث تقدر التكاليف الإجمالية بين 560 و 635 مليار دولار كل عام في الولايات المتحدة3.

الميزة الطرفية الرئيسية التي يظهرها مرضى الألم المزمن هي انخفاض عتبة تحفيز الأعصاب ، مما يؤدي إلى أن يكون الجهاز العصبي أكثر استجابة للمنبهات 4,5. يمكن أن تؤدي عتبة التحفيز المنخفضة إلى استجابة مؤلمة لمحفز غير مؤلم سابقا (ألم خيفي) أو استجابة عالية لمحفز مؤلم (فرط التألم)6. علاجات الألم المزمن الحالية لها فعالية محدودة ، وغالبا ما تفشل العلاجات التي تنجح في النماذج الحيوانية في التجارب البشرية بسبب الاختلافات الميكانيكية في مظاهر الألم7. النماذج في المختبر التي يمكن أن تحاكي بدقة أكبر آليات التحسس المحيطي لديها القدرة على زيادة ترجمة العلاجات الجديدة 8,9. علاوة على ذلك ، من خلال نمذجة الجوانب الرئيسية للأعصاب الحساسة في نظام الثقافة ، يمكن للباحثين تطوير فهم أعمق للآليات التي تدفع العتبات المنخفضة وتحديد أهداف علاجية جديدة تعكسها10.

ستتضمن المنصات المثالية في المختبر أو الأنظمة الفيزيولوجية الدقيقة الفصل المادي للخلايا العصبية البعيدة وجسم خلية الجذر الظهري (DRG) ، وبيئة خلوية ثلاثية الأبعاد (3D) ، ووجود خلايا دعم أصلية لتقليدها عن كثب في ظروف الجسم الحي . ومع ذلك ، تظهر ورقة حديثة من قبل Caparaso et al.11 أن منصات ثقافة DRG الحالية تفتقر إلى واحدة أو أكثر من هذه الميزات الرئيسية ، مما يجعلها غير كافية في التكرار في ظروف الجسم الحي . على الرغم من سهولة إعداد هذه المنصات ، إلا أنها لا تحاكي الأساس البيولوجي للتوعية المحيطية وبالتالي قد لا تترجم إلى فعالية في الجسم الحي . لمعالجة هذا القيد ، تم تطوير نموذج ذي صلة من الناحية الفسيولوجية في المختبر لثقافة العقد الجذرية الظهرية (DRG) داخل مصفوفة هيدروجيل مع ثلاث حجرات معزولة للسماح بعزل السائل الصدغي للأعصاب وأجسام خلايا DRG11. يقدم هذا النموذج أهمية فسيولوجية وتشريحية ، والتي لديها القدرة على دراسة التحسس المحيطي للخلايا العصبية في المختبر.

يرجع الاهتمام المتزايد باستخدام نباتات DRG في ثقافة 3D إلى قدرتها على تسهيل نمو الخلايا العصبية القوي ، والذي يعمل كمؤشر غير مباشر على جدوى DRG12. في حين أن نباتات DRG الأولية لحديثي الولادة أو الجنينية تستخدم في الغالب في منصات الثقافة المختبرية الحالية13,14 ، فإن استخدام النباتات من القوارض البالغة يوفر نموذجا أفضل لعلم وظائف الأعضاء العصبية الناضجة ، والذي يحاكي عن كثب فسيولوجيا DRG البشرية مقارنة بالنباتات من القوارض الوليدية أو الجنينية15. تشير Explant DRGs إلى الحفاظ على الأنسجة الخلوية والجزيئية لأنسجة DRG الأصلية ، في المقام الأول عن طريق الحفاظ على خلايا الدعم غير العصبية الأصلية. هنا ، يصف هذا البروتوكول منهجية حصاد وزراعة نباتات DRG من فئران Sprague Dawley البالغة في جهاز متعدد الأجزاء (MC) (الشكل 1).

وقد أظهرت فعالية في زراعة DRGs من العمود الفقري العنقي والصدري والقطني مع عدم وجود اختلافات ملحوظة في نمو الخلايا العصبية. بالنسبة لهذا التطبيق ، كان الهدف هو استنباط نمو الخلايا العصبية في الأجزاء الخارجية للجهاز. لذلك ، لم تميز هذه المقالة بين مستويات DRG. ومع ذلك ، إذا لزم الأمر لتجربة معينة ، يمكن تخصيص مستوى DRG لتلبية احتياجات المجربين. يوجد حاليا نماذج ثقافة مجزأة أخرى للثقافة ثلاثية الأبعاد ل DRGs16 ، ومع ذلك ، لا تحتوي هذه الأجهزة على خلايا دعم أصلية غير عصبية محفوظة ، والتي يمكن أن تحد من الترجمة. يعد الحفاظ على البنية الأصلية ل DRGs المحصودة أمرا مهما لأنه يضمن الاحتفاظ بخلايا الدعم غير العصبية ، والتي تعد تفاعلاتها مع الخلايا العصبية DRG ضرورية للحفاظ على الخصائص الوظيفية لهذه الخلايا العصبية. شاركت العديد من الدراسات في فصل DRGs مع الخلايا العصبية غير الأصلية مثل خلايا Schwann لتعزيز الميالين للخلايا العصبية17،18،19.

البروتوكول

تم إجراء حصاد DRG وفقا للجنة المؤسسية لرعاية واستخدام (IACUC) في جامعة نبراسكا لينكولن. تم استخدام إناث فئران Sprague Dawley التي تتراوح أعمارها بين 12 أسبوعا (~ 250 جم) للدراسة. يتم سرد تفاصيل والكواشف والمعدات المستخدمة في الدراسة في جدول المواد.

1. تصنيع وتجميع جهاز متعدد الأجزاء

  1. تصميم بمساعدة الكمبيوتر وطباعة 3D للجهاز متعدد الأجزاء
    ملاحظة: يتكون جهاز MC من ثلاث حجرات لعزل أجسام خلايا DRG والخلايا العصبية (الشكل 2A). جهاز MC غير متوفر تجاريا ؛ ومع ذلك ، يتم توفير ملف STL هنا (ملف الترميز التكميلي 1) لتمكين الطباعة ثلاثية الأبعاد. تستغرق طباعة MC يوما واحدا (1) حتى تكتمل.
  2. قم بتحميل ملف STL الخاص ب MC إلى طابعة Resin 3D باستخدام برنامج متوافق.
    ملاحظة: المادة المثالية للطباعة هي راتنج عالي الحرارة. الميزة الرئيسية لاستخدام الراتنج عالي الحرارة هو أنه متوافق حيويا ويمكن تعقيمه وإعادة استخدامه. يمكن أيضا استخدام طابعة ثلاثية الأبعاد لمعالجة الضوء الرقمي (DLP) أو طابعات ثلاثية الأبعاد أخرى لطباعة الجهاز.
  3. انقل الأجهزة المطبوعة إلى محلول غسيل لمدة 30 دقيقة في الأيزوبروبانول (>96٪) لإزالة الراتنج المتبقي من سطح جهاز MC المطبوع.
  4. بعد معالجة الأجهزة على حرارة 80 درجة مئوية لمدة 120 دقيقة باستخدام عامل معالجة متاح تجاريا (انظر جدول المواد). يعزز عامل المعالجة الخواص الميكانيكية لجهاز MC المطبوع عن طريق تعريضه لدرجة الحرارة والأشعة فوق البنفسجية.
  5. عالج أجهزة MC حراريا في فرن على حرارة 160 درجة مئوية لمدة 180 دقيقة.
  6. تعقيم الأجهزة باستخدام الأوتوكلاف لمدة 45 دقيقة في دورة الجاذبية.

2. إعداد هيدروجيل

  1. توليف حمض الهيالورونيك ميثاكريلات (MAHA ، 85٪ -115٪ ميثاكريلاسيون) والتوصيف باستخدام بروتوكول وصفه Seidlits et al.20.
    ملاحظة: لدعم نمو DRGs ، يشيع استخدام الهلاميات المائية الثلاثية المكونة من حمض الهيالورونيك من النوع الأول والكولاجين من النوع الأول واللامينين. تشير النتائج إلى أن DRGs تنمو عادة في MAHA ، تتراوح من 1.25-2.5 مجم / مل والكولاجين من 2.0-4.5 مجم / مل. بالنسبة للامينين ، وجد أن 0.75 مجم / مل يكفي لضمان نمو قوي ل DRGs. هنا ، طرق إنشاء هلام ثلاثي مع 1.25 مجم / مل MAHA و 4.5 مجم / مل كولاجين و 0.75 مجم / مل لامينين. يجب أن يتم تحضير هيدروجيل في خزانة تدفق رقائقي لتوفير مساحة عمل معقمة.

3. إعداد حل البادئ الضوئي

ملاحظة: من الضروري وجود بادئ ضوئي لربط MAHA تحت ضوء الأشعة فوق البنفسجية. يستخدم بشكل شائع في النسب المئوية من 0.3٪ إلى 0.6٪.

  1. تحضير محلول البادئ الضوئي قبل 3 أيام من حصاد DRG.
  2. قم بتسخين حمام الماء الصوتنة مسبقا إلى 37 درجة مئوية قبل تحضير محلول البادئ الضوئي.
  3. من خلال العمل باستخدام تقنية التعقيم في غطاء التدفق ، قم بإعداد محلول بيكربونات الصوديوم 23.125 مجم / مل (NaHCO3) عن طريق إذابة محلول NaHCO3 في 5x Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) -HEPES.
  4. في قنينة زجاجية ، امزج 0.6٪ وزن / حجم (وزن / حجم) بادئ ضوئي في محلول ملحي معقم مخزن بالفوسفات (PBS) بنسبة 20٪ حجم / حجم 1x محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS) و 80٪ حجم / حجم 5X محلول DMEM / HEPES.
  5. للحماية من الضوء ، لف القارورة الزجاجية بورق الألمنيوم. ومع ذلك ، تأكد من إزالة رقائق الألومنيوم قبل نقل القارورة إلى حمام مائي صوتنة ساخنة إلى 37 °C مع صوتنة بين 30-40 دقيقة.
    ملاحظة: يجب حماية محلول البادئ الضوئي من الضوء لأنه يمكن أن يتحلل إلى جذور ويبدأ عملية البلمرة عند تعرضه للضوء21.
  6. مرشح معقم للمحلول باستخدام مرشح حقنة 0.22 ميكرومتر في قنينة زجاجية معقمة جديدة.

4. انحلال حمض الهيالورونيك الميثاكريلات

  1. قم بإذابة حمض الهيالورونيك الميثاكريلاتي (المحضر في الخطوة 2) في نفس اليوم الذي يتم فيه تحضير محلول البادئ الضوئي (الخطوة 3).
  2. ضع MAHA المجمد المجفف بالتجميد في مجفف لمدة 15 دقيقة للوصول إلى درجة حرارة الغرفة.
  3. العمل في غطاء التدفق الصفحي واستخدام تقنية الوزن المعقم ، قم بوزن MAHA المجفف بالتجميد في قنينة زجاجية.
  4. أضف الحجم اللازم من محلول البادئ الضوئي المصفى إلى MAHA للوصول إلى تركيز MAHA المطلوب. تركيز الجل النهائي الشائع هو 1.25 مجم / مل MAHA و 4.5 مجم / مل كولاجين.
  5. أغلق الغطاء بغشاء مانع للتسرب في المختبر ، ولف القارورة الزجاجية بورق الألمنيوم ، وضعها على لوحة شاكر مدارية في درجة حرارة الغرفة حتى تذوب تماما (عادة 3 أيام). في بعض الأحيان ، دوامة الحل لتفكيك كتل كبيرة من MAHA لضمان حل موحد من MAHA.

5. تجميع الجهاز

  1. ضع جهاز MC في طبق من 48 بئرا قبل يوم من حصاد DRG.
  2. ضع خطا رفيعا من هلام السيليكون في الأخدود أسفل جهاز MC (الشكل 2 ب) باستخدام حقنة سعة 3 مل. سيساعد ذلك الجهاز على التعلق بإحكام بلوحة البئر.
  3. بمساعدة ملقط # 3 ، ضع جهاز MC برفق في بئر لوحة 48 بئرا ، كما هو موضح في الشكل 2C.
    ملاحظة: يمكن تعديل حجم الجهاز ليناسب التطبيق المقصود ، ويمكن استخدام لوحة بحجم مختلف إذا رغبت في ذلك. يمكن إعادة استخدام الأجهزة. لإعادة الاستخدام ، يجب غسل الهيدروجيل برفق من جميع الأنفاق ، ويجب استخدام أخدود التحميل الموجود أسفل الجهاز مع 70٪ من الإيثانول مع تحريض لطيف. بعد اكتمال ذلك ، يمكن إعادة تعقيم الأجهزة للتعقيم قبل الاستخدام.

6. إعداد

  1. الأوتوكلاف جميع أدوات التشريح اللازمة قبل بدء الحصاد.
  2. الحصول على ذكر أو أنثى بالغ Sprague Dawley الفئران الذين تتراوح أعمارهم بين 12-20 أسبوعا. جنس الفئران لا يؤثر على نمو DRG.
  3. القتل الرحيم للفأر وفقا لبروتوكول IACUC المعتمد باستخدام جرعة زائدة من CO2 كطريقة أساسية للقتل الرحيم وثقب استرواح الصدر الثنائي كطريقة ثانوية للقتل الرحيم وفقا لإرشادات الجمعية الطبية البيطريةالأمريكية 22.
  4. ضع الجرذ على وسادة سفلية معقمة على طاولة تشريح مع الجانب البطني لأسفل. رش الفراء مع 70 ٪ من الإيثانول.

7. حصاد العقد الجذرية الظهرية (DRG)

  1. تحضير وسائط التشذيب التي تحتوي على 86٪ وسائط عصبية قاعدية A ، و 10٪ مصل بقري جنيني (FBS) ، و 1٪ بنسلين ستربتومايسين (PS) ، و 1٪ جلوتامين ، و 2٪ B27 بالإضافة إلى 50x ونقلها إلى صفيحة 24 بئرا. سيتم استخدام هذه الوسائط ولوحة البئر للتخزين المؤقت ل DRGs المحصودة قبل تضمينها في الهيدروجيل.
  2. ارتد معطف المختبر والقناع الجراحي وغطاء المحرك ونظارات السلامة والقفازات.
  3. باستخدام مقص كبير للأنف الحاد ، قم بقطع الجلد عند قاعدة العمود الفقري العنقي ثم أسفل طول العمود الفقري.
  4. لمزيد من تصريف الدم بعيدا عن القناة الشوكية ، قم بقطع أسفل لوحي الكتف ونزولا عبر العضلات لقطع الأوعية الدموية الرئيسية.
  5. استخدم مقصا كبيرا حاد الأنف لقطع العضلات بعيدا عن العمود الفقري. مسح أكبر قدر ممكن من العضلات لتصور العمود الفقري.
  6. إزالة الأجزاء الظهرية والجانبية من الفقرات. استخدم مقص Rongeur المستقيم ومقص الأنف الحاد لإزالة العمليات الشائكة والعرضية للفقرات ، بدءا من نهاية عنق الرحم والتحرك نحو النهاية القطنية.
  7. إزالة الحبل الشوكي. استخدم مقص الأنف الحاد الصغير لقطع جذور الأعصاب المتصلة ب DRGs بعناية على طول جانبي الحبل الشوكي. قطع الطرف العنقي للحبل الشوكي وارفعه بعناية من القناة الشوكية تدريجيا ، مع قطع أي جذور عصبية متبقية متصلة ب DRGs.
    ملاحظة: المهارات الحركية الدقيقة ضرورية لضمان عدم قطع جسم DRG في هذه العملية.
  8. لفضح DRGs ، استخدم Rongeur المنحني لإزالة المزيد من الأجزاء الجانبية من الفقرات. اسحب للخارج من خط الوسط ، بالتناوب مع الجانبين. احرص على عدم اختراق جسم DRG لأنه قد يتسبب في تلف أجسام الخلايا والمحاور.
  9. باستخدام ملقط #3 ومقص زنبركي مستقيم الحافة ، قم بإزالة DRGs بين كل مستوى من الفقرات. أمسك جذور الأعصاب الشوكية من DRG ، واسحبها بعناية من الجيب ، وقطع الطرف الآخر من العصب الشوكي. احرص على عدم الإمساك بجسم DRG مباشرة.
  10. ضع DRGs في آبار صفيحة 24 بئرا (تحتوي على وسائط التشذيب ، الخطوة 7.1) على الجليد.
  11. بعد جمع جميع DRGs ، قم بتنظيف مساحة العمل ، ووضع الذبيحة في كيس الأوتوكلاف ، وتخزينها / التخلص منها بشكل مناسب وفقا لبروتوكول IACUC.

8. DRG التشذيب والقطع

  1. املأ طبق بتري 60 مم على مقعد نظيف بوسائط التشذيب (الخطوة 7.1). قم بإعداد نطاق التشريح ومعقم الخرزة الزجاجية وضع صندوق أدوات معقم بأدوات التشذيب (# 3 ملقط ومقص زنبركي مستقيم الحافة) بجانب المنظار.
  2. تحت نطاق التشريح ، قم بإزالة الأنسجة الزائدة حول DRG وتقليم جذور الأعصاب بالقرب من جسم DRG (عادة ما تكون أغمق قليلا من الأعصاب المحيطة).
  3. املأ طبق بتري ثان 60 مم بوسائط طازجة. تحت نطاق التشريح ، قم بقطع DRGs المشذبة إلى حوالي 0.5 مم (أو بين 0.5 مم و 0.8 مم). يتم وضع المسطرة تحت طبق بتري أثناء القطع للحصول على الحجم المقدر الصحيح لقطع DRGs.
  4. نقل قطع DRGs إلى طبق جديد من 24 بئرا مع الوسائط على الجليد.
    ملاحظة: يجب أن يتم تقليم DRG وقطعه وتضمينه في خزانة تدفق رقائقي لتوفير مساحة عمل معقمة. في حالة عدم وجود خزانة تدفق رقائقي ، يجب مراعاة تقنيات التعقيم ، مع الحد الأدنى من معدات الحماية الشخصية المناسبة (PPE) الموصى بها (معطف المختبر ، والأقنعة ، والنظارات الواقية ، والقفازات) وتعقيم جميع الأدوات طوال العملية للتخفيف من التلوث المحتمل.

9. تحييد الكولاجين

  1. تحييد الكولاجين في نفس يوم حصاد DRG بعد تقليم وقطع DRGs.
  2. العمل على الجليد ، ماصة ~ 8.16٪ ماء فائق النقاء ، ~ 1.84٪ 1 م هيدروكسيد الصوديوم (NaOH) ، ~ 10٪ 10x PBS ، و ~ 80٪ من الكولاجين من الحجم الكلي للمحلول في قارورة زجاجية.
  3. امزج ببطء باستخدام طرف ماصة معقم منخفض الاحتفاظ بكولاجين الماصة (عادة ما يضاف أخيرا) في الخليط. تأكد من إبقاء طرف الماصة في المحلول أثناء الخلط لتجنب تكوين فقاعات. تحقق من درجة الحموضة للكولاجين المحايد باستخدام شرائط الأس الهيدروجيني للتأكد من أنها ~ 7.
    ملاحظة: يمكن حفظ الكولاجين المحايد على الثلج لمدة 2-3 ساعات دون التبلور. لذلك ، يجب إجراء تصنيع الهيدروجيل على وجه السرعة بمجرد تحييد الكولاجين.

10. تصنيع هيدروجيل

  1. العمل على الثلج ، ماصة لامينين (إلى تركيز نهائي من 0.75 ملغ / مل) و 1x PBS في قارورة زجاجية.
  2. باستخدام أطراف ماصة معقمة منخفضة الاحتفاظ ، قامت الماصة بتحييد الكولاجين ومحلول MAHA في الخليط للوصول إلى التركيز المطلوب.
  3. تخلط ببطء وتحقق من درجة الحموضة في هيدروجيل الناتج (يجب أن يكون ~ 7).

11. تضمين DRG

  1. قم بإجراء تضمين متعدد المقصورات.
    1. ماصة 65.1 ميكرولتر و 52.8 ميكرولتر من هيدروجيل مختلط مسبقا في مقصورات سوما ونيوريت ، على التوالي.
      ملاحظة: يفترض هذا استخدام أجهزة MC في لوحة 48 بئرا. يمكن تغيير وحدات التخزين هذه بناء على حجم جهاز MC المستخدم.
    2. قم بتضمين DRGs المقطوعة برفق في حجرة سوما (الشكل 2 أ) ، مع التأكد من أنها لا تخدش الجزء السفلي من لوحة البئر. ضع DRG في المنتصف حتى تنمو الخلايا العصبية في المقصورات المجاورة عبر الأنفاق.
    3. قم بربط الهيدروجيل الحراري في الحاضنة عند 37 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة. أثناء حدوث ذلك ، قم بتشغيل مصباح الأشعة فوق البنفسجية للإحماء.
    4. بعد التشابك الحراري ، تربط الأشعة فوق البنفسجية هيدروجيل لمدة 90 ثانية.
    5. أضف وسائط نمو DRG إلى الهيدروجيل و DRG وقم بإجراء تغيير كامل للوسائط بعد ساعة للتخلص من الآثار غير المتفاعلة أو المتبقية للبادئ الضوئي التي تستمر في الوسائط.
    6. قم بإجراء نصف تغيير للوسائط كل 3 أيام وراقب نمو DRGs من خلال المشاهدة تحت المجهر.
    7. بعد ~ 4 أسابيع ، عندما تبدأ الخلايا العصبية DRG في النمو (الشكل 3A) ، التقط الصور باستخدام جهاز تصوير لوحة الفلورسنت وحدد طول الخلايا العصبية باستخدام FIJI (ImageJ).

12. التحكم في تضمين DRG

  1. ماصة 250 ميكرولتر من هيدروجيل في لوحة 48 بئر (بدون MC).
  2. ضع DRG المقطوع برفق في منتصف البئر وفي منتصف الطريق لأسفل في الهيدروجيل ، مع التأكد من أنه لا يخدش قاع لوحة البئر.
  3. قم بربط الهيدروجيل الحراري في الحاضنة عند 37 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة.
  4. ربط الأشعة فوق البنفسجية هيدروجيل لمدة 90 ثانية.
  5. أضف وسائط نمو DRG إلى الهيدروجيل و DRG وقم بإجراء تغيير كامل للوسائط بعد ساعة.
  6. قم بإجراء نصف تغيير الوسائط كل 3 أيام ومراقبة نمو DRG من خلال مشاهدته تحت المجهر.
  7. بعد ~ 4 أسابيع ، عندما تبدأ الخلايا العصبية DRG في النمو (الشكل 3 ب) ، التقط الصور باستخدام جهاز تصوير لوحة الفلورسنت.
    ملاحظة: أي مجهر برايت فيلد سيعمل للتصوير. المجهر الآلي القائم على اللوحة يجعل هذه العملية أسرع. يتم التحكم في التضمين في المواد الهلامية العادية بدون الجهاز لمقارنة نمو الخلايا العصبية DRG في الأجزاء المتعددة. بمجرد أن يتحقق المستخدمون من أن DRGs تنمو بشكل مشابه في MC والمواد الهلامية للتحكم ، فقد لا يحتاجون إلى تكرار المواد الهلامية للتحكم في كل مرة.

13. تصوير DRG

  1. التقط صورا ساطعة بتكبير 4x باستخدام جهاز تصوير لوحة الفلورسنت على نطاق من المسافات البؤرية لتصور جهاز DRG و MC بالكامل.
  2. اضبط سطوع الصورة وتباينها لتسهيل عرض الخلايا العصبية.
  3. احفظ الصورة كملف .tiff.

14. القياس الكمي العصبي DRG

  1. قم بتنزيل وتثبيت فيجي (ImageJ).
  2. افتح ImageJ. افتح ملف الصورة وتأكد من أن الملف أحادي اللون.
  3. تعزيز التباين بحيث تكون أصغر الخلايا العصبية مرئية. قم بذلك عن طريق فتح خيار السطوع والتباين باستخدام الاختصار Ctrl + Shift + C.
  4. اضبط منزلقات وحدة التحكم حسب الحاجة لتصور الخلايا العصبية ، وانقر فوق تطبيق للحصول على السطوع والتباين المطلوبين.
  5. افتح أداة تتبع الخلايا العصبية عن طريق فتح قائمة المكونات الإضافية ، وتحديد التجزئة ، والنقر فوق Simple Neurite Tracer.
  6. ابدأ تتبعا جديدا بالنقر فوق أحد طرفي الجهاز العصبي مباشرة مقابل جسم DRG.
  7. انقر فوق نقطة أخرى على طول العصبون لإضافة تتبع حتى يتم تتبع الخلايا العصبية من طرف إلى طرف. انقر فوق إنهاء المسار بعد تتبع العصب.
  8. قم بتحويل الطول المتتبع إلى وحدات حقيقية واحفظ النتائج عن طريق نسخها ولصقها في Excel.
  9. استخدم أداة الخط المستقيم في فيجي لرسم خط بنفس طول شريط المقياس (عدم ترك نهاية الخط) وانظر إلى قيمة الطول المرئية أسفل شريط الأدوات. يتم استخدام قيمة الطول للتحويل.
  10. قم بقياس طول ستة خلايا عصبية طويلة تمتد من جانبي DRG (الشكل 3C ، D) واحسب متوسط طول هذه الخلايا العصبية لإعطاء متوسط طول تمثيلي ل DRG ، كما هو موضح في الشكل 4.
    ملاحظة: تم اختبار التلوين المناعي على نباتات DRG في المواد الهلامية العادية لإظهار وجود خلايا دعم غير عصبية7. يتم تثبيت DRGs في 4٪ بارافورمالدهيد (PFA) في درجة حرارة الغرفة ، ويتم غسلها ثلاث مرات باستخدام 1x PBS لمدة 15 دقيقة ، وتخزينها في 1x PBS عند 4 درجات مئوية حتى تلطيخ المناعة.
  11. بالنسبة للنباتات في أجهزة MC ، قم بإزالة جهاز MC واتبع نفس العملية الموضحة أعلاه7.

النتائج

وصف البروتوكول الحالي تقنية لحصاد وتربية DRG من فئران Sprague Dawley البالغة في جهاز متعدد الأجزاء (MC). كما هو موضح في الشكل 1 ، تم قطع DRG التي تم حصادها من الفئران البالغة وتقطيعها إلى ~ 0.5 مم. ثم تم تضمين DRGs المشذبة والمقطوعة في هيدروجيل في منطقة سوما لجهاز MC (الشكل 2) واستزراعها لمدة 27 يوما قبل تحديد كمية الخلايا العصبية. تم استزراع DRG في هلام عادي ليكون بمثابة عنصر تحكم. كان تركيز تركيبة الهيدروجيل المستخدمة في هذه التجربة 4.5 / 1.25 مجم / مل من الكولاجين: MAHA. في اليومين 27 و 21 للمواد الهلامية متعددة الأجزاء والعادية ، على التوالي ، كان هناك نمو قوي للخلايا العصبية (الشكل 3). كان متوسط طول الخلايا العصبية في MC (894.22 ميكرومتر ± 308.75 ميكرومتر) مشابها لطول الخلايا العصبية في المواد الهلامية العادية الضابطة (864.26 ميكرومتر ± 362.84 ميكرومتر) (الشكل 4). يوضح هذا قدرة جهاز MC على دعم ثقافة DRG ونمو الخلايا العصبية. تم قياس أطوال الخلايا العصبية باستخدام برنامج ImageJ.

figure-results-1
الشكل 1: مخطط تخطيطي يوضح الإجراء التجريبي. (أ) حصاد العقد الجذرية الظهرية (DRG) من فئران سبراغ داولي البالغة. (ب) تقليم وقطع DRG المحصودة. (ج) تركيبة هيدروجيل ، وتضمين DRG ، وثقافة في هيدروجيل داخل MC مثبتة في لوحة 48 بئرا. (د) نمو الخلايا العصبية DRG بعد 21-30 يوما من الثقافة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-2
الشكل 2: مطبوعة متعددة الحجرات مع ثلاث حجرات معزولة ويمكن استخدامها في لوحة 48 بئر. (أ) تظهر صورة تمثيلية توضح المنظر العلوي لجهاز MC المطبوع مقصورات DRG و neurite (الخطوط الحمراء) ومنطقة تضمين DRG (باللون الأخضر). (B) منظر جانبي ل MC. (C) صورة ل MC مثبتة في لوحة من 48 بئرا. شريط المقياس = 10 مم. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-3
الشكل 3: نمو الخلايا العصبية في جهاز متعدد الأجزاء (MC) ، والتحكم في المواد الهلامية العادية. (أ) صورة تمثيلية توضح نمو الخلايا العصبية المتتبعة في جهاز متعدد الأجزاء (MC) في برايتفيلد. (أدناه) يشار إلى الخلايا العصبية التي نمت من خلال أنفاق MC مع السهام. (B) صورة لنمو الخلايا العصبية في المواد الهلامية العادية الضابطة (بدون MC). (ج) صورة تمثيلية توضح تتبع الخلايا العصبية لاثني عشر عصبا عصبيا طويلا في المواد الهلامية العادية (خطوط أرجوانية). تم تحديد ستة خلايا عصبية طويلة على جانبي DRG لإعطاء متوسط طول الخلايا العصبية. تم التقاط الصور باستخدام جهاز تصوير لوحة الفلورسنت عند تكبير 4x ، وتم قياس الخلايا العصبية باستخدام FIJI (ImageJ). قضبان المقياس = 1000 ميكرومتر. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-4
الشكل 4: طول الخلايا العصبية في الأجزاء المتعددة (MC) مقارنة بطول الجل العادي (PG). مخطط مبعثر يوضح أطوال الخلايا العصبية الفردية مع الوسائل والانحرافات المعيارية الممثلة بأشرطة الخطأ. كان متوسط طول الخلايا العصبية في MC 1204.40 ميكرومتر ± 690.43 ميكرومتر (متوسط ± SD) مقارنة ب 864.26 ميكرومتر ± 362.84 ميكرومتر (متوسط ± SD) في الجل العادي ، مما يشير إلى نمو الخلايا العصبية لدعم MC. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

ملف الترميز التكميلي 1: ملف STL لجهاز متعدد الأجزاء (MC) تم إنشاؤه باستخدام برنامج تصميم بمساعدة الكمبيوتر. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.

المناقشة

يحدد هذا البروتوكول طريقة لحصاد Sprague Dawley DRGs البالغة واستزراعها في الهلاميات المائية الطبيعية 3D. على عكس هذه الطريقة ، تتضمن الأساليب الأخرى لحصاد DRGs من الفئران والجرذان عزل العمود الفقري. يتم خفض العمود الفقري المستأصل إلى النصف ، ويتم إزالة الحبل الشوكي لفضح DRGs23،24،25. الأضرار التي لحقت الحبل الشوكي يحد من إمدادات الدم ، مما يؤثر على DRGs والخلايا العصبية الداخلية26. هذا يقلل من نشاط DRGs ، مما يجعل الأساليب الجراحية أكثر ملاءمة. علاوة على ذلك ، تم تحديد طريقة لطباعة 3D لجهاز MC قوي يسمح بثقافة ذات صلة من الناحية الفسيولوجية ل DRGs.

يحدد هذا البروتوكول طريقة لثقافة DRG في المختبر ، مع التركيز على دراسة التحسس المحيطي للخلايا العصبية في نموذج ذي صلة تشريحيا وفسيولوجيا. يمكن لطريقة الثقافة هذه إنشاء فصل مادي للأعصاب البعيدة وجسم خلية DRG في بيئة 3D. يحاكي جهاز MC البيئة في الجسم الحي حيث يتم الحفاظ على DRG explants مع الخلايا ويمكن زراعتها مع الخلايا الدبقية الأصلية. يحتوي DRG explant على خلايا عصبية غير أصلية ، والتي يمكن زراعتها مع خلايا أخرى لتقليد الظروف الفسيولوجية. تعزز هذه الأهمية الفسيولوجية الدراسات حول كيفية تنظيم الخلايا غير العصبية للنشاط العصبي وتساعد في فهم الآليات الأساسية المشاركة في الشعور بالألم. يجب أن يؤدي دمج هذه التفاعلات غير العصبية إلى تنبؤات أكثر دقة لنتائج إشارات الخلية مقارنة بنماذج الثقافة المبسطة مع DRGs المنفصلة. إن وجود مقصورتين عصبيتين يزيد من الأهمية الفسيولوجية لأن DRGs المفردة تعصب الأنسجة المختلفة في الجسم الحي. يسمح هذا التصميم بمعالجة حجرة عصبية واحدة بينما يعمل الآخر كعنصر تحكم. يمكن استخدام مقصورات التحكم والعلاج المتصلة بسوما واحدة لدراسة التأثيرات عبر الحجرة ، ومحاكاة الظروف في الجسم الحي حيث تمتد الخلايا العصبية من سوما واحدة وتجربة محفزات مختلفة لأنها تعصب الأنسجة المختلفة ، مما يوفر نظرة ثاقبة للحديث المتبادل بين الخلايا العصبية. إذا حدث الحديث المتبادل بين الخلايا العصبية في المقصورات المجاورة ، يمكن أن تكون DRGs غير المعالجة بمثابة عنصر تحكم حقيقي.

يمكن استخدام هذا الجهاز لعزل العلاج أو لدراسة التفاعل بين الخلايا العصبية و DRG في سياق الألم. نظرا لأنه يمكن علاج الخلايا العصبية البعيدة بشكل انتقائي بشكل منفصل عن DRG soma والأعصاب القريبة ، يمكن استخدام هذا النظام للعلاجات الطرفية مثل علاجات المفاصل المستهدفة ، حيث يتم علاج الطرف النهائي للخلايا العصبية الحسية الطرفية مباشرة.

الميزة الرئيسية لجهاز MC هي التجارب عالية الإنتاجية عبر آبار متعددة من نفس اللوحة ، حيث تم تصميم جهاز MC ليتناسب مع لوحة 48 بئرا. فائدة إضافية للمنصة في المختبر هي القدرة على تغيير صلابة الهيدروجيل داخل MC عن طريق ضبط تركيزات الكولاجين و MAHA لتقليد خصائص البيئات الدقيقة المختلفة للأنسجة. أحد القيود المحتملة لهذا البروتوكول هو أن العزل السائل بين مقصورات العصفور و DRG soma ليس مثاليا للثقافات التي تتجاوز 72 ساعة دون تغيير الوسائط. أكدت دراسة سابقة أنه يتم الحفاظ على عزل السوائل في المقصورات لمدة تصل إلى 72 ساعة دون تغيير الوسائط11. أظهرت الدراسات السابقة أن زيادة تركيز حمض الهيالورونيك يعزز بشكل كبير كثافة تشابك الكولاجين ، وبالتالي يحد من انتشار الجزيئات الكبيرة عبر مصفوفة الهيدروجيل27. لذلك ، لتحسين عزل السوائل للمزارع بعد 72 ساعة ، يمكن زيادة تركيز MAHA ، كما هو موضح في دراسة أجراها Caparaso et al.7 ، حيث أدت الزيادة في MAHA إلى تحسين عزل السوائل. يتم تضمين التحكم لضمان نمو مماثل لخلايا DRG العصبية في MC والهلام العادي. هذا لضمان عدم تأثير MC على نمو DRG. لا يوصى بتكرار تضمين التحكم مع كل تجربة بمجرد التحقق من نمو DRG في MC.

يعترف المؤلفون بأن DRGs البشرية أكبر ، وتحتوي على المزيد من الخلايا ، ولها نسب متفاوتة من النوع الفرعي للخلايا العصبية مقارنة بالفئرانDRGs 28. استخدام DRGs القوارض هو قيود على هذه الدراسة من حيث الترجمة إلى العيادة. ومع ذلك ، يمكن أن يكون هذا النظام ذا قيمة كمنصة فحص لتحديد المركبات التي تؤثر على استثارة الخلايا العصبية. على الرغم من وجود اختلافات تركيبية بين DRGs القوارض والإنسان ، إلا أن هناك أيضا تداخلا كبيرا داخل البروتين بين الفئران و DRGsالبشرية 29. يشير هذا التداخل في البروتين - ووجود نفس الأنواع الفرعية العصبية - إلى أنه يمكن استخدام DRG للفئران لفحص العلاجات على مستوى عال ، ويمكن إجراء مزيد من الاختبارات للتحقق مما إذا كانت التغييرات في DRG للفئران تترجم ميكانيكيا إلى DRG البشري.

تسمح هذه المنصة بالتحفيز الدوائي المستهدف ودراسة الخلايا العصبية أو أجسام الخلايا ذات التحكم الزمني. يمكن قياس التغييرات في استثارة الخلايا العصبية ونقل الإشارات بسهولة عن طريق التلاعب بالخلايا العصبية أو DRG. تم إثبات القدرة على تقييم استثارة الخلايا العصبية باستخدام تصوير الكالسيوم في الهلاميات المائية ذات التحكم العادي مع DRGs explant7. يمكن استخدام طرق مماثلة في جهاز MC لتقييم استثارة الخلايا العصبية.

يمكن استخدام هذه الطريقة لدراسة حالات الألم المختلفة حيث يكون تحفيز الخلايا العصبية الحسية الأولية الطرفية عاملا دافعا ، مثل آلام أسفل الظهر المرتبطة بالقرص. يمكن أن يكون فحص فرط الحساسية لمستقبلات الألم أداة واعدة لاكتشاف أدوية جديدة لتقليل فرط الاستثارة. الحد من فرط الاستثارة لديه القدرة على الترجمة سريريا إلى تقليل الألم. يمكن لهذه المنصة فحص الأدوية عالية الإنتاجية لتحديد المرشحين الأكثر فعالية للتحقق من الصحة في الجسم الحي باستخدام فحوصات السلوك الشبيه بالألم.

الإفصاحات

يعلن مؤلفو هذه الدراسة أنه ليس لديهم تضارب في المصالح.

شكر وتقدير

تم دعم هذا العمل من خلال منحة NSF (2152065) وجائزة NSF CAREER (1846857). يود المؤلفون أن يشكروا جميع الأعضاء الحاليين والسابقين في Wachs Lab على المساهمة في هذا البروتوكول. تم عمل الرسوم البيانية في الشكل 1 في Biorender.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
# 5 ملقطأدوات العلوم الدقيقة11252-00لتقليم وقطع DRG
10x DMEMMilliporeSigmaD2429
1x PBS (معقمة)محضرة في المختبر7.3 - 7.5 درجة الحموضة
24 لوحة بئرVWR82050-892لتخزين DRGs المحصودة والمقطعة
3 مل حقنة معقمة وتستخدم مرة واحدةBD309657
48 لوحة بئرGreiner Bio-One677180
60 مم طبق بتريفيشر FB0875713A العلميلعقد وسائط لتقليم وقطع
رقائق الألومنيومFisherbrand01-213-104
B27 Plus 50xThermoFisher17504044لوسائط DRG
الكولاجين النوع الأولIbidi50205
منحني كوب Friedman Pearson RongeurFine ScienceTools 16221-14للتشريح
Dumont # 3 ملقطأدوات العلوم الدقيقة11293-00لتشريح
مصل الأبقار الجنين (FBS)ThermoFisher16000044لوسائط DRG
شكل علاجنموذج عامل معالجة المختبرات
شكل غسيلمختبراتلغسل الراتنجات الزائدة من MC
معقم الخرز الزجاجيفيشر ScientificNC9531961
قوارير زجاجية (8 مل)DWK Life Sciences (Wheaton)224724
GlutaMaxThermoFisher35050-061لوسائط DRG
HEPES (1M)Millipore SigmaH0887
راتنج V2 عالي الحرارةFormLabsFLHTAM02
الصوديوم حمض الهيالورونيكMilliporeSigma53747تستخدم لصنع MAHA
IrgacureMilliporeSigma410896
LamininR & D Systems344600501
مقص كبير حادالأنف MilitexEG5-26للتشريح
ملقط كبير (أطراف مسننة)Militex9538797للتشريح
مقص كبير حاد الأنفأدوات العلومالدقيقة 14010-15للتشريح
نصائح ماصة منخفضة الاحتفاظفيشر Scientific02-707-017لسحب الكولاجين و حمض
الهيالورونيك الميثاكريلاتيد (MAHA)محضر في المختبرN / A85 - 115٪ عامل نمو الأعصاب الميثاكريلیشن
(NGF)R & D Systems556-NG-100لوسائط DRG
Neurobasal A MediaThermoFisher10888022لوسائط DRG
ParafilmBemisPM996
ParafilmBemisPM996
Penicillin / Streptomycin (PS)EMD Millipore516106لشرائط اختبار الأس الهيدروجيني لوسائط DRG
VWR InternationalBDH35309.606
أطراف الماصة (1000 & micro; L)الولايات المتحدة الأمريكية العلمية1111-2021
التشكيل 3.23.1 برنامجFormslabلتحميل ملف STL
الجرذتشارلز
ريفر راتنج طابعة ثلاثية الأبعادنموذج مختبراتنموذج 3Lالطباعة ثلاثية الأبعاد جهاز MC
مقص صغير حاد الأنفأدوات العلوم الدقيقة14094-11لتشريح
بيكربوناتالصوديومMilliporeSigmaS6014
كوب مستقيم rongeurأدوات العلوم الدقيقة16004-16لتشريح
مقص زنبركي ذو حافةمستقيمة أدوات العلومالدقيقة 15024-10لتشريح
شفرة الكتف الجراحية (رقم 10)مرشحات الحقن Fisher Scientific22-079-690
، PES (0.22 & micro ؛ م)مقص زنبركيصغير Celltreat 229747
أدوات الدقة العالمية14003لتقليم وقطع
مصباح DRG للأشعة فوق البنفسجيةAnalytik Jena USلهيدروجيل فوتولينكس (15 - 18 ميجاواط / سم 2)
مؤقتا ملح

المراجع

  1. Vos, T., et al. Global, regional, and national incidence, prevalence, and years lived with disability for 310 diseases and injuries, 1990-2015: A systematic analysis for the global burden of disease study 2015. Lancet. 388 (10053), 1545-1602 (2016).
  2. Goldberg, D. S., Mcgee, S. J. Pain as a global public health priority. BMC Public Health. 11 (1), 770(2011).
  3. Gaskin, D. J., Richard, P. The economic costs of pain in the United States. J Pain. 13 (8), 715-724 (2012).
  4. Kim, Y. S., et al. Coupled activation of primary sensory neurons contributes to chronic pain. Neuron. 91 (5), 1085-1096 (2016).
  5. Im, H. J., et al. Alteration of sensory neurons and spinal response to an experimental osteoarthritis pain model. Arthritis Rheum. 62 (10), 2995-3005 (2010).
  6. Jensen, T. S., Finnerup, N. B. Allodynia and hyperalgesia in neuropathic pain: Clinical manifestations and mechanisms. Lancet Neurol. 13 (9), 924-935 (2014).
  7. Berge, O. G. Predictive validity of behavioral animal models for chronic pain. Br J Pharmacol. 164 (4), 1195-1206 (2011).
  8. Anderson, W. A., Willenberg, A. R., Bosak, A. J., Willenberg, B. J., Lambert, S. Use of a capillary alginate gel (capgel™) to study the three-dimensional development of sensory nerves reveals the formation of a rudimentary perineurium. J Neurosci Methods. 305, 46-53 (2018).
  9. Mohammed Izham, N. A., et al. Exploring the possibilities of using in vitro model for neuropathic pain studies. Neurosci Res Notes. 5, 144(2022).
  10. Park, S. E., et al. A three-dimensional in vitro model of the peripheral nervous system. NPG Asia Mater. 13 (1), 2(2021).
  11. Caparaso, S. M., Redwine, A. L., Wachs, R. A. Engineering a multi-compartment in vitro model for dorsal root ganglia phenotypic assessment. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 111 (11), 1903-1920 (2023).
  12. Krug, A. K., et al. Evaluation of a human neurite growth assay as specific screen for developmental neurotoxicants. Arch Toxicol. 87 (12), 2215-2231 (2013).
  13. F, M., et al. Extracellular matrix stiffness negatively affects axon elongation, growth cone area and F-actin levels in a collagen type I 3D culture. J Tissue Eng Regen Med. 16 (2), 151-162 (2021).
  14. Spearman, B. S., et al. Tunable methacrylated hyaluronic acid-based hydrogels as scaffolds for soft tissue engineering applications. J Biomed Mater Res A. 108 (2), 279-291 (2020).
  15. Zhu, W., Oxford, G. S. Differential gene expression of neonatal and adult DRG neurons correlates with the differential sensitization of TRPV1 responses to nerve growth factor. Neurosci Lett. 500 (3), 192-196 (2011).
  16. Van De Wijdeven, R., et al. Structuring a multi-nodal neural network in vitro within a novel design microfluidic chip. Biomed Microdevices. 20, 1-8 (2018).
  17. Chan, J. R., et al. NGF controls axonal receptivity to myelination by Schwann cells or oligodendrocytes. Neuron. 43 (2), 183-191 (2004).
  18. Ng, B. K., Chen, L., Mandemakers, W., Cosgaya, J. M., Chan, J. R. Anterograde transport and secretion of brain-derived neurotrophic factor along sensory axons promote Schwann cell myelination. J Neurosci. 27 (28), 7597-7603 (2007).
  19. Xiao, J., et al. BDNF exerts contrasting effects on peripheral myelination of NGF-dependent and BDNF-dependent drg neurons. J Neurosci. 29 (13), 4016-4022 (2009).
  20. Seidlits, S. K., et al. The effects of hyaluronic acid hydrogels with tunable mechanical properties on neural progenitor cell differentiation. Biomaterials. 31 (14), 3930-3940 (2010).
  21. Tomal, W., Ortyl, J. Water-soluble photoinitiators in biomedical applications. Polymers. 12 (5), 1073(2020).
  22. Leary, S., et al. Avma guidelines for the euthanasia of animals: 2013 edition. Veterinary Medical Association. , Schaumburg, Illinois. (2013).
  23. Sleigh, J. N., Weir, G. A., Schiavo, G. A simple, step-by-step dissection protocol for the rapid isolation of mouse dorsal root ganglia. BMC Res Notes. 9 (1), 82(2016).
  24. Naveed, M., et al. Simple methods of dissection protocols for the rapid isolation of rat dorsal root ganglia under the non-microscopic condition. Neuroscience Research Notes. 6 (2), 212(2023).
  25. Perner, C., Sokol, C. L. Protocol for dissection and culture of murine dorsal root ganglia neurons to study neuropeptide release. STAR Protocols. 2 (1), 100333(2021).
  26. Bai, X., et al. A high-resolution anatomical rat atlas. J Anatomy. 209 (5), 707-708 (2006).
  27. Bian, L., et al. The influence of hyaluronic acid hydrogel crosslinking density and macromolecular diffusivity on human MSC chondrogenesis and hypertrophy. Biomaterials. 34 (2), 413-421 (2013).
  28. Haberberger, R. V., Barry, C., Dominguez, N., Matusica, D. Human dorsal root ganglia. Front Cell Neurosci. 13, 271(2019).
  29. Schwaid, A. G., Krasowka-Zoladek, A., Chi, A., Cornella-Taracido, I. Comparison of the rat and human dorsal root ganglion proteome. Scientific Rep. 8 (1), 13469(2018).

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

neurite DRG ImageJ neurite
حصاد وتضمين وزراعة العقد الجذرية الظهرية في أجهزة متعددة الأجزاء لدراسة السمات العصبية الطرفية
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.