يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

نموذج لإصابة الرئة الحادة بعد إعادة تروية التروية الحشوية عن طريق التصفير الأبهري فوق الاضطرابات الهضمية في الفئران

926 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/66896

⸱

أغسطس 15, 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Vascular Surgery, Rouen University Hospital, 2INSERM U1096, FHU REMOD-VHF, Rouen University Hospital

في هذه المقالة

ملخص

تصف هذه الدراسة نموذجا لإصابة الرئة الحادة بعد إعادة تروية نقص التروية الحشوية أثناء التصلب الأبهري فوق الاضطرابات الهضمية عن طريق شق البطن في الفئران. إنه يتيح التحقيق في كل من الآثار السريرية والبيولوجية لقط الأبهر بالإضافة إلى تأثير نقص التروية وإعادة التروية على الأعضاء الأساسية وإصابات الرئة البعيدة.

الملخص

تتطلب الجراحة المفتوحة لتمدد الأوعية الدموية الأبهري البطني انقطاعا عابرا للدورة الدموية ، مما يتسبب في نقص تروية الأعضاء السفلية. قد تكون الشرايين الكلوية والمساريقية والحشوية مصابة. لم يثبت أي علاج فعاليته في الوقاية من إصابة الرئة عن بعد الناجمة عن نقص التروية وإعادة التروية بعد لقط الأبهر فوق الاضطرابات الهضمية. لدراسة المسارات الفيزيولوجية المرضية لإصابة الرئة الحادة والعلاجات الدوائية ، تم تطوير نموذج تجريبي لقط الأبهر في الفئران.

يتم إعطاء التسكين تحت الجلد مع بوبرينورفين (0.05 مجم / كغ) قبل العملية. يتم تحفيز التخدير العام مع التهوية التلقائية باستخدام غاز الهالوجين (Isoflurane 2.5٪) عبر قناع. يتم إجراء شق البطن الخشفي العانة على طاولة ساخنة (يتم مراقبة درجة الحرارة داخل المستقيم). يتم سحب كتلة الجهاز الهضمي والأمعاء إلى الجانب الأيمن ، ويتم تحريك الكبد إلى الجزء العلوي من البطن. يتم تحديد الحجاب الحاجز وأعمدته للسماح بإطلاق الشريان الأورطي فوق الاضطرابات الهضمية خطوة بخطوة من ممر داخل الحجاب الحاجز. يتم إجراء التشريح برفق لتحقيق التحكم المحيطي في الشريان الأورطي بين أعمدة الحجاب الحاجز. يتم تحديد الجذع البطني الأساسي والشريان المساريقي العلوي بعناية. يمكن استخدام مشبك الأوعية الدموية الدقيقة لانسداد الأبهر فوق الشرايين الحشوية. يتم التحقق من التثبيت الصحيح من خلال عدم وجود نبض الأبهر المرتبط بشحوب الأمعاء الدقيقة. يظل الجرذ مخدرا طوال مدة نقص التروية. في نهاية مدة نقص التروية ، تتم إزالة المشبك الصغير ، ويتم فحص نبض الأبهر ، وكذلك إعادة تلوين الأمعاء. يتم إغلاق جدار البطن بخياطة ، يليها إغلاق جلد الفئران. في نهاية فترة إعادة التروية ، يتم تخدير بنفس الطريقة. يتم القتل الرحيم عن طريق الإخراج أثناء أخذ عينات الدم ، ويمكن بعد ذلك جمع الرئة. يمكن تقييم إصابة الرئة من خلال تحليل غازات الدم وقياس الجاذبية للرئة والفحص النسيجي. يمكن أيضا استخدام عينات الرئة لتحليلات RT-PCR واللطخة الغربية.

المقدمة

تمدد الأوعية الدموية الأبهري هو تمدد بؤري ودائم للشريانالأورطي 1. يميل تطور تمدد الأوعية الدموية إلى التمزق ، المرتبط بنزيف هائل ، والذي يحمل وفيات كبيرة2. لذلك ، يكمن تركيز العلاج في الوقاية من هذه المضاعفات الدراماتيكية. غالبا ما يكون تمدد الأوعية الدموية الأبهري تحت الكلى ويمكن علاجه باستخدام بدلة الأبهر. الطعم الداخلي الأبهري ثنائي الحرقفي عبارة عن دعامة متشعبة مغطاة يتم إدخالها بطريقة طفيفة التوغل من خلال الشرايين الفخذية باستخدام نهج عن طريق الجلد. لا تتطلب هذه التقنية تثبيت الأبهر وتتجنب التسبب في نقص تروية الحشوية. يمكن إجراؤه تحت التخدير الموضعي. في المقابل ، فإن تمدد الأوعية الدموية الأبهري الأكثر شمولا - مثل تمدد الأوعية الدموية الصدري البطني وتمدد الأوعية الدموية الأبهري البطني المعقد - أكثر صعوبة في العلاج باستخدام تقنيات الأوعية الدموية. ويرجع ذلك إلى تورط الشرايين الكلوية والشريان المساريقي العلوي والجذع البطني داخل الجزء من تمدد الأوعية الدموية (الشكل 1). يجب إعادة بناء هذه الشرايين الحشوية الرئيسية بالإضافة إلى الشريان الأورطي نفسه. لذلك ، يتطلب النهج داخل الأوعية الدموية ، طفيف التوغل ، إجراء أكثر تعقيدا يتضمن استخدام الطعوم الداخلية المحشوقة و / أو المتفرعة لإعادة بناء الشريان الحشوي. يتمثل القيد الرئيسي لهذه الطعوم الداخلية في وقت التصنيع الطويل - غالبا عدة أشهر - مما يجعلها غير مناسبة للعلاج في حالات الطوارئ. في مثل هذه الحالات ، يظل الإصلاح الجراحي المفتوح التقليدي خيارا ممكنا وموثوقا.

يتطلب العلاج عن طريق الإصلاح المفتوح شق البطن والتثبيت فوق الحشوي ، أي نقص التروية الحشوية المؤقت. معدل المضاعفات مرتفع أثناء علاج تمدد الأوعية الدموية الصدري البطني. ويتراوح معدل الوفيات بين 5 و15٪3. تحدث المضاعفات الرئوية في 60٪ ومضاعفات الكلى في 40٪ 4. يمكن أن تتطور هذه المضاعفات ، المرتبطة بالاستجابة الالتهابية الجهازية ، إلى فشل متعدد الأحشاء5. هذا الوفيات المرضية متعدد العوامل ، ويشمل العدوان الجراحي ، والتخدير ، والتسكين ، والتغيرات الديناميكية الدموية ، والصدمة النزفية ، وظواهر نقص التروية وإعادة التروية. يساهم العدوان الجراحي في ظهور المضاعفات ، سواء كان النهج يشمل بضع الصدر أو بضع الفري أو بضع أسفل الظهر أو بضع البطن ، عن طريق تعديل ميكانيكا التنفس الصناعي ، مع ضعف وظيفة الحجاب الحاجزعلى وجه الخصوص 6.

يؤثر تروية نقص تروية الحشوية المؤقتة على أعضاء المصب ، بما في ذلك الجهاز الهضمي والجهاز الحشوي والكلى والأطراف السفلية7. المضاعفات الرئوية هي أكثر الأحداث الضائرة شيوعا بعد جراحة الشريان الأبهري الصدري البطني. أصلها متعدد العوامل. لا يسبب لقط الأبهر فوق التروية بشكل مباشر نقص تروية الرئة. ومع ذلك ، فإن إعادة تروية نقص التروية للأعضاء الحشوية النهائية تؤدي إلى استجابة التهابية جهازية كبيرة. إن فرضية وجود صلة سببية بين نقص التروية الحشوية وإعادة التروية وحدوث الإصابة عن بعد - وخاصة تلف الرئة - مدعومة جيدا. يبدو أن الخلل البطاني الرئوي ، وهو مكون حاسم في الغشاء السنخي الشعري ، أمر أساسي لتطور إصابة الرئة الحادة (ALI). تلعب الاستجابة الالتهابية الجهازية الهائلة وتنشيط العدلات دورا محوريا في هذه العملية.

غالبا ما يتم تعريف ALI بناء على المعايير النسيجية بدلا من العرض السريري. يشير ALI إلى اضطراب التهابي حاد يتميز باضطراب في الحواجز البطانية والظهارية الرئوية. يتكون الغشاء السنخي الشعري ، الوحدة الوظيفية للرئة ، من ثلاثة مكونات: بطانة الأوعية الدموية الدقيقة ، والفضاء الخلالي ، والظهارة السنخية.

السمة المميزة ل ALI هي زيادة نفاذية هذا الحاجز ، مدفوعا بتسلل العدلات وإطلاق الوسطاء السامين للخلايا المؤيدين للالتهابات. يشمل التلف الظهاري السنخي كلا من الخلايا الرئوية من النوع الأول والنوع الثاني. الخلايا من النوع الأول ، التي تغطي 95٪ من السطح السنخي ، معرضة بشدة للإصابة وتلعب دورا رئيسيا في تبادل الغازات. تعتبر الخلايا من النوع الثاني ، الأكثر عددا ولكنها تغطي مساحة أصغر ، ضرورية لإنتاج الفاعل بالسطح ، وإصلاح الظهارة ، ونقل الأيونات. بعد الإصابة ، تساهم الخلايا من النوع الثاني في استعادة سلامة السنخية من خلال قدرتها على التجدد والتمايز إلى خلايا من النوع الأول.

تورطت مسارات موت الخلايا المتعددة في الإصابة الظهارية أثناء ALI ، مع كون خلايا النوع الأول ضعيفة بشكل خاص. يتم تقييم ALI بشكل شائع عن طريق تقييم الوذمة الرئوية ، مع أو بدون مقاييس نفاذية الأوعية الدموية الدقيقة لتعكس الخلل البطاني.

الهدف من هذا النموذج هو التحقيق في العلاقة بين نقص التروية الحشوية وإعادة التروية وتطور إصابة الرئة عن بعد ، على المستويين الأيضي والميكانيكي كما هو موضح في الشكل 2. لا يزال هذا الارتباط المحدد مفهوما جزئيا فقط. يمثل نموذج لقط الأبهر الخاص بنا سيناريو نقص تروية حشوي على الشريان الأورطي السليم ، دون وجود تمدد الأوعية الدموية الأبهري البطني في الفئران. فوق جذع الاضطرابات الهضمية ، لا توجد فروع رئيسية في البشر أو الفئران. يتوافق الشريان الأورطي فوق هذا المستوى مع الشريان الأورطي فوق العقدي ، والذي يؤدي فقط إلى ظهور فروع جدارية صغيرة تغذي جدار الصدر. لذلك ، لا يوجد فرق كبير في تشريح الأوعية الدموية للأوعية الرئيسية في هذا المستوى بين البشر والجرذان.

يسمح استخدام هذا النموذج باستكشاف واسع النطاق. سيساعد في تحديد المؤشرات الحيوية المبكرة في تطور إصابة الأنسجة البعيدة. بالإضافة إلى ذلك ، يتيح هذا النموذج دراسة المثبطات المحتملة ، بما في ذلك مثبطات الوسطاء المنتشرين أو مثبطات إصابات معينة للأعضاء البعيدة.

تستخدم نماذج أخرى لنقص تروية الدم لدراسة الإصابات عن بعد. يتم تمثيل نماذج نقص تروية الدم الدماغية والأمعاء والكلى بقوة8،9،10. هناك بحث مكثف حول التلف الرئوي بعد نقص تروية الأمعاء وإعادة التروية بسبب الانسداد العابر للشريان المساريقي العلوي (SMA) 11،12،13. فترات نقص التروية وإعادة التروية متغيرة للغاية ، وتتراوح من دقائق إلى عدة ساعات14،15. الأساس المنطقي لمدة نقص التروية هو إحداث عدوانية كافية لإثارة استجابة كبيرة تؤدي إلى حدوث إصابات عن بعد. قد لا تسبب مدة نقص التروية القصيرة جدا تغييرا كبيرا في مسار التمثيل الغذائي المدروس. فيما يتعلق بمدة إعادة التروية ، يكمن الأساس المنطقي في البداية المبكرة للإصابات عن بعد والطبيعة العابرة المحتملة للتغيرات الفيزيولوجية المرضية. يجب ألا تكون مدة إعادة التروية المثالية مبكرة جدا أو متأخرة جدا لتوصيف ضعف التمثيل الغذائي بشكل كاف.

النماذج بشكل رئيسي في القوارض. تشمل مزايا القوارض صغر حجمها وسهولة صيانتها ودورة حياتها القصيرة ومواردها الوراثيةالوفيرة 16. لا يبدو أن استخدام الكبيرة مثل الخنازير أو أو الرئيسيات له ما يبرره في غياب الفوائد الإضافية ، والتي تتماشى مع القواعد الأخلاقية للتجارب على فيما يتعلق بالصقل. علاوة على ذلك ، نظرا لتشابهها التشريحي والفسيولوجي والجيني مع البشر ، تسمح القوارض بالدراسات الانتقالية16.

أحد القيود الرئيسية لنماذج تثبيت SMA هو أنه في الممارسة السريرية ، لا يمكن التعرف على بداية فترة نقص تروية الأمعاء. هذا يجعل الاستقراء للحالات السريرية البشرية أكثر غموضا. في المقابل ، أثناء جراحة الأبهر المعقدة ، يتم تحديد فترات نقص التروية وإعادة التروية للأعضاء المختلفة بوضوح. علاوة على ذلك ، أثناء لقط الأبهر فوق الاضطرابات الهضمية ، تكون جميع الأحشاء الأساسية في فترة إقفارية (الجهاز الهضمي والكبد والطحال والكلى وأعضاء الحوض والأطراف السفلية). تخضع كل هذه الأعضاء لظاهرة نقص التروية وإعادة التروية. على العكس من ذلك ، فإن نماذج إعادة تروية نقص التروية التي تركز على عضو معين (الأمعاء والكلى والكبد وما إلى ذلك) ، ونماذج لقط الأبهر وبالتالي إعادة تروية نقص التروية لأعضاء متعددة مع الفيزيولوجيا المرضية الأيضية أقل دراسة. وبالمثل ، فإن الإصابات البعيدة مثل الآفات الرئوية بعد لقط الأبهر تتم دراستها بشكل سيئ من حيث التمثيل الغذائي17،18.

تركز نماذج لقط الأبهر الحالية بشكل أساسي على تثبيت الشريان الأورطي البطني أسفل الشرايين الكلوية. يتمثل الحد من هذا النموذج في أنه لا يحفز نقص التروية الحشوي. لذلك ، فإنه لا يسمح بإثبات وجود صلة بين نقص التروية الحشوي وإعادة التروية والإصابات المحتملة عن بعد18،19. إلى جانب ذلك ، لا يوجد نموذج في المختبر يسمح بدراسة نقص تروية الدم من خلال لقط الأبهر ، وهذا هو السبب في أن التحليل باستخدام نماذج in vivo لا يزال ضروريا.

لذلك ، فإن هذا النموذج التجريبي لقط الأبهر فوق الاضطرابات الهضمية في الفئران يسهل إجراء تحقيق شامل في الآليات الفيزيولوجية المرضية والتدخلات الدوائية التي تستهدف إصابات الرئة البعيدة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

يتوافق إنشاء هذا النموذج مع المبادئ التوجيهية لرعاية وتجاربها ، بالإضافة إلى التشريعات الفرنسية والأوروبية. تم التحقق من صحة هذا النموذج في دراسة تجريبية على تمت الموافقة عليها من قبل لجنة أخلاقيات الجامعة الإقليمية في نورماندي ، روان ، فرنسا (رقم APAFIS: # 18974).

1. النموذج الحيواني والتأقلم

  1. فترة تكيف النموذج الحيواني
    ملاحظة: يلتزم النموذج بمبادئ الصقل.
    1. المنزلية في مرافق غير مكتظة لمدة أسبوع واحد للسماح بالتكيف قبل الجراحة.
    2. إيواء الفئران اثنين لكل قفص مع إمكانية الوصول إلى الماء والغذاء ، والتي سيتم فحصها يوميا من قبل موظفين ذوي خبرة.
    3. تحقق من نظافة الفراش (شرائط الورق) يوميا وقم بالتغيير بشكل منهجي من قبل موظفين ذوي خبرة مرتين في الأسبوع أو أكثر إذا لزم الأمر.
    4. بعد فترة تأقلم مدتها أسبوع واحد ، سيكون لديهم خلالها اتصال يومي مع المجرب والتعرض لدورات إضاءة مدتها 12 ساعة ، ستتم الإجراءات في غرفة منفصلة وهادئة مع نفس المترجم.
  2. أنواع النماذج الحيوانية
    1. استخدم ذكور فئران Wistar أو Sprague Dawley لتجنب التأثيرات الهرمونية ، مثل الاستراديول ، في تحليل علم الأمراض الفيزيائية لنقص التروية الحشوية من منشأة تربية معتمدة ومعتمدة11،20.
    2. تحديد المجموعات التجريبية وعدد لكل مجموعة مسبقا.
    3. اختر العمر ، يوصى باستخدام الفئران التي تتراوح أعمارها بين 6 و 10 أسابيع (350 جم).

2. التخدير والتسكين

  1. تسكين الألم
    1. وزن كل في يوم الإجراء.
    2. يتم تطبيق البوبرينورفين (0.05 ملغ/كغ) تحت الجلد على مستوى الجلد الخلفي للجرذ قبل ساعة واحدة من الإجراء لأغراض المسكنة بإبرة 25 جم وحقنة 2 مل.
    3. ضع جل هيدروكلوريد ليدوكائين 1٪ على جلد البطن على مستوى شق الجلد المستقبلي. أعد تقييم الألم بانتظام (مرتين يوميا على الأقل) بعد الجراحة باستخدام مقياس لتقييم تعبيرات الوجه للألم في الفئران21.
    4. يتم تطبيق الحقن المنتظمة تحت الجلد من البوبرينورفين خلال ال 24 ساعة الأولى (0.01 إلى 0.05 ملغ/كغ) كل 8 ساعات.
    5. بعد ذلك ، قم بإعطاء حقن البوبرينورفين (0.01 إلى 0.05 مجم / كغ) بناء على مقياس آلام الوجه للمركز الوطني لاستبدال وتنقيحها والحد منها في البحث ، وتكرر كل 8 ساعات إذا لزمالأمر 21.
  2. التخدير العام
    1. استخدم الغازات المهلجنة (Isoflurane) للتخدير العام22.
    2. استخدم غرفة جيدة التهوية مع الأيزوفلوران (5٪) بمعدل تدفق هواء 2 لتر / دقيقة لمدة دقيقتين لمرحلة الحث.
    3. للحفاظ على التخدير ، قم بتبديل الجرذ إلى قناع مخصص للتهوية التلقائية مع الأيزوفلوران (2-2.5٪) بمعدل تدفق هواء 2 لتر / دقيقة طوال الجراحة.
    4. نظف الشعب الهوائية العلوية عن طريق تحريك اللسان خارج تجويف الفم للسماح بالتهوية عبر القناع.
    5. راقب عمق التخدير باستمرار أثناء العملية واضبط تركيز الأيزوفلوران حسب الحاجة.

3. وضع الفئران أثناء الإجراء

  1. ضع الجرذ في الاستلقاء الظهري مع تثبيت الأطراف الأمامية والخلفية باستخدام شريط لاصق ، مع احترام نطاقات حركة المفصل الفسيولوجي للفئران.
  2. ضع الجرذ على وسادة تسخين مثبتة على درجة حرارة 37 درجة مئوية مع مراقبة درجة حرارة المستقيم.
  3. احم العينين عن طريق وضع الداكريوجل. احلق فرو البطن وقم بتطهير البطن جيدا بمحلول بوفيدون اليود.

4. الإجراء الجراحي

  1. حالة الإجراء الجراحي
    1. قم بإجراء العملية تحت عدسة جراحية مجهرية لتسهيل المناورات الدقيقة ، على الرغم من أنها ليست ضرورية
  2. شق
    1. بعد ملامسة عملية الخنجري عند الحد العلوي للشق ، قم بشق الجلد في وسط البطن ، مما يكشف عن خط ألبا في عضلات البطن.
    2. شق مركزي في عضلة البطن على الخط لتجنب النزيف من عضلات البطن.
  3. معرض داخل البطن
    1. حافظ على جدار البطن على كلا الجانبين باستخدام مباعدات ذاتية الاحتفاظ.
    2. تأكد من عدم وجود تشوهات (أورام) ، وقم بتعبئة الأحشاء والمعدة والطحال والكبد إلى الجانب الأيمن من البطن ، ثم كشف الشريان الأورطي فوق الاضطرابات الهضمية.
    3. احتفظ بجميع الأحشاء داخل البطن قدر الإمكان بواسطة كمادات صغيرة مطوية بالطول ومنقوعة في محلول ملحي دافئ (37 درجة مئوية).
    4. قم بتغطية جميع الأحشاء بضغط مبلل بمحلول ملحي دافئ إلى 37 درجة مئوية ، لمنع انخفاض حرارة الجسم والجفاف.
  4. تحديد الأوعية الدموية الرئيسية داخل البطن
    1. التعرف على الشريان الأورطي فوق الاضطرابات الهضمية من خلال نبضاته وموقعه بين أعمدة الحجاب الحاجز.
    2. التحكم في الشريان الأورطي بين أعمدة الحجاب الحاجز من خلال التشريح اللطيف والدقيق باستخدام أدوات تطبيق ذات رؤوس قطنية وملقط تشريح لتحرير الشريان الأورطي بأكبر قدر ممكن من التخليص.
    3. تطويق الشريان الأورطي فوق الاضطرابات الهضمية باستخدام خياطة أحادية الشعيرات 5-0 مع ملقط تشريح وربط.
    4. تحقق من أصل الجذع البطني والشريان المساريقي الأساسي. مدة هذا الإجراء الجراحي من 10 إلى 15 دقيقة لكل فأر.
    5. من السهل تحديد الوريد الأجوف السفلي تحت الكلى بسبب شفافية خلف الصفاق.
    6. حرر الوريد الأجوف السفلي تحت الكلى فقط على سطحه الأمامي ، مما يسمح بالإدارة الوريدية المباشرة لأي عامل دوائي
  5. الحقن في الوريد
    1. لهذا الغرض ، استخدم إبرة 30 جم للحقن ، وضع بضعة ملليمترات من ضغط مرقئ لتحقيق الإرقاء.
    2. في حالة إجراء التكييف الدوائي المسبق ، قم بإعطاء الحقن قبل لقط الأبهر. لعلاج ما بعد التكييف، قم بتطبيقه أثناء أو بعد لقط الأبهر.
    3. درس هذا البروتوكول التكييف الدوائي المسبق ، لذا قم بإدارة 5 دقائق قبل لقط الأبهر.
  6. الفترة الإقفارية
    1. قم بتثبيت الشريان الأورطي البطني بمشبك الأوعية الدموية الدقيقة اللارضحي طوال فترة الإقفار التي تبلغ 40 دقيقة. تحقق من فعالية المشبك من خلال اختفاء النبضات الأبهرية الأساسية وتغير لون الأحشاء والأطراف عدة مرات أثناء التثبيت.
    2. أغلق البطن جزئيا بثلاث خيوط بسيطة قابلة للامتصاص مضفرة 5-0 للحد من فقدان الماء والحرارة. قم بتغطية الشق الجراحي بضغط معقم مبلل بمحلول ملحي دافئ طوال مدة نقص التروية.
  7. فترة إعادة التروية
    1. في نهاية الفترة الإقفارية ، أعد فتح البطن وفضح الشريان الأورطي بنفس الطريقة الموضحة سابقا.
    2. قم بإزالة المشبك الوعائي ، وتحقق من استئناف نبض الأبهر الأساسي وإعادة تلوين الأحشاء والأطراف. تبدأ فترة إعادة التروية فور إزالة المشبك الصغير.
  8. إغلاق البطن
    1. أعد الأحشاء إلى وضعها الأصلي ، وأغلق البطن بخيطة قابلة للامتصاص مضفرة 5-0 على الخط ألبا والجلد بخياطة قابلة للامتصاص أحادية الشعيرات 5-0.
  9. إيقاظ
    1. ضع الجرذ في وضع الاستلقاء الجانبي الأيسر لتجنب ضغط الوريد الأجوف السفلي بواسطة الكتلة الحشوية وسياق نقص حجم الدم. ضع الجرذ في قفص فردي مع مصباح حراري للحفاظ على درجة الحرارة حتى الاستيقاظ ، بعد 10 دقائق تقريبا.
  10. التخدير العام الثاني
    1. في نهاية فترة إعادة التروية التي تبلغ 180 دقيقة ، قم بتخدير الجرذ باستخدام نفس التخدير بالغاز من خلال غرفة جيدة التهوية مع الأيزوفلوران (5٪) بمعدل تدفق هواء 2 لتر / دقيقة لمدة دقيقتين لمرحلة الحث.
    2. للحفاظ على التخدير ، قم بتبديل الجرذ إلى قناع مخصص للتهوية التلقائية مع الأيزوفلوران (2-2.5٪) بمعدل تدفق هواء 2 لتر / دقيقة طوال فترة جمع الأنسجة.

5. أخذ العينات

  1. عينات الدم
    1. اجمع عينات الدم باستخدام إبرة 23 جم وحقنة سعة 5 مل عن طريق البزل المباشر في الوريد الأجوف السفلي أسفل الأوردة الكلوية.
    2. تحقيق الإرقاء بعد البزل عن طريق وضع قطعة صغيرة من ضغط مرقئ.
    3. استخدم جزءا صغيرا (100 ميكرولتر) من إجمالي الدم للغاز وتحليل الدم القياسي على بطاقة اختبار درجة حرارة الغرفة الواحدة.
    4. اجمع الدم الكامل المتبقي في أنبوب EDTA سعة 4 مل ، وقم بالطرد المركزي عند 1,000 × جم لمدة 10 دقائق عند +4 درجة مئوية.
    5. قم بتجميد البلازما في أنابيب التبريد في النيتروجين السائل وتخزينها عند -80 درجة مئوية حتى التحليل.
  2. عينات الأنسجة
    1. أخذ عينات الأنسجة
      1. اجمع عينات الأنسجة (الرئة والأمعاء والكلى والكبد والقلب) أثناء القتل الرحيم للحيوان. إجراء القتل الرحيم عن طريق أخذ عينات الدم مما يؤدي إلى الإخراج بعد التخدير العام مع الأيزوفلوران وفقا لنفس البروتوكول كما ذكرنا سابقا.
      2. من خلال البطن المفتوح ، حصاد 50 مجم من كل نسيج: القطب العلوي للكلية اليسرى ، والفص الكبدي الأيسر ، والأمعاء الدقيقة البعيدة 1 سم قبل الأعور.
      3. بعد ذلك، قم بإجراء بضع القص المتوسط بسرعة لتحديد القلب والرئتين.
      4. حرر الرئة اليسرى من الرباط وإزالتها بالكامل للتحليل النسيجي. حرر الرئة متعددة الفصوص اليمنى من أربطتها. افصل الفص الأمامي لتحليل الحمض النووي والبروتين ، وقم بتخزين الباقي في كوب به مصل فسيولوجي عند 37 درجة مئوية لبضع دقائق لإجراء قياس الجاذبية لاحقا.
      5. استخرج القلب ككتلة كاملة مع أقسام من الشريان الأورطي والشريان الرئوي وكلا الوريد الأجوف. قم بأخذ عينات من قطعة من البطين الأيسر لتحليلات الحمض النووي والبروتين ، وقم بتخزين الباقي في كوب به مصل فسيولوجي عند 37 درجة مئوية لبضع دقائق لإجراء قياس الجاذبية لاحقا.
    2. تحليل الحمض النووي
      1. لتحليل الحمض النووي ، اجمع على الفور جزءا من 50 جراما من الأنسجة. قم بتجميده في النيتروجين السائل ثم قم بتخزينه عند -80 درجة مئوية حتى التحليل.
      2. استخراج الحمض النووي الريبي الكلي باستخدام كاشف جاهز للاستخدام لعزل الحمض النووي الريبي الكلي عالي الجودة وفقا لبروتوكول الشركة المصنعة.
      3. تحديد تركيز الحمض النووي الريبي ونقائه باستخدام مقياس الطيف الضوئي. قم بقياس تركيز الحمض النووي الريبي باستخدام 2 ميكرولتر من العينة ، مع 2 ميكرولتر من الماء الخالي من RNase كمرجع فارغ. استخدم الامتصاص عند 260 نانومتر لتحديد تركيز الحمض النووي الريبي.
        ملاحظة: تم تعريف نقاء الحمض النووي الريبي المقبول على أنه نسبة امتصاص 260/280 و 260/230 تتراوح بين 1.7 و 2.0.
      4. استخدم 1 ميكروغرام من كل عينة من الحمض النووي الريبي للنسخ العكسي.
      5. قم بقياس مستويات mRNA للسيتوكينات المؤيدة للالتهابات (IL-1beta و TNF-alpha و IL-6) ومرجع داخلي (beta2-microglobulin) ، عن طريق تفاعل البوليميراز المتسلسل في الوقت الفعلي (RT-PCR) في جهاز تدوير بلوك حراري سريع قائم على اللوحة مع قدرات الكشف المتكاملة في الوقت الفعلي عبر الإنترنت باستخدام مزيج تفاعل البدء الساخن الجاهز للاستخدام (يتم سرد الاشعال في الجدول 1).
      6. احسب مستوى الرنا المرسال النسبي باستخدام طريقة 2-ΔΔCT.
    3. تحليل البروتين
      1. لتحليل البروتين ، ضع 50 مجم من الأنسجة في أنبوب تحلل سعة 2 مل يحتوي على خمسين حبة من السيراميك أكسيد الزركونيوم 2.8 مم. يحتوي أنبوب التحلل هذا على 1 مل من محلول تحلل مقايسة الترسيب المناعي الإشعاعي (RIPA) مع قرص مثبط للبروتياز وقرص مثبط للفوسفاتيز.
      2. استخرج البروتين من العينات عن طريق التجانس على مطحنة أنبوب المختبر مع 3 تكرارات من فحص 5 ثوان ، متبوعة بفترة راحة لمدة 10 ثوان.
      3. قم بالطرد المركزي للعينات عند 10,000 جم عند +4 درجة مئوية لمدة 10 دقائق ، وقم بتخزين المواد الطافية في أنابيب التبريد عند -20 درجة مئوية حتى التحليل.
      4. تحديد تركيزات البروتين باستخدام مقايسة البروتين المستندة إلى برادفورد والاحتفاظ بالعينات عند -80 درجة مئوية.
      5. افصل كمية متساوية من البروتينات عن كل عينة باستخدام SDS-PAGE.
      6. نقل البروتينات المنفصلة على أغشية النيتروسليلوز 0.2 ميكرومتر.
      7. احتضان الغشاء بعد الانسداد بالحليب الجاف الخالي من الدسم TBS-Tween بنسبة 5٪ لمدة ساعة واحدة ، مع جسم مضاد أساسي ضد البروتين المحدد المفضل. على سبيل المثال ، لاستكشاف الهباراناز ، استخدم جسما مضادا أوليا متعدد النسيلة للأرانب ضد الهباراناز البشري (التخفيف 1: 2000) وبروتين التحكم مثل GAPDH ، استخدم جسما مضادا أوليا أحادي النسيلة للماعز ضد GAPDH (التخفيف 1: 5000) بين عشية وضحاها عند 4 درجات مئوية.
      8. اغسل البقع ثلاث مرات باستخدام المخزن المؤقت TBST-Tween 0.1٪.
      9. احتضان بجسم مضاد ثانوي مترافق ب HRP موجه ضد الجسم المضاد الأولي في درجة حرارة الغرفة (RT) لمدة ساعة واحدة في محلول الحظر. على سبيل المثال ، لاستكشاف الهيباراناز ، استخدم الماعز ضد الجسم المضاد الثانوي للأرانب (التخفيف 1: 5000) ولاستكشاف GAP DH ، استخدم الأرنب ضد الجسم المضاد الثانوي للماعز (التخفيف 1: 10000).
      10. الكشف عن المجمعات المناعية باستخدام نظام الكشف عن التلألؤ الكيميائي المحسن (ECL).
      11. تحليل الأغشية باستخدام برنامج مخصص لتحديد قيم قياس الكثافة للنطاقات المستهدفة ، باستخدام GAPDH كعنصر تحكم داخلي. قم بإجراء تحليل قياس الكثافة للنطاق المقابل للهيباراناز (50 كيلو دالتون) ، وتطبيعه إلى نطاق بروتين GAPDH (35 كيلو دالتون) لتحديد شدة الإشارة النسبية.
    4. التحليل النسيجي
      1. للتحليل النسيجي ، خذ الرئة الأونيلوبار اليسرى عند النقير ، ثم قم بنقع في القصبة الهوائية الرئيسية اليسرى بمحلول الحفظ بالتبريد باستخدام قسطرة 16 جرام. قم بتجميده في النيتروجين السائل وتخزينه عند -80 درجة مئوية.
    5. تحليل قياس الجاذبية
      1. بعد العينات لتحليل الحمض النووي والبروتين ، قم بتحليل الجزء المتبقي من القلب والرئة اليمنى متعددة الفصوص عن طريق قياس الجاذبية ، مع الجفاف في الأفران عند 70 درجة مئوية ، مما يسمح لنسبة الوزن الرطب / الجاف بتقديم تقدير لوذمة الأنسجة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

وجد أن هذا البروتوكول آمن ، مع الحد الأدنى من الخسائر في (أقل من 5٪) أثناء التخدير والجراحة ، وفعال في تحريض إصابة الرئة الحادة. كان التخدير باستخدام الأيزوفلوران أكثر أمانا من الكيتامين جنبا إلى جنب مع تخدير الزيلازين (فقدان حوالي 15٪) ، مع الاستيقاظ السريع وتعافي الفئران بشكل أفضل (البيانات غير معروضة). تمكنت جميع المخدرة من الخضوع لقط الأبهر الآمن والفعال بهذه الطريقة. نجت جميع (100٪) التي لديها لقط الأبهر الفعال من فترات نقص التروية وإعادة التروية ، على التوالي ، واستمرت 40 دقيقة و 3 ساعات.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يوفر هذا النموذج الجراحي لتثبيت الأبهر المتبادل ميزة السماح بإجراء تحليل شامل ، قائم على الأنسجة والبلازما ، لإصابة الرئة الحادة بعد نقص تروية الحشوية. كما أنه يوفر الفرصة لاختبار الجزيئات الدوائية مع الإعطاء داخل الصفاق أو المعوي أو الوريدي في ما قبل أو بعد التكييف.

تظل إحدى الخطوات الحاسمة لقط الأبهر فوق الرأس أثناء الجراحة. عند إتقانها ، يمكن تنفيذ هذه الخطوة بسرعة. منحنى التعلم لهذه التقنية حاد: عادة ما تكون هناك حاجة إلى أقل من ثلاثة إجراءات للحصول على نه...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
0.2 & م أغشية النيتروسليلوز عبوة توربو ترانسفيريتبيو راد16201500.2 & M أغشية النيتروسليلوز مسبقة القطع
1cc لور زلة حقنة بدون إبرةتيروموMDSS01SE1cc لور زلة حقنة بدون إبرة
حقنة 2cc Luer Slip بدون إبرةبيكتون دينكينسونحقنة 2cc Luer Slip بدون إبرة
4 مل أنبوب EDTA BD K3 13 مم × 75 ممBD VacutainerBD368860أنبوب EDTA سعة 5 مل BD K3 13 مم × 75 مم
5-0 خياطة مضفرة / فيكريل 5-0 (إيثيكون ) أو نوفوسين (ب. براون)إيثيكون - جونسون آند جونسونالمحرك V7970Eفيكريل 5-0 إبرة تفتق نقطة 1/2 دائرة 13 مم طول 45 سم
5-0 خيوط أحادية خيوط قابلة للامتصاص / Monocryil Poliglecaproneإيثيكون - جونسون آند جونسونواي 493 جرامإبرة 3/8 دائرة طول 18 بوصة
حقنة 5cc Luer Slip بدون إبرةتيروموSS-05LE1حقنة 5cc Luer Slip بدون إبرة
المشبك الأوعية الدموية الدقيقة غير الرضحية / مشابك الأوعية الدموية التي تستخدم لمرة واحدة للوريدالجراحةTKF-1-20 جرامالمشبك الأوعية الدموية الدقيقة اللارضية لاستخدام الوريد من أجل تثبيت الشريان الأورطي في الفئران
BD Microlance 3 23 جم × 1 0.6 × 25 ملمBD Vacutainer300800BD Microlance 3 23 جم × 1 0.6 × 25 ملم
BD Microlance 3 25 جم × 5/8 0.5 × 16 ملمBD Vacutainer300600BD Microlance 3 25 جم × 5/8 0.5 × 16 ملم
دينار BD Microlance 3 30 جم × 1/2 0.3 × 13 ملمBD Vacutainer304000دينار BD Microlance 3 30 جم × 1/2 0.3 × 13 ملم
بيتا أكتين Invitrogenكارلسباد ، الولايات المتحدة الأمريكية15G5A11/E2
طريقة اختبار البروتين القائمة على برادفوردبيوراد ، مارن لا كوكيت ، فرنسا5000201
بوبرينورفينبوبرينورفين
جهاز الطرد المركزي سيجما 3-30سيجما، ألمانيا10375, 10376, 10377, 10378, 10379, 91276, 109014جهاز طرد مركزي ل eppendorf
cOmplete مينيروش11836153001كوكتيل مثبط البروتياز 25 حبة
مسحة قطنية
داكريوجيل /  جل العين زيوت 10 جمدشرة المنتجات البيطريةالرمز  ACL7376464جل العين زيوت 10 جم
مشرط يمكن التخلص منهقصويPDSS11شفرة مشرط يمكن التخلص منها n & deg; 11
الكي الكهربائيDentRMedEMB/87400قلم مرقئ مع درجة حرارة عالية
نظام محسن للكشف عن خسائر الائتمان الائتمانية (ECL)بيوراد ، هرقل ، كاليفورنيا ، الولايات المتحدة الأمريكية1705060 ق
فيشربراند مطحنة حبة 24فيشر العلمي15515799تستخدم ل   طحن وتحلل وتجانس العينات البيولوجية قبل الاستخراج الجزيئي
مسحات الشاش  رافين.010106مسحات الشاش  
برنامج ImageLabTMبيورادعلى محرك أقراص USB أو الترخيص
إيزوفلوران 5٪إيزوفلوران 5٪
ليدوكائين بريلوكائين جل 5٪ Aguettant, ليون, فرنساليدوكائين بريلوكائين جل 5٪ 
أداة LightCycler 480روش ، بي آند أسيرك. le ، سويسري5015243001دورة حرارية
جيلي مشحم - جيلي معقم KY 82 جمريكيت بينكيسرجيلي مشحم - جيلي معقم KY 82 جم
نانو دروب 2000TermoScientific ، والثام ، ماساتشوستس ، الولايات المتحدة الأمريكيةND-2000مقياس الطيف الضوئي
بيها بينس تشريحيةهارتمان991063كماشة تشريحية
فوس ستوبروش4906837001مثبط الفوسفاتيز 20 قرص  
الجص / الشريط اللاصقأنابور135320شريط لاصق جراحي / جص
محلول Povione-iodine / V & eacute; ر é محلول العشاءV é توكوينولمحلول مطهر للاستخدام الخارجي
أنبوب Precellys Lysing Kit   ؛تجانس الأنسجة الصلبة CK28 ، بيرتينك 28أنبوب Precellys Lysing Kit   ؛
برول &إيجريف. ne خياطة Prolypropyleneإيثيكون - جونسون آند جونسون7472هبرول &إيجريف. ne 5-0 إبرة تفتق قطع 3/8 دائرة 13 مم طول 75 سم
أنابيب القفل الآمن 1.5 ملإيبندورف.0030120086أنابيب Safe-Lock 1.5cc بدون لون 1000 أنبوب للطرد المركزي
أنابيب Safe-Lock 2 ملإيبندورف.0030120094أنابيب قفل آمن 2.0cc بدون لون 1000 أنبوب للطرد المركزي
أنابيب القفل الآمن 5 ملإيبندورف.0030119401أنابيب قفل آمن 5.0cc بدون لون 200 أنبوب للطرد المركزي
محلول ملحي كلوريد الصوديوم 0,9٪Aguettant, ليون, فرنسا600502محلول ملحي 0.9٪ 500 مل
صفحة SDSسيجما ألريش
قسطرة سورلاش الوريدية 16 جمتيروموريال سعودي * FF1651
جراحيإيثيكون - جونسون آند جونسونمسحات مرقئ قابلة للامتصاص
مجموعة خياطة n & deg; 12هارتمان4701762طقم خياطة معقمة مع بطل لاصق ، صوارق ، كماشة Adson ، حامل إبرة
SYBR - مجموعة خضراء - جهاز تدوير خفيف 480 SYBR أخضر I Masternروش4707516001SYBR جرين
TBST-Tween 0.1٪ buffer سيجما ألريش
بطاقات الاختبار Epoc 24 بطاقات 13 معلمةسيمنز هيلثينيرز
مناديل TEKساكورا فينتيكحل الحفظ بالتبريد 
كاشف TRIzol Invitrogenثيرمو فيشر العلمي ، كارلسباد ، كاليفورنيا ، الولايات المتحدة الأمريكية15596026كاشف TRIzol

المراجع

  1. Johnston, K. W., Rutherford, R. B., Tilson, M. D., Shah, D. M., Hollier, L., Stanley, J. C. Suggested standards for reporting on arterial aneurysms. Subcommittee on Reporting Standards for Arterial Aneurysms, Ad Hoc Committee on Reporting Standards, Society for Vascular Surgery and North American Chapter, International Society for Cardiovascular Surgery. J Vasc Surg. 13 (3), discussion 245-247 452-458 (1991).
  2. Johansen, K., Kohler, T. R., Nicholls, S. C., Zierler, R. E., Clowes, A. W., Kazmers, A. Ruptured abdominal aortic aneurysm: the Harborview experience. J Vasc Surg. 13 (2), 245-247 (1991).
  3. Cambria, R. P., Clouse, W. D., Davison, J. K., Dunn, P. F., Corey, M., Dorer, D. Thoracoabdominal aneurysm repair: Results with 337 operations performed over a 15-year interval. Ann Surgery. 236 (4), 471-479 (2002).
  4. Feezor, R. J., et al. Genomic and proteomic determinants of outcome in patients undergoing thoracoabdominal aortic aneurysm repair. J Immunol. 172 (11), 7103-7109 (2004).
  5. Welborn, M. B., et al. The relationship between visceral ischemia, proinflammatory cytokines, and organ injury in patients undergoing thoracoabdominal aortic aneurysm repair. Crit Care Med. 28 (9), 3191-3197 (2000).
  6. Money, S. R., et al. Risk of respiratory failure after repair of thoracoabdominal aortic aneurysms. Am J Surg. 168 (2), 152-155 (1994).
  7. Collange, O., et al. Compartmentalization of inflammatory response following gut ischemia reperfusion. Eur J Vasc Endovasc Surg. 49 (1), 60-65 (2015).
  8. Shi, Y., Han, L., Zhang, X., Xie, L., Pan, P., Chen, F. Selenium alleviates cerebral ischemia/reperfusion injury by regulating oxidative stress, mitochondrial fusion and ferroptosis. Neurochem Res. 47 (10), 2992-3002 (2022).
  9. Wang, Q., et al. Empagliflozin protects against renal ischemia/reperfusion injury in mice. Sci Rep. 12 (1), 19323(2022).
  10. Wu, M. -B., Ma, B., Zhang, T. -X., Zhao, K., Cui, S. -M., He, S. -C. Propofol improves intestinal ischemia-reperfusion injury in rats through NF-κB pathway. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 24 (11), 6463-6469 (2020).
  11. Breithaupt-Faloppa, A. C., et al. Acute effects of estradiol on lung inflammation due to intestinal ischemic insult in male rats. Shock. 41 (3), 208-213 (2014).
  12. Klausner, J. M., et al. Thromboxane A2 mediates increased pulmonary microvascular permeability following limb ischemia. Circ Res. 64 (6), 1178-1189 (1989).
  13. James, I. A. O., Chen, C. -L., Huang, G., Zhang, H. -Y., Velten, M., Besner, G. E. HB-EGF protects the lungs after intestinal ischemia/reperfusion injury. J Surg Res. 163 (1), 86-95 (2010).
  14. Kannan, K. B., et al. Hypoxia-inducible factor plays a gut-injurious role in intestinal ischemia reperfusion injury. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 300 (5), G853-G861 (2011).
  15. Li, Y., et al. Enteral supplementation of alanyl-glutamine attenuates the up-regulation of beta-defensin-2 protein in lung injury induced by intestinal ischemia reperfusion in rats. Int J Surg. 12 (11), 1181-1186 (2014).
  16. Bryda, E. C. The mighty mouse: the impact of rodents on advances in biomedical research. Mo Med. 110 (3), 207-211 (2013).
  17. Palmier, M., et al. A supraceliac aortic cross clamping model to explore remote lung injury and the endothelial glycocalyx. Ann Vasc Surg. 93, 18-28 (2022).
  18. Ak, E., Ak, K., Ustandag, U. V., Kervancioglu-Demirci, E., Emekli-Alturfan, E., Çetinel, S. Milrinone attenuates heart and lung remote injury after abdominal aortic cross-clamping. Ann Vasc Surg. 69, 391-399 (2020).
  19. Kurt, A., Kalkan, Y., Turut, H., Cure, M. C., Tumkaya, L., Cure, E. Topiramate reduces aortic cross-clamping-induced lung injury in male rats. Acta Medica (Hradec Kralove). 61 (4), 144-149 (2018).
  20. Fantozzi, E. T., et al. Estradiol mediates the long-lasting lung inflammation induced by intestinal ischemia and reperfusion. J Surg Res. 221, 1-7 (2018).
  21. Sotocina, S. G., et al. The Rat Grimace Scale: A partially automated method for quantifying pain in the laboratory rat via facial expressions. Mol Pain. 7, 55(2011).
  22. Oh, S. S., Narver, H. L. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc. 4 (2), e995(2024).
  23. Annecke, T., et al. Sevoflurane preserves the endothelial glycocalyx against ischaemia-reperfusion injury. Brit J Anaesth. 104 (4), 414-421 (2010).
  24. Pararajasingam, R., Weight, S. C., Bell, P. R. F., Nicholson, M. L., Sayers, R. D. Pulmonary nitric oxide metabolism following infrarenal aortic cross-clamp-induced ischaemia-reperfusion injury. Eur J Vasc Endovasc Surg. 19 (1), 47-51 (2000).
  25. Nielsen, V. G., Baird, M. S., McAdams, M. L., Freeman, B. A. Desflurane increases pulmonary alveolar-capillary membrane permeability after aortic occlusion-reperfusion in rabbits: evidence of oxidant-mediated lung injury. Anesthesiology. 88 (6), 1524-1534 (1998).
  26. Axon, R. N., Baird, M. S., Lang, J. D., Brix, A. E., Nielsen, V. G. PentaLyte decreases lung injury after aortic occlusion-reperfusion. Am J Respir Crit Care Med. 157 (6), 1982-1990 (1998).
  27. Fujimura, N., et al. Neutrophil elastase inhibitor improves survival rate after ischemia reperfusion injury caused by supravisceral aortic clamping in rats. J Surg Res. 180 (1), e31-e36 (2013).
  28. Spanos, K., et al. Transition from open repair to endovascular aneurysm repair for rupture aortic aneurysms throughout a 16-year period of time in a single tertiary center. Ann Vasc Surg. 100, 120-127 (2024).
  29. Hansen, L. W., et al. Sirtuin1 activator SRT1720 protects against organ injury induced by intestinal ischemia-reperfusion. Shock. 45 (4), 359-366 (2016).
  30. Thais Fantozzi, E., et al. Acute lung injury induced by intestinal ischemia and reperfusion is altered in obese female mice. Pulm Pharmacol Ther. 49, 54-59 (2018).
  31. Matute-Bello, G., et al. An official American Thoracic Society Workshop report: Features and measurements of experimental acute lung injury in animals. Am J Respir Cell Mol Biol. 44 (5), 725-738 (2011).
  32. Michel, J. -B., et al. Novel aspects of the pathogenesis of aneurysms of the abdominal aorta in humans. Cardiovasc Res. 90 (1), 18-27 (2011).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

نموذج جراحي للجرذانالأبهر فوق البطنيالالتهاب الرئويتحليل غازات الدمأنسجة الرئةالوذمة الرئويةارتشاح الخلايا المتعادلة
نموذج لإصابة الرئة الحادة بعد إعادة تروية التروية الحشوية عن طريق التصفير الأبهري فوق الاضطرابات الهضمية في الفئران
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.