مقالة منهجية

التقييم الوظيفي في الجسم الحي لعضلة الجرذ بعد الإنشاء الجراحي لإصابة فقدان العضلات الحجمي (VML)

1.5K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/66902

⸱

نوفمبر 15, 2024

 ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, University of Virginia, 2Myologica LLC, 3Department of Orthopedic Surgery, University of Virginia

في هذه المقالة

ملخص

تتجاوز إصابات فقدان العضلات الحجمي (VML) القدرة التجديدية الذاتية ، مما يؤدي إلى عجز وظيفي دائم. تركز أبحاث VML الحالية بشكل أساسي على عضلات الأطراف والجذع. لتوسيع الدراسات الميكانيكية ل VML إلى العضلات القحفية الوجهية ، تصف هذه المقالة طريقة في الجسم الحي للتقييم الطولي لوظيفة عضلة المضغ قبل وبعد إصابة VML.

الملخص

ينتشر فقدان العضلات الحجمي (VML) في السكان المدنيين والعسكريين ويمثل إصابة عضلية هيكلية منهكة تتجاوز قدرة الجسم على التجدد الطبيعية. لا تعطل هذه الإصابات ألياف العضلات فحسب ، بل تعطل أيضا الأعصاب والأوعية الدموية والمصفوفة خارج الخلية ، مما يطغى على القدرة التجددية للعضلات الهيكلية ويؤدي إلى تليف شديد وأوجه قصور دائمة في بنية العضلات ووظيفتها. الإدارة السريرية الحالية لها العديد من القيود ، وبالتالي ، فإن البحث مستمر لتطوير مناهج علاجية أكثر فعالية. ومع ذلك ، والجدير بالذكر أن الكثير من التركيز قبل السريري على إصابات VML قد ركز على عضلات الأطراف والجذع ، مع تحقيق محدود في العضلات القحفية الوجهية. قد توفر الاختلافات في بيولوجيا النمو والقدرة التجديدية بين عضلات القحف الوجهية والأطراف / الجذع رؤى حاسمة تقود المزيد من خيارات علاج VML الخاصة بالإصابة. علاوة على ذلك ، يعد تقييم التعافي الوظيفي أمرا بالغ الأهمية لإثبات الفعالية العلاجية. في هذا الصدد ، يعد اختبار تقلص العضلات في الجسم الحي مع تحفيز العصب عن طريق الجلد طريقة طفيفة التوغل تسمح بالتقييم الوظيفي المتكرر على مدار الدراسة - في نفس. في ضوء هذه الاعتبارات ، تصف هذه الورقة طريقة لتقييم وظيفة العضلات في الجسم الحي في عضلة مضغ الفئران قبل وبعد إصابة VML. هذا البروتوكول هو أول مثيل منشور لتفصيل الإنشاء والتقييم الوظيفي لإصابة VML القحفية الوجهية ذات الصلة بيولوجيا في الفئران.

المقدمة

لا تزال الإصابات الرضحية والجراحية للأنسجة الرخوة التي تنطوي على عضلات الهيكل العظمي الأساسية واحدة من أكبر التحديات التي تواجه إعادة بناء الأنسجة لكل من المدنيين والمحاربين الجرحى1. في الواقع ، تحدث ما يقرب من 20٪ من إصابات ساحة المعركة أيضا في المناطق القحفية الوجهية للمحاربين الجرحى (الرأس والوجه)2. بشكل شامل ، تمثل إصابات الأطراف وإصابات الرأس والرقبة >80٪ من إصابات القتال في النزاعات الأخيرة2. على الرغم من القدرة المعروفة إلى حد ما للعضلات الهيكلية على إصلاح وتجديد وإعادة تشكيل بعد الإصابة ، فإن هذه الإصابات الأكثر خطورة ، والتي تنطوي على فقدان جزء كبير من الأنسجة العضلية ، غير قادرة على الشفاء من تلقاء نفسها ويشار إليها باسم إصابات فقدان العضلات الحجمي (VML). بحكم التعريف ، ينتج عن VML عجز جمالي ووظيفي دائم في العضلات المصابة أو وحدة العضلات3.

ومن المثير للاهتمام ، أنه على الرغم من انتشار إصابة VML القحفية الوجهية2،4 ، فإن الكثير من الأبحاث حتى الآن تركز على الأطراف5،6،7،8 والجذع9،10،11 عضلة ، مع عدد قليل فقط من التقارير عن إصابات VML في العضلات القحفية الوجهية12،13،14. يمثل هذا فجوة بحثية انتقالية مهمة محتملة ، حيث تشير الأدبيات الموجودة إلى أن هناك اختلافات كبيرة في كل من علم الأحياء التنموي ، فضلا عن القدرة التجديدية بين عضلات القحف الوجهية والأطراف والجذع15،16. في الواقع ، هناك أكثر من 20 عضلة على كل جانب من جوانب الوجه - مما يعكس حقيقة أن المنطقة القحفية الوجهية تشارك في أداء العديد من المهام الأساسية المتنوعة مثل الوميض والبلع والمضغ15. علاوة على ذلك ، حتى بين العضلات القحفية الوجهية ، تنشأ اختلافات فيما يتعلق بالقدرة على التجديد. على سبيل المثال ، يبدو أن العضلات خارج العين تتجدد بسرعة أكبر من عضلاتالأطراف 17. في المقابل ، تعرض المضغ استجابة تجديدية أبطأ من الظنبوب الأمامي (TA) 18. قد تكون هذه الاختلافات ، على الأقل جزئيا ، بسبب ما إذا كانت أصول العضلات متفرعة أو مشتقة من الجسيدات - مما يؤدي إلى كميات مختلفة من الخلايا الساتلية ، بالإضافة إلى ملامح التعبير الجيني المميزة لمجموعات الخلايا الساتليةالمقيمة 19. قد يؤدي النظر في السمات الفريدة بين العضلات القحفية الوجهية ، وكذلك بالنسبة لعضلات الأطراف والجذع ، إلى إلقاء نظرة ميكانيكية مهمة لتحسين التطوير العلاجي لخيارات العلاج المخصصة التي تعالج إصابات VML الخاصة بالعضلات. قد تفسر هذه الاختلافات الخاصة بالعضلات أيضا القيود المعروفة للعضلات الشبيهة بالصفائح ، مثل العضلة الظهرية العريضة ، كخيارات نقل أنسجة عضلية مانحة للجراحات الترميمية للرأس والرقبة20 ، 21 ، 22.

بغض النظر عن موقع إصابة VML ، لا توجد حاليا علاجات يمكنها استعادة الشكل والوظيفة الكاملة. تشمل الإدارة السريرية القياسية الذهبية نقل الأنسجة الذاتية وكذلك إعادة التأهيل. ومع ذلك ، فإن الأول عادة لا يحسن القوة ويمكن أن يؤدي إلى مراضة موقع المتبرع3،23 ، بينما يحسن الأخير نطاق الحركة ، مع الحد الأدنى من التأثير على الانتعاش الوظيفي أو عودة قوة الانقباض ، في العضلات1،6. لكل هذه الأسباب ، لا تزال الأبحاث جارية لتطوير أساليب علاجية أكثر فعالية لتجديد الأنسجة العضلية الوظيفية بعد إصابة VML. سلط تحليل حديث الضوء على الأهمية الحاسمة للدراسات قبل السريرية في نماذج الفئران لإصابة VML لتطوير حلول التكنولوجيا التجديدية لإصلاح VML1.

كما لوحظ في العمل السابق5،8،9،10،24،25 ، فإن تقييم التعافي الوظيفي بعد VML أمر بالغ الأهمية لتقييم فعالية التدخلات العلاجية. على وجه التحديد ، في حين أن التئام الجروح واستعادة الحجم هما السمات الرئيسية لإصلاح VML ، فإن قياس استرداد القوة بعد الإصابة والعلاج يساعد في تسليط الضوء على الآليات الميكانيكية الحيوية متعددة النطاقات المسؤولة عن عجز VML ، بالإضافة إلى تلك الآليات التي تقود التعافي الوظيفي. على هذا النحو ، فإن إنشاء صلة بين إصلاح الأنسجة واستعادة الحجم وتعزيز قوة العضلات هو مطلب مطلق لتحديد الحلول التجديدية الأكثر فعالية لإصلاح VML9.

في هذا الصدد ، هناك ثلاث طرق رئيسية لإجراء هذه القياسات الوظيفية: (1) في المختبر ، (2) في الموقع ، و (3) في الجسم الحي - مع تقديم كل منها مزاياها وعيوبها8. على سبيل المثال ، يتضمن الاختبار في المختبر فحص وظيفة العضلات المعزولة خارج الكائن الحي ويوفر فرصة للتلاعب بشكل مباشر / محدد بتحفيز العضلات باستخدام مجموعة متنوعة من الأدوية والمواد الكيميائية التي تؤثر على استثارة العضلات وتقلصها26. على الرغم من أن هذه الطريقة تسمح بإجراء تحقيقات مفصلة في الجوانب الخلوية والجزيئية لوظيفة العضلات والتعافي27 ، إلا أنها تزيل إمدادات الدم والتعصيب ، مما يحد من مدى تلخيص وظيفة العضلات الحقيقية8،26. يقيم الاختبار في الموقع وظيفة العضلات بينما لا تزال العضلات في موقعها التشريحي الطبيعي ولكنها معزولة عن الأنسجة المحيطة25،28. في حين أن هذه الطريقة تحافظ على التعصيب وإمدادات الدم ، إلا أن فصل العضلات لا يزال من الممكن أن يحد من قابلية تطبيق النتائج على البيئة الحية . بالإضافة إلى ذلك ، وربما الأهم من ذلك ، أن الاختبار في الموقع وفي المختبر عبارة عن إجراءات نهائية تمنع الاختبار الطولي - وهو أمر ضروري للسماح بتتبع التعافي الوظيفي بمرور الوقت على نفس. في المقابل ، يتيح اختبار in vivo ، الذي يتضمن تقييم وظيفة العضلات في بيئتها الأصلية ، فهما أكثر اكتمالا لأداء العضلات في سياق فسيولوجي29. الدراسات في الجسم الحي هي أيضا التقنية الأقل توغلا ويمكن إجراؤها بشكل متكرر على مدار الوقت للدراسة29. باستخدام التحفيز الكهربائي للأعصاب عن طريق الجلد ، يمكن للمرء جمع القياسات الوظيفية في عضلات معينة مع ترك الأوتار والأوعية الدموية والتعصيبسليمة 30. يمكن أن توفر هذه التقييمات الطولية نظرة ثاقبة للتغييرات الدقيقة ، ولكنها مهمة ، التي تحدث خلال مراحل مختلفة من الشفاء في نفس. تستخدم هذه الطريقة بشكل شائع في نماذج القوارض الصغيرة8،31،32،33 ؛ ومع ذلك ، فقد تم استخدامه أيضا في نماذج الأكبر حجما من Pig30 وDog 34.

توجد حاليا ثلاث دراسات منشورة حول تقييم التعافي الوظيفي بعد إصابات VML في القحف الوجهي. رودريغيز وآخرون تقرير عن طريقة لإصلاح نموذج إصابة VML القحفية الوجهية في عضلة الجنحة الرئيسية للأغنام. توضح طريقتهم تفاصيل بروتوكول اختبار في الموقع لا يمكن تنفيذه إلا في النقطة الزمنية للدراسة النهائية ، وبالتالي ، لا تسمح بالتقييم الطولي داخل واحد13. كيم وآخرون يصف طريقة لاستخدام إلكترونيات الغشاء النانوي لتتبع بيانات مخطط كهربية العضل المستمر لمضغ الفأر بعد إصابة VML. أبلغوا عن إشارة أقل بكثير من الفئران المصابة مقارنة بالتحكم ، ومع ذلك ، لاحظوا أيضا أن القطع الأثرية للحركة أثرت على تحليل الإشارة وأن الفئران ستحاول أحيانا خدش الدائرة. بالإضافة إلى ذلك ، تم استخدام الفئران الرياضية العارية للسماح بالارتباط الآمن بالغشاء النانوي بالجلد ، مما يمنع حاليا الاستخدام الأوسع لهذه الطريقة في النماذج الحيوانية الأكثر استخداما (والفعالة من حيث التكلفة) 12. أخيرا ، Zhao et al. يصف عيب VML بالحجم الحرج في مدع الفأر ، مما يضعف التغذية في ، كما ينعكس في انخفاض كبير في زيادة وزن الجسم ، كنتيجةوظيفية 14. مع وضع هذه الدراسات في الاعتبار ، تصف هذه المقالة طريقة متعددة الاستخدامات وطفيفة التوغل للتقييم الطولي في الجسم الحي لوظيفة الانقباض في فك الفئران قبل وبعد إصابة VML عن طريق تحفيز العصب ثلاثي التوائم بأقطاب كهربائية تحت الجلد. عندما يمر الاختبار عبر سلسلة من ترددات المحاكاة المتزايدة (20-200 هرتز) ، يقيس محول الطاقة القوة المتولدة للعضلة. يمكن أن تسمح هذه القياسات بتحديد تصلب العضلات والحد الأقصى للكزاز ، من بين أمور أخرى. تم تصميم البروتوكول أدناه لتقييم التعافي الوظيفي لقوة العضة المماثلة بعد إصابة VML الرضحية ، وعلى هذا النحو ، يتضمن أيضا بروتوكولا للإنشاء الجراحي لإصابة VML التي تم التحقق من صحتها. يمكن تنفيذ هذه الطريقة بسهولة على مجموعة متنوعة من الفئران والفئران - ومع تعديلات المعدات المناسبة ، فهي قابلة للتطبيق على النماذج الحيوانية الأكبر وإصابات VML أيضا30.

البروتوكول

تمت الموافقة على جميع مناولة وإجراءاتها وإجراؤها وفقا لإرشادات اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامه بجامعة فيرجينيا (IACUC). كانت الفئران المستخدمة في هذه التجارب من ذكور لويس تتراوح أعمارهم بين 12 و 14 أسبوعا ، ووزنها 324.8 جراما ± 12.72 جراما في وقت الجراحة. تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة مدرجة في جدول المواد.

1. إصابة VML في عضلة المضغ

  1. إعداد المعدات
    1. قبل الجراحة ، تأكد من تعقيم جميع الأدوات المطلوبة بشكل مناسب: الستائر الجراحية ، والمشرط ، والملقط ، والمقص الدقيق ، والمرقئ ، والخيوط ، والشاش.
    2. قم بتشغيل منصة ساخنة واضبطها على 37 درجة مئوية.
    3. ضع مرهما معقما للعيون على كلتا العينين لمنع جفاف العين تحت التخدير. ضع في غرفة تحريض التخدير وقم بتوصيل 2٪ -3٪ من الأيزوفلوران (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا).
  2. الإنشاء الجراحي لإصابة VML
    1. تأكد من تخدير بشكل صحيح قبل إخراجه من الغرفة.
      ملاحظة: يمكن تحديد ذلك إذا كان لا يستجيب لقرص إصبع القدم.
    2. قم بوزن وضعه على لوح الجراحة في الوضع الجانبي على جانبه الأيسر ، مع وضع أنفه بإحكام في مخروط الأنف للسماح باستمرار إعطاء الأيزوفلوران.
    3. جهز للجراحة عن طريق إعطاء المسكن المناسب ، وحلق الجانب الأيمن من الوجه ، وتعقيم المنطقة من خلال ثلاثة تغييرات في مسحات اليود والكحول. في هذه الدراسات ، تم استخدام البوبرينورفين طويل المفعول للتسكين (0.65 مجم / كجم من وزن الجسم).
    4. ابدأ الجراحة بعمل شق بطول 2 سم تقريبا على طول منطقة الخد من الفئران. يجب أن يكون الشق متماشيا مع أنف وأذن. استخدم تشريحا حادا لفصل الجلد واللفافة.
    5. قم بعمل شق مماثل على طول اللفافة وقم بتشريحه برفق بعيدا عن المدلك الأساسي.
    6. حدد موقع الأعصاب الشدقية والهامشية (الشكل 1 أ). استخدم علامة جراحية معقمة ومسطرة لتحديد المنطقة المراد إزالتها. يجب أن تكون المنطقة مستطيلا 10 مم × 5 مم في وسط المضغ المكشوف بين أعصاب الوجه (الشكل 1 ب).
    7. استخدم المقص الدقيق بعناية لبدء إزالة الأنسجة. تأكد من أن الإصابة النهائية تصل إلى عمق 4 مم تقريبا مع 150 مجم من الأنسجة المستأصلة (الشكل 1 ج). سيكون النسيج الذي تمت إزالته من السماكة الكاملة للمضغ السطحي وسيذهب جزئيا إلى المضغ العميق.
      ملاحظة: كان متوسط كتلة الأنسجة التي تمت إزالتها في هذه التجارب 146.1 مجم ±1.16 مجم.
    8. أغلق اللفافة والجلد باستخدام خيوط متقطعة قابلة للامتصاص (6-0) وغير قابلة للامتصاص (5-0) ، على التوالي.
  3. التنظيف والمراقبة
    1. بعد الخياطة ، أطفئ غاز التخدير واحتفظ بالحيوان على السطح الساخن لمراقبة عودته إلى الوعي. بمجرد أن يبدأ الجرذ في استعادة وعيه ، ضع مرة أخرى في القفص واستمر في المراقبة حتى يصبح مستيقظا ومتنقلا.
    2. لمدة 3 أيام بعد الجراحة ، تحقق من وقم بتقييم أي علامات للألم أو الانزعاج.
    3. لمدة 7 أيام بعد الجراحة ، زود بالطعام الطري لتقليل الضغط على الفك والحفاظ على ترطيب / تغذيتها جيدا.
    4. قم بإزالة الغرز المتقطعة بعد 7-10 أيام من الجراحة ، مع التأكد من إغلاق الجرح بالكامل قبل إزالته.
    5. بعد النقطة الزمنية النهائية للدراسة ، قتل وفقا لإرشادات IACUC. استئصال عضلات المضغ والتجميد السريع عن طريق الغمر في النيتروجين السائل أو الأيزوبنتان السائل المبرد بالنيتروجين.
      ملاحظة: يمكن تخزين عينات الأنسجة المجمدة على المدى الطويل عند -80 درجة مئوية للتقييم النسيجي في المستقبل.

2. في الجسم الحي التقييم الوظيفي للفك

  1. إعداد المعدات
    1. تحقق وتأكد من التوصيل الصحيح لجميع المعدات.
    2. بالترتيب ، قم بتشغيل (1) كمبيوتر ، (2) محفز ثنائي الطور ، (3) نظام ذراع مزدوج الوضع ، وأخيرا ، (4) منصة ساخنة لتسخينه إلى 37 درجة مئوية.
      ملاحظة: ينص دليل المستخدم على وقت إحماء مدته 1 دقيقة للمحفز ونظام الرافعة لإنتاج قراءات دقيقة. بالإضافة إلى ذلك ، اترك 10-15 دقيقة حتى تسخن المنصة بالكامل قبل اختبار أي.
    3. ضع مرهما بصريا معقما على كلتا العينين لمنع جفاف العين تحت التخدير. ضع المراد اختباره في غرفة تحريض التخدير وقم بتزويد 2٪ -3٪ من الأيزوفلوران.
    4. عقم أطراف القطب الكهربائي المطلي بالبولي تترافلورو إيثيلين عن طريق وضعها في 70٪ من الإيثانول.
    5. حدد موقع برنامج التحكم الديناميكي في العضلات (DMC) وافتحه. سيكون هذا مطلوبا لإجراء التقييم الوظيفي.
  2. إعداد البرنامج
    1. في برنامج DMC ، ابحث عن Instant Stim في قائمة الإعداد وقم بتغيير المعلمات إلى القيم المطلوبة. في هذه الدراسة ، لم يتم تغيير أي معلمات من إعداداتها المسبقة (الشكل 2 أ).
    2. ضمن قائمة الإعداد ، قم بإنشاء مجلد حفظ تلقائي وتحديده لتخزين البيانات.
    3. بالقرب من الجزء السفلي من شاشة البرنامج ، حدد موقع مربع بعنوان قاعدة الحفظ التلقائي. قم بتغيير هذا إلى عنوان خاص بالحيوان الذي يتم اختباره ، على سبيل المثال ، "rat # -timepoint" (الشكل 2 ب).
    4. حدد Sequencer في الجزء العلوي من شاشة البرنامج. في النافذة الجديدة التي تفتح، حدد فتح التسلسل في أسفل الشاشة. حدد التسلسل المعد مسبقا في مستكشف الملفات الذي يفتح. سيؤدي هذا إلى ملء نافذة التسلسل بقائمة من المعلمات مثل التردد ومدة المحفزات ووقت الراحة (الشكل 2 ج).
      1. انقر فوق تسلسل التحميل متبوعا بإغلاق النافذة.
        ملاحظة: يتكون التسلسل المستخدم في هذا البروتوكول من 9 خطوات (نشل ، 20 هرتز ، 40 هرتز ، 50 هرتز ، 60 هرتز ، 80 هرتز ، 100 هرتز ، 150 هرتز ، 200 هرتز) مع راحة 20 ثانية بين كل منها. بصرف النظر عن تحفيز الارتعاش ، تبلغ مدة جميع الخطوات 500 مللي ثانية. يجب تعديل بروتوكول التسلسل وفقا لأهداف الاختبار المحددة لكل مختبر.
    5. لفتح نافذة جديدة وتمكين عرض الحصول على البيانات في الوقت الفعلي، حدد File > Live Data Monitor.
    6. في نافذة مراقبة البيانات الحية ، قم بتعيين المقياس الزمني والحد الأدنى لقيمة y والحد الأقصى للقيمة y يدويا أو عن طريق تحديد المربع لتمكين التحجيم التلقائي.
  3. تحضير
    1. تأكد من أن في مستوى التخدير المناسب قبل إزالته من غرفة التخدير.
    2. ضع في وضع ضعيف مع وضع أنفه بإحكام في مخروط الأنف للسماح باستمرار إعطاء الأيزوفلوران. ضع حلقة تثبيت على النصف العلوي من فك الفئران لتثبيت أنفه بإحكام على المنصة.
    3. احلق رقبة ووجهه على الجانب التجريبي من الفك.
    4. قم بتأمين النصف العلوي من عن طريق وضع حزام وربطه على ذراعيه وصدره.
    5. اضبط موضع ذراع العض باستخدام المقابض الدوارة الثلاثة الموجودة بالقرب من منصة الحفارة للتحكم في الطائرات X و Y و Z (الشكل 3 أ). باستخدام المقبض العلوي ، قم بإخراج ذراع اللدغة لأسفل باتجاه واستخدم المقابض الأخرى لضبط نهاية الرافعة لتكون فوق ذقن مباشرة.
    6. استخدم الملقط لربط الحلقة المعلقة حول الأسنان السفلية للحيوان لتأمين الرأس ومنعه من الحركة (الشكل 3 ب).
      ملاحظة: تقع الحلقة من خلال ثقب محفور في ذراع العض على بعد 3 سم من محول القوة. يجب معايرة النظام قبل الاستخدام الأول.
    7. اضبط ارتفاع الرافعة لزيادة التوتر على الفك. كان التوتر الأساسي القابل للتكرار المستخدم في هذه التجارب ~ 0.5 نيوتن.
  4. وضع القطب الكهربائي
    1. ملامسة فك وتحديد الزاوية الخلفية للفك السفلي. ضع الأقطاب الكهربائية تحت الجلد حول جانبي الزاوية على بعد 2-3 مم تقريبا. يجب إدخال الأقطاب الكهربائية على عمق 3-5 مم. استخدم مشبك التمساح والوقوف لتثبيت الأقطاب الكهربائية في موضعها.
    2. في نافذة Live Data Monitor ، انقر فوق الزر البرتقالي الكبير المسمى Instant Stim لتنشيطه.
    3. يجب أن تبدأ الشاشة في عرض المسامير الصاعدة أثناء كل تحفيز. اضبط موضع القطب الكهربائي وموضع ذراع الرافعة باستخدام المقابض حسب الحاجة. يجب ملاحظة تنشيط الجانب المماثل فقط من الفك (الشكل 4).
    4. على المحفز ثنائي الطور عالي الطاقة ، يوجد مقابض بالقرب من المركز ، تسمى "النطاق" و "الضبط". ابدأ في تدوير مقبض النطاق لتعديل التيار الكهربائي. مع زيادة التيار الكهربائي ، ستبدأ قمم التحفيز الفورية في الزيادة في الحجم حتى تستقر - يتم تحديدها على أنها المستوى الذي تؤدي عنده ثلاثة محفزات متتالية إلى استجابات انقباضية متطابقة.
      1. تجنب تحويل التيار الكهربائي عاليا جدا ، أي ما لا يزيد عن 20٪ فوق التيار حيث لوحظت القمم القصوى - حيث يمكن أن يؤدي ذلك إلى تجنيد العضلات المجاورة وقراءات القوة غير الدقيقة.
    5. أدر مقبض الضبط لتعديل النسبة المئوية ل "النطاق" الحالي المستخدم لتحفيز الفك. قد تكون هناك حاجة إلى زيادة أو نقصان في التيار لتحسين استجابة الارتعاش.
    6. تأكد من أن الأقطاب الكهربائية لا تزال في مكانها بشكل آمن وأوقف التحفيز الفوري.
    7. أسفل الزر البرتقالي "Instant Stim" في شاشة البيانات الحية ، حدد موقع زر بدء التسلسل الرمادي وانقر فوقه.
    8. استمر في مراقبة المنحنيات طوال مدة بروتوكول التحفيز. مع زيادة تردد التحفيز ، ستزداد القوة القصوى المنتجة. بمجرد الوصول إلى الكزاز ، ستستقر منحنيات القوة (الشكل 5 أ).
  5. تنظيف
    1. بعد الانتهاء من تسلسل التحفيز الوظيفي ، قم بإزالة الأقطاب الكهربائية وامسحها ب 70٪ من الإيثانول. إذا كان هذا هو آخر يتم اختباره ، فيمكن إعادة الأقطاب الكهربائية إلى أغلفتها.
    2. أطفئ غاز التخدير ولكن احتفظ بالحيوان على السطح الساخن لمراقبة عودته إلى الوعي. بمجرد أن يبدأ الجرذ في استعادة وعيه ، ضعه مرة أخرى في القفص واستمر في المراقبة حتى يصبح مستيقظا ومتنقلا.
    3. قم بإيقاف تشغيل المعدات المستخدمة للحصول على البيانات وامسح جميع الأسطح.

3. تحليل البيانات

ملاحظة: تم وصف هذه الطريقة سابقا بأنها توثق طريقة للاختبار الوظيفي في الجسم الحي للفأر TA8. تم تصميم تحليل البيانات لتحديد نوايا هذه الدراسة ، وقد تتغير البروتوكولات اعتمادا على أهداف المستخدم.

  1. حدد موقع برنامج تحليل العضلات الديناميكي وافتحه.
  2. انقر فوق قائمة الإنتاجية العالية وحدد تحليل التردد الفرضي لتحليل عينات متعددة في وقت واحد.
  3. حدد اختيار الملفات وقم بتمييز أكبر عدد ممكن من ملفات البيانات حسب الرغبة للتحليل. يمكن أيضا استخدام الزر "اختيار المجلد" إذا تم تسمية العينات بوضوح داخل نظام الملفات.
  4. حدد المربع لإزالة الأساس. سيؤدي هذا تلقائيا إلى إزالة قوة خط الأساس من القوة القصوى المسجلة لكل تجربة ، مما يوفر القيم القصوى المطلقة.
  5. انقر فوق الزر "تحليل " ثم انقر فوق تصدير الجدول إلى Excel حيث يمكن حفظ البيانات كجدول بيانات. تأكد من أن قيم "مؤشر البدء" و "مؤشر النهاية" تلتقط بدقة الطابع الزمني للتحفيز. يمكن تعيين هذه القيم يدويا إذا لزم الأمر.
  6. افتح جدول البيانات المحفوظ.
    ملاحظة: باستخدام عمود "الحد الأقصى" ، يمكن للمستخدم حساب القوة القصوى الناتجة عبر جميع الترددات. يمكن أيضا إنشاء منحنى قوة التردد (الشكل 5).

النتائج

كما هو موضح في منشور سابق ، يمكن استخدام منحنيات الكزاز لتمييز النتائج المثلى عن النتائج دون المستوى الأمثل8. يتم الحصول على نتيجة مثالية عندما يتم تحفيز العضلات إلى أقصى قوتها وتحافظ على هذا الحد الأقصى طوال مدة تقلص الكزاز. عادة ما يبدأ تلخيص التشنجات الفردية في منحنيات الكزاز في الظهور عند أو بعد 100 هرتز. يوضح الشكل 5 أ هذه النقطة حيث أن المنحنى المثالي عند 150 هرتز له صعود حاد في بداية التحفيز ، ومرحلة هضبة مسطحة عند أقصى قيمة قوة مع الحد الأدنى من التذبذب ، وهبوط حاد ورأسي عند توقف التحفيز. قد تظهر منحنيات الكزاز غير المثالية تذبذبات خلال مرحلة الهضبة وقد تظهر منحدرا سلبيا أو موجبا (الشكل 5 ج ، د).

يمكن تمثيل نتائج بروتوكول الاختبار الوظيفي هذا بشكل مختلف اعتمادا على أهداف الباحثين والتصميم التجريبي للدراسة. في حالة هذا البروتوكول ، يتم تحديد القوة القصوى المطلقة تجريبيا من جميع ترددات التحفيز ورسم بياني في كل نقطة زمنية للاختبار. يسمح ذلك بمقارنة الحد الأقصى لإنتاج القوة الأساسي بأقصى إنتاج للقوة كل 4 أسابيع بعد إنشاء إصابة VML الموصوفة في المضغ (الشكل 1 د). للمقارنة ، تم أيضا اختبار مجموعة من غير المصابة (ن = 4) في كل نقطة زمنية (الشكل 1E). تمت أيضا مقارنة أوزان في كل نقطة زمنية (الشكل 1F). في 4 و 8 و 12 أسبوعا بعد VML ، على التوالي ، أنتجت الفئران متوسط قوة قصوى تبلغ 7.958 نيوتن ±1.797 نيوتن ، و 7.183 نيوتن ±1.450 نيوتن ، و 7.823 نيوتن ± 0.626 نيوتن تحليل المقاييس المتكررة أحادية الاتجاه للتباين (ANOVA) مع اختلاف فيشر الأقل دلالة أهمية (LSD) المقارنات الزوجية اللاحقة التي حددت أنه لا توجد فروق ذات دلالة إحصائية بين هذه القيم في أي نقطة زمنية بعد إصابة VML ، ومع ذلك ، كانت جميعها مختلفة بشكل كبير عن متوسط قوة خط الأساس البالغة 10.031 نيوتن ±0.564 نيوتن.

figure-results-1
الشكل 1: النتائج التخطيطية والوظيفية الجراحية لعضلة المضغ المصابة ب VML. عضلة المضغ المزروعة تظهر التوجه التشريحي بالإضافة إلى المعالم العصبية لإنشاء الإصابة (أ). أثناء الجراحة قبل (ب) وبعد (ج) إنشاء إصابة VML. يتم تقديم جميع الصور مع عضلات في نفس اتجاه (A). يشير الخط الأصفر المتقطع إلى المنطقة التي سيتم استئصال العضلات فيها. الحد الأقصى لإنتاج القوة عند خط الأساس وبمرور الوقت في الفئران التي تعرضت لإصابة VML (ن = 9) للمضغ (D) وكذلك لفئران التحكم المتطابقة مع العمر التي تركت دون إصابة (ن = 4) (E). رسم بياني لأوزان جسم الفئران بمرور الوقت (F). (د) يمثل ANOVA للتدابير المتكررة أحادية الاتجاه مع المقارنات الزوجية اللاحقة ل LSD لفيشر ، حيث ** = ص < 0.01 ، *** = ص < 0.001 ، **** = ص < 0.0001. المساطر في (أ) و (ج) بالسنتيمتر ، مع التخرج بالمليمترات. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-2
الشكل 2: تهيئة البرامج للاختبار الوظيفي. إعداد المعلمة لبرنامج DMC. إعداد التحفيز الفوري إلى القيم المطلوبة (A). واجهة مستخدم رسومات البرنامج وموقع مربع إعداد قاعدة الحفظ التلقائي (B). اختيار تسلسل بروتوكول مكون من 9 خطوات يستخدم للاختبار (C). القيم المعروضة هنا هي أمثلة على القيم المستخدمة في هذه الدراسة، ولكن قد تحتاج إلى تحسينها وتعديلها اعتمادا على حالات الاستخدام المحددة للآخرين. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-3
الشكل 3: محاور الحركة الوظيفية وتحديد المواقع المناسبة للحيوانات. يوضح التخطيطي العلاقة بين كل من عجلات الضبط الثلاث على جهاز الاختبار الوظيفي ومحاور الحركة المقابلة لها لذراع الرافعة (A). مثال على صورة لفأر يخضع لاختبار وظيفي ، توضح الوضع المناسب للحيوان على المنصة ومكونات الحفارة المهمة الأخرى (B). الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-4
الشكل 4: مثال على تنشيط الفك من جانب واحد وثنائي أثناء الاختبار. (أ) يظهر فك الفئران في حالة راحة قبل أي تحفيز. يمكن أن تؤدي الأقطاب الكهربائية الموضوعة بشكل غير صحيح إلى تقلص الفك الثنائي ، كما هو موضح في الأسهم الصفراء (B) ، بينما ستؤدي الأقطاب الكهربائية الموضوعة بشكل صحيح إلى الانقباض المماثل المطلوب (C). تشير الأسهم الصفراء إلى نقاط الانقباض في الفك. كما تظهر أمثلة على منحنيات وقت القوة عند 150 هرتز لتنشيط العضلات الثنائية (D) والأحادية الجانب (E). الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-5
الشكل 5: منحنيات الاستجابة التحفيزية التمثيلية للتجارب المقبولة وغير المقبولة. مثال على منحنيات التحفيز عند 40 و 80 و 150 هرتز (A) لتوضيح ما الذي تبحث عنه قبل وأثناء تقلص الكزاز. مع زيادة تردد التحفيز ، يكون ذروة التوتر المسجلة أعلى أيضا ، والذي يمكن ملاحظته في منحنيات تردد القوة (B) التي تظهر متوسط المصابة (ن = 9) عند خط الأساس وفي 8 أسابيع بعد إنشاء VML. (C ، D) يوضح أمثلة تمثيلية لشكل استجابة القوة التي من شأنها أن تشير إلى الحاجة إلى تعديل القطب الكهربائي بسبب الكزاز غير السليم. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

المناقشة

يصف هذا البروتوكول طريقة مباشرة وموثوقة للاختبار الوظيفي في الجسم الحي لقوة العض المماثلة الناتجة في فك الفئران. كما تم وصف طريقة الإنشاء الجراحي لإصابة VML في عضلة مضغ الفئران. مجتمعة ، توفر هذه الطرق نموذجا حيوانيا ذا صلة بيولوجيا لإجراء تقييم طولي للتعافي الوظيفي قبل وبعد الإصابة القحفية الوجهية المؤلمة. في حين أن طرق الاختبار الأخرى ، مثل المختبر وفي الموقع ، يمكن أن توفر أيضا معلومات قيمة ، إلا أنها تستلزم عزل الوتر وإزالة الأنسجة من بيئته الأصلية ، مما يحد من قابليتها للتطبيق على فهم أفضل للنتائج الوظيفية في الجسم الحي 8،25،26،27،28. من خلال التدريب والممارسة المناسبين ، سيتمكن الباحث من وضع بسرعة للاختبار وإجراء التعديلات اللازمة لتحقيق أقصى إنتاج لقوة العضلات.

هناك تفاصيل فنية يجب التحقق منها لكل لضمان وضع القطب الكهربائي والتحفيز المناسبين. أولا ، يجب تأمين القواطع العلوية بحيث يكون رأس الجرذ ملامسا تماما للمنصة الساخنة. سيؤدي ذلك أيضا إلى إبقاء أنف الجرذ في مخروط الأنف للإعطاء المستمر للتخدير المستنشق. إذا لم يتم الاحتفاظ بالرأس في الموضع الصحيح ، فستكون هناك تناقضات في قراءات القوة مع انحراف التوتر الأساسي. بالإضافة إلى ذلك ، يجب أن يكون جسم ضعيفا ، ويجب أن يكون عموده الفقري مستقيما. سيساعد الحفاظ على في الموضع المناسب في وضع القطب الكهربائي وصيانته في المكان الصحيح. أخيرا ، قد يكون وضع الأقطاب الكهربائية أمرا صعبا ، حيث يجب وضعها في العمق والتباعد المناسبين لتحفيز الجانب التجريبي فقط من الفك. اليقظة والممارسة وثيقتان الصلة بأن تصبح بارعا في وضع القطب الكهربائي للحصول على نتائج قابلة للتكرار وموثوقة. ستصبح الأقطاب الكهربائية باهتة بسرعة إلى حد ما ، لذلك من الضروري تغييرها كثيرا. السمات المميزة لوضع القطب الكهربائي السيئ هي تنشيط العضلات الملحقة ، أو قراءات القوة المنحدرة إيجابيا / سالبا (حركة الأقطاب الكهربائية أثناء التحفيز) ، أو شكل موجة الكزاز غير المنصهر / المتذبذب8 (الشكل 5C ، D).

علاوة على ذلك ، هناك بعض القيود على هذه الطريقة التي تستدعي ذكرها والنظر فيها في التطبيقات المستقبلية لهذا النظام. أولا ، على الرغم من أنها كافية للقياسات التي تم إجراؤها في هذه الدراسة ، إلا أن الحلقة المستخدمة لتأمين الفك العلوي قد لا تكون النظام الأكثر صلابة. بدلا من ذلك ، يمكن أن يؤدي النهج التجسيمي باستخدام قضبان الأذن إلى إنشاء قبضة أفضل على الفك العلوي للفئران. بالإضافة إلى ذلك ، تم استخدام قيمة التوتر السلبية كموضع محدد للاختبار بهذه الطريقة ، والتي قد لا تؤدي إلى توليد القوة القصوى التي يمكن الحصول عليها إذا تم وضع العضلة في طولها الأمثل (Lo). في الواقع ، يمكن تحديد Lo عن طريق وضع كما هو موضح هنا ثم التلاعب بانسداد الفك بزيادات صغيرة (0.5-1 مم) أثناء تشغيل تحفيز الارتعاش - مع تحديد Lo على أنه موضع الاختبار الأمثل حيث تم إنشاء أقصى قوة ارتعاش. ومع ذلك ، فإن عضلة المضغ لها هندسة وحركة فريدةإلى حد ما 35،36 ، وبالتالي ، تعمل على نطاق أوسع بكثير من الأطوال من خصائص عضلات الأطراف (التي تعمل عادة حول Lo). ومع ذلك ، يحدث المضغ في نطاق ضيق مقارنة بالعض. على هذا النحو ، لا يوجد نهج مثالي لهذه المشكلة. لذلك ، على الرغم من أن تحديد التوتر الأساسي ليس الطريقة الوحيدة للتعامل مع هذه المشكلة ، إلا أن هناك منطقا علميا منطقيا للقيام بذلك ، حيث أن الطول الأمثل لعضلات الفك يتجاوز الفتحة الطبيعية للفك. بغض النظر ، لا تزال القوة القصوى عند توتر سلبي معين تعطي نظرة ثاقبة مهمة لجوانب الوظيفة - حتى لو كانت مختلفة عن القوة القصوى عند Lo. من الواضح أن هناك ما يبرر إجراء مزيد من التحقيق في علاقة القوة وطول العضلة المضغة. أخيرا ، تبحث هذه الطريقة في تحفيز العصب ثلاثي التوائم في الفئران ، والذي ينقسم إلى ثلاثة فروع: V1-V3. في حين أن V3 ، أو العصب الفكي السفلي ، هو الفرع الوحيد الذي يحتوي على مكون حركي ، إلا أنه يعصب عضلات متعددة ، بما في ذلك المضطرب ، والصدغي ، والظفرة ، والميلوهيويد37. من المهم مراعاة ذلك لأنه يعني أن هذه الطريقة لا تبلغ حصريا عن قوة المضغة ، والتي قد تكون ذات صلة بالتحقيقات البحثية الأخرى.

على الرغم من هذه الجوانب والقيود الفنية ، أثبتت هذه الطريقة أنها قوية ومتسقة. بينما يتم وصف الاختبار المماثل فقط هنا ، يمكن تعديل البروتوكول بسهولة ليشمل اختبارات إضافية للجانب الآخر من الفك. سيسمح الاختبار الثنائي لتقلص / وظيفة المضغ بإجراء مقارنات صحية / مصابة داخل واحد ، وربما يوضح التغييرات التعويضية المهمة على الجانب المصاب و / أو الجانب الضابط (الجانب غير المصاب). بشكل عام ، يوفر هذا النموذج أداة قوية لتقييم وظيفة العضلات الطولية ، بالإضافة إلى التعافي الوظيفي ، بطريقة طفيفة التوغل. على هذا النحو ، سيكون هذا النظام قابلا للتطبيق على تقييم الآليات الميكانيكية الحيوية التي تحضر العجز الوظيفي بوساطة VML ، وكذلك لاختبار فعالية العلاجات المختلفة لإصلاح إصابات VML في المنطقة القحفية الوجهية.

الإفصاحات

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

Myologica LLC لمشاركة المعدات المستخدمة لإجراء التقييمات الوظيفية. تم دعم البحث الوارد في هذا المنشور من قبل المعهد الوطني لأبحاث الأسنان والقحف الوجهي التابع للمعاهد الوطنية للصحة بموجب الجائزة رقم U24 DE029463. المحتوى هو مسؤولية المؤلفين وحدهم ولا يمثل بالضرورة الآراء الرسمية للمعاهد الوطنية للصحة.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
إيثانول بدرجة 200مختبرات ديكونتم تخفيفه إلى 70٪ باستخدام ماء منزوع الأيونات
أقطاب الإبرة أحادية القطب 25 مم × 27 Gشركة تشالغرين إنتربرايزز111-725-24TPيستخدم لإجراء القياسات الوظيفية
مسحات الكحولBD326895للتعقيم/التنظيف
مشبك ووقوف التمساح / مساعد لرفع اليدإكليبس إنتربرايز115584تثبيت الأقطاب الكهربائية في مكانها
معقم الخرز18000-45للجراحة (إعادة تعقيم الأدوات بين الحيوانات)
المحفز الكهربائي ثنائي الطورأورورا ساينتيفك701Cتوصيل النبضات الكهربائية للحيوانات أثناء اختبار الوظائف
رافعة العضمخصص طباعة ثلاثية الأبعاد مقطوعة (يرجى التواصل مع المؤلفين للحصول على التفاصيل)
غاز الأكسجين المضغوطبراكسيرUN1072
أجهزة التبشير ذات رؤوس القطنفيشر22363157للجراحة
نظام رافعة عضلية مزدوج الوضعأورورا ساينتيفك309Cيستخدم لإجراء القياسات الوظيفية
نظام جمع وتحليل بيانات العضلات الديناميكيةأورورا ساينتيفك615Aيستخدم لجمع وتحليل القياسات الوظيفية
قناع الوجههاي فايفAM101للجراحة
الملقطإنتيجرا ميلتكس6-100 للجراحة
الشاشميدلاينPRM21408Cللجراحة
مقصات الشعرفيليبسMG3750إزالة الفراء
شبكة الشعرVWR75829-204للجراحة
إيزوفلورانكوفيترود29405
ملء قمع التبخر من نوع إيزوفلورانمعدات الطبيب البيطري911103
مبخر إيزوفلورانكنت ساينتفيكفيتفلو-1231توصيل التخدير
القوارض الكبيرة وأجهزة الحيوانات الصغيرةأورورا سينتيفيك807Bيستخدم مع محرك 309C للقياسات الوظيفية
المقص الدقيقFST91500-09للجراحة
درايفر الإبرFST1200-13للجراحة
بوفيدون-يودميدلاينMDS093943للتعقيم/التنظيف
برولين سوتيرز 5-0إثيكون8698Gخياطة الجلد
المشرطبيرسونا ميديكال73-8030للجراحة
شفرة المشرطفان زجاجي1834للجراحة
الستائر الجراحية - مادة ACTلا يوجدلا يوجدتم قصه إلى 8 × 11 بوصة وتم تعقيم الوضع قبل الجراحة
قفازات الجراحةإعادة العرض5711103PFللجراحة
رداء الجراحةVWR414004-467للجراحة
مضخة التدفئة/التبريدشركة برينتري العلمية، إنكTP-700تسخين منصات الحيوانات للجراحة واختبار الوظائف - ضبط على وقت العلاج المستمر عند درجة حرارة 38/100
فلتر الفحم المنشط VaporGuardمعدات الطبيب البيطري931401
فيكريل سوتيرز 6-0إثيكونJ492Gخياطة اللفافة

المراجع

  1. Kulwatno, J., Goldman, S. M., Dearth, C. L. Volumetric muscle loss: A bibliometric analysis of a decade of progress. Tissue Eng Part B: Rev. 29 (3), 299-309 (2023).
  2. Owens, B. D., et al. Combat wounds in Operation Iraqi Freedom and Operation Enduring Freedom. J Trauma. 64 (2), 295-299 (2008).
  3. Grogan, B. F., Hsu, J. R. Skeletal Trauma Research Consortium. Volumetric Muscle Loss. J Am Acad Orthop Surg. 19, S35-S37 (2011).
  4. Lew, T. A., Walker, J. A., Wenke, J. C., Blackbourne, L. H., Hale, R. G. Characterization of craniomaxillofacial battle injuries sustained by United States service members in the current conflicts of Iraq and Afghanistan. J Oral Maxillofac Surg. 68 (1), 3-7 (2010).
  5. Dienes, J., et al. Semisynthetic hyaluronic acid-based hydrogel promotes recovery of the injured tibialis anterior skeletal muscle form and function. ACS Biomater Sci Eng. 7 (4), 1587-1599 (2021).
  6. Aurora, A., Garg, K., Corona, B. T., Walters, T. J. Physical rehabilitation improves muscle function following volumetric muscle loss injury. BMC Sports Sci Med Rehabil. 6, 41(2014).
  7. Wu, X., Corona, B. T., Chen, X., Walters, T. J. A standardized rat model of volumetric muscle loss injury for the development of tissue engineering therapies. BioRes Open Access. 1 (6), 280-290 (2012).
  8. Mintz, E. L., Passipieri, J. A., Lovell, D. Y., Christ, G. J. Applications of in vivo functional testing of the rat tibialis anterior for evaluating tissue engineered skeletal muscle repair. J Vis Exp. 116, e54487(2016).
  9. Passipieri, J. A., et al. In silico and in vivo studies detect functional repair mechanisms in a volumetric muscle loss injury. Tissue Eng Part A. 25 (17-18), 1272-1288 (2019).
  10. Corona, B. T., et al. Further development of a tissue-engineered muscle repair construct in vitro for enhanced functional recovery following implantation in vivo in a murine model of volumetric muscle loss injury. Tissue Eng Part A. 18 (11-12), 1213-1228 (2012).
  11. Chen, X. K., Walters, T. J. Muscle-derived decellularised extracellular matrix improves functional recovery in a rat latissimus dorsi muscle defect model. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 66 (12), 1750-1758 (2013).
  12. Kim, H., et al. Real-time functional assay of volumetric muscle loss injured mouse masseter muscles via nanomembrane electronics. Adv Sci (Weinh). 8 (17), 2101037(2021).
  13. Rodriguez, B. L., et al. A tissue engineering approach for repairing craniofacial volumetric muscle loss in a sheep following a 2, 4, and 6-month recovery. PLoS One. 15 (9), e0239152(2020).
  14. Zhao, N., et al. A critical size volumetric muscle loss model in mouse masseter with impaired mastication on nutrition. Cell Prolif. 57 (6), e13610(2024).
  15. Cheng, X., Shi, B., Li, J. Distinct embryonic origin and injury response of resident stem cells in craniofacial muscles. Front Physiol. 12, 690248(2021).
  16. Noden, D. M., Francis-West, P. The differentiation and morphogenesis of craniofacial muscles. Dev Dyn. 235 (5), 1194-1218 (2006).
  17. Stuelsatz, P., et al. Extraocular muscle satellite cells are high performance myo-engines retaining efficient regenerative capacity in dystrophin deficiency. Dev Biol. 397 (1), 31-44 (2015).
  18. Pavlath, G. K., et al. Heterogeneity among muscle precursor cells in adult skeletal muscles with differing regenerative capacities. Dev Dyn. 212 (4), 495-508 (1998).
  19. Ono, Y., Boldrin, L., Knopp, P., Morgan, J. E., Zammit, P. S. Muscle satellite cells are a functionally heterogeneous population in both somite-derived and branchiomeric muscles. Dev Biol. 337 (1), 29-41 (2010).
  20. Aladimi, M. T., et al. Factors to consider when deciding on the type of free-flap reconstruction of head and neck soft tissue defects. ORL J Otorhinolaryngol Relat Spec. 79 (4), 230-238 (2017).
  21. Maxwell, G. P., Leonard, L. G., Manson, P. N., Hoopes, J. E. Craniofacial coverage using the latissimus dorsi myocutaneous island flap. Ann Plast Surg. 4 (5), 410-421 (1980).
  22. Strübing, F., et al. Scalp reconstruction using the latissimus dorsi free flap: A 12-year experience. J Clin Med. 12 (8), 2953(2023).
  23. Carnes, M. E., Pins, G. D. Skeletal muscle tissue engineering: Biomaterials-based strategies for the treatment of volumetric muscle loss. Bioengineering. 7 (3), 85(2020).
  24. Mintz, E. L., et al. Long-term evaluation of functional outcomes following rat volumetric muscle loss injury and repair. Tissue Eng Part A. 26 (3-4), 140-156 (2020).
  25. Westman, A. M., et al. A coupled framework of in situ and in silico analysis reveals the role of lateral force transmission in force production in volumetric muscle loss injuries. J Biomech. 85, 118-125 (2019).
  26. Park, K. H., et al. Ex vivo assessment of contractility, fatigability and alternans in isolated skeletal muscles. J Vis Exp. 69, e4198(2012).
  27. Moorwood, C., Liu, M., Tian, Z., Barton, E. R. Isometric and eccentric force generation assessment of skeletal muscles isolated from murine models of muscular dystrophies. J Vis Exp. (71), e50036(2013).
  28. MacIntosh, B. R., Esau, S. P., Holash, R. J., Fletcher, J. R. Procedures for rat in situ skeletal muscle contractile properties. J Vis Exp. (56), e3167(2011).
  29. Iyer, S. R., Valencia, A., Hernández-Ochoa, E. O., Lovering, R. M. In vivo assessment of muscle contractility in animal studies. Methods Mol Biol. 1460, 293-307 (2016).
  30. Corona, B. T., Call, J. A., Borkowski, M., Greising, S. M. In vivo measurement of hindlimb dorsiflexor isometric torque from pig. J Vis Exp. (175), e62905(2021).
  31. Brightwell, C. R., et al. In vivo measurement of knee extensor muscle function in mice. J Vis Exp. (169), e62211(2021).
  32. Lovering, R. M., Roche, J. A., Goodall, M. H., Clark, B. B., McMillan, A. An in vivo rodent model of contraction-induced injury and non-invasive monitoring of recovery. J Vis Exp. (51), e2782(2011).
  33. Chiu, C. S., et al. Non-invasive muscle contraction assay to study rodent models of sarcopenia. BMC Musculoskelet Disord. 12 (1), 246(2011).
  34. Childers, M. K., Grange, R. W., Kornegay, J. N. In vivo canine muscle function assay. J Vis Exp. (50), e2623(2011).
  35. Cox, P. G., Jeffery, N. Reviewing the morphology of the jaw-closing musculature in squirrels, rats, and guinea pigs with contrast-enhanced micro CT. Anat Rec. 294, 915-928 (2011).
  36. Nordstrom, S. H., Yemm, R. Sarcomere length in the masseter muscle of the rat. Arch Oral Biol. 12 (5), 895-902 (1972).
  37. Huff, T., Weisbrod, L. J., Daly, D. T. Neuroanatomy, Cranial Nerve 5 (Trigeminal). , StatPearls Publishing. Treasure Island, FL. (2024).

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

التقييم داخل الجسم الحيوظيفة العضلاتإصابة عضلات الوجه والجمجمةتحفيز الأعصاب عبر الجلدتجدد العضلاتالتعافي الوظيفينموذج الجرذانقباض العضلات
التقييم الوظيفي في الجسم الحي لعضلة الجرذ بعد الإنشاء الجراحي لإصابة فقدان العضلات الحجمي (VML)
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.