مقالة منهجية

جراحة نقل الأجنة عن طريق شق البطن في الذهب

1.9K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/66984

⸱

أكتوبر 18, 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Centro de Estudos sobre o Genoma Humano e Células-Tronco, Instituto de Biociências, Universidade de São Paulo, 2Instituto do Coração (Incor), Hospital das Clínicas HCFMUSP, Faculdade de Medicina, Universidade de São Paulo, 3Faculdade de Medicina, Universidade de São Paulo

في هذه المقالة

ملخص

يصف هذا البروتوكول تطبيق التقنية الجراحية المستخدمة لنقل أجنة الخنازير المستنسخة عن طريق شق البطن في المذهب.

الملخص

يهدف هذا البروتوكول إلى إظهار التقنية الجراحية لنقل أجنة الخنازير المستنسخة إلى قناة البيض ، وهي طريقة تستخدم على نطاق واسع في إنتاج الخنازير المعدلة وراثيا للأبحاث الطبية الحيوية. خضعت تسعة ذهبيات للتزامن الهرموني وبضع البطن لنقل الأجنة المستنسخة الناتجة عن النقل النووي للخلايا الجسدية (SCNT) في مراحل تصل إلى 4 خلايا في اليوم 2 إلى قناة البيض. تم إجراء تشخيص الحمل عن طريق الفحص بالموجات فوق الصوتية بعد 30 يوما من جراحة النقل. أظهرت ستة من أصل تسعة مذهبات تم تشغيلها علامات الحمل في الفحص بالموجات فوق الصوتية. ومع ذلك ، نظرا لعدم وجود تقدم في نمو الجنين كما تم تقييمه بواسطة تخطيط صدى الشر ، فقد خضعت الذهبية للتشريح في 60 يوما لجمع المواد البيولوجية وتقييم الجهاز التناسلي. لوحظت التصاقات في قرون الرحم والمبيض وقنوات البيض. من تجويف الرحم لاثنين من الذهبات الرحيم ، تم الحصول على واحد وأربعة هياكل جنينية تتراوح أعمار الحمل بين 12 إلى 20 يوما. على الرغم من عدم وجود خنازير حية ، ويرجع ذلك على الأرجح إلى انخفاض معدل الكفاءة لنقل أجنة الخنازير المستنسخة ، والذي يتأثر بعوامل مختلفة ، بما في ذلك عدد ونوعية الأجنة المنقولة ، أثبتت التقنية الجراحية المقدمة أنها سريعة وآمنة.

المقدمة

تعتبر الخنازير نموذجا تجريبيا ممتازا للأبحاث الطبية الحيوية نظرا لأوجه التشابه التشريحية والفسيولوجية والوراثية مع البشر1. غالبا ما تم استخدام هذه في الأبحاث المتعلقة بزرع الأعضاء ، بهدف إنتاج أعضاء أو خلايا أو أنسجة تعزز انخفاض خطر الرفض عند زرعها في البشر. تهدف أبحاث زراعة الأعضاء إلى زيادة إمدادات الأعضاء لزراعة الأعضاء البشرية ، وبالتالي تقليل قائمة انتظار المرضى2.

يتضمن إنتاج الخنازير لزرع الأعضاء عدة خطوات ، بما في ذلك إنتاج المستنسخة من خلايا الخنازير المعدلة وراثيا. بعد الإنتاج المختبري للأجنة المستنسخة المعدلة وراثيا ، يتم نقل الأجنة إلى الجهاز التناسلي للبذر بدورة شبقية متزامنة لإعداد فسيولوجيا الرحم لاستقبال وحمل المفهوم الجديد3.

يمكن إجراء نقل الأجنة في الخنازير بطرق غير جراحية أوغازية 4. من بين الطرق غير الغازية النقل عبر عنق الرحم ، والذي لا يتطلب أي تدخل جراحي. ومع ذلك ، فإن هذه الطريقة تقتصر على نقل الأجنة في مراحل التطور اللاحقة (أي مراحل المورولا أو الكيسة الأريمية) ولا تسمح بالتحديد الدقيق لموقع إدخال القسطرة أو ترسب الجنين5. يعتبر تنظير البطن وبضع البطن طرقا غازية لنقل الأجنة. تنظير البطن أقل توغلا ولكنه يتطلب معدات محددة ومكلفة ، وتختلف كفاءته بشكل كبير (من أقل من 20٪ إلى أكثر من 80٪) بسبب عوامل مختلفة مثل صعوبة التلاعب بالهياكل التناسلية ونوع القسطرة المستخدمة4،6. لذلك ، لا يزال النقل عن طريق تنظير البطن أقل كفاءة مقارنة بطرق النقل الجراحي عن طريق شقالبطن 4.

جراحة نقل الأجنة في البذار عن طريق شق البطن هي إجراء بسيط وسريع نسبيا ، وعادة ما يستغرق حوالي 30 دقيقة. ومع ذلك ، يجب إجراؤه في مركز جراحي مجهز بجهاز تخدير استنشاق وفريق متخصص. بالنسبة لسلالات الخنازير التجارية (مثل Landrace أو Large White أو تهجينها) ، فإن المعدات الخاصة مثل الرافعات لرفع المذهب وطاولة جراحية عريضة ومتينة ضرورية بسبب الوزن الكبير للحيوانات (حوالي 130-150 كجم).

لكي تنجح الجراحة ، يجب تقييم الأجنة لمرحلة تطورها مسبقا. يوصى بنقل الأجنة المكونة من 4 خلايا إلى أنبوب الرحم. يجب نقل الأجنة في مراحل تتجاوز 4 خلايا ، مثل المورولا والكيسات الأريمية ، إلى قرن الرحم7،8.

على الرغم من أن المجموعات البحثية في جميع أنحاء العالم تقوم بإنتاج أجنة الخنازير المستنسخة المعدلة وراثيا ونقلها الجراحي ، إلا أنه لا توجد حتى الآن بروتوكولات محددة جيدا توضح هذا الإجراء من خلال مقاطع الفيديو. هذا النهج ضروري لنجاح الحمل ، حيث تتطلب التقنية ترسب دقيق للأجنة في الموقع الدقيق لقناة البيض ، بما في ذلك توطين أوستيوم البوق وإدخال الماصة التي تحتوي على الأجنة. يمكن فهم هذه التقنية بشكل أفضل من خلال مقاطع الفيديو التوضيحية للإجراء بأكمله. لذلك ، تهدف هذه المقالة إلى توضيح جراحة شق البطن لنقل الأجنة المستنسخة إلى قناة البيض المذهبة ، وهو شرط أساسي أساسي للإنتاج المستقبلي للخنازير المعدلة وراثيا لاستخدامها في زرع الأعضاء أو أغراض أخرى ذات صلة.

البروتوكول

تمت الموافقة على هذه الدراسة من قبل لجنة الأخلاقيات حول استخدام في البحوث التابعة لكلية الطب البيطري وعلوم بجامعة ساو باولو, البروتوكول رقم 6088030523. تم استخدام تسعة مذهبات عمرها سبعة أشهر من تربية الخنازير نواة Água Branca ، الواقعة في مدينة إيتو ، ولاية ساو باولو ، البرازيل ، مباشرة بعد الكشف الثاني عن الشبق9. تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في الدراسة مدرجة في جدول المواد.

1. تحضير

  1. قم بصيام لمدة 12 ساعة وتقييد وصول المياه لمدة 4 ساعات قبل العملية الجراحية.
  2. باستخدام إبرة 40 مم × 12 مم، اسحب 10 ملغم/كغ من الكيتامين و0.2 ملغم/كغ من الميدازولام في نفس المحقنة سعة 50 مل. قم بتوصيل المحقنة بمجموعة الإعطاء الوريدي لتسهيل إعطاء الدواء ، والحفاظ على مسافة آمنة من والسماح له بالتحرك بحرية.
  3. يتناول دواء ما قبل التخدير عن طريق الحقن العضلي في العضلة شبه المنحرفة الذيلية لقناة الأذن الخارجية.
  4. قم بتقنية الوريد الأذني بقسطرة 20 جم وقم بتوصيله بمجموعة إعطاء ماكروب للتنقيط للعلاج بالسوائل أثناء الجراحة بمحلول كلوريد الصوديوم 0.9٪ بمعدل 10 مل / كجم / ساعة.
  5. تحفيز التخدير ب 4 مجم / كجم من البروبوفول عن طريق الوريد (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا).
  6. قم بإجراء تنبيب أوروتراكيل للحيوان باستخدام منظار الحنجرة وأنبوب أوروتراكيل مقاس 9 مع صفعة10.
  7. الحفاظ على التخدير مع استنشاق الأيزوفلوران من 1.5٪ إلى 2٪. بالإضافة إلى ذلك ، مراقبة التخدير من خلال تقييم المعلمات الفسيولوجية مثل معدل ضربات القلب ، والذي يجب الحفاظ عليه بين 100 و 120 نبضة في الدقيقة ، وتشبع الأكسجين ، والذي يجب أن يظل بين 99٪ و 100٪ ، واسترخاء العضلات ، وغياب الحركة ، وتقييم ردود الفعل.
    ملاحظة: يجب أيضا مراقبة درجة حرارة الجسم والتحكم فيها ، وتبقى بين 37.5-38.5 درجة مئوية. عند الضرورة ، بالإضافة إلى الأيزوفلوران ، يمكن استخدام البروبوفول للحفاظ على التحكم في المعلمات. يجب إعطاء هيدروكلوريد الفنتانيل كمسكن بجرعة 0.02 مجم / كجم كل 20 دقيقة. يجب تسجيل جميع المعلمات كل 5 دقائق.
  8. يجب تطبيق تسكين حول الجراحة بجرعة واحدة قدرها 0.002 ملغ/كغ من الفنتانيل عن طريق الوريد و4 ملغ/كغ من الترامادول هيدروكلوريد في العضل في العضلة الألوية أو شبه المنحرفة.
  9. ضع أقطاب قلبية على المنطقة الصدرية لمراقبة معدل ضربات القلب أثناء الجراحة. سجل معدل ضربات القلب ودرجة حرارة المستقيم وتشبع الأكسجين كل 5 دقائق.

2. الإجراء الجراحي

  1. ضع المذهب على الطاولة الجراحية في الاستلقاء الظهري.
  2. قم بتغطية أرجل بالقفازات الإجرائية لتقليل تلوث المجال الجراحي.
  3. قم بإجراء إزالة شعر البطن الذيلي البطني بين الزوج قبل الأخير من الغدد الثديية باستخدام مقص جراحي.
  4. قم بإجراء تعقيم الجلد قبل الجراحة باستخدام فرشاة مطهرة مشربة بالكلورهيكسيدين ، وقم بحركات دائرية من منطقة الندبة السرية إلى آخر زوج من الغدد الثديية. قم بإزالة الكلورهيكسيدين بضغط نظيف ومبلل.
  5. تأكد من قيام الجراح والمساعد بإجراء التعقيم الجراحي وارتداء العباءات الجراحية والقفازات الجراحية المعقمة للجراحة.
    ملاحظة: يجب تحضير للجراحة في منطقة تحضير منفصلة عن موقع الجراحة.
  6. قم بإعداد الطاولة الجراحية بالأدوات المناسبة والمعقمة مسبقا المدرجة في جدول المواد.
  7. إجراء التعقيم الميداني الجراحي النهائي باستخدام شاش معقم ومطهر الكلورهيكسيدين ، وتنظيف المنطقة بنمط عظم السمكة ، بدءا من موقع الشق وتمدد جانبيا.
  8. كرر هذا الإجراء ثلاث مرات مع مطهر الكلورهيكسيدين ، ثم كرر الإجراء باستخدام الكلورهيكسيدين الكحولي.
  9. قم بتغطية بالكامل بستارة جراحية معقمة ، وباستخدام المقص ، قم بإنشاء فتحة مستطيلة في الستارة الجراحية ، حوالي 10 × 20 سم مربع ، إذا لم يتم تزيين الستارة.
  10. ضع الستارة الجراحية فوق الزوج قبل الأخير من الغدد الثديية الأربية. ضع 4 مشابك Backhaus لتثبيت الستارة الجراحية على جلد.
  11. شق الجلد بمشرط ، مما يؤدي إلى شق يبلغ طوله حوالي 10 سم.
  12. تحقيق إرقاء الأوعية تحت الجلد باستخدام ملقط مرقئ و / أو خياطة قابلة للامتصاص بحجم 2.
  13. قم بتشريح الأنسجة تحت الجلد بالأصابع أو بمساعدة مقص مدبب رفيع ، وتعميق الشق للوصول إلى الخط في عضلات البطن.
    ملاحظة: ملامسة خط الوسط من البطن لتشعر linea alba كمنطقة أكثر صلابة وليفية; لاحظ انفصال عضلات البطن المستقيمة ولاحظ التغيير في تناسق الأنسجة أثناء التشريح لتحديد الخط المستقيم بدقة 11.
  14. باستخدام ملقط أليس ، أمسك العضلات وارفعها لعمل شق طعنة في الخط ألبا بمشرط.
  15. أدخل السبابة في الشق لتقييم وجود الالتصاقات. قم بتمديد الشق فوق الخط الذريلي والقحفي باستخدام مقص حاد / حاد أو ناعم / حاد بعناية لتجنب إصابة الأعضاء الأخرى والهياكل الأساسية.
  16. قم بعمل شق بطول كاف بحيث يمكن إدخال يد واحدة للجراح في تجويف البطن لتحديد موقع قرون الرحم و / أو المبيضين وإخراجهما من الخارج. يمكن استخدام ضام Gosset لتسهيل الدخول إلى تجويف البطن وخياطة العضلات في طبقة واحدة في نهاية الإجراء.
  17. إذا كانت إحدى قرون الرحم موجودة قبل المبايض ، فاتبعها برفق حتى تصل إلى طرف قرن الرحم والمبيض المماثل. خلال هذا الإجراء ، قم بتقييم وجود السوائل داخل الرحم ، مما قد يضر بالحمل.
  18. بعد تحديد موقع المبيض ، اسحبه برفق وقم بفضحه بعناية. تقييم وجود بصيلات ما قبل الإباضة ، والجسم الصفراء النزفي ، والجسم الأصفر الدوري ، والجسم الأبيض لتقييم ما إذا كان تزامن المذهب كما هو متوقع.
  19. قم بإزالة fimbriae من أنبوب الرحم الذي يغطي المبيض برفق ، وقم بإزالة الغشاء المخاطي ، وحدد موقع أوستيوم أنبوب الرحم.
    ملاحظة: إذا وجد الجراح صعوبة في تحديد فاستيوم فيمبريا ، فيمكن عمل جيب على أمبولة قناة البيض بإبرة خياطة مستديرة الجسم ، وتجنب ثقب الأوعية الدموية ، لإدخال قسطرة تومكات التي تحتوي على الأجنة.
  20. أدخل قسطرة Tomcat التي تحتوي على الأجنة بعناية في أوستيوم fimbriae حتى تصل إلى منطقة الأمبولة في أنبوب الرحم.
  21. قم بتوصيل حقنة سعة 1 مل بقسطرة Tomcat لدفع السائل المحتوي على الجنين إلى أنبوب الرحم. غطي المبيض بالفيمبريا وأعيديه إلى تجويف البطن.
  22. حدد موقع قرن الرحم المقابل والمبيض وكرر الخطوات 2.17-2.21.
  23. أعد وضع الهياكل داخل تجويف البطن وأضف 1 لتر من المحلول الملحي أو محلول اللاكتات من رينجر الدافئ (39 درجة مئوية) لمنع الالتصاقات قبل البدء في البطن البسيط.
  24. خياطة عضلات البطن مع خياطة قابلة للامتصاص حجم 2 في غرز "X" (سلطان) مقطعة.
  25. قم بتقريب الأنسجة تحت الجلد باستخدام خياطة مرتبة مستمرة باستخدام خياطة قابلة للامتصاص مقاس 2.
  26. أغلق الجلد بخياطة نايلون مقاس 2 في غرز بسيطة متقطعة أو دبابيس جراحية أو لاصق إيثيل سيانواكريلات. في هذا الإجراء ، اخترنا استخدام المادة اللاصقة.
  27. نظف الجرح الجراحي بشاش مبلل ببيروكسيد الهيدروجين وجففه بضغط لتعزيز تثبيت المادة اللاصقة الجراحية على الجرح الجراحي. ضع ريفاميسين أو مرهم بيرسون ، وقم بتغطيته بالشاش ، وأخيرا ضع مادة لاصقة جراحية.
    ملاحظة: يجب أن يظل الجرح مغلقا بضمادة لمدة 5 أيام.

3. رعاية ما بعد الجراحة

  1. قم بتقييم بحثا عن علامات الألم السريري المميز لمدة 3 أيام متتالية على الأقل ، وفقا للمقياس الذي اقترحه Luna et al.12.
    ملاحظة: يعتمد هذا المقياس على السلوكيات المختلفة التي تظهرها الخنازير عند التعرض لمستويات مختلفة من الألم ، مثل الموقف والتفاعل والاهتمام بالبيئة والنشاط والشهية والاهتمام بالمنطقة المصابة. تتراوح النتيجة من 0 إلى 3 ، اعتمادا على نوع السلوك المعروض ، لكل معلمة تم تقييمها. في نهاية التقييم ، يعكس مجموع جميع الدرجات شدة الألم الذي يعاني منه ، حيث لا يمثل 0 أي ألم ، و 18 يمثل ألما شديداجدا 12.
  2. يجب تطبيق جرعة واحدة من 15 ملغ/كغ من أموكسيسيلين و0.4 ملغ/كغ من ميلوكسيكام 2٪ كلاهما في العضل (في عضلة الألوية أو العضلة العنقية) مرة واحدة يوميا لمدة 3 أيام كرعاية ما بعد الجراحة للوقاية من الألم والعمليات الالتهابية والعدوى.
    ملاحظة: إذا كانت درجة الألم تساوي أو تزيد عن 6 على مقياس الألم المستخدم (الدرجة من 0 إلى 18) ، فقم بإعطاء 5,000 مجم / من ديبيرون الصوديوم في العضل (في عضلة الألوية أو عنق الرحم) مرة واحدة يوميا بالإضافة إلى مضاد الالتهابات والمضاد الحيوي. بدلا من ذلك ، قم بإجراء التسكين كما هو موضح في إرشادات IACUC المحلية.
  3. في اليوم السادس بعد الجراحة ، قم بإزالة المادة اللاصقة الجراحية لتنظيف الجروح بشاش مبلل بمحلول الكلورهيكسيدين الكحولي بنسبة 2٪ وقم بتطبيق مرهم بيرسون الموضعي حتى اليوم العاشر ، عندما يوصى بإزالة الخيط أو إزالة الدبابيس الجراحية ، إذا تم استخدامها.

4. تشخيص الحمل بالموجات فوق الصوتية للحمل

  1. إجراء تقييم بالموجات فوق الصوتية للحمل عبر البطن باستخدام جهاز الموجات فوق الصوتية (نطاق التردد 4.5 إلى 8.5 ميجاهرتز) بعد 30 يوما من جراحة نقل الأجنة.
  2. ضع جل الموجات فوق الصوتية على المسبار وضعه بالقرب من منطقة البطن الأربية ، في مواجهة وسطي.
    ملاحظة: يشير تصور الحويصلات الجنينية عديمة الصدى المستديرة ، بسبب السوائل في تجويف الرحم ، إلى الحمل. يشير عدم تصور السائل داخل الرحم ، أو وجود سائل داخل الرحم دون تحديد الحويصلات الجنينية ، إلى غياب الحمل.

5. القتل الرحيم للحيوانات

ملاحظة: القتل الرحيم للذهب الذي لم يظهر أجنة ذات حجم ومظهر يتوافق مع عمر الحمل في فحص الموجات فوق الصوتية.

  1. باستخدام إبرة 40 مم × 12 مم ، يتم سحب 15 مجم / كجم من الكيتامين و 2 مجم / كجم من الميدازولام في نفس المحقنة سعة 50 مل المرفقة بمجموعة الإعطاء الوريدي ، وإعطاء الحقن العضلي في العضلة شبه المنحرفة في منطقة عنق الرحم الذيلية لقناة الأذن الخارجية ، كدواء مخدر.
  2. قم بتحريض الوريد الأذني بقسطرة 20 جم وتحفيز التخدير ب 4 ملغم / كجم من البروبوفول عن طريق الوريد في بلعة حتى يحدث بطء القلب (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا).
  3. بعد ذلك، يتم إعطاء 10 إلى 20 مل من كلوريد البوتاسيوم 19.1٪ عن طريق الوريد. تأكد من السكتة القلبية الرئوية من خلال ملاحظة غياب حركات الجهاز التنفسي ، وشحوب الأغشية المخاطية ، وفقدان منعكس القرنية ، وغياب ضربات القلب عن طريق وضع سماعة الطبيب فوق منطقة القلب.
  4. اجمع أي نوع من المحتوى داخل الرحم (الأنسجة الجنينية أو السائلة أو الإفرازات المخاطية) من الإناث التي تم تشريحها13 وقم بإرسالها للتحليل الميكروبيولوجي للكشف عن مسببات الأمراض المحتملة وأيضا لتوصيف النمط الجيني للنسخ (إذا لزم الأمر). تحقق بصريا من وجود أو عدم وجود الجسم الأصفر ، وتكيسات المبيض ، والإفرازات غير الطبيعية ، وحدوث التصاقات في الرحم والمبيض وقنواتالبيض 14.

النتائج

تهدف هذه المقالة إلى توضيح جراحة شق البطن لنقل الأجنة المستنسخة إلى قناة البيض المذهبة. بقيت جميع في مستوى تخدير مناسب ، دون أي حوادث أو مضاعفات أثناء الجراحة أثناء التعافي من التخدير. استغرق الذهب ، في المتوسط ، 2-3 ساعات للوقوف بعد انتهاء الجراحة.

استمرت جميع العمليات الجراحية ، في المتوسط ، 44 دقيقة. خضعت تسعة جنين ذهبيين لعملية جراحية ، بمتوسط 185 جنينا مستنسخا تم نقلها لكل مذهب ، بإجمالي 1،664 جنينا تم نقلها ثنائيا (الجدول 1). يتوافق توطين المبايض ، وتخارجيتها ، وإدخال قسطرة Tomcat التي تحتوي على الأجنة في نعظمة قناة البيض مع أكثر لحظات الجراحة حساسية. تم فحص المبايض من جميع المذهبات أثناء الجراحة ، وقدمت جميعها بصيلات نزفية مبوضة مؤخرا ، بما يتفق مع ما كان متوقعا لبروتوكول تزامن الشبق الذي تم إجراؤه ، والذي يهدف إلى إجراء عمليات نقل الأجنة بعد فترة وجيزة من حدوث الإباضة. حدثت جميع الإجراءات دون حوادث أثناء الجراحة.

لم يظهر أي علامات ألم شديد بعد الجراحة ، بمتوسط درجة ألم 0.33 ، 0.33 ، 3.67 ، 1.33 ، 0.33 ، 1.33 ، 4.67 ، 2.00 ، و 0.33 على مقياس الألم (يتراوح من 0 إلى 18) تم إجراؤه على مدار 3 أيام بعد الجراحة لكل من الذهبين الذين تم تشغيلهم (الجدول 2). أظهرت 1 فقط من الذهبين الذين تم تشغيلهم تراكما للسوائل تحت الجلد (الورم المصلي) في اليوم الثانيعشر بعد الجراحة ، مع وجود علامات العدوى والالتهاب بالقرب من الجرح الجراحي. بعد تصريف السائل بإبرة 40 مم × 1.6 مم موجهة بالموجات فوق الصوتية ، وتطبيق كمادات باردة على المنطقة الملتهبة لمدة 30 دقيقة يوميا لمدة 7 أيام ، وإعطاء سيفتيوفور (3 حقن عضلية ، بفاصل 72 ساعة بين الحقن) و 2٪ ميلوكسيكام (0.4 مجم / كجم من SID ، في العضل ، لمدة 3 أيام) ، قام الجرح بالناسور واستنزاف المحتوى الغشاء المخاطي المتبقي ، مما أدى إلى تحسين كامل للحيوان. بقيت الذهبات الأخرى التي تم تشغيلها مع الضمادة الجراحية لمدة 5 أيام دون الحاجة إلى تغييرها أو إزالتها لتنظيف الجروح ، والتي تم إجراؤها فقطمن اليوم السادسإلى اليوم العاشر بعد الجراحة.

في المذهبات 2 و 8 و 9 ، لم يلاحظ تراكم السوائل وتكوين الحويصلة الجنينية في تجويف الرحم (الشكل 1 أ). لذلك ، اعتبر تشخيص الحمل لهذه سلبيا. أظهرت الذهبيات الأخرى تراكما للسوائل داخل الرحم وتشكيل حويصلات جنينية تم تصورها كهياكل مستديرة عديمة الصدى محددة جيدا (الشكل 1B-D). كان من الممكن تحديد منطقة مفرطة الصدى بالنسبة للبنية الجنينية في مرحلة التطور المبكرة داخل الحويصلات الجنينيةفي اليوم 32 من الحمل (الشكل 1E ، F).

بعد تشخيص الحمل السلبي أو عدم تطور الحمل ، تم القتل الرحيم للذهب ، وتم تحليل الجهاز التناسلي. لوحظت التصاقات في مناطق المبايض وقنوات البيض وقرون الرحم بدرجة أقل أو أكبر في المذهبات 1 و 2 و 3 و 4 ، ولوحظت تكيسات المبيض في اللون 8 المذهب (الشكل 2). تم الحصول على أربعة هياكل جنينية ، مع عمر حمل يتوافق مع ما يقرب من 12 إلى 20 يوما من الحمل ، من الرحم المذهب 3 ، وتم الحصول على هيكل واحد من المذهب 7 (الشكل 3). نتج عن تحليل شظايا الأنسجة الجنينية سلبية للكشف عن الفيروس الصغير ، Leptospira sp. ، Erysipelothrix rhusiopathiae ، وفيروس الخنازير الدائري من الأنواع 2 و 3 (PCV2 / PCV3) ، والتي يمكن أن تسبب الموت الجنيني أو الإجهاض.

تسلسل الموجات فوق الصوتية ، تحليل بنية الكلى ، التصوير الطبي ، الإجراء التشخيصي ، دراسة الكلى.
الشكل 1: صور الموجات فوق الصوتية لرحم متلقي الجنين بعد 30 يوما من العملية الجراحية. (أ) رحم مذهب 2 بدون وجود سائل في الداخل ، مما يميز تشخيص الحمل السلبي. الرحم الحمل من مذهب 1 (ب) ، مذهب 3 (ج) ، ومذهب 4 (د) يحتوي على حويصلات جنينية مع سائل بداخلها (علامات نجمية). يظهر الرحم الحمل المذهب 3 (E) والمذهب 7 (F) بنية فرط الصدى (السهم) داخل الحويصلة الجنينية ، مما يشير إلى تكوين الجنين في المرحلة المبكرة عند 32 يوما من الحمل. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

عملية التشريح ، الدراسة التشريحية ، مقاطع العينة المسماة ، مخطط البحث التربوي.
الشكل 2: تحليل الجهاز التناسلي. صور الرحم والمبيض وقنوات البيض بعد تشريح المذهب 1 (A) ، المذهب 2 (B) ، المذهب 3 (C) ، المذهب 4 (D) ، المذهب 5 (E) ، المذهب 6 (F) ، المذهب 7 (G) ، المذهب 8 (H) والمذهب 9 (I). تسلط الأسهم الضوء على الالتصاقات في قرون الرحم والمبيضين وقنوات البيض ، وتسلط رؤوس الأسهم الضوء على أكياس المبيض. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

صور تشريح تظهر عينات الأنسجة البيولوجية وعينة في طبق بتري للدراسة التشريحية.
الشكل 3: تشخيص الحمل. تقدم الأجنة في المراحل المبكرة التي تمت إزالتها من المذهب 3 (A-D) والمذهب 7 (E) تشخيصا إيجابيا للحمل وهياكل فرط الصدى داخل الحويصلات الجنينية في الفحص بالموجات فوق الصوتية. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

الجدول 1: عدد ونوع الأجنة المنقولة لكل ذهب ، وحالات الحمل المشخصة ، وعدد الأجنة التي تم الحصول عليها بعد تشريح المذهب الذي تم تشغيله. الرجاء النقر هنا لتنزيل هذا الجدول.

الجدول 2: القيم المخصصة لكل من المذهبات التي تم تشغيلها فيما يتعلق بعرض علامات الألم. الرجاء النقر هنا لتنزيل هذا الجدول.

المناقشة

تم إجراء الطريقة الجراحية الموصوفة سابقا من قبل مجموعات بحثية أخرى تعمل على إنتاج الخنازير المستنسخة أو الخنازير المستنسخة المعدلة وراثيا ، مع تقارير عن الولادات بعد تنفيذ هذه التقنية15،16،17،18،19،20. تتراوح معدلات الحمل والولادة لأجنة نقل نواة الخلية الناتجة عن سلالات الخلايا المختلفة بين 20٪ -30٪ (من أصل 264 عملية نقل منذ عام 2017) ، بمتوسط 3.2 ± 0.4 خنزير صغير مولود لكل قمامة 3,21. ترتبط عدة عوامل بانخفاض كفاءة هذه التقنية ، بما في ذلك بروتوكول التزامن المستخدم في البذار المتلقي ، والتزامن بين البذر المتلقي ومرحلة الأجنة المنقولة ، وموقع ترسب الجنين ، وجودة البويضات المستخدمة في نقل نواة الخلية والأجنة المنتجة ، والجودة والمرحلة الخلوية للخلايا الجسدية المانحة للنواة ، وعدد الأجنة المنقولة21.

وفقا لهذه الدراسة ، أثبتت الجراحة الموصوفة أنها فعالة وسريعة وآمنة لإجراء النقل الجراحي للأجنة المستنسخة (حتى مرحلة 4 خلايا) في المذهب ، مما أدى إلى تشخيصات الحمل بالموجات فوق الصوتية الإيجابية وتصور الهياكل الجنينية داخل تجويف الرحم بعد التشريح ، مع عمر الحمل تقريبا بين 12-20 يوما من الحمل22. هناك طريقة أخرى أقل توغلا لنقل أجنة نقل نواة الخلية القصيرة إلى قناة البيض من البذار تشمل تنظير البطن. ومع ذلك ، فإن كفاءة هذه التقنية تختلف اختلافا كبيرا من أقل من 20٪ إلى أكثر من 80٪ بسبب عوامل مختلفة مثل تشريح الهياكل ، ونوع القسطرة المستخدمة ، وموقع ترسب الجنين4،6،23،24،25،26،27. عند نقل 2-4 أجنة خنزير بلاستومير عن طريق تنظير البطن عبر infundibulum إلى 6 بذار, لم يحقق Wieczorek et al.4 حالات حمل إيجابية في 28-31 يوما بعد العملية, وكانت هذه النتيجة مرتبطة بصعوبات في إدخال القسطرة في قناة البيض, إدخال القسطرة الضحلة في قناة البيض, وحدوث ثقب infundibulum مع القسطرة. لذلك ، يبدو أن طريقة نقل الأجنة عن طريق شق البطن إلى قناة البيض هي الأكثر كفاءة.

المخاطر الجراحية المرتبطة بإجراء شق البطن لنقل الأجنة في البذار صغيرة. ومع ذلك ، من المهم ملاحظة إمكانية ارتفاع الحرارة الخبيث أثناء التخدير ، والذي يظهر بشكل شائع في الخنازير التجارية من سلالات Landrace و Large White28. في هذه الحالة ، لم تظهر أي من الذهبات التي تم تشغيلها علامات سريرية لارتفاع الحرارة الخبيث أثناء التخدير. هناك أيضا خطر حدوث نزيف موضعي طفيف من الأوعية الكبيرة في المنطقة تحت الجلد ، والذي يمكن إيقافه بسهولة باستخدام ملقط مرقئ أو خياطة بخياطة قابلة للامتصاص. قد يحدث أيضا احتمال شق أي عضو من أعضاء تجويف البطن عن طريق الخطأ ، مثل المثانة أو الحلقات المعوية ، أثناء الشق بالمشرط في الطعنة وشق التمديد في الخط الصغير بالمقص. في هذه الحالة ، يجب على الجراح الانتباه عن كثب أثناء شق الخط وخياطة عضلات البطن لتجنب قطع أو تمزق الهياكل الأساسية.

تعتبر البراعة اليدوية للجراح ضرورية للتلاعب السليم بالمبايض والإخراج الدقيق ، وتجنب تمزق أوعية عنيق المبيض. عندما تكون هناك صعوبة في تحديد موقع المبيض (المبيض) ، فمن الممكن بدء الإجراء عن طريق تحديد موقع أحد قرون الرحم ومتابعة تمديده حتى الوصول إلى طرف القرن الرحمي عند تقاطع الرحم والبوق بالقرب من المبيض. يجب توخي الحذر لتجنب التصاقات المبيض والرحم بسبب التلاعب المفرط بهذه الأعضاء. يمكن أن يساعد ترطيب هذه الهياكل بمحلول رينجر اللضع أو المحلول الملحي عند 39 درجة مئوية أثناء الجراحة في منع تكوين الالتصاق29. يجب إجراء التلاعب بأنبوب الرحم ، خاصة في منطقة fimbriae ، بدقة شديدة لتجنب التمدد والتمزق. على الرغم من أنه يمكن إجراء نقل الأجنة من جانب واحد ، فقط إلى أحد أنابيب الرحم ، لتجنب التلاعب المفرط بالرحم وتقليل وقت الجراحة ، إلا أن النقل الثنائي قد يكون أكثر أمانا وفائدة ، خاصة في الحالات التي يكون فيها تمزق عرضي لأحد أنابيب الرحم أو شكوك حول ترسب الجنين في المكان الصحيح. علاوة على ذلك ، يوصى بالنقل الثنائي لأنه يعزز معدلات حمل أعلى وعدد الخنازير المولودة عند مقارنته بالنقل الأحاديالجانب 16،30. يرتبط وجود الخراجات بالعودة المنتظمة أو غير المنتظمة إلى الشبق ، مع بقاء ما يصل إلى 10٪ من الإناث المصابات بأكياس المبيض في الخشك. يرتبط بأسباب مختلفة مثل الإجهاد أو استخدام البروتوكولات الهرمونية أو الوراثةالجينية 31،32. في حالتنا ، حدثت الخراجات الجرابية على الرغم من اتباع الجرعة ووقت الإدارة الموصى بها من قبل الشركة المصنعة للهرمون لمزامنة الحرارة.

إن معرفة كيفية تحديد موقع أوستيوم أنبوب الرحم عن طريق فتح الفيمبريا له أهمية أساسية للترسب الصحيح للأجنة في المكان المناسب. لتجنب الأخطاء المتعلقة بموقع ترسب الجنين ، يوصى بإجراء تدريب مسبق على مرور قسطرة Tomcat المملوءة بالمحلول (مثل الماء) عبر نبأة أنبوب الرحم في عينات المسالخ. عندما يتم إدخال الماصة في المكان الصحيح ، من الممكن ملاحظة زيادة في حجم أنبوب الرحم عند حقن المحلول. تجدر الإشارة إلى أنه كلما قلت كمية السوائل المنقولة مع الأجنة ، زادت فرص الحمل33. إذا وجد الجراح صعوبة بالغة في العثور على فنمو أنبوب الرحم ، فمن الممكن عمل جيب على قناة البيض وإدخال القسطرة من خلاله. على الرغم من أن هذه الطريقة الأخيرة أسرع وتتضمن معالجة أقل لقناة البيض ، إلا أن الجراح يحتاج إلى تجنب الأوعية الدموية والتأكد من إدخال القسطرة بشكل صحيح داخل تجويف قناة البيض.

على الرغم من أن خطر الإصابة بعدوى ما بعد الجراحة من هذا الإجراء الجراحي منخفض ، إلا أنه يمكن أن يحدث بسبب عوامل مثل مستوى نظافة المنطقة التي توجد فيها ، ومدة العملية الجراحية ، والحفاظ على الضمادة لفترة كافية ، والوصفة الصحيحة للأدوية ، مثل العلاج بالمضادات الحيوية الوقائية ومضادات الالتهابات. ترتبط الفرضية الأكثر منطقية لحدوث العدوى التي لوحظت في أحد المذهبين الذين تم تشغيلهم بالضمادة التي تسقط بعد فترة وجيزة من استيقاظ بعد التخدير. على الرغم من أن التنظيف اليومي للجرح الجراحي لهذا المذهب تم إجراؤه باستخدام شاش مبلل بمحلول ملحي وتطبيق موضعي لمرهم بيرسون ، إلا أن مثل هذا الإجراء لم يكن كافيا لمنع التلوث الصاعد ، مما يتطلب استخدام الماء البارد في الموقع ، والصرف ، والعلاج بالمضادات الحيوية الجهازية ، و 3 أيام إضافية من العلاج المضاد للالتهابات. حتى مع حدوث عدوى تحت الجلد ، أظهر هذا المذهب علامات الحمل في الفحص بالموجات فوق الصوتية.

بعد استخدام خيوط النايلون والدبابيس الجراحية لإغلاق الجلد في العمليات الجراحية السابقة ، اخترنا استخدام لاصق إيثيل سيانواكريليت لتقليل الضغط عند إزالة الغرز ومنع أي خيوط أو دبابيس متبقية. يؤدي وجود الخيوط أو الدبابيس إلى تعزيز الالتهاب الموضعي الصغير مع تكوين بثرة. تم بالفعل استخدام مادة لاصقة إيثيل سيانواكريلات بأمان في العمليات الجراحية ، مما يثبت فعاليتها وغير سامة ومبيد للجراثيم34،35. أظهرت جميع التئام الجروح بشكل ممتاز ، دون مضاعفات ، باستثناء المذهب ، الذي سقط الضمادة بعد فترة وجيزة من العملية الجراحية.

الإفصاحات

لا يكشف أي من المؤلفين عن أي تضارب في المصالح

شكر وتقدير

نود أن نشكر مستشفى الخيول البيطري والمستشفى البيطري للحيوانات المجترة التابع لكلية الطب البيطري ، جامعة ساو باولو (FMVZ / USP) ، ساو باولو ، البرازيل ، FAPESP (منحة 2022 / 11459-3 ، مؤسسة ساو باولو للأبحاث) ، EMS Pharma ، CNPq (منحة 405254 / 2022-9) ، و Água Branca لتربية الخنازير ، إيتو ، ساو باولو ، البرازيل.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
0.25 مل قشعام-مادة جراحية
1 مل حقنةDescarpack341001المواد الجراحية
10 مل حقنةDescarpack324601المواد الجراحية
20 مل حقنةDescarpack324801المواد الجراحية
3 مل حقنةDescarpack324201المواد
5 مل حقنةDescarpack324401المواد الجراحية
60 مل حقنةDescarpack323201المواد الجراحية
مم أنبوب القصبة الهوائيةRusch112482-000090المواد الجراحية
Allis ملقطعامأداة جراحية
Amox LAJA Sa ú تسجيلMAPA: 8.781/2004الدواء الصيدلاني
Bakhaus ملقطجراحية
قسطرة 20Gقسطرة 362401 Descarpackللوصول الوريدي
CetaminAgener Uniã oتسجيل MAPA: SP-000292-5.000011 مخدر
جل سريري موصلRMCANVISA التسجيل: 80122200013المواد الجراحية
Dipyrone D-500Zoetisتسجيل MAPA: SP0000728-46الدواء الصيدلاني
مشرط يمكن التخلص منه ن. 22تسجيل WiltexANVISA: 10150470565أداة جراحية
فرشاة إسفنجية معقمة يمكن التخلصمنها Rioquimica7.89778E + 12التعقيم الجراحي
سهل المسح: GoIMVESCG01Ultrasound
Endozime AW PlusRuhof34514منظف للأدوات الجراحية
Fentanil (Fentanest)Crist & aacute ؛ lia ANVISA: 1029800810159مخدر
Gosset ضامعام-أداة
جراحية Halstead - ملقط مرقئ للبعوضعام-
جراحية مرهم شفاء - Unguento PearsonPearson SAMAPA التسجيل: SP0000094-16
بيروكسيد الهيدروجينRioquimicaتسجيل ANVISA: 218690015المواد الجراحية
IsofluoraneBiochimicoANVISA التسجيل: 100630222التخدير
IV مجموعة التنقيط الباسطة العامةللعلاجبالسوائل
IV مجموعة التنقيط الماكروDescarpack410301العلاج بالسوائل
لاكتوفور (ceftiofur) OurofinoSAMAPA التسجيل: SP0000051-50الدواء الصيدلاني
منظار الحنجرة-أداة جراحية
Maxicam 2٪Ourofino SAتسجيل MAPA: SP0000051-69دواء صيدلاني
لاصق Micropore 5 سم × 10 سم & nbsp ؛عام1530المواد الجراحية
MidazolamHipolaborANVISA التسجيل: 1134301430035الوريدي متعددة الاتجاهات للتخدير
Descarpack413201إبرة العلاج بالسوائل
40 مم × 1.2 ممDescarpack353601إبرة معقمة لتطبيق الأدوية والتخدير.
إبرة 40 مم × 1.6 ممتسجيل WiltexANVISA: 10150470664إبرة معقمة لتطبيق الأدوية والتخدير.
حامل إبرةجراحية
عامة نايلون 2 خياطة الحملةShalon N502CTI40 الطبيةالمواد الجراحية
القلم العاديالقلم العام - القلم العادي لتدوين الملاحظات
الحل الفسيولوجي 0.9٪ 500 مل كيسJP FarmaMS: 1.0491.0070العلاج بالسوائل
حمض البولي جليكوليك 2 خيط خياطةAtramatG4099-75Hالمواد الجراحية
كلوريد البوتاسيومSamtecANVISA التسجيل: 1559200010139الأدوية الوريدية
Descarpack122401معدات الحماية الشخصية (PPE)
Propofol (Provive)Uniã ؛ o Qu & iacute; الميكاANVISA التسجيل: 1049714490057التخدير
Ringer 500 ملكيس JP FarmaMS: 1.0491.0061العلاج بالسوائل
Riohex 0.5٪ محلول كحول كلوريكسيدينRioquimica218690356التعقيم الجراحي
Riohex محلول كلوريكسيدين مع خافض للتوتر السطحيRioquimica218690356التعقيم الجراحي
فروة الرأس 21 جمDescarpack421201المواد الجراحية
يغطي الحذاءمعدات الحماية الشخصية العامة (PPE)
الكمادات المعقمةCremerANVISA التسجيل: 10071150065المواد الجراحية
وسادة شاش معقمةProcitexANVISA التسجيل: 80245210083المواد الجراحية
ستائر جراحية معقمة 140 سم × 90 سم & nbsp ؛Venkuri7010003مادة جراحية
ستائر جراحية معقمة 150 سم × 190 سم  PolarFixF00208المواد الجراحية
القفازات الجراحية المعقمةMucamboCA: 39.317معدات الحماية الشخصية (PPE) سماعة
المعدات الجراحيةالعامة
قبعة جراحيةDescarpack93201معدات الحماية الشخصية (PPE)
ثوب جراحيDescarpack231101معدات الحماية الشخصية (معدات الوقاية الشخصية)
القناع الجراحيDescarpack110701معدات الحماية الشخصية (PPE) مقص
جراحيحاد-جراحية
مقص جراحي حادأداة جراحية
دباسة جراحيةTradevet-المواد الجراحية
Tekbond الغراء الفائقTek Bond78072720030المواد الجراحية
ميزان الحرارةالمعدات الجراحية
ثلاثية الاتجاهات StopcockSolidor374المواد الجراحية
Tramadol hydroclorideAgener Uni & atilde ؛ oتسجيل MAPA: SP-000292-5.000002مخدر
ضمادة فيلم شفافةSkinupperANVISA التسجيل: 82307460014مادة جراحية
لاصق مقاوم للماء 10 سم × 4.5 سم & nbsp ؛الجراحية 364828
الجراحية 9 أداة عامة أداة محلول الدوائي مجموعة مجموعة التسريب أداة قفازات إجراء محلول لاكتات الطبيب غير حاد - أداة عامة حاد عام - العامةالمواد العامة

المراجع

  1. Lunney, J. K., et al. Importance of the pig as a human biomedical model. Sci Transl Med. 13 (621), 5758(2021).
  2. Xi, J., et al. Genetically engineered pigs for xenotransplantation: Hopes and challenges. Front Cell Dev Biol. 10, 1093534(2023).
  3. Chen, P. R., et al. Production of pigs from porcine embryos generated in vitro. Front Anim Sci. 3, 826324(2022).
  4. Wieczorek, J., et al. Laparoscopic embryo transfer in pigs - comparison of different variants and efficiencies of the method. Pol J Vet Sci. 26 (2), 295-306 (2023).
  5. Martinez, E. A., et al. Design, development, and application of a non-surgical deep uterine embryo transfer technique in pigs. Anim Front. 3 (4), 40-47 (2013).
  6. Wieczorek, J., et al. A new concept in minimally invasive embryo transfer. Ann Anim Sci. 20 (4), 1289-1308 (2020).
  7. Brussow, K. P., Torner, H., Kanitz, W., Ratky, J. In vitro technologies related to pig embryo transfer. Reprod Nutr Dev. 40 (5), 469-480 (2000).
  8. Chen, P. R., et al. Production of pigs from porcine embryos generated in vitro. Front Anim. Sci. 3, 826324(2022).
  9. Langendijk, P., vanden Brand, H., Soede, N. M., Kemp, B. Effect of boar contact on follicular development and on estrus expression after weaning in primiparous sows. Theriogenology. 54 (8), 1295-1303 (2000).
  10. Costea, R., Ene, I., Pavel, R. Pig sedation and anesthesia for medical research. Animals. 13, 3807(2023).
  11. Vierstraete, M., Der Vekens, N. V. an, Beckers, R., Renard, Y., Muysoms, F. Descriptive anatomy of the porcine ventral abdominal wall as a basis for training ventral hernia repair techniques. J Abdom Wall Surg. 3, (2024).
  12. Luna, S. P. L., et al. Validation of the UNESP-Botucatu pig composite acute pain scale (UPAPS). PLoS One. 15 (6), e0233552(2020).
  13. Arruda, P. H. E., Gauger, P. Optimizing sample selection, collection, and submission to optimize diagnostic value. Diseases of swine. 11th ed. Zimmerman, J. J., Karriker, L. A., Ramirez, A., Schwartz, K. J., Stevenson, G. W., Zhang, J. , Wiley-Blackwell. Hoboken, NJ. 98-111 (2019).
  14. Althouse, G. C., Kauffold, J., Rossow, S. Diseases of the reproductive system. Diseases of swine. 11th ed. Zimmerman, J. J., Karriker, L. A., Ramirez, A., Schwartz, K. J., Stevenson, G. W., Zhang, J. , Wiley-Blackwell. Hoboken, NJ. 373-392 (2019).
  15. Hao, Y., et al. Porcine skin-derived stem cells can serve as donor cells for nuclear transfer. Cloning Stem Cells. 11 (1), 101-109 (2010).
  16. Rim, C. H., et al. The effect of the number of transferred embryos, the interval between nuclear transfer and embryo transfer, and the transfer pattern on pig cloning efficiency. Anim Reprod Sci. 143 (1-4), 91-96 (2013).
  17. Choi, K., et al. Production of heterozygous alpha 1,3-galactosyltransferase (GGTA1) knock-out transgenic miniature pigs expressing human CD39. Transgenic Res. 26 (2), 209-224 (2017).
  18. Shim, J., et al. Human immune reactivity of GGTA1/CMAH/A3GALT2 triple knockout Yucatan miniature pigs. Transgenic Res. 30 (5), 619-634 (2021).
  19. Glanzner, W. G., Rissi, V. B., Bordignon, V. Somatic cell nuclear transfer in pigs. Methods Mol Biol. 2647, 197-210 (2023).
  20. Kim, J. H., et al. Analysis of production efficiency of cloned transgenic Yucatan miniature pigs according to recipient breeds with embryo transfer conditions. Theriogenology. 218, 193-199 (2024).
  21. Navarro-Serna, S., Piñeiro-Silva, C., Romar, R., Parrington, J., Gadea, J. Generation of Gene Edited Pigs. , 71-130 (2022).
  22. Geisert, R. D., et al. Rapid conceptus elongation in the pig: An interleukin 1 beta 2 and estrogen-regulated phenomenon. Mol Reprod Dev. 84 (9), 760-774 (2017).
  23. Besenfelder, U., Mödl, J., Müller, M., Brem, G. Endoscopic embryo collection and embryo transfer into the oviduct and the uterus of pigs. Theriogenology. 47 (5), 1051-1060 (1997).
  24. Hazeleger, W., Kemp, B. Recent developments in pig embryo transfer. Theriogenology. 56 (8), 1321-1331 (2001).
  25. Youngs, C. R. Factors influencing the success of embryo transfer in the pig. Theriogenology. 56 (8), 1311-1320 (2001).
  26. Wieczorek, J., Koseniuk, J., Mandryk, I., Poniedziałek-Kempny, K. Piglets born after intrauterine laparoscopic embryo transfer. Pol J Vet Sci. 18 (2), 425-431 (2015).
  27. Brüssow, K. P., Rátky, J., Antosik, P., Kempisty, B., Jaśkowski, J. M. Embryo transfer in swine - an indispensable key for the application of reproduction techniques. Electron J Pol Agric Univ. 21 (3), (2018).
  28. Cadwallader, J. A., Alley, M. R. Malignant hyperthermia in a crossbred landrace-large white pig. N Z Vet J. 23 (9), 207-211 (1975).
  29. Fatehi Hassanabad, A., et al. Prevention of postoperative adhesions: A comprehensive review of present and emerging strategies. Biomolecules. 11 (7), 1027(2021).
  30. Shi, J., et al. Influence of embryo handling and transfer method on pig cloning efficiency. Anim Reprod Sci. 154, 121-127 (2015).
  31. Castagna, C. D., et al. Ovarian cysts and their consequences on the reproductive performance of swine herds. Anim Reprod Sci. 81 (1-2), 115-123 (2004).
  32. Knox, R. V. Factors influencing follicle development in gilts and sows and management strategies used to regulate growth for control of estrus and ovulation. J Anim Sci. 97 (4), 1433-1445 (2019).
  33. Galvin, J. M., Killian, D. B., Stewart, A. N. V. A procedure for successful nonsurgical embryo transfer in swine. Theriogenology. 41 (6), 1279-1289 (1994).
  34. Lins, R. D. A. U., et al. Use of cyanoacrylate in the coaptation of edges of surgical wounds. An Bras Dermatol. 87 (6), 871-876 (2012).
  35. Horvath-Pereira, B. deO., et al. Case report: An innovative non-invasive technique to manage shell injuries in C. carbonarius. Front Vet Sci. 9, 930419(2022).

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة