مقالة منهجية

فصل وتحديد اللدائن الدقيقة التقليدية عن تربة الأراضي الزراعية

DOI:

10.3791/67064

⸱

مارس 21, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Nutrient Use and Management, College of Resources and Environmental Sciences; National Academy of Agriculture Green Development, Key Laboratory of Plant-Soil Interactions of Ministry of Education, National Observation and Research Station of Agriculture Green Development (Quzhou, Hebei), China Agricultural University, 2School of Environmental & Natural Sciences, Bangor University, 3College of Resources and Environmental Sciences, Beijing Key Laboratory of Farmland Soil Pollution Prevention and Remediation, China Agricultural University, 4Soil Physics and Land Management Group, Wageningen University & Research, 5Institute of Environment and Sustainable Development in Agriculture, Chinese Academy of Agricultural Sciences, 6College of Land and Environment, Shenyang Agricultural University, 7School of Environmental Science and Engineering, Southern University of Science and Technology, 8Institute of Quality Standard and Testing Technology, Beijing Academy of Agriculture & Forestry Sciences, 9China National Environmental Monitoring Centre, 10Key Laboratory of Prevention and Control of Residual Pollution in Agricultural Film, Ministry of Agriculture and Rural Affairs

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يتم تقديم طريقة لاستخراج اللدائن الدقيقة من التربة وتحديد أنواع البوليمر الخاصة بها. تم تحسين الطريقة للتنفيذ وقابلية التطبيق والفعالية من حيث التكلفة. إنه يضع أساسا علميا لتوحيد الطريقة التحليلية لتحديد اللدائن الدقيقة في التربة.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

حظي تلوث اللدائن الدقيقة (MPS) في البيئة الأرضية باهتمام متزايد على مدار العقد الماضي ، مع زيادة الدراسات التي تصف أعداد وأنواع أعضاء البرلمان في أنظمة التربة المختلفة وتأثيراتها على صحة التربة والمحاصيل. ومع ذلك ، يتم استخدام طرق مختلفة لاستخراج النواب وتحليله ، مما يحد من فرص مقارنة النتائج وتوليد أدلة موثوقة لمشورة الصناعة وصانعي السياسات. نقدم هنا بروتوكولا يصف منهجية أخذ العينات والفصل وتحديد التعريف الكيميائي للنواب التقليديين من التربة. الطريقة منخفضة التكلفة ، والمواد متاحة بسهولة. هذا يعزز السهولة التشغيلية وقد يساعد في التبني على نطاق واسع. يوفر البروتوكول معلومات مفصلة عن جمع العينات من أعلى 0-30 سم من التربة باستخدام أواني خالية من البلاستيك. محاكاة أنواع التربة المختلفة من خلال استخدام وسائط صلبة مختلفة (مثل طين البنتونيت وثاني أكسيد السيليكون والتربة غير الملوثة) ، مع إضافة نفس كتلة البولي إيثيلين (PE) - MPS للقياس الكمي اللاحق ؛ فصل كثافة الجزيئات البلاستيكية باستخدام محلول كلوريد الصوديوم المشبع (NaCl) وهضم الشوائب العضوية في المادة الطافية باستخدام محلول هيدروكسيد الصوديوم 4 M (NaOH) ؛ القياس الكمي للجزيئات باستخدام المجهر الفلوري بعد تلطيخ النيل الأحمر ؛ وتحديد البوليمر باستخدام التحليل الطيفي بالأشعة تحت الحمراء لتحويل فورييه الصغير (μ-FTIR) أو التحليل الطيفي بالأشعة تحت الحمراء المباشرة بالليزر (LDIR). تراوحت نسبة تعافي النواب بين 83٪ - 90٪ لوسائل الإعلام المذكورة أعلاه. يقدم هذا البروتوكول طريقة فعالة لتحليل MPS للتربة تم تحسينها من أجل الجدوى وقابلية التطبيق والفعالية من حيث التكلفة. علاوة على ذلك ، يمكن للفيديو المصاحب توجيه عملية تحليل نواب التربة خطوة بخطوة افتراضيا. هذه الدراسة مكرسة لتوحيد طرق تحليل التربة MPS ، وتعزيز الاتصال وقابلية القياس للمقارنة ، وإرساء أساس لمزيد من البحوث الموحدة والعلمية.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تشير التقديرات إلى أن 4.8 إلى 12.7 مليون طن متري من البلاستيك تدخل المحيط سنويا من مصادر أرضية 1,2. تتحلل هذه الجزيئات البلاستيكية تدريجيا إلى أجزاء أصغر استجابة للأشعة فوق البنفسجية والتآكل الميكانيكي والتحلل البيولوجي3،4. أصبح تلوث اللدائن الدقيقة (MPs) ، مع جزيئات بلاستيكية يقل قطرها عن 5 مم ، في التربة مصدر قلق متزايد ، لا سيما من حيث تأثيره المحتمل على صحة التربة والمحاصيل. إنه مدفوع بشكل أساسي بالارتفاع المستمر في إنتاج البلاستيك والتحديات المحيطة بالتخلص المناسب من النفايات البلاستيكية5،6.

يمكن أن يعزى تراكم أعضاء البرلمان في التربة إلى عوامل خارجية مختلفة. المصادر المحتملة للنواب في التربة معقدة ، بما في ذلك استخدام ممارسات البلاستيك (على سبيل المثال ، أغشية المهاد البلاستيكية ، وأنابيب الري ، وأغشية الدفيئة ، والبنية التحتية المرتبطة بها) 7 ، 8 ، 9 ومدخلات التعديلات العضوية (مثل تطبيق حمأة الصرف الصحي ، والسماد الزراعي ، والأسمدة العضوية)10. بالإضافة إلى ذلك ، فإن التخلص غير المناسب من القمامة البلاستيكية11 ، وتحلل نفايات الطعام المهضومة من بقايا العبوات البلاستيكيةللأغذية 12 ، واستخدام الأسمدة المغلفة13 ، وتآكل الإطارات المطاطية14 ، والترسيب الجوي15 هي أيضا مساهمات معروفة في النواب في التربة. تشير التقديرات إلى أن الصين ، المنتج والمستخدم الرئيسي للبلاستيك الزراعي ، وخاصة أغشية المهاد البلاستيكية ، لديها متوسط وفرة من النواب في الأراضي الزراعية المغطاة بالبلاستيك بشدة بحوالي 4231 عنصرا كجم -1 (التربة الجافة) 16. في عام 2018 ، تراوحت كميات النواب في تربة الأراضي الزراعية الصينية ضمن عمق 0-10 سم من 4.9 × 106 إلى 1.0 × 107 أطنان ، مع مساهمة كبيرة من أفلام المهاد الزراعي17. قد تدخل تطبيقات الحمأة في التربة الزراعية في أوروبا وأمريكا الشمالية أكثر من 63,000 و 44,000 طن من البرلمان سنويا ، على التوالي18. أظهرت دراسة أجريت في ألمانيا أن تطبيقات السماد في الحقول الصالحة للزراعة أدت أيضا إلى مدخلات سنوية من الجزيئات البلاستيكية (>1 مم) في الحقول الصالحة للزراعة. أدى تطبيق السماد إلى 35 مليار إلى 2.2 تريليون جزيئات بلاستيكية10. لا تزال مساهمة أعضاء البرلمان في الغلاف الجوي في التربة غير مؤكدة وتتطلب مزيدا من التقديرالكمي 15. على سبيل المثال ، يقدر متوسط المدخلات السنوية لأعضاء البرلمان في الغلاف الجوي ب 7.9 × 104 عناصر م -2 سنة -1 في الصين16. جذبت المجموعة الواسعة للغاية من مصادر MPS في التربة انتباه العديد من الباحثين ، ولكن نظرا لتنوع طرق أخذ العينات والاستخراج والكشف التحليلي ، فمن الصعب دمج ومقارنة نتائج الدراسات المختلفة.

يشكل تراكم النواب من مجموعة واسعة من المصادر تهديدا بيئيا محتملا للتربة العالمية16 ، مما يسلط الضوء على الحاجة الواضحة لدراسات النواب في التربة. أظهرت بعض الدراسات أن تأثيرات أعضاء البرلمان على التربة الزراعية تشمل تغيير خصائص التربة ، وإعاقة نمو وتطور النباتات والكائنات الحية في التربة ، والتأثير على النشاط الميكروبي للتربة19،20. وجدت دراسات أخرى أن أعضاء البرلمان يمكن أن يتراكموا في الكائنات الحية بمستويات غذائية أعلى على طول السلسلةالغذائية 21 ، مما يؤدي إلى خطر محتمل على صحة الإنسان22. لتوضيح الآثار البيئية للتربة للنواب ، من الضروري أولا فهم الوضع الحالي لتلوثهم ، بما في ذلك وفرتهم وتحديد البوليمر وخصائص التوزيع. لذلك ، فإن التحديد والكشف الدقيق عن أعضاء البرلمان في التربة لهما أهمية قصوى.

حاليا ، يستكشف عدد متزايد من المقالات الوجود العالمي للنواب في التربة ، مع ملاحظة تباين كبير في طرق الاستخراج والكشف23. بعد الجمع الدقيق للعينات (لتقليل تلوث النواب) ، يتضمن بروتوكول تحليل النواب عادة ثلاث خطوات رئيسية. أولا ، تم اعتماد فصل الكثافة على نطاق واسع لعزل جزيئات MPS من مصفوفة التربة. تستخدم هذه العملية عادة الكواشف مثل الماء المقطر (DI) (1.0 جم سم -3) ، كلوريد الصوديوم (كلوريد الصوديوم ، 1.2 جم سم -3) ، أو كلوريد الزنك (ZnCl2 ، 1.6 جم سم -3). ثانيا ، تشمل طرق إزالة الشوائب العضوية من سطح MPS التنظيف بالمحاليل الحمضية والقلوية أو غيرها من العوامل المؤكسدة والهضم الأنزيمي24. عادة ما يتم هضم المواد العضوية في مصفوفة التربة أو الالتصاق بجزيئات MPS باستخدام 30٪ بيروكسيد الهيدروجين (H2O2) ، أو 65٪ حمض النيتريك (HNO3) ، أو 50٪ هيدروكسيد الصوديوم (NaOH) 25. بعد فصل الكثافة وهضم المواد العضوية ، يلزم إجراء فحص مجهري لعينات MPS لتحديد عدد الجسيمات. يتم استكمال هذا الفحص بتحليل التركيب الكيميائي للبوليمرات من خلال تقنيات مثل التحليل الطيفي بالأشعة تحت الحمراء لتحويل فورييه (FTIR) ، أو التحليل الطيفي رامان ، أو تقنيات التحليل الطيفي للأشعة تحت الحمراء القريبةالأخرى 26.

ومع ذلك ، فإن كل خطوة في عملية استخراج النواب والكشف عنها تنطوي على إمكانية المبالغة في تقدير أو التقليل من واقع النواب. على سبيل المثال ، على الرغم من الاستخدام الواسع النطاق لمياه DI ككاشف لفصل الكثافة نظرا لفعاليته من حيث التكلفة ونقص الخصائص الخطرة ، فقد يؤدي ذلك إلى استبعاد جزيئات MPS ذات الكثافة العالية27. وعلى العكس من ذلك، فإن الاستخدام الواسع النطاق للكواشف عالية الكثافة قد يكون محدودا بسبب المخاطر البيئية وزيادة التكاليف. بالإضافة إلى ذلك ، فإن بعض الكواشف المستخدمة في الهضم العضوي لديها القدرة على التسبب في تلف جزيئات MPS29. علاوة على ذلك ، فإن التصنيف البصري باستخدام الفحص المجهري البصري والمجسم والتشريحي لا يخلو من التحديات26،30. يعتمد تحديد جزيئات النواب بشكل كبير على خبرة وتشغيل المحللين ، بالإضافة إلى إعدادات الأداة. تؤكد هذه النتائج على صعوبة تحقيق الاتساق والدقة عند استخدام منهجيات مختلفة ، مما يعقد مقارنة النتائج عبر الدراسات المختلفة.

لضمان موثوقية البيانات وقابليتها للمقارنة عبر الدراسات ، من الضروري إنشاء بروتوكول موحد لاستخراج MPS واكتشافها في التربة. لن يعزز هذا التوحيد دقة تقييمات حدوث النواب فحسب ، بل سيسهل أيضا فهما أكثر شمولا وتوحيدا للتأثير البيئي للنواب في النظم البيئية للتربة. لمعالجة قيود طرق الاستخراج والكشف ، يجب أن تكون الكواشف المختارة للطرق المعيارية متاحة بسهولة ، ويجب ألا تؤثر على سلامة أو تركيب كيميائي لجزيئات MPS ، وتشكل أقل مخاطر بيئية ممكنة. علاوة على ذلك ، يجب أن تظهر الطرق الموحدة كفاءة عالية في كل من استعادة أعضاء البرلمان وإزالة المواد العضوية من مصفوفة التربة.

يعد البروتوكول سهل المتابعة أمرا حيويا للاعتماد على نطاق واسع عبر إعدادات البحث المختلفة. بالنظر إلى كل من معدلات استرداد أعضاء البرلمان والفعالية من حيث التكلفة ، فإن كلوريد الصوديوم المشبع هو الخيار الأمثل لفصل كثافة عينات التربة على نطاق واسع. لهضم المواد العضوية ، تم استخدام هيدروكسيد الصوديوم ، حيث أظهرت تجارب العزل الأولية أن محلول هيدروكسيد الصوديوم 4 M يتحلل بشكل فعال شوائب عينات التربة ، مثل بقايا النباتات ، دون التسبب في أضرار جسيمة للنواب. بشكل عام ، تستخدم هذه الطريقة التجريبية مواد متاحة بسهولة وفعالة من حيث التكلفة ، ولها تعقيد تشغيلي منخفض ، وتضمن معدل استخراج موثوق.

نوصي باستخدام منهجية الفصل السريع والاقتصادي التي اقترحتها الأكاديمية الصينية للعلوم الزراعية لتحديد أعضاء البرلمان الذين تم جمعهم في الحقولالزراعية 31. لجميع الخطوات التالية ، تأكد من تنظيف جميع الحاويات والأدوات والأواني الزجاجية بماء DI قبل الاستخدام لتقليل التلوث. تأكد أيضا من تشغيل الفراغات المنتظمة جنبا إلى جنب مع العينات لحساب التلوث الناتج عن إجراءات الجمع والاستخراج.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ملاحظة: يجب تحضير المحاليل التالية في درجة الحرارة المحيطة قبل عملية الاستخراج: 1) محلول كلوريد الصوديوم المشبع (5.7 م) - إذابة 1 كجم من كلوريد الصوديوم في 3 لتر DI H2O ؛ 2) 4 م هيدروكسيد الصوديوم - إذابة 480 جم هيدروكسيد الصوديوم في 3 لتر DI H2O ؛ 3) النيل الأحمر (100 ميكروغرام مل -1) - قم بإذابة 10 مجم من النيل الأحمر في 100 مل من المذيب المناسب (مثل الميثانول والأسيتون).

1. أخذ عينات التربة وتحضيرها

  1. اجمع عينة تربة تمثيلية باستخدام طريقة أخذ العينات المكونة من خمس نقاط بطريقة "W" عبر منطقة الدراسة (الشكل 1). استخدم مثقاب تربة من الفولاذ المقاوم للصدأ مقاس 30 سم لإجراء التجميع. اجمع العينات وخزنها في حاوية غير بلاستيكية ، مثل رقائق الألومنيوم.
    ملاحظة: يمكن تقسيم عينات التربة إلى أعماق مختلفة مرغوبة (على سبيل المثال ، 0-10 ، 10-20 ، و 20-30 سم). لتقليل التلوث البلاستيكي ، تجنب استخدام معدات أخذ العينات البلاستيكية وحاويات التخزين. بدلا من ذلك ، يتم استخدام حاويات غير بلاستيكية مثل رقائق الألومنيوم لجمع العينات وتخزينها. يمكن إما تجميع هذه العينات لتوفير عينة مركبة واحدة أو الاحتفاظ بها كنسخ مكررة مستقلة.
  2. جفف التربة في درجة حرارة الغرفة بعيدا عن أشعة الشمس المباشرة.
    1. إذا كان مجفف التربة متاحا ، فاستخدمه لمعالجة عينات تربة متعددة في وقت واحد ، حيث يقلل المرشح داخل الغرف الفردية من خطر التلوث المتبادل.
    2. خلاف ذلك ، استخدم فرنا مضبوطا على 40 درجة مئوية وجفف التربة لمدة 24 ساعة على الأقل ، حتى تجف تماما.
    3. طحن وغربلة التربة الجافة باستخدام منخل معدني 2-5 مم. قم بإزالة المواد النباتية والأحجار والمواد الخاملة الأخرى المرئية.
      ملاحظة: قم بتغطية التربة بشكل غير محكم بورق الألمنيوم لتقليل التلوث المحمول جوا داخل الفرن / المجفف. اجمع الحطام البلاستيكي المرئي (> 5 مم) من التربة باستخدام ملاقط معدنية وضعها في حاوية تخزين خالية من البلاستيك ، إذا كان سيتم إجراء تحليل لاحق للبلاستيك الكبير.
  3. باستخدام مقياس منزلتين عشريتين ، قم بوزن 5.0 جم ± 0.05 جم من عينة التربة على ورق وزن خال من البلاستيك أو ورق ألومنيوم. استخدم ورق وزن جديد لعينات مختلفة لتقليل التلوث المتبادل. يمكن تخزين العينات في حاويات خالية من البلاستيك (مثل القوارير الزجاجية).

2. تعويم الكثافة

  1. انقل عينة التربة المجففة 5.0 جم إلى دورق زجاجي نظيف سعة 600 مل (دورق أ). تأكد من وضع العلامات الدقيقة على جميع حاويات التخزين والأكواب.
  2. أضف 230 مل من محلول كلوريد الصوديوم المشبع إلى الدورق أ. ضع الدورق أ على لوح تقليب مغناطيسي وأضف أداة تقليب مغناطيسية زجاجية. قلب المحلول لمدة 30 دقيقة عند 260 دورة في الدقيقة ، حتى يتجانس تماما.
  3. بمجرد تجانسها بالكامل ، قم بإزالة النمام المغناطيسي من المحلول واشطفه بمحلول كلوريد الصوديوم المشبع لمنع خروج الجزيئات البلاستيكية من المحلول. ضع الدورق على سطح مستو بدون أشعة الشمس المباشرة واتركه واقفا طوال الليل ، حتى يحدث فصل الكثافة الكاملة.
    ملاحظة: عند تنفيذ الإجراء بأكمله ، من الضروري تغطيته بالكامل بورق الألمنيوم لتجنب الملوثات البلاستيكية من الهواء.

3. هضم الشوائب

  1. بمجرد فصل محتويات الدورق A تماما ، انقل المادة الطافية بعناية إلى دورق زجاجي جديد ونظيف سعة 600 مل (دورق B). اشطف الجدران الداخلية للدورق A بعناية بمحلول كلوريد الصوديوم المشبع. انقل المادة الطافية إلى الدورق ب. قم بتنفيذ هذا الإجراء 2-3 مرات.
    ملاحظة: يوصى بإجمالي 200 مل من المادة الطافية. تأكد من أن الحجم الكلي للطافية متسق مع الحفاظ على نفس تركيز محلول الهضم في الخطوة التالية.
  2. أضف محلول 4 M NaOH إلى العينة في الدورق B للوصول إلى حجم ثابت يبلغ 500 مل. ضع الدورق B على لوح تقليب مغناطيسي ، وأضف أداة تقليب مغناطيسية زجاجية ، وحرك المحلول لمدة 30 دقيقة عند 260 دورة في الدقيقة حتى يتجانس تماما. احتفظ بالدورق مغطى بورق الألمنيوم أثناء هذه العملية لتقليل التلوث المحمول جوا.
  3. بمجرد تجانسها بالكامل ، قم بإزالة النمام المغناطيسي من المحلول واشطفه بمحلول كلوريد الصوديوم المشبع لإزالة أي جزيئات متصلة. ضع الدورق B على سطح مستو بدون أشعة الشمس المباشرة واتركه قائما طوال الليل حتى يحدث فصل الكثافة الكاملة وهضم المواد العضوية.
    ملاحظة: عند تنفيذ الإجراء بأكمله ، من الضروري تغطيته بالكامل بورق الألمنيوم لتجنب دخول الملوثات البلاستيكية إلى المحلول من الهواء. تعتمد مدة الهضم على كمية ونوع المادة العضوية. قم بتمديد وقت الهضم إذا لزم الأمر لضمان الهضم الكامل للمواد العضوية. بعد الهضم الناجح ، يجب أن يبدو المادة الطافية صافية مع عدم وجود مادة عضوية مرئية تطفو في الدورق

4. التلوين بمحلول النيل الأحمر

  1. بمجرد فصل محتويات الدورق B تماما ، انقل المادة الطافية بعناية إلى دورق زجاجي جديد ونظيف سعة 600 مل (دورق C). اشطف الجدران الداخلية للدورق B بماء DI لضمان أقصى قدر من نقل الجسيمات.
    1. إذا كان الحجم في الدورق C أقل من 500 مل ، فقم بتعويض القيمة إلى 500 مل بماء DI لتوحيد حجم المحلول.
  2. أضف محلول النيل الأحمر إلى الدورق C لتحقيق أقصى تركيز نهائي يبلغ 0.5 M. قلب المحلول بقضيب زجاجي حتى يتجانس تماما ، ثم اترك المحلول يحتضن لمدة 30 دقيقة في الظلام عن طريق تغطية الدورق بورق الألمنيوم.

5. الترشيح الفراغي

  1. قم بإعداد أجهزة الترشيح الفراغي بالترتيب التالي: قمع زجاجي ، مشبك معدني ، قاعدة ترشيح فراغ ، دورق تجميع ، خرطوم توصيل ، مصيدة رطوبة ، ومضخة تفريغ. قم بإزالة غشاء جديد بعناية (حجم المسام 0.2 ميكرومتر ، قطر 47 مم) من حاوية التخزين الخاصة به باستخدام ملاقط معدنية. ضع غشاء المرشح مركزيا ومسطحا في الجزء العلوي من قاعدة الترشيح الفراغية.
    ملاحظة: تأكد من اتصال آمن عن طريق محاذاة قاعدة الترشيح الفراغي مع القمع الزجاجي وتثبيتها بمشبك معدني.
  2. قم بتنشيط الترشيح الفراغي وصب السائل ببطء من الدورق C في القمع الزجاجي. اشطف الدورق C عدة مرات بماء DI لزيادة استعادة الجسيمات. اشطف جوانب القمع الزجاجي بماء DI بعد ترشيح العينة لضمان الحد الأدنى من فقدان الجسيمات.
    ملاحظة: قم بتغطية القمع الزجاجي بورق الألمنيوم لتقليل التلوث المحمول جوا أثناء عملية الترشيح. إذا كانت العينة تحتوي على عدد جسيمات مرتفع وانخفضت سرعة الترشيح ، فيمكن استخدام أغشية متعددة لنفس العينة. سيضمن ذلك توزيعا متساويا للجسيمات عبر الغشاء ويقلل من مخاطر تراكم الجسيمات وتداخلها لتقديرها الكمي لاحقا.
  3. بمجرد اكتمال الترشيح ، قم باسترداد غشاء المرشح بعناية من الصفيحة المسامية باستخدام ملاقط وضع كل غشاء في طبق بتري زجاجي فردي. اترك الغشاء يجف تماما قبل إغلاق طبق بتري ولفه بورق الألمنيوم. قم بتخزينه في مكان جاف ومظلم حتى مزيد من التحليل.

6. القياس الكمي للجسيمات MPS عن طريق المجهر الفلوري

  1. إذا كان الموقع الدقيق لجزيئات الفلورسنت على الغشاء مطلوبا لتحديد البوليمر لاحقا (على سبيل المثال ، باستخدام FTIR) ، فيرجى الرجوع إلى الخطوات التالية:
    1. استخدم قلم جل أسود لتحديد موضع البداية برفق و 10 علامات على غشاء المرشح ، باتباع شكل "Z" (الشكل 2). ضع الغشاء بعناية على الشرائح الزجاجية على مرحلة المجهر باستخدام ملاقط ، مما يضمن سطح عينة مستو.
    2. قم بتنشيط أداة التألق بالترتيب التالي: المضيف ، ومصادر الفلورسنت ، والشاشة ، والمجهر الفلوري. قم بتشغيل الجهاز واضبط مقبض ضوء المصدر على أقصى سطوع. استخدم أزرار تبديل المجال الساطع (BF) وضوء الفلورسنت (FL) لالتقاط صور BF و FL ، على التوالي.
    3. باستخدام البرنامج لمراقبة العينات وتسجيلها (على سبيل المثال ، DP2-BSW) ، التقط صورا ميدانية ساطعة تحت موضع BF. قم بتحويل المقبض إلى وضع FL والتقط صورا باستخدام مرشح التألق في الظلام. تأكد من أن تسلسل مراقبة مجال الرؤية يمتد من 1 إلى 10. تأكد من التقاط صور FL و BL في نفس الموضع.
      ملاحظة: يجب إجراء التحليل المجهري الفلوري في غضون 24-48 ساعة بعد الترشيح لضمان التألق الأمثل للجزيئات. تأكد من التقاط صور BF و FL في نفس الموضع (الشكل 3). تأكد من تحليل جميع الأغشية باستخدام نفس إعدادات التكبير والأداة.
  2. لتحديد البوليمر باستخدام LDIR ، قم بتنفيذ خطوات المجهر على النحو التالي:
    1. قم بإعداد نظام الفحص المجهري على النحو التالي: الكاميرا والفلاتر ومرحلة التكبير والمجهر والكمبيوتر. حدد وضع المرشح المناسب الأنسب للأطوال الموجية المطلوبة للإثارة والانبعاث (على سبيل المثال ، 470 نانومتر و 495 نانومتر ، على التوالي) اعتمادا على العينة ومضان الخلفية.
    2. امسح حاملات غشاء المرشح بمناديل خالية من الغبار ، ثم قم بتأمين الغشاء في الحامل وانزلق إلى مرحلة المجهر. امسح الغشاء بالكامل بصريا لضمان التوزيع المتساوي للجزيئات.
    3. تأكد من توصيل الكاميرا، وأن التكبير المجهري مناسب لجميع أنواع العينات ومتسق عبر جميع العينات من نفس المجموعة. حدد حجم المنطقة بالمم الملتقطة بالكاميرا قبل بدء التحليل باستخدام شريط قياس.
      ملاحظة: إذا تم توزيع الجسيمات بالتساوي ، فقم بتحليل ما لا يقل عن 10٪ من إجمالي مساحة الغشاء عن طريق تحديد العدد المطلوب من نقاط أخذ العينات على الغشاء. التقط صورة لكل نقطة أخذ عينات باستخدام الكاميرا.

7. تحديد بوليمر MPS باستخدام التحليل الطيفي FTIR أو LDIR

  1. إذا تم استخدام FTIR لتحديد جزيئات البوليمر ، فيرجى الرجوع إلى الخطوات أدناه.
    1. قم بتشغيل مطياف FTIR والبرنامج المقابل لمراقبة العينة وتسجيلها. نظف المسبار قبل قياس كل عينة.
    2. تحديد الجسيمات للمراقبة من خلال تسجيل الشاشة في الوقت الفعلي. اضبط الموضع والحدة عن طريق معالجة الراك. أحضر منصة التشغيل إلى المركز والتقط طيف الخلفية الهوائية الحالي.
      ملاحظة: استهداف الجسيمات التي تتوافق مع كل من صور BF و FL.
    3. قم بقياس 3-5 نقاط ثابتة على كل جسيم للوصول إلى الأطياف ضمن نطاق الرقم الموجي للأشعة تحت الحمراء من 400-4,000 سم -1. في صفحة النتائج ، احفظ البيانات الأصلية ، واحصل على الطيف ، وقارنها مع الطيف البلاستيكي في المكتبة القياسية لتأكيد مؤشر جودة نجاح العينة (الشكل 4).
      ملاحظة: في هذه الدراسة ، نظرا لصغر حجم أعضاء البرلمان والتحديات في قياسها عبر المرشح بأكمله ، تم اختيار 5-7 جسيمات تمثيلية من كل عينة لتحليل FTIR. لضمان التوزيع المتساوي ، تم تحديد الجسيمات التي تتبع نمطا "على شكل Z" عبر المرشح. ومع ذلك ، تجدر الإشارة إلى أنه قد ينشأ بعض عدم اليقين ، حيث تم اختيار الجسيمات بشكل عشوائي بدلا من مسح المرشح بأكمله.
    4. يتم قبول المطابقة إذا ≥ مؤشر جودة النتائج (HQI) 0.7. يوضح الشكل 4 مثالا على الجسيمات التي تم تحديدها بواسطة التحليل الطيفي FTIR في عينة تربة مرفعة بنسبة 0.04٪ PE-MPS.
  2. إذا تم استخدام LDIR لتحديد جزيئات البوليمر ، فاتبع الخطوات التالية:
    1. بمجرد اكتمال خطوات المجهر الفلوري ، قم بتعليق الجسيمات لتحليلها على LDIR. ضع غشاء المرشح في قارورة زجاجية جديدة وأضف 20 مل من الإيثانول النقي. أغلق القوارير بإحكام ولف الأغطية بغشاء البارافين لمنع التسرب.
    2. عينات صوتية في حمام بالموجات فوق الصوتية لمدة لا تقل عن 1 ساعة حتى يتم تعليق جميع الجسيمات. قم بإزالة الغشاء والتخلص منه من القارورة الزجاجية.
      ملاحظة: تأكد من أن جانب الغشاء مع الجسيمات تواجه الداخل ، أي بعيدا عن جدار القارورة. يعتمد وقت الصوتنة على نوع الغشاء المستخدم ؛ قد يتسرب لون الغشاء ، لكن هذا لن يتداخل مع تحديد البوليمر.
    3. تأكد من إعادة تعليق الجسيمات الناجحة عن طريق إعادة تحليل الأغشية تحت المجهر الفلوري والتأكد من > إزالة الجسيمات بنسبة 95٪.
    4. ضع القوارير الزجاجية مع محلول الإيثانول على لوحة تقليب مغناطيسية وأضف أداة تقليب زجاجية مغناطيسية صغيرة إلى القارورة. دع الإيثانول يتبخر إلى أقل من 5 مل عن طريق ضبط درجة حرارة اللوحة على 100 درجة مئوية والتقليب بسرعة منخفضة للحفاظ على الجسيمات معلقة.
      ملاحظة: قم بتغطية القوارير برفق بورق الألمنيوم لتقليل تلوث العينات المحمولة جوا. اختياريا ، جفف المحلول تحت تيار لطيف من النيتروجين لتبخر الإيثانول.
    5. انقل العينة إلى قارورة زجاجية صغيرة سعة 8 مل ، باستخدام الإيثانول الجديد لشطف القارورة الزجاجية سعة 20 مل لزيادة استعادة الجسيمات.
      ملاحظة: إذا لزم الأمر ، أضف الإيثانول الجديد إلى القارورة الزجاجية الصغيرة لتصل إلى 5 مل بالضبط.
    6. لتحضير العينة للتحليل على LDIR ، رج العينة جيدا حتى يتم تعليق جميع الجسيمات بشكل متجانس في المحلول وقم بسحب 10 ميكرولتر من العينة بسرعة على الشريحة واترك الإيثانول يتبخر. كرر هذه الخطوة مرتين أخريين لتحليل 3 نسخ مكررة لكل عينة في كل شريحة.
    7. استخدم أداة تحليل الجسيمات في البرنامج المرتبط لقياس أطياف الأشعة تحت الحمراء لكل جسيم ضمن نطاق الحجم المحدد ومطابقتها مع المكتبة الداخلية لتحديد البوليمر.
      ملاحظة: يتم قياس نقطة واحدة على كل جسيم تلقائيا في نطاق الأرقام الموجية للأشعة تحت الحمراء من 800-1800 سم -1 ، ويتم مطابقة الجسيمات تلقائيا مع أطياف المكتبة المعروفة للبوليمرات والمواد العضوية وغير العضوية الأخرى.
    8. إذا كان مؤشر جودة النتائج (HQI) ≥ 0.8، يتم قبول المطابقة. يوضح الشكل 5 مثالا على الجسيمات التي تم تحديدها بواسطة التحليل الطيفي LDIR في عينة تربة مرتفعة بنسبة 0.04٪ PE-MPS.
      ملاحظة: يمكن زيادة حجم العينة للعينات ذات أعداد الجسيمات المنخفضة.

8. القياس الكمي للجسيمات لصور غشاء الفلورسنت باستخدام ImageJ

  1. افتح ImageJ32 (الإصدار 1.54f) وقم بتحميل الصور في البرنامج. اضبط مقياس الصورة على القياسات الصحيحة المقابلة لحجم الصورة الحقيقي. استخدم الدالتين تحليل > قم بتعيين المقياس لإدخال قيم بكسل الصورة وحجمها (مم)، ثم حدد عالمي لتطبيق هذه الإعدادات على جميع الصور أثناء الجلسة.
  2. قم بتحويل الصورة إلى صورة ثنائية وتحويلها إلى 8 بت ، باستخدام الدالتين Process > Binary و Image > Type > 8 بت ، على التوالي. لتحديد معلمات تحليل الجسيمات ، استخدم وظائف تحليل > تعيين القياسات وحدد المعلمات المطلوبة ، على سبيل المثال ، المساحة ، واصفات الشكل ، وقطر النمس. حدد إضافة إلى التراكب وحدد عدد المنازل العشرية لإخراج البيانات.
  3. لتحليل الجسيمات، حدد تحليل الجسيمات > تحليلها وتحديد نطاق حجم الجسيمات ذي الاهتمام. قم بتعيين Circularity إلى 0-1، وقم بإلغاء تحديد وحدات Pixel، وقم بتمكين عرض التراكب، وحدد المربعات التالية: عرض النتائج، واستبعاد الحواف، ومسح النتائج، وتضمين الثقوب، والتلخيص، والتراكب. تصدير النتائج كملفات .csv من نافذة النتائج.
    ملاحظة: سيوفر تحليل الصور الفلورية فقط معلومات عن رقم الجسيمات ، وليس رقم البوليمر ؛ لذلك ، يلزم إجراء تحديد إضافي ، على سبيل المثال ، باستخدام تقنيات التحليل الطيفي بالأشعة تحت الحمراء.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

للتحقق من صحة معدلات الاسترداد لهذه المنهجية ، تم تحليل عينات من ثلاث مصفوفات صلبة مختلفة (ثاني أكسيد السيليكون (SD) ، وطين البنتونيت (BT) ، والتربة) في مجموعات من ثلاث مكررات. تم تحليل العينات باستخدام وبدون إضافة 0.04٪ وزن / وزن من البولي إيثيلين الأبيض (PE) (نطاق حجم الجسيمات 40-48 ميكرومتر). تم جمع عينات التربة من منطقة هايديان ، بكين ، الصين (الحرم الجامعي الغربي للجامعة الزراعية الصينية) ، وتم تصنيف التربة على أنها تربة خشبية. بالإضافة إلى ذلك ، تم تضمين ثلاث نسخ مكررة من الفراغات لحساب أي تلوث محتمل يتم إ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يجب تصميم استراتيجية أخذ عينات التربة في الميدان ، بما في ذلك مناهج مثل أخذ العينات العشوائية البسيطة أو أخذ العينات الشبكية المنهجية ، بالإضافة إلى منطقة أخذ العينات وعمقها ، وفقا لأسئلة البحث المحددة وتحديدها بوضوح قبل جمع العينات. ركزت بعض الدراسات على طبقة التربة السطحية من 0-10 سم34،37 ، بينما جمعت عينات أخرى من التربة بعمق 0-40 سم38. نظرا لأن حجم ووفرة أعضاء البرلمان يختلفان في أعماق التربة المختلفة ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ودعم هذا المشروع المشروع الرئيسي للعلوم والتكنولوجيا في أوردوس بالصين [ZD20232320]؛ مشروع صندوق أبحاث التحديات العالمية في UKRI ومجلس أبحاث البيئة الطبيعية ، "هل تقوض اللدائن الدقيقة الزراعية الأمن الغذائي والتنمية المستدامة في البلدان الأقل نموا اقتصاديا؟" في إطار Grant [NE / V005871/1] ؛ والمؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين بموجب منحة [42277097]; مشروع الفريق الرفيع المستوى للجامعة الزراعية الصينية ، ومحطة الأستاذ بالجامعة الزراعية الصينية في مركز شينتشو لمكافحة الأمراض ، والوقاية وبرنامج البحوث الأساسية في شينتشو بمقاطعة شانشي [20230515] والتعاون الدولي والتبادل للمؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين بموجب منحة [NSFC-UNEP: 32261143459].

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
2-التوازن العشريn / an / aقياسي 2 التوازن العشري
40 & deg ؛ فرن Cn / an / aفرن مروحة كبير قياسي مع ضبط درجة الحرارة على 40 درجة ؛ C
8700 LDIRAgilent Technologiesn / aLDIR تستخدم لتحديد الجسيمات
حاوية الألومنيومn / an / aحاوية قياسية من الألومنيوم الجاهزة
رقائق الألومنيومn / an / aرقائق الألومنيوم القياسية شديدة التحمل
Axioplan 2Zeissn / aيستخدم المجهر الفلوري لمراقبة جزيئات البلاستيك الدقيق في حالة الفلورسنت
طين البنتونيتسيجما ألدريتش285234طين البنتونيت المستخدم في اختبارات الاسترداد
الفلوري BX53Olympusn / aلمراقبة جزيئات البلاستيك الدقيق في حالة الفلورسنت
دورق زجاجي (600 مل)n / an / aدورق زجاجي قياسي
زجاجة زجاجية (1 لتر)n / an / aزجاجة
قياسية مغناطيسية زجاجية شريط النمامN / AN / Aشريط النمام المغناطيسي المطلي بالزجاج القياسي
أسطوانة قياس الزجاج (500 مل)n / an / Aأسطوانة قياس الزجاج القياسية
ماصة زجاجية (10 مل) جهاز
ترشيح الفراغ الزجاجيPyrex (تم شراؤه عبر Sigma Aldrich)SLW5809 / KITجهاز ترشيح زجاجي مع قمع 500 مل ، لوح مسامي ، ودورق تجميع 1 لتر
يستخدم LUMOS Alpha IIBrukern / aFTIR لتحليل اللدائن الدقيقة المشتبه بها.
لوحة التحريك المغناطيسيةن / أن / ألوحة التحريك المغناطيسية القياسية
MCE مرشح غشاءشركة JintengJTMF0441 / 0442أغشية MCE البيضاء ، 0.2 & مايكرو ؛ م حجم المسام ، قطر 50 مم ، مع طريقة FTIR
النيل الأحمرفيشر العلمي10464311النيل الأحمر مسحوق يستخدم لصنع محلول مخزون من صبغة النيل الأحمر باستخدام المذيبات المناسبة (مثل الأسيتون)
غشاء مرشح PCTESterlitech Corporation1270060أغشية PCTE سوداء ، خالية من PVP ، 0.2 & micro ؛ م حجم المسام ، قطر 47 مم ، بطريقة LDIR
ثاني أكسيد السيليكونSigma Aldrich18649ثاني أكسيد السيليكون المستخدم في اختبارات الاسترداد
كلوريد الصوديومSigma AldrichS9888كلوريد الصوديوم المستخدم في فصل الكثافة
هيدروكسيد الصوديومفيشر العلمي10675692هيدروكسيد الصوديوم المستخدم في هضم المواد
العضوية اوجير التربةn / an / aالطول 30 سم ؛ قطر 2 سم ؛ مادة الفولاذ المقاوم
للصدأ مسحوق البولي إيثيلين عالي الوزن الجزيئيSigma Aldrich434272البولي إيثيلين البلاستيك الدقيق يستخدم لارتفاع ثاني أكسيد السيليكون وطين البنتونيت وعينات التربة لاختبارات الاسترداد
مضخة فراغVacuubrand GmBH Co KGME 2C NTمضخة فراغ للترشيح الفراغي
يستخدم الفحص المجهري زجاجية العالي

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Eriksen, M., et al. Plastic pollution in the world's oceans: more than 5 trillion plastic pieces weighing over 250,000 tons afloat at aea. PLOS One. 9 (12), e111913(2014).
  2. Jambeck, J. R., et al. Plastic waste inputs from land into the ocean. Science. 347 (6223), 768-771 (2015).
  3. Barnes, D. K. A., Galgani, F., Thompson, R. C., Barlaz, M. Accumulation and fragmentation of plastic debris in global environments. Philos Trans R Soc B Biol Sci. 364 (1526), 1985-1998 (2009).
  4. Yang, Y., et al. Kinetics of microplastic generation from different types of mulch films in agricultural soil. Sci Total Environ. 814, 152572(2022).
  5. Luan, X., et al. Dynamic material flow analysis of plastics in China from 1950 to 2050. J Clean Prod. 327, 129492(2021).
  6. Wang, C., et al. Critical review of global plastics stock and flow data. J Ind Ecol. 25 (5), 1300-1317 (2021).
  7. Bläsing, M., Amelung, W. Plastics in soil: Analytical methods and possible sources. Sci Total Environ. 612, 422-435 (2018).
  8. Gündoğdu, R., Önder, D., Gündoğdu, S., Gwinnett, C. Microplastics derived from disposable greenhouse plastic films and irrigation pipes: A case study from turkey. Environ Sci Pollut Res. 29 (58), 87706-87716 (2022).
  9. Huang, Y., Liu, Q., Jia, W., Yan, C., Wang, J. Agricultural plastic mulching as a source of microplastics in the terrestrial environment. Environ Pollut. 260, 114096(2020).
  10. Weithmann, N., et al. Organic fertilizer as a vehicle for the entry of microplastic into the environment. Sci Adv. 4 (4), eaap8060(2018).
  11. Rillig, M. C. Microplastic in terrestrial ecosystems and the soil. Environ Sci Technol. 46 (12), 6453-6454 (2012).
  12. Porterfield, K. K., Hobson, S. A., Neher, D. A., Niles, M. T., Roy, E. D. Microplastics in composts, digestates, and food wastes: A review. J Environ Qual. 52 (2), 225-240 (2023).
  13. Katsumi, N., Kusube, T., Nagao, S., Okochi, H. Accumulation of microcapsules derived from coated fertilizer in paddy fields. Chemosphere. 267, 129185(2021).
  14. Evangeliou, N., et al. Atmospheric transport is a major pathway of microplastics to remote regions. Nat Commun. 11 (1), 3381(2020).
  15. Allen, S., et al. Atmospheric transport and deposition of microplastics in a remote mountain catchment. Nat Geosci. 12 (5), 339-344 (2019).
  16. Ren, S., et al. Potential sources and occurrence of macro-plastics and microplastics pollution in farmland soils: A typical case of China. Crit Rev Environ Sci Technol. 54 (7), 533-556 (2024).
  17. Ren, S. -Y., Kong, S. -F., Ni, H. -G. Contribution of mulch film to microplastics in agricultural soil and surface water in China. Environ Pollut. 291, 118227(2021).
  18. Nizzetto, L., Futter, M., Langaas, S. Are agricultural soils dumps for microplastics of urban origin. Environ Sci Technol. 50 (20), 10777-10779 (2016).
  19. Zhang, J., et al. Effects of plastic residues and microplastics on soil ecosystems: A global meta-analysis. J Hazard Mater. 435, 129065(2022).
  20. Sajjad, M., et al. Microplastics in the soil environment: A critical review. Environ Technol Innov. 27, 102408(2022).
  21. Cverenkárová, K., Valachovičová, M., Mackuľak, T., Žemlička, L., Bírošová, L. Microplastics in the Food Chain. Life. 11 (12), 1349(2021).
  22. Ibrahim, Y. S., et al. Detection of microplastics in human colectomy specimens. JGH Open. 5 (1), 116-121 (2021).
  23. Yang, L., Zhang, Y., Kang, S., Wang, Z., Wu, C. Microplastics in soil: A review on methods, occurrence, sources, and potential risk. Sci Total Environ. 780, 146546(2021).
  24. Möller, J. N., Löder, M. G. J., Laforsch, C. Finding microplastics in soils: A review of analytical methods. Environ Sci Technol. 54 (4), 2078-2090 (2020).
  25. Scheurer, M., Bigalke, M. Microplastics in swiss floodplain soils. Environ Sci Technol. 52 (6), 3591-3598 (2018).
  26. Zhou, Y., et al. Microplastics in soils: A review of methods, occurrence, fate, transport, ecological and environmental risks. Sci Total Environ. 748, 141368(2020).
  27. Zhang, S., et al. A simple method for the extraction and identification of light density microplastics from soil. Sci Total Environ. 616 - 617, 1056-1065 (2018).
  28. Möller, J. N., Löder, M. G. J., Laforsch, C. Finding microplastics in soils: a review of analytical methods. Environ Sci Technol. 54 (4), 2078-2090 (2020).
  29. Hurley, R. R., Lusher, A. L., Olsen, M., Nizzetto, L. Validation of a method for extracting microplastics from complex, organic-rich, environmental matrices. Environ Sci Technol. 52 (13), 7409-7417 (2018).
  30. Eriksen, M., et al. Microplastic pollution in the surface waters of the Laurentian Great Lakes. Mar Pollut Bull. 77 (1), 177-182 (2013).
  31. Qi, R. M. Characteristics and ecological effects of soil microplastic in a typical agricultural region with plastic film mulching in China. Doctoral Dissertation. , (2021).
  32. Chen, S., Li, Y., Mawhorter, C., Legoski, S. Quantification of microplastics by count, size and morphology in beverage containers using Nile Red and ImageJ. J Water Health. 19 (1), 79-88 (2020).
  33. Yang, J., et al. Abundance and morphology of microplastics in an agricultural soil following long-term repeated application of pig manure. Environ Pollut. 272, 116028(2021).
  34. Chen, L., et al. Spatial distributions, compositional profiles, potential sources, and influencing factors of microplastics in soils from different agricultural farmlands in China: A National Perspective. Environ Sci Technol. 56 (23), 16964-16974 (2022).
  35. Way, C., Hudson, M. D., Williams, I. D., Langley, G. J. Evidence of underestimation in microplastic research: A meta-analysis of recovery rate studies. Sci Total Environ. 805, 150227(2022).
  36. Park, S. Y., Kim, C. G. A comparative study on the distribution behavior of microplastics through FT-IR analysis on different land uses in agricultural soils. Environ Res. 215, 114404(2022).
  37. Beriot, N., Peek, J., Zornoza, R., Geissen, V., Huerta Lwanga, E. Low density-microplastics detected in sheep faeces and soil: A case study from the intensive vegetable farming in Southeast Spain. Sci Total Environ. 755, 142653(2021).
  38. Sa'adu, I., Farsang, A. Greenhouse farming as a source of macroplastic and microplastics contamination in agricultural soils: a case study from Southeast-Hungary. Agrokém És Talajt. 71 (1), 43-57 (2022).
  39. Håkansson, I., Stenberg, M., Rydberg, T. Long-term experiments with different depths of mouldboard ploughing in Sweden. Soil Tillage Res. 46 (3), 209-223 (1998).
  40. Mu, X., et al. Responses of soil properties, root growth, and crop yield to tillage and crop residue management in a wheat-maize cropping system on the North China Plain. Eur J Agron. 78, 32-43 (2016).
  41. Li, S., Ding, F., Flury, M., Wang, J. Dynamics of macroplastics and microplastics formed by biodegradable mulch film in an agricultural field. Sci Total Environ. 894, 164674(2023).
  42. Bai, R., et al. The characteristics and influencing factors of farmland soil microplastic in Hetao Irrigation District, China. J Hazard Mater. 465, 133472(2024).
  43. Claessens, M., Van Cauwenberghe, L., Vandegehuchte, M. B., Janssen, C. R. New techniques for the detection of microplastics in sediments and field collected organisms. Mar Pollut Bull. 70 (1), 227-233 (2013).
  44. Herrera, A., et al. Novel methodology to isolate microplastics from vegetal-rich samples. Mar Pollut Bull. 129 (1), 61-69 (2018).
  45. Li, J., et al. Atmospheric deposition of microplastics in a rural region of North China Plain. Sci Total Environ. 877, 162947(2023).
  46. Shaw, D. G., Day, R. H. Colour- and form-dependent loss of plastic micro-debris from the North Pacific Ocean. Mar Pollut Bull. 28 (1), 39-43 (1994).
  47. Löder, M. G. J., Kuczera, M., Mintenig, S., Lorenz, C., Gerdts, G. Focal plane array detector-based micro-Fourier-transform infrared imaging for the analysis of microplastics in environmental samples. Environ Chem. 12 (5), 563-581 (2015).
  48. Hidalgo-Ruz, V., Gutow, L., Thompson, R. C., Thiel, M. Microplastics in the marine environment: A review of the methods used for identification and quantification. Environ Sci Technol. 46 (6), 3060-3075 (2012).
  49. Jia, W., et al. Automated identification and quantification of invisible microplastics in agricultural soils. Sci Total Environ. 844, 156853(2022).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

Microplastics SeparationSoil MicroplasticsDensity FlotationPolymer IdentificationVacuum FiltrationFluorescent MicroscopySodium Chloride SeparationFourier Transform InfraredLaser Direct InfraredSoil Sampling

مقالات ذات صلة