مقالة منهجية

نموذج فأر للتندب الضخامي الشبيه بالإنسان الذي يحركه النقل الميكانيكي

DOI:

10.3791/67156

⸱

نوفمبر 29, 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, University of Arizona, 2Department of Biomedical Engineering, University of Arizona

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

سيشرح هذا البروتوكول كيفية إنشاء نموذج تندب تضخمي يزيد من إشارات النقل الميكانيكي لمحاكاة التندب الشبيه بالإنسان. تتضمن هذه الطريقة زيادة التوتر الميكانيكي عبر شق الشفاء في الفأر واستخدام جهاز متخصص لإنشاء نسيج ندبي مفرط قابل للتكرار لإجراء تحليلات نسيجية ومعلوماتية حيوية مفصلة.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

التندب الضخامي (HTS) هو عملية غير طبيعية لالتئام الجروح تؤدي إلى تكوين الأنسجة الندبية بشكل مفرط. على مدى العقد الماضي ، أظهرنا أن النقل الميكانيكي - تحويل المحفزات الميكانيكية إلى استجابات خلوية - يؤدي إلى التئام الندبات الليفية المفرطة. سيكون نموذج الفأر لتقييم التندب الضخامي الشبيه بالإنسان أداة أساسية لفحص العلاجات المختلفة وقدرتها على تقليل التندب وتحسين الشفاء. على وجه التحديد ، طور مختبرنا نموذجا لجرح الفئران يزيد من الضغط الميكانيكي لتعزيز HTS الشبيه بالإنسان. يستخدم هذا البروتوكول أجهزة تحميل ميكانيكية حيوية ، مصنوعة من موسعات حنكية معدلة مقاس 13 مم ، يتم وضع أذرعها على جانبي الشق وتشتت انتباهها بشكل تدريجي من أجل تطبيق توتر مستمر عبر فراش الجرح أثناء الشفاء. على مدى ما يقرب من عقدين من الاستخدام ، تم تطوير هذا النموذج بشكل كبير لتحسين الفعالية والتكاثر. باستخدام نموذج HTS للفئران ، يمكن تحفيز الندبات الليفية الجلدية الكبيرة لتكون قابلة للمقارنة من الناحية النسيجية مع الندبات الضخامية البشرية. يوفر نموذج الفئران هذا بيئة لتطوير الأدوية البيولوجية المشاركة في علاج HTS والحالات المتعلقة بالنقل الميكانيكي مثل استجابة الأجسام الغريبة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يمكن أن يؤدي التئام الجروح ، وهي العملية التي يحاول الجسم من خلالها إصلاح الأنسجة التالفة وإعادة بناء حاجز الجلد ، إلى شفاء غير نمطي إذا كانت عمليات الإرقاء والالتهاب والتكاثر وإعادة التشكيل غيرمنتظمة 1. التندب الضخامي (HTS) هو مثال على التئام الجروح غير المنتظم ، ويتميز بالترسب المفرط للمصفوفة خارج الخلية والنسيج الضام في موقع الإصابة مما يؤدي إلى تكوين تضخم في منطقة الأنسجةالندبية 1،2،3. مناطق الجسم التي تخضع لتحفيز تمدد ميكانيكي متكرر ، مثل حول المفاصل أو على الوجه ، تكون أكثر عرضة للإصابة ب HTS والتليف4،5،6،7،8،9،10. لقد أظهرنا نحن وآخرون أن التمدد الميكانيكي عبر سرير الجرح يعزز تكوين HTS من خلال تنشيط مسارات النقل الميكانيكي - تحويل المحفزات الميكانيكية إلى استجابات خلوية9،11.

لا تنطوي HTS على عمليات بيولوجية معقدة فحسب ، بل تحمل أيضا تحديات اجتماعية وطبية واقتصادية كبيرة للأشخاص المتضررين. يمكن للأفراد المتأثرين أن يكافحوا مع احترام الذات والاكتئاب ، خاصة عندما تكون الندوب في مناطق مرئية مثل الوجه واليدين1،9،10،12. تشير مقالات المراجعة العلمية إلى أن انتشار HTS يتراوح بين 32٪ و 72٪ في الولايات المتحدة10،13. يتم التأكيد على شدة هذه المخاوف الجمالية ، خاصة في حالات إصابات الحروق الخطيرة في منطقة الوجه ، من خلال العدد المتزايد من حالات زراعة الوجه الكاملة لتحسين المظهر10. يمكن أن تسبب هذه الندوب أيضا إعاقات وظيفية عن طريق تقييد الحركة6،14 ، وغالبا ما يكون التدخل الجراحي مطلوبا لاستئصال الندبات واستعادة الحركة10. يمكن أن تكون تكلفة علاج HTS كبيرة ، بما في ذلك نفقات الجراحة أو العلاجات أو العلاج الطبيعي أو حتى الرعاية طويلة الأجل1،10. في الولايات المتحدة وحدها، تتجاوز التكلفة السنوية لعلاج هيئة تحرير الشام 4 ملياراتدولار 10.

بالنظر إلى انتشار HTS والتدابير القصوى المتخذة لمعالجة مضاعفاتها ، تظل العلاجات التقليدية (مثل الاستئصال الجراحي وحقن الكورتيكوستيرويد والعلاج بالليزر) متغيرة للغاية1،2،15،16،17. في حين أن هذه العلاجات يمكن أن توفر الراحة في بعض الحالات ، إلا أنها قد تكون غير كافية بسبب الطبيعة المعقدة لأمراض الندبة. عوامل مثل الاختلافات الجينية بين الأفراد والفهم غير المكتمل للآليات التي تقود HTS تتسبب في بقاء الاستراتيجيات العلاجية غير مرضية سريريا18،19،20. يبدو أن مستقبل علاج HTS يكمن في الأساليب المبتكرة الجديدة التي تستهدف المحركات الميكانيكية للخلايا ل HTS ، مثل النقل الميكانيكي11،21 ، والتي أثبتنا على نطاق واسع أنها تدفع التئام الندبات الليفية المفرطة5،6،7،8،11،21،22،23،24 ،25. على وجه التحديد ، قمنا سابقا بتطوير نموذج الفئران الذي يزيد من الإجهاد الميكانيكي للجرح لتعزيز HTS9 الشبيه بالإنسان. ومع ذلك ، بعد ما يقرب من عقدين من الاستخدام ، تم تطوير النموذج بشكل كبير لتحسين الفعالية والتكاثر. سيسمح هذا البروتوكول للباحثين بالاستفادة بشكل أفضل من نموذج ماوس HTS المحدث والمحسن لاستكشاف مجموعات الخلايا والمحركات وراء التندب المفرط. الهدف العام من هذه الطريقة هو تزويد الباحثين ببروتوكول مصمم لإنتاج تندب ضخامي يشبه الإنسان في الفئران.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم الحصول على موافقة من اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام بجامعة أريزونا (IACUC) لجميع التجارب (رقم التحكم: 2021-0828). يستخدم هذا البروتوكول الفئران الذكور C57BL / 6J البالغة من العمر 15 أسبوعا على الرغم من أنه يمكن تطبيقه على الأعمار والسلالات الأخرى9،26.

1. إنشاء جهاز التحميل الميكانيكي الحيوي HTS

ملاحظة: يمكن أن يحدث تعديل موسعات الحنك في جهاز HTS في أي وقت قبل التجربة.

  1. خذ الموسع الحنكي غير المعدل وقدمه إلى قلب الصانع أو قلب التصنيع بالمواصفات وفقا للشكل 1 أ ، ب.
    ملاحظة: في حالة عدم توفر مساحة صناع أو نواة تصنيع، فتابع إلى الخطوات التالية.
  2. استخدم أداة ثني الأسلاك Mini Universal Bender (MUB) لتغيير الموسع الحنكي ليتوافق مع مواصفات الشكل 1A و B.
  3. ضع الجهاز بشكل مسطح على سطح كما هو موضح في الشكل 1 أ1.
  4. ثني الذراعين 90 درجة لأعلى للذراعين العلويين و 90 درجة لأسفل للذراعين السفليين عندما يكون الجهاز مسطحا مع MUB كما هو موضح في الشكل 1 أ2. انظر الشكل 1 أ3 لمعرفة مظهر الجهاز عند الاستلقاء بشكل مسطح على سطح ، حيث تكون الأذرع الآن متوازية تماما مع جسم الجهاز.
  5. ثني كل ذراع مرة أخرى في الصفحة بزاوية 90 درجة على طول محور الخط المنقط كما هو موضح في الشكل 1 أ4. انظر الشكل 1 أ5 للجهاز بعد الانحناء.

2. إزالة الشعر والشق الأولي في يوم ما بعد الجراحة 0 (POD 0)

ملاحظة: قم بتنظيف عدة مجموعات من الأدوات الجراحية وتعقيمها قبل الجراحة (على سبيل المثال ، مقص التشريح ، والمشرط ، ملقط Adson ، وسائق الإبرة). قم بإعداد خيوط معقمة 5-0 للاستخدام واحصل على علامة جراحية في متناول اليد.

  1. نظف مساحة التشغيل برذاذ الإيثانول بنسبة 70٪.
  2. ضع وسادة تسخين مثبتة على درجة حرارة 35 درجة مئوية على طاولة التحضير قبل الجراحة. قم بلصق وسادة ماصة فوق وسادة التسخين. ضع وسادة ماصة أخرى فوق الوسادة السابقة (لجمع الشعر المحلوق). قم بلصق مخروط التخدير (أو المخاريط) على الوسادة الماصة.
    ملاحظة: [اختياري] في حالة توفر شفاط الدخان الذي يوضع على الطاولة، ضع المخروط بالقرب من مساحة العمل وقم بتشغيل الشفط.
  3. ضع الفأر في غرفة تحريض التخدير مع 1-3٪ إيزوفلوران و 2 لتر / دقيقة تدفق الأكسجين حتى تتنفس الفئران بهدوء (2-3 دقائق).
  4. أدخل أنف كل فأر في فتحة مخروط الأنف ، مما يسمح باستنشاق التخدير المكون من 1-3٪ إيزوفلوران مع 2 لتر / دقيقة من الأكسجين. تأكد من التخدير الكافي من خلال عدم وجود رد فعل على قرصة إصبع القدم. ضع مرهم ترطيب العين على عيون الفأر.
  5. استخدم ماكينة حلاقة كهربائية لحلاقة الشعر على الظهر في المنطقة كما هو موضح في الشكل 1 ج.
  6. ضعي معجون إزالة الشعر بإصبع يرتدي قفازا أو قطعة قطن على الجلد ، وغطي المنطقة المحلوقة. بعد 45 ثانية ، امسح المعجون بشاش ثم مسحة كحولية. امسح الظهر بقطعة كحول أخرى لإزالة معجون إزالة الشعر ، تاركا وراءه رقعة خالية من الشعر (الشكل 1 ج).
    ملاحظة: من الأهمية بمكان استخدام كمية معتدلة من المعجون ، وإزالة المعجون على الفور ، ومسح الماوس بعد إزالة المعجون لمنع الحروق الجلدية بواسطة معجون إزالة الشعر. جلد الفئران رقيق ، مما يجعله عرضة للحروق الكيميائية السريعة التي يمكن أن يكون لها آثار ضارة على صحة الفئران والجودة التجريبية.
  7. ضع علامة على الأذن على الماوس لتحديد الهوية.
  8. عند إزالة الشعر ، ضع الفأر مرة أخرى في القفص لمنع التعرض المفرط للأيزوفلوران. راقب الماوس.
  9. قم بإزالة الوسادة الماصة العلوية المغطاة بالشعر للحصول على سطح عمل نظيف قبل الجراحة.
  10. قم بإعداد منطقة عمل جراحية منفصلة. ضع وسادة تسخين على درجة حرارة 35 درجة مئوية على طاولة الجراحة. قم بلصق وسادة ماصة فوق وسادة التسخين. قم بلصق مخروط التخدير (أو المخاريط) على الوسادة الماصة.
  11. ضع فأرا في غرفة تحريض التخدير مع 2-4٪ أيزوفلوران و 2 لتر / دقيقة تدفق الأكسجين حتى يتنفس الفأر بهدوء (2-3 دقائق).
  12. أخرج الماوس من غرفة الحث وضعه على سطح التشغيل. أدخل أنف كل فأر في فتحة مخروط الأنف ، مما يسمح باستنشاق التخدير المكون من 1-3٪ إيزوفلوران مع 2 لتر / دقيقة من الأكسجين. تأكد من التخدير الكافي من خلال عدم وجود رد فعل على قرصة إصبع القدم. ضع مرهم ترطيب العين على عيون الفأر.
  13. حقن 0.05 ملغم/كغ بوبرينورفين مستدام الإطلاق في الكتف تحت الجلد باستخدام إبرة 21 جم لعلاج الألم بعد الجراحة.
  14. تطهير ظهر الفأر بثلاث جولات متناوبة من المقشر القائم على اليود / الكلورهيكسيدين ومسحة الكحول. باستخدام قلم الوسم الجراحي والمسطرة ، ضع علامة على خط 2 سم على خط الوسط الظهري حيث سيتم إجراء شق كامل السماكة ، كما هو موضح في الشكل 1D.
  15. استخدم مشرط أو مقص تشريح (التفضيل الجراحي) لعمل شق خط الوسط الظهري كامل السماكة عبر المنطقة المحددة.
    ملاحظة: احرص على عدم قطع الأنسجة الأساسية (على سبيل المثال ، العضلات) ، كما هو موضح في الشكل 1 د.
  16. باستخدام 5-0 خيوط في نمط متقطع بسيط ، أغلق الشق عن طريق تقسيم الجرح كما هو موضح في الشكل 1 د. استخدم ما لا يقل عن 5 خيوط متباعدة بشكل متساو.
  17. قطع شاش Telfa إلى قطعة 3 سم × 1 سم. ضعه في وسط ضمادة لاصقة رغوية وضع الضمادة اللاصقة على ظهر الفأر بحيث يغطي الشاش الشق كما هو موضح في الشكل 1 د. ضعي ضمادة مقطعة إلى أنصاف على البطن ولفيها بشكل محيطي حتى تلتقي بالضمادة الظهرية.
  18. بعد اكتمال الضمادة ، ضع الفأر في قفص معقم منفصل وراقبه حتى يتعافى تماما من التخدير.
  19. كرر الإجراء مع جميع الفئران ، بغض النظر عن المجموعة التجريبية. دع الشق يشفى خلال الأيام الأربعة القادمة قبل الخطوة التالية.

3. وضع جهاز التحميل الميكانيكي الحيوي HTS (POD 4)

ملاحظة: قم بتنظيف وتعقيم أجهزة HTS وعدة مجموعات من الأدوات الجراحية قبل الجراحة (على سبيل المثال ، مقص التشريح ، والمشرط ، ملقط Adson ، وسائق الإبرة ، ودباسة الجلد ، ودبابيس الجلد). تحضير خيوط معقمة 5-0 للاستخدام. [اختياري] إذا كان مستخرج الدخان على الطاولة متاحا ، فضع المخروط بالقرب من مساحة العمل وقم بتشغيل الشفط.

  1. جهز منطقة الجراحة كما هو موضح في الخطوتين 2.1 و 2.2.
  2. قم بتخدير الفأر وتوفير التسكين باتباع الخطوات 2.11-2.13.
  3. استخدم الملقط أو محرك الإبرة لفصل الضمادة عن بطن الماوس عن طريق تحريك الأداة من جانب إلى آخر مقابل الجانب البطني. اترك الأداة بين الغلاف والجلد لرفع الضمادة عن الجلد ، استخدم المقص لقطع الضمادة.
    ملاحظة: احرص على عدم قطع جلد الفأر أو تمزيق الضمادة أو إزعاج شق الشفاء.
  4. نظف الظهر بمسحة كحولية. افحص الشق بحثا عن تشوه الجرح أو علامات العدوى.
  5. تأكد من عدم تمديد/توسيع جهاز HTS وأنه في أكثر أشكاله تخفضا، كما هو موضح في الشكل 1 ب. قم بتغطية ذراعي الجهاز برفق بالغراء الطبي.
  6. بيد واحدة ، اجعل الجلد الموجود على ظهر الفأر مشدودا قليلا في الاتجاه العرضي. من ناحية أخرى ، ضع جهاز HTS على ظهر الماوس بحيث يكون الشق على مسافة متساوية من كل ذراع من ذراع جهاز HTS ، وبالتالي توسيط الجهاز فوق الشق. تأكد من أن الجلد بين ذراعي جهاز HTS مشدود بشكل موحد. أمسك الجهاز في مكانه حتى يجف الغراء (~ 30 ثانية) ، كما هو موضح في الشكل 2 أ.
    ملاحظة: من المهم الحفاظ على شد الجلد بشكل موحد لضمان وضع كميات متساوية من التوتر على الشق باستخدام الجهاز. اترك الغرز سليمة أثناء هذه العملية لأن عملية وضع الجهاز تضيف توترا ميكانيكيا للجلد ، مما قد يعيد فتح شق الشفاء. تظل الغرز في مكانها حتى اليوم الأول من التمدد لضمان بقاء الجرح مغلقا.
  7. قم بتأمين أربع خيوط حول كل ذراع ومن خلال الجلد كما هو موضح في الشكل 2 ب. أثناء الخياطة ، تأكد من خروج الإبرة من الجلد باتجاه الشق.
    ملاحظة: يمكن أن يؤدي إدخال الإبرة من جانب شق الجهاز في بعض الأحيان إلى تمزق الشق بسبب القوة اللازمة لثقب الجلد.
  8. الآن ضع ثلاث دبابيس جلدية حول الذراعين ومن خلال الجلد ، وقم بتثبيت جهاز HTS على الجلد كما هو موضح في الشكل 2 ب.
  9. قم بتضميد الماوس باتباع الخطوتين 2.17 و 2.18.
  10. كرر الإجراء مع جميع الفئران ، بغض النظر عن المجموعة التجريبية.
    ملاحظة: تتلقى جميع الفئران نفس المستحضر. ومع ذلك ، يتم تعيينها بشكل عشوائي في كل مجموعة تجريبية (على سبيل المثال ، التحكم ، التمدد) لضمان توزيع غير متحيز للفئران في التصميم التجريبي. على وجه التحديد ، سيكون الجهاز متصلا بظهرها على كل من الفئران المتحكمة والتمدد. ستبقى أجهزة الفئران الضابطة كما هي ، بينما ستخضع الفئران الممتدة للخطوات التالية.

4. التمدد الأولي لجهاز التحميل الميكانيكي الحيوي HTS (POD 5)

ملاحظة: قم بتنظيف عدة مجموعات من الأدوات الجراحية وتعقيمها (على سبيل المثال ، مقص التشريح ، والمشرط ، ملقط Adson ، وسائق الإبرة) قبل الجراحة. [اختياري] إذا كان مستخرج الدخان على الطاولة متاحا ، فضع المخروط بالقرب من مساحة العمل وقم بتشغيل الشفط.

  1. قم بتعيين كل ماوس بشكل عشوائي عبر علامة الأذن إلى المجموعة المطلوبة. بالنسبة للفئران الضابطة ، ما عليك سوى إزالة الغرز الموجودة على الشق وتغيير ضمادات الجروح (الخطوات 1-6 ، ثم 8-9). إذا رغبت في ذلك ، قم بإزالة الجهاز في وقت التمدد والتقط صورة باستخدام أداة قياس للمقياس لتتبع حجم الندبة.
  2. قم بإعداد المنطقة الجراحية وتخدير الفأر وإزالة الضمادة عن طريق تنفيذ الخطوات 3.1-3.4.
    ملاحظة: احرص على عدم تمزيق الضمادة أو إزعاج شق الشفاء. إذا انفصل ذراع جهاز HTS عن الجلد، فقم بالغراء برفق إلى مكانه وأضف دبابيس أو خياطة جلدية حسب حجم الانفصال.
  3. قم بإزالة الغرز من الجرح بمقص تشريح أو أي طريقة أخرى من اختيارها.
  4. أدخل مفتاح جهاز HTS في الجهاز وأدر لتوسيع الجهاز حتى يصبح الجلد مشدودا ولكن ليس معرضا لخطر تمزق الجلد ، كما هو موضح في الشكل 2C.
    ملاحظة: قد يستغرق هذا الإلهاء الأولي حوالي 4-8 لفات كاملة من المفتاح لأن الجلد قد يكون فضفاضا بين ذراعي الجهاز.
  5. ضمادة الماوس عن طريق تنفيذ الخطوتين 2.17 و 2.18.

5. التمدد اللاحق لجهاز التحميل الميكانيكي الحيوي HTS (POD 7 ، 9 ، 11 ، 13 ، 15 ، 17)

ملاحظة: قم بتنظيف عدة مجموعات من الأدوات الجراحية وتعقيمها (على سبيل المثال ، مقص التشريح ، والمشرط ، ملقط Adson ، وسائق الإبرة) قبل الجراحة. [اختياري] إذا كان مستخرج الدخان الموجود على الطاولة متاحا ، فضع المخروط بالقرب من مساحة العمل وقم بتشغيل الشفط.

  1. بالنسبة للفئران الضابطة ، ما عليك سوى تغيير ضمادات الجروح (الخطوات من 1 إلى 5 ، ثم الخطوات 13-14). إذا رغبت في ذلك ، قم بإزالة الجهاز في وقت التمدد والتقط صورة للندبة باستخدام أداة قياس لتتبع حجم الندبة.
  2. جهز المنطقة الجراحية ، وقم بتخدير الفأر ، وقم بإزالة الضمادة باتباع الخطوات 3.1-3.4.
    ملاحظة: إذا انفصل ذراع جهاز HTS عن الجلد ، فقم بلصقه في مكانه وأضف دبابيس أو خياطة جلدية حسب حجم المفرزة.
  3. أدخل مفتاح جهاز HTS في الجهاز وقم بتدويره لتوسيع الجهاز حتى يصبح الجلد مشدودا ولكن ليس معرضا لخطر تمزق الجلد.
    ملاحظة: قد يستغرق هذا حوالي 4 لفات أو ~ 2 مم من الإلهاء الكلي. إذا وصل الجهاز إلى الحد الأقصى للتمديد ولا يمكن تمديده أكثر ، فقم بتنفيذ الخطوات 5.4-5.7 للإقلاع وإعادة توصيل جهاز جديد. خلاف ذلك ، قم بتضميد الماوس عن طريق تنفيذ الخطوتين 2.17 و 2.18.
  4. إذا وصل الجهاز إلى الحد الأقصى للتمديد ، فقم بإزالة الجهاز من ظهر الماوس عن طريق إزالة الدبابيس باستخدام مزيل دبابيس أو مقص عن طريق فتح شوكات الدبابيس. ثم قم بإزالة الغرز وإزالة الجهاز بعناية.
  5. نظف الجهاز بمشرط ومسحات كحولية ومناشف ورقية. انقع الجهاز في 70٪ من الإيثانول لمدة ~ 20 دقيقة للمساعدة في التنظيف. بعد ذلك ، استخدم المفتاح لتقليص الجهاز إلى أنحف صوره.
  6. أعد توصيل جهاز HTS باتباع الخطوات 3.5-3.8.
  7. قم بتضميد الماوس باتباع الخطوتين 2.17 و 2.18.

6. حصاد أنسجة HTS (POD 19)

ملاحظة: يمكن أن يتم حصاد الأنسجة في أي وقت من العملية. لقد حصدنا الأنسجة بعد 4 أيام فقط من التمدد لفحص النقاط الزمنية المبكرة. ومع ذلك ، يتم حصاد الأنسجة باستمرار في POD 19 (بعد أسبوعين من بدء الإجهاد). قم بتنظيف وتعقيم عدة مجموعات من الأدوات الجراحية (على سبيل المثال ، مقص التشريح ، المشرط ، ملقط Adson) قبل الجراحة. للحصول على صور للندبة بمرور الوقت ، يمكن إزالة الجهاز قبل كل خطوة تمدد لالتقاط صورة للندبة قبل إعادة تطبيق الجهاز وإعادة بدء الإجهاد الميكانيكي. [اختياري] إذا كان مستخرج الدخان على الطاولة متاحا ، فضع المخروط بالقرب من مساحة العمل وقم بتشغيل الشفط. قد يتم إيقاف تشغيل مستخرج الدخان الذي يوضع على الطاولة عند عدم استخدام غاز الأيزوفلوران.

  1. جهز المنطقة الجراحية ، وقم بتخدير الفأر ، وقم بإزالة الضمادة باتباع الخطوات 3.1-3.4.
  2. التضحية بالفأر عن طريق خلع عنق الرحم.
    ملاحظة: احرص على عدم شد الجلد وتمزق ظهر الفأر.
  3. استخدم مقص تشريح أو مزيل دبابيس الجلد لإزالة دبابيس الجلد. قطع الغرز. قم بإزالة جهاز HTS برفق ، مع الحرص على عدم تمزق الجلد.
  4. باستخدام مشرط أو مقص، قم بقص الجلد المحيط بندبة HTS. الحفاظ على الجلد للتحليل النسيجي بالطريقة المرغوبة.
    ملاحظة: إذا كان الجلد سيستخدم لتحليل النسخ أو البروتين (على سبيل المثال ، qPCR ، اللطخة الغربية ، تحليل الخلية الواحدة) ، فتأكد من استئصال النسيج الندبي HTS فقط لتقليل كمية الأنسجة السليمة المحيطة. سيضمن ذلك أن التحليل سوف يلتقط النسيج الندبي فقط.
  5. اكشط أجهزة HTS نظيفة بمشرط. ضع الأجهزة في دورق يحتوي على 70٪ من الإيثانول لتليين أي مادة لاصقة أو أنسجة متبقية.
    ملاحظة: بعد نقع 70٪ من الإيثانول ، قد تتطلب الأجهزة مزيدا من المسح والكشط والتنظيف قبل التعقيم.

7. قياس متوسط عرض الندبة

ملاحظة: تم تحقيق ذلك باستخدام برنامج تحليل الصور ImageJ ، وتم تسجيل المعلومات في جدول بيانات.

  1. افتح الصور في ImageJ. تتبع حواف الندبة باستخدام أداة المضلع . انقر فوق تحليل | قياس لقياس هذه المنطقة.
    ملاحظة: يمكن التعرف على الندبة من خلال تغير لونها ونقص بصيلات الشعر.
  2. قم بقياس طول الندبة من النهاية إلى النهاية باستخدام أداة المقطع . انقر فوق تحليل | قياس لقياس هذا الطول.
  3. قم بقياس طول 1 سم أو أي وحدة طول قياسية أخرى في الصورة باستخدام أداة المقطع . انقر فوق تحليل | قياس لقياس هذا الطول.
  4. باستخدام جدول البيانات ، خذ مساحة الندبة (بالبكسل ؛ بكسل) واقسمها على طول الندبة (طول البكسل). هذه النتيجة تعطي متوسط عرض الندبة بالبكسل.
  5. اقسم هذه النتيجة على وحدة الطول القياسية المقاسة (طول px). ستكون النتيجة متوسط عرض الندبة في وحدة وحدة الطول القياسية (على سبيل المثال ، سم) المستخدمة في التجربة.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لإثبات الاستخدام الفعال لبروتوكول HTS بوضوح وتحديد النتائج "الإيجابية" الناجحة ، تم إنشاء النموذج كما هو موضح في الشكل 3 أ. في الدراسة التمثيلية ، كانت هناك مجموعتان: عدم التحكم في التمدد (ن = 6) ومجموعة HTS التمدد الميكانيكي (ن = 6) حيث تم تحفيز مستويات شبيهة بالإنسان من الإجهاد الميكانيكي عبر الشق لتوليد HTS ، كما هو موضح في الشكل 3 ب ، ج. ضمن الخطة التجريبية الواردة في الشكل 3A-C ، تم التقاط تصوير إجمالي للندبة في PODs 5 و 9 و 15 و 19. تم تتبع الندوب باستخدام ImageJ وتحليلها لمتوسط عرض الندوب في نقاط زمنية مختلفة (الشكل 3D). تم رسم متوسط عرض الندبة مقابل الوقت وبين المجموعات في الشكل 3E. بعد تطبيق الإجهاد الميكانيكي في POD 5 ، حيث لم تكن الندوب مختلفة بشكل كبير بين التمدد والتحكم ، أظهرت مجموعة التمدد ندوبا أوسع بكثير من Control ، حيث وصلت إلى ذروة عرض تبلغ 0.99 مم عند POD 9 (p = 0.045). استمر عرض الندبة الأكبر بشكل ملحوظ مقارنة بالتحكم عند POD 15 (p = 0.043) و 19 (p = 0.045). يوصى بالتقاط التصوير الفوتوغرافي الإجمالي فقط في الأيام التي يحتاج فيها جهاز HTS إلى الإزالة (على سبيل المثال ، وصل جهاز HTS إلى أقصى حد من التوسع ويحتاج إلى إعادة توصيله أو أثناء الاستبعاد) لأن الجهاز يمنع التصوير الفوتوغرافي المناسب للندبة. في هذا البروتوكول ، تعطي تحليلات الصور وعرض الندبة عبر نقاط زمنية متعددة رؤية أوضح لتقدم جرح النموذج للقارئ.

يمكن إجراء تحليل أنسجة HTS بعدة طرق ، مثل تلطيخ IHC للعلامات الليفية ، وتلوين H & E و Trichrome لفحص مناطق الندبة النسيجية ، وتلوين picrosirius الأحمر لتقييم بنية الكولاجين للندوب ، وطرق أخرى لتحليل الجروح - وكلها استخدمها المختبرتاريخيا 6 ، 8،21،24،25،27،28 (الشكل 4). يوضح الشكل 4 السمات النسيجية لأنسجة HTS ، مثل الأنسجة الندبية المرتفعة (الشكل 4 أ) ، وفقدان الهياكل الملحقة وبصيلات الشعر (الشكل 4 ب) ، ومحاذاة ألياف الكولاجين في اتجاه التحميل الميكانيكي (الشكل 4 ج) ، وزهور الكولاجين (الشكل 4F). يوضح الشكل 4 أيضا التلوين الكيميائي المناعي لكثافة الخلايا البدينة والأوعية الدموية في فئران HTS ويقارنها بأنسجة HTS البشرية (الشكل 4D ، E ، G ، H). علاوة على ذلك ، يمكن إجراء تحليل ندبة HTS من خلال تحليل الخلية المفردة إذا تم حصاد الأنسجة وتحضيرها ونقلها إلى نواة المعلوماتية الحيوية مباشرة بعد الاستئصال.

figure-results-1
الشكل 1: تحضير جهاز HTS وظهر الفأر. (أ) عملية تعديل موسع حنكي مقاس 13 مم لإنشاء جهاز HTS ، (1) إظهار هيكل الموسع الأولي ، (2) ثني الذراعين 90 درجة لأعلى للذراعين العلويين ولأسفل للذراعين السفليين عندما يكون الجهاز مسطحا ، (3) نتيجة الانحناء الأولي ، حيث تكون الأذرع الآن متوازية تماما مع جسم الجهاز ، (4) ثني الذراعين لتشكيل الجهاز النهائي مع القياسات ؛ يجب ثني كل ذراعين بزاوية 90 درجة في الصفحة كما هو موضح في الجهاز النهائي (5). (ب) جهاز HTS المجمع بالكامل من زوايا مختلفة ، سواء كانت غير ممتدة أو ممتدة. (ج) الخطوات المتسلسلة لتحضير ظهر الفأر: (1) الحالة الأولية بالفراء ، (2) بعد الحلاقة ، و (3) بعد تطبيق معجون إزالة الشعر. (د) إجراءات إنشاء الشق الظهري: (1) وضع علامة على موقع الشق بمبدأ توجيهي بطول 2 سم ، (2) عمل شق ، (3) خياطة الجرح ، (4) وضع شاش Telfa ، و (5) تثبيته بضمادة لاصقة. (ه) التصوير الفوتوغرافي الإجمالي للشق (1) ، و (2) بعد خياطة الشق المغلق. الاختصار: HTS = تندب ضخامي. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-2
الشكل 2: وضع جهاز HTS وتمديده. (أ) رسم توضيحي للموضع الصحيح لجهاز HTS على ظهر الماوس ، مما يضمن المحاذاة المناسبة مع موقع الشق. تظهر الصورة اليسرى موضع الجهاز كما هو موضح من الوضع الخلفي. تظهر الصورة اليمنى موضع الجهاز الذي يتم عرضه بشكل جانبي. (ب) رسم توضيحي لمرفق جهاز HTS: (1) الوضع الأولي ، (2) موقع الغرز ، (3) موقع دبابيس الجلد. (ج) عرض توضيحي لتمديد جهاز HTS باستخدام مفتاح جهاز HTS المسمى: (1) تكوين البدء ، (2) تطبيق التوتر ، (3) الحالة الموسعة النهائية المصممة لتطبيق إجهاد ميكانيكي ثابت عبر شق الشفاء لتعزيز تكوين ندبة الضخامية ، 2 مم من التمدد المطبق. (د) التصوير الفوتوغرافي الإجمالي لتطبيق التوتر على جهاز HTS ، مع وضع علامة على مفتاح جهاز HTS. (ه) التصوير الفوتوغرافي الإجمالي للفأر الضمادات بالكامل. الاختصار: HTS = تندب ضخامي. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-3
الشكل 3: تطبيق الإجهاد الميكانيكي لتطوير الندوب. (أ) الجدول الزمني للإجراء التجريبي من إنشاء الشق (POD 0) إلى تطبيق الإجهاد الميكانيكي (POD 4) وخلال فترة التمدد (POD 5 إلى POD 19) ، وبلغت ذروتها في استخلاص الأنسجة (POD 19). (ب) رسم توضيحي للمجموعتين: لا يوجد تحكم في التمدد ومجموعات HTS للتمدد الميكانيكي. (ج) تخطيطي مقطعي يصور الفرق في استجابة الأنسجة بين مجموعات No Stretch Control و Stretch HTS. (د) صور إجمالية تمثيلية لندوب مجموعات عدم التحكم في التمدد والتمدد HTS في أيام ما بعد الجراحة (POD 5 و 9 و 15 و 19) ، مع تتبع الندوب الضخامية في خط أصفر منقط. (ه) التحليل الكمي لمتوسط عرض الندبة بمرور الوقت ، مما يدل على اختلافات كبيرة في تطور الندبة بين مجموعتي عدم التمدد والتمدد ، مع أشرطة الخطأ التي تمثل الانحراف المعياري. يتم تمييز الاختلافات الجوهرية بالعلامات النجمية (*). تم إجراء التحليل الإحصائي باستخدام تحليل التباين ثنائي الاتجاه (ANOVA). تم اعتبار قيم * p < 0.05 ذات دلالة إحصائية. الاختصارات: HTS = تندب ضخامي. POD = يوم ما بعد الجراحة. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-4
الشكل 4: أنسجة الندبة. تم حصاد أنسجة ندبة الفئران بعد أسبوعين من الإجهاد الميكانيكي في عملنا المنشورسابقا 9،26. (أ) تظهر الصورة الأكبر التصوير النسيجي H & E للمقطع العرضي للندبة ، بينما يظهر الجزء السفلي الأيمن التصوير النسيجي ثلاثي الألوان للمقطع العرضي للندبة ، مما يوضح كيفية رفع منطقة الندبة. (ب) تظهر الصورة الأكبر التصوير النسيجي H & E للمقطع العرضي للندبة ، بينما يظهر الجزء السفلي الأيمن التصوير النسيجي ثلاثي الألوان للمقطع العرضي للندبة ، مما يوضح كيف تظهر منطقة الندبة فقدان الهياكل اللاصقة وبصيلات الشعر. (ج) تظهر الصورة الأكبر تصويرا أحمر picrosirius للمقطع العرضي للندبة ، بينما يظهر الجزء السفلي الأيمن هو تصوير نسيجي ثلاثي الألوان للمقطع العرضي للندبة ، مما يظهر ألياف الكولاجين المحاذاة في اتجاه التحميل الميكانيكي. (د) تظهر الصورة الأكبر تصويرا للكيمياء الهيستولوجية المناعية CD117 في أنسجة HTS للفئران ، بينما يظهر الجزء السفلي الأيمن تصوير الكيمياء المناعية CD117 في الأنسجة البشرية ، مما يدل على كثافة الخلايا البدينة التي يمكن مقارنتها بأنسجة HTS البشرية. (ه) تظهر الصورة الأكبر تصويرا للكيمياء الهيستولوجية المناعية CD31 للأوعية الدموية في أنسجة HTS في الفئران ، بينما يتم تصوير الجزء السفلي الأيمن من الكيمياء المناعية CD117 في الأنسجة البشرية ، مما يدل على كثافة الخلايا البدينة التي يمكن مقارنتها بأنسجة HTS البشرية. (F) زهور الكولاجين ، التي تظهر في الندوب الضخامية البشرية الناضجة في الصورة في أسفل اليمين ، تظهر أيضا في ندوب الفئران المحملة بعد 24 أسبوعا في المنطقة المحاطة بدائرة في تصوير الفئران H& E. (ز) صور إجمالية تمثيلية لندوب مجموعة التحكم (شق + بدون تمديد) ، ومجموعة التحكم في التمدد (بدون شق + تمديد) ، ومجموعة HTS التمدد. (ح) يظهر الكيمياء النسيجية المناعية التي تقارن بين المجموعة الضابطة (شق + بدون تمديد) ومجموعة HTS التمددية. باستخدام صبغة مشتركة للعلامات الليفية pEPF و aSMA و YAP مع DAPI ، هناك زيادة في العلامات الليفية في مجموعة HTS. تم اقتباس A-F من Aarabi, S. et al.9. تم تكييف G ، H من Mascharak و S. et al. أعيد طبعها بإذن من FASEB26. الاختصارات: HTS = تندب ضخامي. H&E = الهيماتوكسيلين واليوزين. pEPF = الخلايا الليفية الإيجابية ؛ aSMA = أكتين العضلات الملساء ألفا. YAP = بروتين مرتبط بنعم ؛ DAPI = 4 '، 6-diamidino-2-phenylindole. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نموذج فأر HTS هو طريقة فعالة من حيث التكلفة وقابلة للتكرار بدرجة كبيرة لتحفيز HTS عبر النقل الميكانيكي وتطوير العلاجات المحتملة. في حين أن هناك منحنى تعليمي أولي لاستخدام النموذج بشكل فعال ، يمكن لأي باحث ، مع الممارسة ، تنفيذ البروتوكول دون تدريب جراحي. يسمح استخدام هذا النموذج للباحثين بفهم تكوين HTS بشكل أفضل ودور النقل الميكانيكي في التئام الجروح ، مما قد يؤدي إلى تحسينات ملموسة في العناية بجروح المريض. سيقلل العرض التوضيحي المصاحب لهذا البروتوكول بشكل مثالي من منحنى التعلم للباحثين ويسهل التنفيذ السلس لهذا النموذج في الدراسات المستقبلية. ومع ذلك ، هناك عدد من الخطوات الحاسمة في البروتوكول التي يمكن أن تستفيد من مزيد من الشرح لتعزيز الوضوح للمستخدمين.

التقدم ترتيبا زمنيا من بداية البروتوكول ، فإن الخطوة الرئيسية الأولى هي إغلاق الشق الجراحي في يوم ما بعد الجراحة 0 (POD 0). من الضروري إغلاق الشق تماما مع طبقات الجلد في وضع مثالي29. هذا للتأكد من أن الشق يلتئم بشكل صحيح ولن يفتح بمجرد وضع الجهاز وإحداث التوتر عبر الجرح. إذا فتح الجرح (تفكك) ، فلا ينبغي استخدام لمزيد من التجارب.

عند وضع جهاز HTS على POD 4 ، من الضروري ضمان كميات متساوية من التوتر عبر ظهر الماوس. مع الوضع المناسب للجهاز ، سيكون التوتر الذي يمارس موحدا على طول الشق بأكمله ، مما يخفف من مخاطر تطبيق القوة المتغيرة التي يمكن أن تؤدي إلى نتائج تجريبية دون المستوى الأمثل (تندب غير منتظم). إذا تم توصيل الجهاز بشكل غير صحيح ، فلن تتلقى أجزاء من الشق متوسط 2 مم من الإلهاء بالتساوي كل يومين للحث على HTS. يجب أن يؤدي توسيع الجهاز إلى القضاء على الارتخاء في الجلد وجعله مشدودا. في الوقت نفسه ، يجب توخي الحذر لتجنب التمدد المفرط للجهاز ، مما قد يتسبب في تفكك الجرح. إذا تم استخدام الأجهزة لعدة جولات من التجارب ، فقد يصبح الترس الدوار الذي يتم وضع المفتاح فيه لتوسيع الجهاز وتقلصه مفكوكا. إذا حدث هذا ، فيجب إنشاء جهاز جديد والتخلص من الجهاز القديم.

عندما يبدأ الإجهاد في POD 5 ، يجب البدء في إعطاء أي علاج مخصص للوقاية من الندبات. عادة ما يتم إعطاء العلاجات مثل المراهم الموضعية كل يومين عندما يبدأ الإجهاد عن طريق انتشاره على موقع الشق. يتم وضع الهلاميات المائية بالمثل فوق موقع الشق. يمكن حقن العلاجات الجهازية في مجرى الدم إما من خلال وريد الذيل أو في الحجاج.

ينصح بالحلاقة و / أو وضع معجون إزالة الشعر برفق على ظهر الماوس حول الندبة على POD 19 أو قبل تصوير الندبة. هذا يحسن الرؤية والتحليل اللاحق لحجم الندبة باستخدام ImageJ. بالإضافة إلى ذلك ، عند استخدام معجون إزالة الشعر ، أخطئ في جانب معجون أقل وفترات زمنية أقصر. يمكن أن يتسبب التعرض المفرط لظهر الفأر للمعجون في حدوث حروق كيميائية قد تتداخل مع عملية التئام الجروح. جلد الفأر أرق من جلد الإنسان وهو أكثر عرضة للحروق الكيميائية30.

نموذج ماوس HTS محدود بطبيعته لأنه لا يستخدم جلد الإنسان وبالتالي لا يمكنه تلخيص HTS البشري بالكامل. ومع ذلك ، فإن لديها عددا كبيرا من المزايا اللوجستية مقارنة بالنماذج الحيوانية الأخرى. يتم إجراؤه بشكل صحيح ، نموذج HTS الماوس هذا موثوق به وغير مكلف وسهل التنفيذ. بيولوجيا ، يتم تحفيز HTS من خلال الزيادات الفيزيائية في الإشارات الميكانيكية. تحفز نماذج أخرى من HTS في الأرانب HTS على الأذن أو الظهر باستخدام الإصابة الحرارية والكيميائية30،31،32. لا يشمل الجلد الموجود على الجانب البطني من أذن الأرنب العديد من الخلايا بخلاف خلايا الجلد أثناء الشفاء ، مثل الخلايا الغضروفية1،30. طريقة أخرى هي نموذج HTS للحروق على جلد الخنازير33 ، ولكنه قد يكون صعبا من الناحية اللوجستية من حيث التكلفة والمناولة. من المحتمل أن يكون نموذج الخنازير هو الأكثر تشابها في تلخيص HTS البشري. ومع ذلك ، فهي طريقة مكلفة لجمع النتائج الأولية. نموذج HTS النهائي هو تطعيم جلد HTS البشري المستأصل على الفئران ، ولكن هذا يمكن أن يؤدي إلى استجابة مناعية ولا يستكشف تكوين ندوب جديدة34.

الطرق المذكورة أعلاه لتحفيز HTS في النماذج الحيوانية لا تؤدي بشكل كاف إلى استجابة الشفاء الطبيعية للجسم بنفس الطريقة التي تتشكل بها ندبات HTS البشرية. في المقابل ، يستخدم نموذج HTS للفأر القائم على النقل الميكانيكي إجهادا ميكانيكيا لبدء التندب الضخامي ، مما يعكس عن كثب HTSالبشري 1،9،21. تعتمد هذه الطريقة على العملية الفسيولوجية لإشارات النقل الميكانيكي لالتقاط الميكانيكا الحيوية للأنسجة الأساسية ومحركات خلايا الخلايا وراء التليف. هذا النموذج هو الأمثل لدراسة الأهداف البيولوجية لتثبيط أو حتى تحفيز مسارات النقل الميكانيكي ، مما قد يؤدي إلى اكتشاف علاجات انتقالية جديدة.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين مصالح متضاربة أو تضارب آخر مرتبط بمحتويات هذه المقالة.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذا العمل من قبل مركز جوائز المشاريع الانتقالية متعددة التخصصات لتجديد أنسجة الأسنان والفم والقحف الوجهي والأعضاء بدعم من المعهد الوطني لأبحاث الأسنان والقحف الوجهي (U24 DE026914) (GCG) ومنحة البحوث الانتقالية لمؤسسة الجراحة التجميلية (837107) (KC).

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
100 مل PYREX Griffin beakerMilipore SignmaCLS1000100
Aesculap Exacta mini TrimmerAesculap
AutoClip SystemFine Surgical Instruments12020-00
BD مسحات كحول الأيزوبروبيل ماركةفيشر Scientific13-680-63
Buprenorphine SR (0.5 مجم / مل)Buprenex ، Indivior Inc.12496-0757-1
C57 / BL6 الإناث (6 – 8 أسابيع)مختبر جاكسون000664
شاش معقم Covidienفيشر Scientific2187
Covidien TelfaTM ضمادات غير ملتصقةفيشر ساينتفيك ، كوفيديان1961
مسطرة جراحية للأسنانDoWell Dental ProductsS1070
كريم مزيل الشعر (غسول مزيل الشعر ناير)Church & amp دوايت ، CVS339823
حل الإيثانول 70٪فيشر ساينتفيك64-17-5
Excelبرنامج Microsoft.com التعاون Microsoft 
ImageJImageJ ، برنامج Wayne Rasbandimagej.netالبرمجيات  
نظام التخدير بالاستنشاقVetEquip922130
مقص القزحية 4 ½ ؛ في. غير القابل للصدأMcKesson43-2-104
Isoflurane ، USPDechra المنتجات البيطرية17033-094-25
Kaka الصناعية MUB-1Kaka Industrial   ؛173207ضروري فقط إذا لم يكن هناك مساحة صانع أو متجر تصنيع متاح  
موسع ليون رابيد حنكية - 13 ممطب الأسنان من البحيرات العظمى125-004المفتاح اللازم لتوسيع وتقطيع الجهاز سيأتي مع هذا المنتج في الصندوق
ستارة طاردة للسائل 75 × 90 سم مع فتحة لاصقة 6 × 9 سمOmnia S.p.A.12.T4362
Medequip Depot Silk Black Braided Sutr 6-0 RxMedequip Depot D707N ،NCO835822
العلمي 5 بوصات مع فكوك مسننةMcKesson43-2-842
Prism 9GraphPad Holdings، LLCبرنامج graphpad.com  ؛
مرهم Puralube للعيونDechra ، NDC17033-211-38
R استوديو سطح المكتبRStudio PBCrstudio.com برنامج البرمجيات   ؛
قلم تحديد الجلد الجراحيMcKesson19-1451_BX
Tegaderm ، 3 MVWR56222-191ضمادة لاصقة رغوية   ؛
وسادة تسخين حرارية زقزقةK & H ، ملقط أنسجة أمازون
4 ¾ ؛ بوصة. غير القابل للصدأ 1 × 2 أسنانMckesson43-2-775
Vetbond (3 M)سانت بول ، مينيسوتا1469SB
تقنيات حامل إبرة فيشر

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mony, M. P., Harmon, K. A., Hess, R., Dorafshar, A. H., Shafikhani, S. H. An updated review of hypertrophic scarring. Cells. 12 (5), 678(2023).
  2. Limandjaja, G. C., Niessen, F. B., Scheper, R. J., Gibbs, S. Hypertrophic scars and keloids: Overview of the evidence and practical guide for differentiating between these abnormal scars. Exp Dermatol. 30 (1), 146-161 (2021).
  3. Cao, X., Sun, L., Luo, Z., Lin, X., Zhao, Y. Aquaculture derived hybrid skin patches for wound healing. Engineered Regeneration. 4 (1), 28-35 (2023).
  4. Ishise, H., et al. Hypertrophic scar contracture is mediated by the trpc3 mechanical force transducer via nfkb activation. Sci Rep. 5 (1), 11620(2015).
  5. Padmanabhan, J., et al. Allometrically scaling tissue forces drive pathological foreign-body responses to implants via rac2-activated myeloid cells. Nat Biomed Eng. 7 (11), 1419-1436 (2023).
  6. Kussie, H. C., et al. Avenanthramide and β-glucan therapeutics accelerate wound healing via distinct and nonoverlapping mechanisms. Adv Wound Care (New Rochelle). 13 (4), 155-166 (2024).
  7. Chen, K., et al. Disrupting biological sensors of force promotes tissue regeneration in large organisms. Nat Commun. 12 (1), 5256(2021).
  8. Chen, K., et al. Role of boundary conditions in determining cell alignment in response to stretch. Proc Natl Acad Sci USA. 115 (5), 986-991 (2018).
  9. Aarabi, S., et al. Mechanical load initiates hypertrophic scar formation through decreased cellular apoptosis. FASEB J. 21 (12), 3250-3261 (2007).
  10. Aarabi, S., Longaker, M. T., Gurtner, G. C. Hypertrophic scar formation following burns and trauma: New approaches to treatment. PLoS Med. 4 (9), e234(2007).
  11. He, J., et al. Mechanical stretch promotes hypertrophic scar formation through mechanically activated cation channel piezo1. Cell Death Dis. 12 (3), 226(2021).
  12. Weng, W., et al. Ellipsoidal porous patch with anisotropic cell inducing ability for inhibiting skin scar formation. Engineered Regeneration. 3 (3), 262-269 (2022).
  13. Lawrence, J. W., Mason, S. T., Schomer, K., Klein, M. B. Epidemiology and impact of scarring after burn injury: A systematic review of the literature. J Burn Care Res. 33 (1), 136-146 (2012).
  14. Ziolkowski, N., et al. Psychosocial and quality of life impact of scars in the surgical, traumatic and burn populations: A scoping review protocol. BMJ Open. 9 (6), e021289(2019).
  15. Gauglitz, G. G., Korting, H. C., Pavicic, T., Ruzicka, T., Jeschke, M. G. Hypertrophic scarring and keloids: Pathomechanisms and current and emerging treatment strategies. Mol Med. 17 (1-2), 113-125 (2011).
  16. Fu, X., et al. Oxygen atom-concentrating short fibrous sponge regulates cellular respiration for wound healing. Advanced Fiber Materials. 5 (5), (2023).
  17. Fu, X., et al. Living electrospun short fibrous sponge via engineered nanofat for wound healing. Advanced Fiber Materials. , (2022).
  18. Fomovsky, G. M., Holmes, J. W. Evolution of scar structure, mechanics, and ventricular function after myocardial infarction in the rat. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298 (1), H221-H228 (2010).
  19. Macintyre, L., Baird, M. Pressure garments for use in the treatment of hypertrophic scars--a review of the problems associated with their use. Burns. 32 (1), 10-15 (2006).
  20. Brissett, A. E., Sherris, D. A. Scar contractures, hypertrophic scars, and keloids. Facial Plast Surg. 17 (4), 263-272 (2001).
  21. Chen, K., et al. Disrupting mechanotransduction decreases fibrosis and contracture in split-thickness skin grafting. Sci Transl Med. 14 (645), eabj9152(2022).
  22. Ogawa, R., et al. Clinical applications of basic research that shows reducing skin tension could prevent and treat abnormal scarring: The importance of fascial/subcutaneous tensile reduction sutures and flap surgery for keloid and hypertrophic scar reconstruction. J Nippon Med Sch. 78 (2), 68-76 (2011).
  23. Chen, K., Henn, D., Gurtner, G. C. Holy grail of tissue regeneration: Size. Bioessays. 44 (9), e2200047(2022).
  24. Sivaraj, D., et al. Nitric oxide-releasing gel accelerates healing in a diabetic murine splinted excisional wound model. Front Med (Lausanne). 10, 1060758(2023).
  25. Chen, K., et al. Pullulan-collagen hydrogel wound dressing promotes dermal remodelling and wound healing compared to commercially available collagen dressings. Wound Repair Regen. 30 (3), 397-408 (2022).
  26. Mascharak, S., et al. Preventing engrailed-1 activation in fibroblasts yields wound regeneration without scarring. Science. 372 (6540), eaba2374(2021).
  27. Fischer, K. S., et al. Protocol for the splinted, human-like excisional wound model in mice. Bio Protoc. 13 (3), e4606(2023).
  28. Wang, P. H., Huang, B. S., Horng, H. C., Yeh, C. C., Chen, Y. J. Wound healing. J Chin Med Assoc. 81 (2), 94-101 (2018).
  29. Azmat, C. E. Martha Council. Wound closure techniques. Statpearls. , StatPearls Publishing LLC. Treasure Island (FL). (2024).
  30. Tunca, M., et al. Cryosurgery to remove perichondrium for the rabbit ear hypertrophic scar model: A simplified method. Acta Dermatovenerol Alp Pannonica Adriat. 28 (2), 57-59 (2019).
  31. Sun, Q., et al. The effects of timing of postoperative radiotherapy on hypertrophic scar in a rabbit model. Med Sci Monit. 26, e921263(2020).
  32. Zu, W., Jiang, B., Liu, H. Establishment of a long-term hypertrophic scar model by injection of anhydrous alcohol: A rabbit model. Int J Exp Pathol. 102 (2), 105-112 (2021).
  33. Molina, E. A., et al. Angiogenic gene characterization and vessel permeability of dermal microvascular endothelial cells isolated from burn hypertrophic scar. Sci Rep. 12 (1), 12222(2022).
  34. Li, Z., et al. A highly simulated scar model developed by grafting human thin split-thickness skin on back of nude mouse: The remodeling process, histological characteristics of scars. Biochem Biophys Res Commun. 526 (3), 744-750 (2020).

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة