مقالة منهجية

إنشاء نظام جديد لتروية الرئة خارج الجسم الحي لرئتي الفئران بعد موت الدورة الدموية

1.6K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/67168

⸱

أكتوبر 18, 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1China-Japan Friendship Institute of Clinical Medicine, 2Department of Thoracic Surgery, China-Japan Friendship Hospital, 3Department of Biochemistry and Molecular & Cellular Biology, Georgetown University School of Medicine

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

الهدف هو تطوير نموذج جديد لتروية الرئة خارج الجسم الحي (EVLP) في الفئران يمكنه الحفاظ على وظيفة الرئة المتسقة لمدة 4 ساعات طوال EVLP وتزويد الصناعة بتفاصيل التنفيذ التي ستوفر طريقة قوية لتطبيق EVLP على نماذج القوارض.

الملخص

< p class = "jove_content"> أثارت الندرة المتزايدة لرئتي المتبرعين للزرع اهتماما كبيرا باستخدام الأعضاء المشتراة من المتبرعين بعد الموت القلبي (DCD). ومع ذلك ، لا يزال هناك تحد حاسم يتمثل في زيادة عدد الرئتين القابلة للحياة التي تفي بمعايير صارمة للاستخدام السريري. يظهر نضح الرئة خارج الجسم الحي (EVLP) كتقنية واعدة لتقييم وظيفة الرئتين المتبرع بها وربما تحسينها. تصف هذه الورقة تطوير منصة تجريبية فعالة من حيث التكلفة وقابلة للتكرار للحيوانات الصغيرة مصممة خصيصا لأبحاث EVLP. توفر هذه المنصة درجة عالية من التخصيص ، مما يمكن الباحثين من تخصيص معايير تجريبية لمعالجة أسئلة بحثية محددة في مجال EVLP. أنشأ الفريق نموذجا للفئران لمحاكاة DCD ونفذ نهج الحفظ على مرحلتين. تعرضت الرئتان للتخزين البارد الثابت باستخدام محلول التعقيم عند 4 درجات مئوية لمدة 4 ساعات ، متبوعا ب EVLP الحراري لمدة 4 ساعات أخرى. قام الباحثون بتقييم العديد من معلمات وظائف الرئة ، بما في ذلك مقاومة الأوعية الدموية الرئوية ، والامتثال الديناميكي الرئوي ، وقياسات غازات الدم للنفيوم ، وموت الخلايا المبرمج في أنسجة الرئة. توضح الدراسة أن EVLP يمكن أن يحسن بشكل كبير الأداء الوظيفي لرئتي DCD مقارنة بالتخزين البارد البسيط عند 4 درجات مئوية ، مما يشير إلى أن EVLP لديه القدرة على التخفيف من إصابة نقص التروية وإعادة التروية وتعزيز وظيفة الكسب غير المشروع بعد موت الدورة الدموية ، وبالتالي زيادة مجموعة الرئتين القابلة للزرع.

المقدمة

< p class = "jove_content" > زرع الرئة (LTx) يظل العلاج النهائي الوحيد للمرضى الذين يعانون من مرض الرئة في المرحلة النهائية. يتوقف نجاح زراعة الرئة على توافر رئتين متبرعين عالية الجودة مع وظيفة مناسبة. ومع ذلك ، ظهرت قائمة انتظار متزايدة لعمليات زرع الرئة على مستوى العالم بسبب النقص الحاد في رئتي المتبرعين< فئة الدعم = "xref">1. يعاني العديد من المرضى المدرجين في قائمة الانتظار من تدهور في الصحة أو حتى الموت أثناء انتظار رئة متبرع مناسب خلال إطار زمني معقول< sup class = "xref">2. لذلك ، من الأهمية بمكان توسيع مجموعة الطعوم المحتملة لتلبية احتياجات المرضى المدرجين في قائمة انتظار الزرع. التبرع بعد الموت القلبي الدوراني (DCD) < sup class = "xref" >1،< sup class = "xref" >3 و ex vivo lung fil (EVLP) < sup class = "xref" >4،5 هما استراتيجيتان واعدتان لزيادة عدد الرئتين المتاحة للزرع. حاليا ، التبرع بعد موت الدماغ (DBD) < sup class = "xref" >6 هو المصدر الأساسي لعمليات زرع الرئة. ومع ذلك ، نظرا للنقص الحالي في الكسب غير المشروع ، فإن DCD يكتسب زخما. هذا التحول مدفوع بقيود ترقيع DBD ، حيث يمكن أن تؤدي التغيرات في تدفق الدم والتهوية الميكانيكية والعدوى والشفط إلى الإضرار بجودة الكسب غير المشروع. تؤثر جودة الكسب غير المشروع بشكل مباشر على نتائج المريض والبقاء على قيد الحياة على المدى الطويل بعد الزرع. أدت عملية تروية الرئة خارج الجسم الحي (EVLP) بشكل فعال إلى زيادة عدد عمليات زرع الرئة المتاحة عن طريق إعادة تقييم ترقيع الرئة من المتبرعين بعد الموت القلبي (DCD) ، مما أدى إلى نتائج مماثلة في كل من فئة < sup قصيرة وطويلة المدى = "xref" >7,8. كان الهدف من هذه الدراسة هو تطوير نظام نضح الرئة خارج الجسم في الفئران ذات الرئتين الميتة بشكل دوري وتقييم المتبرعين DCD بدقة. لتقليل احتمالية حدوث خلل وظيفي في الكسب غير المشروع الأولي (PGD) ، يمكن تقليل الضرر الذي يلحق بالمتبرعين ب DCD < sup class = "xref" >9 باستخدام التشخيص الجزيئي < فئة الدعم = "xref" >10 واستخدام علاجات مستهدفة متخصصة.

EVLP هي تقنية تكرر البيئة الطبيعية للرئتين خارج الجسم ، وتحافظ على درجة حرارة فسيولوجية طبيعية. يسمح بالمراقبة والتقييم المستمر للرئتين < sup class = "xref" > 11 ، < sup class = "xref" >12 ، ويطيل وقت حفظ عمليات الزرع < sup class = "xref" > 13 ، ويستخدم التروية الخارجية والتهوية والأدوية لتحسين جودة الرئتين الهامشية ، مما يجعلها مناسبة للزرع < فئة الدعم = "xref" >14. تم الإبلاغ عن أول استخدام ناجح لرئتي المتبرعين الهامشيين لزراعة الرئة باستخدام EVLP بواسطة Steen et al. في عام 200715. منذ ذلك الحين ، أصبح استخدام تقنية EVLP مدمجا تدريجيا في الممارسة السريرية< فئة الدعم = "xref">16,17. قام فريق تورنتو لاحقا بتكييف نهج EVLP باستخدام تهوية منخفضة الحجم ومعدلات تدفق منخفضة جنبا إلى جنب مع استراتيجية حماية الرئة المثالية لمضخة الطرد المركزي. نتج عن ذلك نضح ثابت لمدة 12 ساعة < فئة سوب = "XREF" >18.

EVLP يقدم العديد من الفوائد ، بما في ذلك تقليل مخاطر فشل الكسب غير المشروع الأولي ، وتقليل الوذمة الرئوية ، والتخفيف من الالتهابات المرتبطة بموت الدماغ ، وإعداد الجهاز المناعي للمتلقي للزرع ، ومنع التهابات الرئة ، والشفط ، والانسداد الرئوي ، وإصابة نقص التروية وإعادة التروية< فئة الدعم = "xref">14،19،20. في حين أن EVLP يوفر مزايا كبيرة ، إلا أن هناك حاجة إلى طرق محسنة لتحسين جودة الكسب غير المشروع.

حاليا ، لا يوجد إجماع على الإعدادات المحددة للتروية والتهوية في منصة EVLP للفئران. ابتكر Ohsumi et al.21 نموذجا جديدا لدراسة كيف يمكن لرئتي المتبرعين اللتين تعرضتا لفترات طويلة من وقت نقص التروية البارد (CIT) أن تحافظ على وظيفة الرئة أثناء عملية نضح الرئة خارج الجسم الحي (EVLP) وبعد الزرع. على الصعيد الدولي ، كانت هناك العديد من الجهود لإنشاء نماذج نضح الرئة للفئران خارج الجسم الحي (EVLP) < فئة الدعم = "xref" >22،< فئة الدعم = "xref" >23،24،25،26،27 من أجل تحقيق تروية أكثر موثوقية ودقة. لذلك ، من الضروري تطوير نظام EVLP للحيوانات الصغيرة فعال من حيث التكلفة وقابل للتكرار للغاية وخاضع للرقابة المشددة لتسهيل إجراء مزيد من البحث في هذا المجال. غالبا ما تكون أنظمة EVLP الحالية للحيوانات الصغيرة باهظة الثمن ولديها مرونة محدودة من حيث تعديل ظروف التشغيل لاحتياجات البحث المختلفة. تقترح هذه الورقة تصميم نظام EVLP فعال من حيث التكلفة وقابل للتكيف. علاوة على ذلك ، فإنه يقدم شرحا مفصلا للخطوات الفنية والجراحية المطلوبة لتنفيذه. استخدمنا نموذجا يستخدم الفئران المتوفاة في توقف الدورة الدموية لإثبات أن EVLP يحسن جودة رئتي DCD ، وبالتالي زيادة مجموعة المتبرعين بالرئة القابلين للحياة للزرع. نهدف إلى مشاركة تجربتنا الناجحة لمساعدة الباحثين الآخرين في إنشاء منصة EVLP متاحة بسهولة للحيوانات الصغيرة بعد الموت القلبي والدوري.

البروتوكول

< p class = "jove_content">كانت التجربة عبارة عن فئران ذكور SD تزن 250-400 جم. تم إيواء الفئران في ظل ظروف تجريبية قياسية عند 18-22 درجة مئوية مع دورة ضوء وظلام مضبوطة لمدة 12 ساعة وكان لديها حرية الوصول إلى الطعام والماء. وافقت لجنة رعاية واستخدامه في معهد البحوث السريرية لمستشفى الصداقة الصيني الياباني على التجارب على وأجرت وفقا للإرشادات. تم إجراء جميع العمليات الجراحية تحت التخدير العام. <فئة قوية = "xfig">يعرض الشكل 1 مخططا تخطيطيا وصورة فعلية لنظام EVLP كمرجع. تم تفصيل الطراز والطراز المحدد لجميع الأدوات والمعدات المستخدمة في جدول المواد

< p class = "jove_title" >1. بناء الجهاز

ملاحظة: يبدو أن البلاستيك المطبوع ثلاثي الأبعاد هو خيار واعد للجهاز. ومع ذلك ، بناء على خبرتنا المحدودة ، من الصعب تنظيم القوة أثناء ربط العقد بمواد بلاستيكية ؛ قد تتسبب القوة القليلة جدا في انزلاق الأنبوب ، ويمكن أن تسد القوة الزائدة الأنبوب البلاستيكي. تتجنب الأنابيب المعدنية الصلبة هذه المشكلات وهي متينة نسبيا ، لذلك يتم استخدامها هنا.

  1. قم بتوصيل الوحدة بالأنبوب البلاستيكي واستخدم حامل إطار حديدي ومنصة رفع قابلة للتعديل لوضع جميع الأجزاء على الارتفاع المناسب. أضف 150 مل من التروية إلى خزان تخزين السوائل ، وافتح المضخة التمعجية ، واضبط معدل التدفق على 20 مل / دقيقة لجعل التروية تملأ الأنبوب.
  2. 2.1طحن أخدود دائري للتنبيب الرغامي. تحضير خليط غاز يحتوي على 8٪ O2 و 6٪ CO2 و 86٪ N2 كغاز ناقص الأكسجين. تمرير غاز نقص الأكسجين إلى التروية عبر رئة الغشاء الاصطناعي. قم بتهوية بالأكسجين النقي لمدة 5 دقائق قبل قياس غازات الدم.
  3. اصنع الشريان الرئوي والقنيات الأذينية من أنابيب الفولاذ المقاوم للصدأ المجوفة 304 المنحنية لتناسب تشريح الفئران (<فئة قوية = "xfig">الشكل 2 أ). طحن أخدود دائري لتنبيب الشريان. اصنع ثقبا في الطرف البعيد لجدار القنية الأذينية وقم بتلميع الأخدود الحلقي على الجدار الخارجي (<فئة قوية = "xfig">الشكل 2C). ضع جهاز عادم قبل الأنبوب في أنبوب نضح الشريان الرئوي.
  4. قم بتوصيل صمام ثلاثي الاتجاهات بنظام الدوران الخارجي للحمام المائي وتنظيم درجة حرارة الخزان وحجرة الأعضاء وتعطير الشريان الرئوي. قم بتقليل طول أنبوب توصيل الحمام غير المائي والتحكم في خطأ درجة الحرارة في جميع نقاط الجهاز في نطاق ± 0.2 درجة مئوية. درجة الحرارة المطلوبة لتصميم الدراسة هي 37 درجة مئوية.
  5. املأ خط مراقبة الضغط بالمحلول الملحي واضبط جهاز مراقبة الضغط على نفس ارتفاع رئة المتبرع. افتح الصمام لتوصيل خط مراقبة الضغط بالشريان الرئوي وخط التروية الوريدية، وابدأ مجمع البيانات، واضبط الصفر. مراقبة ضغط التروية الشريانية وضغط العودة الوريدي في الوقت الفعلي.
< p class = "jove_title" >2. تخدير الفئران

  1. ارتد معدات الحماية الشخصية: أقنعة جراحية وقفازات وزرة يمكن التخلص منها قبل التعامل مع الفئران وأنسجة الفئران.
  2. قم بوزن الفئران وتسجيل أوزانها. املأ حقنة ب 1000 وحدة / كجم من الهيبارين وحقنها في وريد الذيل بإبرة.
  3. ضع الفئران في غرفة تحريض مغلقة وقم بتخديرها بغاز إيزوفلوران بنسبة 3٪. المشبك أصابع الفئران. إذا لم تكن هناك استجابة ، فهذا يشير إلى أن الفئران قد وصلت إلى عمق التخدير المطلوب. خلاف ذلك ، استمر في زيادة وقت التخدير. ضع مرهما معقما للعيون لمنع جفاف العين.
  4. تحضير خيوط متعددة (3-0 أو 4-0). انقل الفئران إلى طاولة العمليات ، وضعها في وضع ضعيف ، وثبتها بالخيوط ، وقم بتطهيرها برذاذ الكحول.
فئة

3. شراء الرئة من المتبرعين

  1. ضع رأس الجرذ في قناع التخدير وحافظ على التخدير عن طريق توصيل الهواء الذي يحتوي على 1.5٪ إيزوفلوران. المشبك أصابع الفئران. إذا لم تكن هناك استجابة ، فهذا يشير إلى أن الفئران قد وصلت إلى عمق التخدير المطلوب.
  2. قم بعمل شق طولي بطول 2-3 سم باستخدام مقص جراحي للقوارض على طول خط الوسط للرقبة أمام القصبة الهوائية ، وقطع الجلد ، وتشريح الأنسجة العضلية أمام القصبة الهوائية ، وفضح القصبة الهوائية بالكامل.
  3. حرر المساحة خلف القصبة الهوائية ، وقم بتمرير خياطة 3-0 من خلالها واربط عقدة فضفاضة لاستخدامها لاحقا. قم بعمل شق على شكل حرف V 0.5 سم باستخدام مقص جراحي للقوارض فوق العقدة في القصبة الهوائية ، وأدخل أنبوبا قصبيا (14G) في القصبة الهوائية ، وشد عقدة الخياطة ، وقم بتأمين أنبوب القصبة الهوائية (<فئة قوية = "xfig" >الشكل 3 أ).
  4. قم بتوصيل أنبوب القصبة الهوائية بجهاز التنفس الصناعي ، وقم بتشغيله ، وابدأ في تهوية الرئتين.
  5. مراقبة وتسجيل العلامات الحيوية بشكل متكرر لضمان التخدير والتغيرات في العلامات الحيوية حتى تأكيد الوفاة.
  6. ابدأ مناورات تجنيد الرئة ، وأعد تشغيل التهوية الميكانيكية في وضع التحكم بالضغط ، والتهوية لمدة 5 دقائق. استخدم المعلمات التالية: PEEP 3 cmH2O ، الإلهامي: نسبة الزفير (I: E) 1: 2 ، معدل التنفس 40 نفسا / دقيقة ، و FiO2 0.5.
  7. قم بتثبيت القصبة الهوائية واسمح للرئتين بالخضوع لساعة واحدة من الوقت الإقفاري الدافئ (WIT). بعد فترة WIT ، استخرج الرئتين كما هو موضح أدناه وقسمهما عشوائيا إلى ثلاث مجموعات: (1) حصاد الرئة المباشر ، (2) 4 ساعات من الحفاظ على الكهرباء الساكنة الباردة (CS) ، و (3) تقييم EVLP لمدة 4 ساعات.
  8. لحصاد الرئة المباشر ، قم بأخذ عينات من رئتي المتبرع التي تم الحصول عليها دون أي علاج لاختبارات مختلفة. لمدة 4 ساعات للحفاظ على الكهرباء الساكنة الباردة (CS) ، قم بتخزين رئتي المتبرع في حفظ ثابت بارد في الثلاجة عند 4 درجات مئوية لمدة 4 ساعات ثم أخذ عينة للكشف عنها. 4 ساعات تقييم EVLP. لتقييم EVLP لمدة 4 ساعات ، اتبع الخطوة 5.
  9. اضبط طاولة العمليات على وضع مائل بارتفاع الرأس بزاوية 45 درجة وقدم منخفضة.
  10. قم بإزالة الشعر باستخدام ماكينة حلاقة الشعر من منتصف صدر الفئران وبطنها ، وتطهيرها باليود 3x ، ولفها بمنشفة جراحية.
  11. قم بعمل شق طولي 6-7 سم على طول خط الوسط للبطن باستخدام مقص جراحي للقوارض ، وقطع الجلد ، وفتح جدار البطن إلى تجويف البطن ، وكشف أعضاء البطن. استخدم قطعة قطن لدفع الأمعاء برفق إلى الجانب الأيمن من تجويف البطن لكشف الوريد الأجوف السفلي خلفها.
  12. باستخدام حقنة ، قم بحقن محلول 1000 وحدة / كجم من الهيبارين في الوريد الأجوف السفلي. انتظر لمدة 5 دقائق لضمان الهيبارين الكافي للدم. يمنع الهيبارين تكوين التخثرات الدقيقة في الشريان الرئوي.
  13. قطع الوريد الأجوف السفلي للفأر بالمقص ، وإخراجه. ابدأ التهوية الميكانيكية للرئتين بإعدادات جهاز التنفس الصناعي الأولية بحجم مد وجزر يبلغ 3 مل / كجم ، وضغط نهاية الزفير الإيجابي (PEEP) 2 سم H2O ، ومعدل التنفس 60 نفسا / دقيقة ، ونسبة I: E 1: 2.
  14. استخدم الملقط لرفع عملية الخنجري ؛ قم بعمل شق طولي على طول القص من الأسفل إلى الأعلى. استخدم موزعة الأضلاع لكشف تجويف الصدر. قم بإزالة أنسجة الغدة الصعترية لكشف القلب والأوعية الدموية الرئيسية تحته.
    ملاحظة: رئتا الفئران هشة. تجنب لمسها أو لمس أعضاء البطن بالأدوات المعدنية. للحصول على رؤية أفضل ، ادفع الرئتين برفق جانبا باستخدام قطعة قطن.
  15. حرر الشريان الأورطي للفأر والمساحة خلف الشريان الرئوي ، وقم بتمرير خياطة 3-0 من خلاله ، واربط عقدة فضفاضة لاستخدامها لاحقا.
  16. قم بعمل شق على شكل حرف V مقاس 2-3 مم على السطح الأمامي لقناة تدفق البطين الأيمن ، وأدخل قنية الشريان الرئوي في الشريان الرئوي من خلال الشق ، وشد الخيط المربوط مسبقا لتأمين القنية (<فئة قوية = "xfig" > الشكل 3 ب).
  17. قم بقص طرف قلب الفئران ، وأدخل ملقطا مرقئا في البطين الأيسر ، وعطل الصمامات بين البطين الأيسر والأذين الأيسر ، وتأكد من أن مجرى التدفق الأذيني الأيسر خال.
  18. قم بتوصيل قنية الشريان الرئوي بدائرة التروية وقم بغسل الدم المتبقي بمعدل 0.6-1 مل / دقيقة باستخدام 15 مل من محلول منخفض البوتاسيوم. اشطفها حتى تتحول الرئتان إلى اللون الأبيض أو حتى يتحول سائل التروية الخارج من البطين الأيسر إلى اللون الأبيض.
  19. ضع خياطة خلف القلب وأطوق البطين ؛ أدخل قنية البطين الأيسر من خلال شق البطين الأيسر ؛ وشد الخيط المربوط مسبقا لتأمين القنية (<فئة قوية = "xfig" >الشكل 3C).
  20. اقطع القصبة الهوائية فوق أنبوب القصبة الهوائية ، وارفع القصبة الهوائية ، واستخدم المقص لفصل النسيج الضام خلف القصبة الهوائية لأسفل إلى مستوى الحجاب الحاجز.
  21. قطع الوريد الأجوف السفلي والشريان الرئوي الرئيسي فوق الحجاب الحاجز ؛ إزالة القلب والرئتين (<فئة قوية = "xfig" >الشكل 3D).
  22. للحفاظ على نفخ الرئتين ، قم بتثبيت الثلث السفلي من القصبة الهوائية على الفور في نهاية الاستنشاق ، واجمع القلب والرئتين ، وضعهما في محلول منخفض البوتاسيوم للحفاظ عليهما.
  23. ضع القلب والرئتين في الموضع المحدد لدائرة EVLP وقم بتوصيل قنية البطين الأيسر بدائرة التروية (<فئة قوية = "xfig">الشكل 4 أ).
< p class = "jove_title" >4. تهيئة نظام تروية الرئة خارج الجسم الحي

  1. قم بتجميع دائرة EVLP: قم بتوصيل الأنبوب ، وجهاز الأكسجين ، والخزان ، والمضخة التمعجية ، وغرفة الأعضاء.
  2. املأ دائرة EVLP ب 120 مل من محلول إصلاح نضح الرئة الذي يحتوي على 1000 وحدة من هيبارين الصوديوم ، و 50 مجم من سيفوبيرازون ، و 50 مجم من ميثيل بريدنيزولون قبل التروية. تخلص من أي فقاعات هواء في الأنبوب لاستخدام جهاز العادم في نهاية نضح الشريان الرئوي.
  3. اضبط الحمام المائي على درجة حرارة الغرفة وابدأ في تدوير الماء الدافئ لتسخين دائرة EVLP بأكملها.
  4. افتح برنامج الحصول على بيانات الكمبيوتر وقم بتوصيل مستشعر ضغط الشريان الرئوي ومستشعر وزن الرئة ومستشعر سرعة المضخة ومستشعر درجة الحرارة بدائرة EVLP والمسجل.
  5. املأ أنبوب مراقبة ضغط الدم بمحلول ملحي عادي ، واضبط ارتفاع الطاولة ليتناسب مع ارتفاع الرئة المرفقة ، وقم بتوصيل أنبوب مراقبة الضغط بالشريان الرئوي وأنبوب التروية الوريدية ، وافتح الصمام ، وابدأ مجمع البيانات ، وصفر النظام.
  6. افتح صمام الغاز الناقص للأكسجين ، وقم بتمرير غاز نقص الأكسجين عبر الرئة الغشائية لمدة 10 دقائق حتى يصل محلول التروية إلى حالة نقص الأكسجين المستقرة ، وأغلق صمام الغاز ، وأوقف المضخة التمعجية مؤقتا ، في انتظار وصول الرئة المانحة لتروية الرئة خارج الجسم الحي.
  7. قم بإعداد طاولة العمليات والأدوات الجراحية بالقرب من منصة EVLP للحيوانات الصغيرة وتعقيمها مسبقا بالتعقيم بالبخار عالي الضغط.
< p class = "jove_title" >5. نضح الرئة خارج الجسم الحي

  1. املأ مصيدة الفقاعات بكمية كافية من محلول التروية لمنع الفقاعات من دخول الرئتين (مما يسبب انسداد الهواء).
  2. ضع الوحدة القلبية الرئوية في حجرة العضو ، وقم بتوصيلها بجهاز EVLP ، وقم بتشغيل جهاز التنفس الصناعي والمضخة التمعجية ، وابدأ تروية EVLP (<فئة قوية = "xfig" >الشكل 4 ب).
  3. بدء التروية بنسبة 20٪ من معدل التدفق المستهدف ؛ زيادة معدل التدفق تدريجيا إلى معدل التدفق المستهدف في غضون ساعة واحدة ؛ حساب معدل التدفق المستهدف على أنه 20٪ من النتاج القلبي (75 مل / دقيقة / 250 جم من وزن المتبرع).
  4. اضبط المبادل الحراري على 40 درجة مئوية للحفاظ على درجة حرارة الرئة 37.5 درجة مئوية. في غضون 20 دقيقة ، ترتفع درجة حرارة محلول التروية من 25 درجة مئوية إلى 37 درجة مئوية.
  5. قم بإزالة المشبك الرغامي بعد 20 دقيقة من بدء التروية. ابدأ التهوية الميكانيكية بمعدل تنفس (RR) يبلغ 60 نبضة في الدقيقة ، وضغط الزفير النهائي الإيجابي (PEEP) 3 سم H2O ، وحجم المد والجزر الأولي (VT) يبلغ 4 مل / كجم ، ويصل إلى أقصى حجم للمد والجزر يبلغ 6 مل / كجم في غضون 10 دقائق.
  6. ابدأ تدفق غاز نقص الأكسجين (8٪ CO2 و 6٪ O2 و 86٪ N2) للحفاظ على محلول التروية PCO2 الذي يدخل الشريان الرئوي بين 35 و 45 مم زئبق في وقت واحد أثناء التهوية.
  7. مراقبة معدل تدفق محلول التروية ، والضغط الشرياني الوريدي ، وضغط ذروة مجرى الهواء ، ومعلمات وظائف الرئة باستمرار أثناء التروية.

النتائج

من الضروري تقييم عدد الخلايا المبرمج موتها (apoptotic cells) التي تم الكشف عنها بواسطة صبغ TUNEL، ومستويات المؤشرات الالتهابية (التي تم الكشف عنها في سائل التروية باستخدام مجموعة فحص QAH-INF-1)، والمظهر الفيزيائي العام (المصبوغ بالهيماتوكسيلين والإيوزين (H&E)) لرئات المتبرعين النابضة في جميع المجموعات، وذلك لتحديد مدى كفاءة تروية الرئة خارج الجسم (EVLP) في الحفاظ على رئات المتبرعين بعد الوفاة بعد التبرع (DCD). خضعت جميع رئات متبرعي DCD للتروية لمدة 4 h. وأظهرت معظم الرئات امتثالاً مستقراً، مع ملاحظة انخفاض تدريجي على مدار فترة الـ 4 h (الشكل 5B). ولم يتم العثور على فروق ذات دلالة إحصائية في المقاومة الوعائية ومستويات أكسجة الطعم الرئوي بين رئات متبرعي DCD (الشكل 5A، C). كما انخفضت مستويات الغلوكوز في سائل التروية بمرور الوقت، دون ملاحظة فروق ذات دلالة إحصائية بين الجرذان الفردية (الشكل 5D). وظلت مستويات الإلكتروليتات في سائل التروية متشابهة عبر المجموعات (الشكل 5E-F).

أُجري صبغ TUNEL باستخدام تقنية وسم النهايات القطعية بـ dUTP عن طريق إنزيم terminal deoxynucleotidyl transferase باستخدام طقم الكشف عن الموت الخلوي المبرمج، وفقًا لتعليمات الشركة المصنعة للكشف عن النوى المبرمج موتها. استُخدم صبغ TUNEL لتقدير كمية الموت الخلوي المبرمج (apoptosis) في الخلايا الظهارية السنخية في رئات المتبرعين بنظام DCD تحت ظروف حفظ مختلفة. وقد كشف التحليل التعمى لأعداد الخلايا التي تعرضت للموت المبرمج عن وجود عدد أكبر بكثير من الخلايا الإيجابية في مجموعة المتبرعين مقارنة بالمجموعات الأخرى. بالإضافة إلى ذلك، أظهرت مجموعة الحفظ البارد عددًا أكبر من الخلايا الإيجابية مقارنة برئات المتبرعين بنظام DCD التي خضعت للتروية بواسطة EVLP (الشكل 6). استُخدمت خمسة متغيرات مستقلة لتقييم المقاطع الباثولوجية المصبوغة بـ H&E وهي: 1) تدفق الخلايا الالتهابية في الحيز السنخي، 2) تسمك الحاجز السنخي، 3) النزيف داخل وخارج السنخ، 4) الوذمة داخل السنخ، و5) تكوين الغشاء الزجاجي. تم تقييم المتغيرات بمقياس من 0 إلى 4: 0 = سلبي، 1 = طفيف، 2 = متوسط، 3 = مرتفع، و4 = شديد. وأدى مجموع المتغيرات المقيمة إلى استخراج درجات إصابة الرئة الإجمالية. وكانت درجة إصابة الرئة أقل بكثير في مجموعة EVLP مقارنة بمجموعة الحفظ الساكن البارد ومجموعة الضبط (الشكل 7A). ويمكن ملاحظة تسمك الجدار السنخي والنزيف السنخي في مجموعة الحفظ الساكن البارد لمدة 4 h (الشكل 7B). بينما تم الحفاظ على البنية السنخية الطبيعية في مجموعة EVLP (الشكل 7C).

تجهيز المجازة القلبية الرئوية، أكسجة غشائية، مخطط تخطيطي، طريقة تجريبية.
الشكل 1: مخطط وصورة لدارة تروية الرئة ex vivo (EVLP) للحيوانات الصغيرة. تتطابق الحروف الموجودة في المخطط مع الحروف الموجودة في الصورة لوصف وظيفة كل مكون. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

مكونات نظام الكروماتوغرافيا؛ مخطط للموصلات المعدنية والوصلات وأجزاء الأنابيب.
الشكل 2: كانيولات مصنعة حسب الطلب. (A) كانيولا الشريان الرئوي. (B) كانيولا الرغامي. (C) كانيولا الأذين الأيسر. (D) مجموعة كانيولات تروية الرئة ex vivo للجرذان. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

مخطط للإجراء الجراحي للقوارض يوضح خطوات التشريح القلبي الوعائي وكشف الأعضاء.
الشكل 3: عزل رئة الجرذ. (أ) يتم وضع كانيولا الرغامي في موضعها وتثبيتها بغرزة من الحرير. (ب) يتم تركيب كانيولا في الشريان الرئوي وربطها بغرزة الحرير الموضوعة مسبقاً. (ج) يتم تثبيت كانيولا الأذين الأيسر بغرزة من الحرير. (د) يتم تشريح النسيج الضام بشكل غير حاد لإزالة كتلة القلب والرئة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

إعداد تجربة تروية الأعضاء؛ أ: وصلات الأنابيب، ب: العضو في غرفة الحفظ لأغراض البحث.
الشكل 4: إعداد تروية الرئة في الجرذ. (أ) وضع كتلة القلب والرئة في دائرة تروية الرئة ex vivo. (ب) رئة يتم تهويتها وترويتها بشكل صحيح ومتصلة بدائرة EVLP. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

رسوم بيانية للمعلمات الفسيولوجية بمرور الوقت: PaO2/FiO2، وCDyn، وPVR، والجلوكوز، والصوديوم، والبوتاسيوم.
الشكل 5: وظيفة الرئة خلال بروتوكول EVLP في الجرذان. (A-F) وظيفة الرئة وتحليل غازات الدم للرئات المانحة التي خضعت لعملية EVLP بعد التعرض لوقت نقص تروية دافئ (WIT) لمدة 1 h. (A) مؤشر الأكسجة الرئوية. (B) المطاوعة الديناميكية للرئة (Cdyn). (C) المقاومة الوعائية الرئوية (PVR). (D) مستوى الجلوكوز في سائل التروية بعد 4 h من عملية EVLP. (E) مستوى الصوديوم في سائل التروية بعد 4 h من عملية EVLP. (F) مستوى البوتاسيوم في سائل التروية بعد 4 h من عملية EVLP. تشير أشرطة الخطأ إلى الانحراف المعياري. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

مخطط مقايسة TUNEL مع صبغ DAPI، لمقارنة حالات DCD وDCD+COLD وDCD+EVLP.
الشكل 6صور تمثيلية لمقايسة TUNEL لحالات مختلفة. الخلايا الإيجابية لاختبار TUNEL: يوضح الفلورسنت الأخضر الخلايا الموتية، DAPI: يمثل الفلورسنت الأزرق النواة، الدمج: جميع الخلايا، بما في ذلك الخلايا التي تمر بموت خلوي مبرمج (apoptosis)؛ يشير DCD إلى مجموعة الحصاد الرئوي المباشر. يشير DCD+COLD إلى مجموعة الحفظ الساكن البارد لمدة 4 ساعات. يشير DCD+EVLP إلى مجموعة الـ 4 ساعات من خارج الجسم الحي تروية الرئة خارج الجسم (EVLP). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

رسم بياني شريطي لدرجة إصابة الرئة وتحليل نسيجي لأنسجة الرئة، تصوير للنتائج التجريبية.
الشكل 7: درجة إصابة الرئة والنتائج النسيجية. (A) درجة إصابة الرئة في المجموعة الضابطة، ومجموعة SCS، ومجموعة EVLP (*, p <0.05). (B) مقاطع ممثلة مصبوغة بالهيماتوكسيلين والإيوزين (H&E) من متبرعين خضعوا للحفظ الساكن البارد (SCS). يشير السهم الأسود إلى تمزق ظهارة الشعيرات الرئوية، وتشير السهام الزرقاء إلى تسمك الجدران السنخية. (C) مقاطع ممثلة مصبوغة بـ H&E من متبرعين خضعوا لـ EVLP. يشير السهم الأحمر إلى ارتشاح الخلايا الالتهابية. (D) مقاطع ممثلة مصبوغة بـ H&E من متبرعين تم الحصاد منهم مباشرة (المجموعة الضابطة). تشير السهام السوداء إلى تمزق ونزيف في ظهارة الشعيرات الرئوية. تشير أشرطة الخطأ إلى الانحراف المعياري، وأجري تحليل الدلالة الإحصائية باستخدام تحليل التباين أحادي الاتجاه (ANOVA). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

المناقشة

تقدم هذه الدراسة تصميما فعالا من حيث التكلفة ومعياريا لمنصة EVLP للحيوانات الصغيرة والتحقق من فعالية هذه المنصة في نموذج فئران DCD. تشير النتائج إلى أن EVLP يمكن أن يحسن بشكل كبير جودة الرئتين من المتبرعين المتوفين ، وبالتالي توسيع مجموعة المتبرعين المحتملين لزراعة الرئة. لا تزال ندرة رئتي المتبرعين للزرع تمثل تحديا حاسما. ولمعالجة هذه المشكلة، بدأت بعض البلدان في تنفيذ برامج تنمية الدفاع عن التطوير28. يقدم هذا النهج استراتيجية قيمة لزيادة عدد ترقيع الأعضاء القابلة للحياة. والجدير بالذكر أن دراسات متعددة أظهرت أن معدلات البقاء على قيد الحياة على المدى الطويل بعد زراعة الكبد باستخدام أعضاء DCD يمكن مقارنتها بتلك التي تستخدم أعضاء من DBD29،30. ومع ذلك ، فإن استخدام الرئتين من المتبرعين ب DCD لا يزال محدودا بسبب الضرر الشديد الناجم عن نقص تروية لفترات طويلة31. ينطوي التقييم الفعال والاستخدام لموارد الرئة المحدودة التي تم الحصول عليها من المتبرعين ب DCD بإمكانيات هائلة للتخفيف من النقص في الرئتين القابلة للزرع. EVLP هي تقنية واعدة يمكنها تحسين جودة الرئتين وإطالة وقت حفظها قبل الزرع. للتحقق من فعالية EVLP مقارنة بالتخزين البارد عند 4 درجات مئوية ، استخدمنا نموذج الفئران للموت في الدورة الدموية. نفترض أن تقنية التروية لدينا يمكن أن تخفف من الضرر الناجم عن إصابة نقص تروية التروية وتعزز وظائف الرئة بعد موت الدورة الدموية. تتوافق نتائجنا التجريبية مع النتائج الحديثة التي أبلغ عنها Wang et al.32 و Hasenauer et al.33.

يعد الحفاظ على درجة حرارة ثابتة في جميع أنحاء دائرة التروية أمرا بالغ الأهمية لوظيفة EVLP المثلى. ومع ذلك ، تفتقر العديد من أنظمة EVLP الحالية إلى آليات التحكم في درجة الحرارة الموثوقة والقابلة للتكيف. غالبا ما تتطلب أنظمة التبادل الحراري الفردية تعديلات تغير درجة الحرارة في مواقع محددة. يمكن أن يؤثر هذا التقلب في درجة الحرارة على تكوين سائل التروية ، ويعطل قياسات مؤشر الأكسجين ، وفي النهاية يضر بدقة النتائج التجريبية. من أجل التغلب على هذه الصعوبة ، تم إنشاء نظام EVLP وتزويده بثلاثة مبادلات حرارية منفصلة للحمام المائي تم وضعها في الخزان ومناطق نضح الشريان الرئوي وغرفة الأعضاء. بالإضافة إلى ذلك ، يستخدم النظام الحد الأدنى من الأنابيب لتقليل فقد الحرارة وضمان التحكم الدقيق في درجة الحرارة في نطاق 4-40 درجة مئوية. يسمح هذا التكوين بالتحكم في درجة الحرارة بدقة عالية ، حيث لا تنحرف درجات الحرارة المقاسة في كل قطعة دائرة عن ± 0.2 درجة مئوية عن نقطة الضبط. يلبي التصميم بشكل فعال متطلبات التحكم في درجة الحرارة الصارمة لتجارب EVLP.

النماذج الحيوانية الصغيرة ، بسبب أعضائها الأصغر ، معرضة بشكل خاص للوذمة الرئوية وانخماص الرئة34. تعيق هذه المضاعفات بشكل كبير إجراء تجارب التروية الطويلة. لمواجهة هذا التحدي وضمان الحماية المثلى للرئة أثناء التروية ، اعتمدنا نهج تورنتو ، المعيار الذهبي الحالي في الممارسة السريرية. تتضمن هذه الطريقة زيادة تدريجية في كل من معدل تدفق البرفيوزات والتهوية خلال إطار زمني محدد35. بدأ التروية عند 10٪ من معدل التدفق المستهدف (20٪ من النتاج القلبي = 75 مل / دقيقة / 250 جم من وزن المتبرع) وزاد تدريجيا على مدار ساعة واحدة. وبالمثل ، بدأت التهوية بمعدل منخفض (4 مل / كجم) ، وزاد حجم المد والجزر تدريجيا إلى 6 مل / كجم كحد أقصى على مدى 10 دقائق. يسلط البحث الضوء أيضا على فوائد إضافة ألبومين مصل البقر (BSA) إلى البرفوسات. مكملات BSA ترفع الضغط الاسموزي الغرواني, وبالتالي الحد من وذمة الأنسجة36. في EVLP للحيوانات الصغيرة ، يوجد تكوينان أساسيان للتروية بناء على القنية الأذينية: الحلقة المغلقة والحلقة المفتوحة. تحافظ أنظمة الحلقة المغلقة على ضغط ثابت ومنخفض داخل الأذينين ، وتحاكي الظروف الفسيولوجية وتسهل قياسات غازات الدم الدقيقة. أظهرت دراسة أجراها Linacr et al. أن الحفاظ على ضغط أذيني معين أثناء التروية يمكن أن يحسن وظائف الرئة ويقلل من الوذمة34. ومع ذلك ، يمكن أن تحدث ارتفاعات الضغط إذا كانت العضلة الأذينية تعيق الدائرة. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن أن يؤدي ربط الأذين ووجود فقاعات الهواء إلى الإضرار بالنتائج التجريبية بسبب تلف ألياف عضلة القلب المحتمل وقراءات الضغط غير المتسقة7. للتغلب على هذه القيود وتحقيق نضح فعال في حلقة مغلقة ، تم صنع قنية أذينية مصممة خصيصا. تتميز هذه القنية بدعامة بارزة عند طرفها لمنع انسداد العضلات الأذينية. بالإضافة إلى ذلك ، تسهل الأخاديد الحلقية على طول جسم القنية وضع الرباط الآمن. علاوة على ذلك ، يشتمل النظام على مصائد الفقاعات وتقنيات ما قبل التروية للقضاء على انسداد الهواء والحفاظ على ضغط التروية الثابت.

تفضل منصات EVLP للحيوانات الصغيرة في البحث العلمي لفوائدها العديدة: ظروف الخاضعة للرقابة ، والفعالية من حيث التكلفة ، واستيعاب أحجام العينات الكبيرة ، وانخفاض استهلاك سوائل التروية. بالإضافة إلى ذلك ، فإن استخدام سلالة حيوانية صغيرة واحدة (على سبيل المثال ، الفئران في هذه الدراسة ، ولكن أيضا خنازير غينيا والأرانب24،35،36) يسمح بالتحكم الدقيق في كل من النظام الغذائي والإعدادات التجريبية. يتيح تعدد استخدامات النظام التكيف مع جميع هذه الأنواع عن طريق ضبط معلمات التنفس ومعدل تدفق التروية. توضح مقاطع الفيديو المصاحبة بالتفصيل نموذج وإجراءات EVLP ، مما يوفر للباحثين فهما شاملا. باتباع هذه البروتوكولات ، يمكن للباحثين تعزيز النجاح التجريبي ، وتقليل معاناة ، وتقليل الاستخدام العام للحيوانات.

في حين أن البحث قد أنشأ نظام EVLP ميسور التكلفة ومعياري وسهل الاستخدام للحيوانات الصغيرة يتجاوز الخيارات التجارية من حيث الاستقرار وجودة التروية وقابلية الضبط ، إلا أن إجراء مزيد من التحقيق ضروري لتحسين بروتوكولات EVLP ، بما في ذلك معلمات التروية والتهوية ، وتحديد الأدوية الأكثر فعالية لحماية الرئة. مكنت هذه التكنولوجيا سهلة الاستخدام والفعالة من إجراء اختبار ناجح على العديد من رئتي المانحين من خلال الاستفادة من البنية التحتية. تركز الجهود البحثية الحالية على استعادة الرئتين والحفاظ عليهما من المتبرعين.

الإفصاحات

يعلن المؤلفون عدم وجود مصالح متنافسة.

شكر وتقدير

تم دعم هذا العمل من قبل تمويل البحوث السريرية الوطنية رفيعة المستوى للمستشفى الوطني ومشروع نخبة المهنيين الطبيين لمستشفى الصداقة الصيني الياباني (أرقام المنحة [2022-NHLHCRF-LX-03-0303] و [ZRJY2021-GG07]).

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
3.0 مم أنابيب طبية معقمةZhifang Pump Industry Co.، LTD ، Hebei ، الصين3.0 ممفي الدورة الدموية ، بدلا من الأوعية الدموية
ألبومين مصل الأبقارSigma-Aldrich Trading Co.Ltd ، شنغهاي ، الصينBSAV-ROتعزيز الضغط التناضحي الغرواني للتروية
BP-100/102 محول ضغط الدم داخل الأوعيةالدموية iWorx Systems، Inc ، نيو هامبشاير ، الولايات المتحدة الأمريكيةBP-100/102سجلات ضغط الأوعية الدموية الرئوية في الفئران
CefazolinBeijing psaitong Biotechnology Co.، Ltd ، بكين ، الصينPHR1291المضاد للعدوى المضادة للبكتيريا
Dongguan Kewei Medical Instrument ، قوانغدونغ ، الصينلا توجد مواصفات نموذجاستبدال وظيفة رئة الفئران تبادل الغاز في الدم
F500 آلة التخدير العام للحيواناتالصغيرةBeijing Yi Zejia Technology Co.، LTD ، بكين ، الصينF500إدارة التخدير الغازي لتوفير
خليط الغاز التخدير (6٪ O2 ، 8٪ CO2 ، 86٪ N2)Oriental Medical Gas Co.، LTD ، بكين ، الصينلا توجد مواصفات نموذجالحفاظ على توازن حمض الدم والقاعدة ، يحاكي فسيولوجيا الأوعية الدموية الرئوية
مبادل حراريChanghong Precision Instrument Center ، Shenzhen ، ChinaDHC-05-Bالتحكم في درجة الحرارة في دائرة التروية
الهيبارينبكين psaitong التكنولوجيا الحيوية المحدودة ، بكين ، الصينH0200000مضاد للتخثر الدقيق
IsofluraneRWD Life Science Co. ، Ltd ، Shenzhen ، الصينR510-22الفئران المخدرة
غرفة العزلالمصنوعة يدويا من Shanghai Leighton Industrial Co.، LTD ، شنغهاي ، الصينلا توجد مواصفات نموذجتخزين رئتي الفئران
i-STAT 1 محلل سريري محمولنقطة رعاية أبوت ، إنك ، نيوجيرسي ، الولايات المتحدة الأمريكية300Gتحليل غازات الدم في التروية
iWorx RA-834 مسجلiWorx Systems، Inc ، نيو هامبشاير ، الولايات المتحدة الأمريكيةRA-834إشارة ضغط الأوعية الدموية الرئوية
مضخة تمعجية متعددة القنوات LabMateZhifang Pump Industry Co.، LTD ، Hebei ، ChinaLabMate2توفر الطاقة لعملية الدورة الدموية
PERFADEX PlusXVIVO Perfusion, جوتنبرغ, السويدNAخضعت الرئة من المتبرع بالفئران للغسل المسبق ؛ محلول منخفض البوتاسيوم 
قنية رئويةمصنوعة من الفولاذ المقاوم للصدأ304 الفولاذ المقاوم للصدأ / SUS3042.0 / 2.5 مم
قنية الوريد الرئويمصنوعة من الفولاذ المقاوم للصدأ304 الفولاذ المقاوم للصدأ / SUS3044.0mm
QAH-INF-1 مجموعة الفحصInnopsys ، Parcd'Activit & eacute ؛ s Activestre
R415 جهاز التنفس الصناعي للحيوانات الصغيرةRWD Life Science Co.، Ltd ، Shenzhen ، الصينR415تهوية خزان رئة الفئران
Shanghai Leighton Industrial Co.، LTD ، شنغهاي ، الصينسعة 1 لترتخزين التروية
SOLU-MEDROLBeijing psaitong Biotechnology Co.، Ltd ، بكين ، الصينM0639NA
مستشعر درجة الحرارة (TM-100)iWorx Systems، Inc ، نيو هامبشاير ، الولايات المتحدة الأمريكيةTM-100سجل درجة حرارة نضح الرئة
مزيل الأكسجين Beijing إخراج

المراجع

  1. Domínguez-Gil, B., et al. Expanding controlled donation after the circulatory determination of death: Statement from an international collaborative. Intensive Care Med. 47 (3), 265-281 (2021).
  2. Valapour, M., et al. Optn/srtr 2020 annual data report: Lung. Am J Transplant. 22 Suppl 2, 438-518 (2022).
  3. Holm, A. M., Courtwright, A., Olland, A., Zuckermann, A., Van Raemdonck, D. ISHLT position paper on thoracic organ transplantation in controlled donation after circulatory determination of death (cdcd). J Heart Lung Transplant. 41 (6), 671-677 (2022).
  4. Chiu, S., Mills, S. E. A., Bharat, A. Expanding the lung donor pool and improving outcomes: Ex vivo lung perfusion. JAMA Surg. 154 (12), 1151(2019).
  5. Nakajima, D., Date, H. Ex vivo lung perfusion in lung transplantation. Gen Thorac Cardiovasc Surg. 69 (4), 625-630 (2021).
  6. Furukawa, M., et al. Lung transplantation from donation after circulatory death, evolution, and current status in the United States. Clin Transplant. 37 (3), e14884(2023).
  7. Valenza, F., et al. Ex vivo lung perfusion to improve donor lung function and increase the number of organs available for transplantation. Transpl Int. 27 (6), 553-561 (2014).
  8. Divithotawela, C., et al. Long-term outcomes of lung transplant with ex vivo lung perfusion. JAMA Surg. 154 (12), 1143-1150 (2019).
  9. Egan, T. M., et al. Donation after circulatory death donors in lung transplantation. J Thorac Dis. 13 (11), 6536-6549 (2021).
  10. Kanou, T., et al. Cell-free DNA in human ex vivo lung perfusate as a potential biomarker to predict the risk of primary graft dysfunction in lung transplantation. J Thorac Cardiovasc Surg. 162 (2), 490-499.e492 (2021).
  11. Loor, G., et al. Portable normothermic ex vivo lung perfusion, ventilation, and functional assessment with the organ care system on donor lung use for transplantation from extended-criteria donors (expand): A single-arm, pivotal trial. Lancet Respir Med. 7 (11), 975-984 (2019).
  12. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. N Engl J Med. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  13. Yeung, J. C., et al. Outcomes after transplantation of lungs preserved for more than 12 h: A retrospective study. Lancet Respir Med. 5 (2), 119-124 (2017).
  14. Cypel, M., Keshavjee, S. The clinical potential of ex vivo lung perfusion. Expert Rev Respir Med. 6 (1), 27-35 (2012).
  15. Steen, S., et al. First human transplantation of a nonacceptable donor lung after reconditioning ex vivo. Ann Thorac Surg. 83 (6), 2191-2194 (2007).
  16. Lindstedt, S., et al. Comparative outcome of double lung transplantation using conventional donor lungs and non-acceptable donor lungs reconditioned ex vivo. Interact Cardiovasc Thorac Surg. 12 (2), 162-165 (2011).
  17. Wallinder, A., et al. Early results in transplantation of initially rejected donor lungs after ex vivo lung perfusion: A case-control study. Eur J Cardiothorac Surg. 45 (1), discussion 44-45 44-45 (2014).
  18. Cypel, M., et al. Technique for prolonged normothermic ex vivo lung perfusion. J Heart Lung Transplant. 27 (12), 1319-1325 (2008).
  19. Frank, J. A., et al. Physiological and biochemical markers of alveolar epithelial barrier dysfunction in perfused human lungs. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 293 (1), L52-L59 (2007).
  20. Inci, I., et al. Fibrinolytic treatment improves the quality of lungs retrieved from non-heart-beating donors. J Heart Lung Transplant. 26 (10), 1054-1060 (2007).
  21. Ohsumi, A., et al. A method for translational rat ex vivo lung perfusion experimentation. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 319 (1), L61-L70 (2020).
  22. Nelson, K., et al. Method of isolated ex vivo lung perfusion in a rat model: Lessons learned from developing a rat evlp program. J Vis Exp. (96), e52309(2015).
  23. Bassani, G. A., et al. Ex vivo lung perfusion in the rat: Detailed procedure and videos. PLoS One. 11 (12), e0167898(2016).
  24. Cleveland, W. J., et al. Design and implementation of a rat ex vivo lung perfusion model. J Vis Exp. (195), e64740(2023).
  25. Oliveira, P., Yamanashi, K., Wang, A., Cypel, M. Establishment of an ex vivo lung perfusion rat model for translational insights in lung transplantation. J Vis Exp. 10 (199), e65981(2023).
  26. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World J Exp Med. 4 (2), 7-15 (2014).
  27. Van Zanden, J. E., Leuvenink, H. G. D., Verschuuren, E. aM., Erasmus, M. E., Hottenrott, M. C. A translational rat model for ex vivo lung perfusion of pre-injured lungs after brain death. PLoS One. 16 (12), e0260705(2021).
  28. Choi, K., et al. Early national trends of lung allograft use during donation after circulatory death heart procurement in the United States. JTCVS Open. 16, 1020-1028 (2023).
  29. Krutsinger, D., et al. Lung transplantation from donation after cardiocirculatory death: A systematic review and meta-analysis. J Heart Lung Transplant. 34 (5), 675-684 (2015).
  30. Sabashnikov, A., et al. Long-term results after lung transplantation using organs from circulatory death donors: A propensity score-matched analysis. Eur J Cardiothorac Surg. 49 (1), 46-53 (2016).
  31. Zhao, J., et al. The low utilization rate of donor lungs in china: A single-center experience. Ann Transplant. 26, e931409(2021).
  32. Wang, W., Qian, J., Zhu, M., Wang, Y., Pan, Y. Normothermic ex vivo lung perfusion outperforms conventional cold preservation in a deceased rat lung. Ann Transl Med. 10 (2), 99(2022).
  33. Hasenauer, A., et al. Effects of cold or warm ischemia and ex-vivo lung perfusion on the release of damage associated molecular patterns and inflammatory cytokines in experimental lung transplantation. J Heart Lung Transplant. 40 (9), 905-916 (2021).
  34. Linacre, V., et al. Importance of left atrial pressure during ex vivo lung perfusion. J Heart Lung Transplant. 35 (6), 808-814 (2016).
  35. Pêgo-Fernandes, P. M., et al. Experimental model of isolated lung perfusion in rats: First brazilian experience using the il-2 isolated perfused rat or guinea pig lung system. Transplant Proc. 42 (2), 444-447 (2010).
  36. Pacheco-Baltazar, A., Arreola-Ramírez, J. L., Alquicira-Mireles, J., Segura-Medina, P. Isolated lung perfusion system in the rabbit model. J Vis Exp. (173), e62734(2021).

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

زراعة رئة الجرذنموذج الوفاة الدوريةحفظ الرئةالمقاومة الوعائية الرئويةالامتثال الديناميكيقياس غازات الدمإصابة نقص التروية وإعادة الترويةموت الخلايا المبرمجدائرة التروية
إنشاء نظام جديد لتروية الرئة خارج الجسم الحي لرئتي الفئران بعد موت الدورة الدموية
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.