يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

تقنية محسنة ومبسطة لإنتاج واستزراع شرائح الكبد المقطوعة بدقة

3.2K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/67202

⸱

نوفمبر 22, 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Great Ormond Street Institute of Child Health, University College London, 2Great Ormond Street Hospital for Children NHS Foundation Trust, 3National Institute of Health Research Great Ormond Street Biomedical Research Centre

في هذه المقالة

ملخص

بروتوكول لإنتاج واستزراع شرائح الكبد الدقيقة (PCLS) لدراسة كبد الفئران. تركز المقالة على الجوانب الرئيسية للبروتوكول ، والتي لا تتطلب سوى معدات مختبرية قياسية مع إمكانية الوصول إلى الاهتزاز وتسمح ببقاء PCLS لمدة 4 أيام على الأقل.

الملخص

يقدم هذا البروتوكول نظاما بسيطا لإنشاء واستزراع شرائح الكبد المقطوعة بدقة (PCLS). يحتوي PCLS على جميع الخلايا في بيئة سليمة ، وبالتالي فهو يشبه نموذجا صغيرا للعضو بأكمله. إنها تمكن من دراسة الأنسجة الحية مع تكرار أنماطها الظاهرية المعقدة. يسمح هذا البروتوكول بإعداد شرائح من كبد الفأر باستخدام اهتزاز ومعدات مختبرية قياسية. تفتقر بروتوكولات إنتاج وزراعة PCLS إلى التوحيد القياسي ويمكن أن تختلف بشكل كبير اعتمادا على الأنسجة ذات الاهتمام ونوع الاهتزاز المستخدم والحاجة إلى الأكسجين. قد يكون من الصعب تكاثرها في بعض المختبرات التي لا يمكنها الوصول إلا إلى مرافق الاهتزاز الأساسية ومرافق زراعة الأنسجة المشتركة. لقد وضعنا بروتوكولا يركز على أهمية بعض الخطوات الرئيسية ضمن البروتوكولات المتنوعة المتاحة بالفعل. لذلك ، يؤكد هذا البروتوكول على أهمية طريقة التضمين ، واتجاه القطع ، والنظام الديناميكي مقابل النظام الثابت ، وأهمية الحد الأدنى من حجم الثقافة. يمكن إنشاء هذا البروتوكول وإعادة إنتاجه بطريقة بسيطة في معظم المختبرات التي يمكنها الوصول إلى قطاعة الأنسجة الأساسية. مجتمعة واتباع هذا البروتوكول ، يمكن أن تظل PCLS على قيد الحياة لمدة لا تقل عن 4 أيام. PCLS هو نموذج بسيط واقتصادي وقابل للتكرار لدراسة الفحص الفيزيولوجي المرضي والعلاجي لأعضاء مثل الكبد.

المقدمة

شرائح الأنسجة المقطوعة بدقة (PCTS) هي أقسام رقيقة من الأعضاء. إنها تسمح بالحفاظ على بنية العضو ، وتكرار عضو صغير مع الحفاظ على الجانب ثلاثي الأبعاد للخلايا المجاورة والمصفوفة خارج الخلية. إنه نموذج جذاب نظرا لسهولة الوصول إليه ، وتوفير التكاليف ، وخصائصه الأقل كثافة في العمالة مع الحفاظ على بنية الأنسجة.

تملأ معاهدة التعاون بشأن البراءات الفجوة بين دراسات الخلايا في المختبر والبحوث الحيوانية في الجسم الحي ، وتتغلب على معظم عيوب كلا النموذجين. تم إنشاء PCTS من أعضاء مختلفة ، مثل الكبد1 ، والأمعاء2،3 ، والقولون2 ، والدماغ4،5 ، والرئة6،7،8 ، والكلى9،10 ، والطحال11،12 ، والقلب13،14 ولكن أيضا الأورام15،16. يمكن أن تنشأ أيضا من مختلفة ، مثل الفأر1 والجرذ17،18 ولكن أيضا الخنزير19 والنفايات الجراحية البشرية15،20،21. وعلى الرغم من أن معاهدة التعاون بشأن البراءات تتطلب استخدام، مما يعني ضمنا مسائل أخلاقية ذات صلة، فإن العضو من واحد يمكن أن يولد معاهدة التعاون بشأن البراءات متعددة، مما يقلل من عدد بما يتفق مع المبادئ التوجيهية NC3Rs (الاختزال والاستبدال والتنقيح)22 مع الحد من الاختلافات بين الأفراد.

سمح تطوير تقطيع الأنسجة المحسنة ، على سبيل المثال ، الاهتزازات23 ، بالانتقال من الشرائح المقطوعة يدويا التي تتميز بسماكة غير متجانسة ومعدل بقاء ضعيف إلى شرائح أرق قابلة للتكرار مع سلامة هيكلية محفوظة بشكل أفضل.

ومع ذلك، فإن بروتوكولات معاهدة التعاون بشأن البراءات، وبشكل أكثر تحديدا، إعداد شرائح الكبد المقطوعة بدقة (PCLS) وثقافتها تختلف اختلافا كبيرا في الأدبيات وتفتقر إلى التوحيد القياسي، لا سيما بالنسبة للمعلمات الأساسية مثل معدات التقطيع والمحتوى المتوسط وظروف الاستزراع. يمكن أن تختلف البروتوكولات أيضا بشكل ملحوظ اعتمادا على الأنسجة الأصلية. ستتطلب بعض البروتوكولات أكسجة المخزن المؤقت أو الثقافة مع بعض أنظمة المفاعلات الحيوية المعقدة24. عادة ما تركز بشكل فردي على جوانب تقنية مختلفة أو مصممة لأنسجة مختلفة ويمكن أن تكون مكلفة وأكثر صعوبة في التكاثر في المختبر العادي بطريقة فعالة من حيث التكلفة.

هنا ، يجمع هذا البروتوكول بعض النقاط الرئيسية مثل طريقة التضمين ، واتجاه القطع ، واستخدام الآبار25 ، ونظام الاستزراع الديناميكي26 ، وأهمية الحد الأدنى من حجم الثقافة. تم تحسين بعض هذه الخطوات سابقا بشكل مستقل أو في سياق مختلف ، مثل التليف27 أو استجابة الورم28. يؤكد هذا البروتوكول أيضا على أهمية التضمين باستخدام أنواع معينة من القطاعات واتجاه القطع ، وكلاهما معلمان يصعب إتقانه وغالبا ما يتم إهماله في الأدبيات. تولد هذه الطريقة البسيطة PCLS يتم الاحتفاظ بها في المزرعة لمدة لا تقل عن 4 أيام مع سهولة الإعداد واستخدام معدات المختبر القياسية مع إمكانية الوصول إلى قطاعة الأنسجة البدائية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تم شراء الفئران CD57Bl / 6J من النوع البري من مختبرات نهر تشارلز. كان للفئران حرية الوصول إلى الطعام والماء ، وتوجد في أقفاص جيدة التهوية بشكل فردي مع ظروف درجة حرارة ورطوبة يتم التحكم فيها وبدورة ضوئية مدتها 12 ساعة. تم التضحية بالحيوانات التي تبلغ أعمارها 3 أسابيع ، وتم حصاد الكبد على الفور دون نضح. تمت الموافقة على جميع الأعمال الحيوانية بعد المراجعة الأخلاقية المحلية من قبل مجلس رعاية والمراجعة الأخلاقية في كلية لندن الجامعية وتم إجراؤها بموجب ترخيص مشروع وزارة الداخلية PP9223137 ووفقا لقانون الإجراءات العلمية لوزارة الداخلية () (1986) وإرشادات ARRIVE. تم بذل جميع الجهود للحد من الضرر الذي يلحق بالحيوانات وفقا للممارسة المعتادة في وحدة الخدمات البيولوجية في كلية لندن الجامعية.

1. الإعداد للتجربة

  1. في اليوم السابق للحصاد ، قم بتنفيذ الخطوات التالية.
    1. قم بإعداد 1 لتر من عازلة Krebs-Henseleit (KREBS) عن طريق إذابة قارورة واحدة من مسحوق Krebs في 1 لتر من الماء المعقم. قم بتبريده إلى 4 درجات مئوية واحتفظ به على الثلج الرطب.
    2. تطهير الدرج بنسبة 70٪ من الإيثانول واشطفه باستخدام PBS معقم. احتفظ بالصينية ملفوفة بورق قصدير في الثلاجة طوال الليل للمساعدة في الحفاظ على بيئة باردة أثناء التقطيع.
    3. رش جميع الأجزاء الأخرى القابلة للإزالة بالإيثانول ، واشطفها باستخدام PBS معقم ، واتركها حتى تجف ، واحتفظ بها معقمة. قم بتعقيم الشفرات واحتفظ بها معقمة حتى الاستخدام.
    4. تحضير 4٪ وزن / حجم من الاغاروز منخفض الذوبان في ماء معقم. بمجرد إعادة تعليقه وذوانه ، قم بتخزين الاغاروز في الثلاجة على حرارة 4 درجات مئوية.
  2. في يوم الحصاد وقبل حصاد الكبد ، قم بتنفيذ الخطوات التالية.
    1. قم بإذابة 4٪ من الاغاروز منخفض الذوبان واحتفظ به في حمام مائي عند 37 درجة مئوية حتى الاستخدام. تأكد من أن الاغاروز قد برد إلى 37 درجة مئوية وأن جميع الفقاعات قد تبددت قبل الاستخدام.
    2. قم بإعداد ألواح الاستزراع بإضافة 2.6 مل و 1.5 مل و 0.7 مل لكل بئر على التوالي في 6 و 12 و 24 لوحا جيدا. أضف 8 ميكرومتر إدخالات مسامية لكل بئر. ضع الألواح في حاضنة رطبة مضبوطة على 37 درجة مئوية ، و 5٪ ثاني أكسيد الكربون2 ، و 21٪ O2 . سيساعد ذلك في ضبط الرقم الهيدروجيني أثناء تسخين الوسائط ، بحيث تكون جاهزة للثقافة.
    3. قم بزراعة الشرائح بإدخالات مسامية 8 ميكرومتر للسماح بالوصول إلى وجهي الشريحة. قم بإعداد الوسائط على النحو التالي: أضف إلى William's Medium E (WME) ، مكمل 2 ملي مولار L-glutamine ، 10٪ مصل بقري للجنين (FBS) ، 100 U / مل بنسلين ، و 100 ميكروغرام / مل ستربتومايسين ، 10 ميكروغرام / مل جنتامايسين ، 25 ملي مولار محلول D-Glucose و 15 ملي مولار محلول HEPES.

2. جمع الكبد والتحضير (15 دقيقة)

  1. تعقيم جميع الأدوات قبل الحصاد.
  2. تخدير الفأر وفقا للإجراءات المحلية لرعاية للأغراض العلمية باستخدام قناع الأيزوفلوران. قبل فتح تجويف البطن ، اضغط بين أصابع القدم للتأكد من تخدير بشكل صحيح. إذا كان من الممكن إزالة الكبد بسرعة ، فيمكن القتل الرحيم للفأر عن طريق اختناق ثاني أكسيد الكربون2 أو خلع عنق الرحم. نظرا لأن الإجراء هو إجراء نهائي ، فلا تستخدم مرهم العين لأن هذا لن يؤثر على.
  3. رش البطن بنسبة 70٪ من الإيثانول. اختياري: احلق الماوس لمنع التلوث بالشعر.
  4. افتح تجويف البطن بملقط ومقص معقم عن طريق قطع الجلد والصفاق من منتصف البطن. قم بتشريح الكبد برفق من الأعضاء أو الأوعية الأخرى وتجنب إتلاف الفصوص.
  5. قم بتخزين الكبد بالكامل على الفور في Krebs Buffer المثلج. قم بتنفيذ جميع الخطوات الإضافية على الجليد عند 4 درجات مئوية وانتقل إلى تحضير الكبد في أسرع وقت ممكن لمنع المزيد من موت الخلايا.

3. تضمين فصوص الكبد (25 دقيقة لكل فص كبد)

  1. انقل الكبد إلى طبق بتري على ثلج يحتوي على عازلة كريبس المثلجة ، مع التأكد من أن الكبد كله مغمور بالكامل.
  2. افصل كل فص على حدة باستخدام ملقط حاد وسكين حاد ومعقم لتجنب إتلاف الفصوص.
  3. اختر الفص الأول للتقسيم واحتفظ بالفصوص المتبقية في مخزن كريبس البارد حتى تصبح جاهزة للتضمين والتقطيع.
  4. قم بقص جميع الحواف للحصول على فص أكثر قابلية للإدارة مع حواف مستقيمة جاهزة للتضمين. سيساعد هذا أيضا في إزالة بعض كبسولة جليسون الليفية لتسهيل التقسيم بشكل أكبر. افعل ذلك مع الحفاظ على أسطح الكبد رطبة في عازلة كريبس المثلجة.
  5. ضع طبق بتري مقاس 3 سم (أو ما شابه) على الثلج الرطب واسكب فيه 4٪ من الاغاروز منخفض الذوبان (بالفعل في حمام مائي 37 درجة مئوية). حافظ جيدا على الجليد للسماح للأغروز بالتبريد في اتجاه تصاعدي مع منع الفص من الغرق في القاع وتضمينه بشكل موحد.
  6. اترك الاغاروز ليبرد أكثر لمدة 30 ثانية وضع الفص المشذب فيه. سوف يستقر الفص في منتصف كتلة الاغاروز. تتطلب عملية التضمين الممارسة والتحسين لتناسب كل حالة معملية وتجربة شخصية.
  7. ضع الفص المدمج ، الذي لا يزال على الثلج ، في الثلاجة لمدة 5 دقائق. يجب بعد ذلك ضبط الاغاروز بوضوح.
  8. قطع الجزء الخارجي من كتلة الاغاروز. قم بإزاحة كتلة الاغاروز من الطبق.
  9. قم بقص الاغاروز إلى حجم أكثر قابلية للإدارة ، مع التأكد من أن الجانب العلوي والجانب الملتصق بمنصة الاهتزاز موازيان للحافة العلوية للفص.
  10. ابدأ عملية التقطيع في أسرع وقت ممكن ولكن تأكد من حفظ كتلة الاغاروز في مخزن كريبس بارد وعلى الجليد.

4. إنتاج شرائح الكبد (40 دقيقة لكل فص)

  1. اضبط الاهتزاز للقطع بسمك 250 ميكرومتر ، بسرعة 5 وتردد 7 هرتز. هذه هي المعايير التوجيهية. اعتمادا على نوع الاهتزاز المستخدم، قد يتطلب ذلك تحسينا.
  2. رش مناطق الاهتزاز ومقاعد البدلاء بنسبة 70٪ من الإيثانول قبل القطع للحفاظ على البيئة معقمة قدر الإمكان.
  3. ضع الصينية على الاهتزاز واسكب الثلج حولها. ضع الشفرات على الاهتزاز بزاوية 10 درجات لأسفل وأقل أفقيا.
  4. املأ خزان الاهتزاز بمحلول كريبس المثلج. ضع طبقة رقيقة من غراء سيانواكريليت على المنصة.
  5. جفف حافة كتلة الاغاروز التي سيتم لصقها على المنصة باستخدام نسيج ماص معقم.
  6. ضع كتلة الاغاروز على المنصة القابلة للإزالة. ضع الفص في وضع مستقيم للسماح بقطعه بشكل عرضي. على الرغم من تقليل حجم الشرائح ، إلا أن هذا يسهل عملية القطع بشكل كبير عن طريق الحد من الضغط على الفص أثناء القطع.
  7. انتظر 1 دقيقة حتى يتم تثبيت الغراء وغمرها في الخزان والتأكد من تغطية كتلة الاغاروز بالكامل بمخزن Krebs.
  8. قم ببرمجة الاهتزاز للقطع عن طريق ضبط وضعيتي البدء والإيقاف. ابدأ في تقطيع الشرائح السميكة في البداية حتى يتم الوصول إلى فص الكبد.
  9. تخلص من الشريحة الأولى ، حيث قد لا يتم قطعها إلى السماكة المناسبة. لتجنب إتلاف الشرائح ، استخدم ملعقة لجمع شرائح الكبد بدلا من الملقط أو الفرش.
    ملاحظة: يمكن أيضا استخدام فرشاة صغيرة مطهرة بنسبة 70٪ من الإيثانول وشطفها ب PBS معقم لتوجيه الأنسجة برفق أثناء عملية القطع.
  10. كرر العملية حتى يتم الوصول إلى العدد المطلوب من الشرائح. قد يزيح الفص نفسه أحيانا من الاغاروز ، مما يمنع المزيد من الاستخدام. اجمع الشرائح في عازلة كريبس المثلجة حتى الزراعة.

5. حضانة شرائح الكبد

  1. انقل الشرائح باستخدام ملعقة إلى الآبار المحضرة التي تحتوي على الوسائط والإدخالات.
  2. ضع الألواح على شاكر مداري ، واضبط السرعة على 130 دورة في الدقيقة ، واحتضن باستخدام حاضنة زراعة الخلايا التقليدية مع 5٪ CO2 و 21٪ O2 عند 37 درجة مئوية. الحجم النهائي للاستزراع هو 2.6 مل و 1.5 مل و 0.7 مل لكل بئر في ألواح 6 و 12 و 24 بئرا على التوالي.
  3. ضع طبقا فارغا واحدا أسفل لوحة الثقافة التي تحتوي على الشرائح في المزرعة للسماح بتبديد أي حرارة زائدة تنشأ من منصة شاكر. قم بتغيير الوسيط كل 48 ساعة.

6. اختبار بقاء الخلية

  1. انقل الشرائح إلى صفيحة مكونة من 48 بئرا تحتوي على 400 ميكرولتر من وسائط ويليامز المتوسطة E الكاملة الدافئة مسبقا وأضف 80 ميكرولتر من MTS (3- (4،5-ثنائي ميثيل ثيازول -2-يل) -5- (3-كربوكسي ميثوكسي فينيل) -2- (4-سلفوفينيل) -2H-tetrazolium).
  2. بعد الحضانة لمدة ساعة واحدة عند 37 درجة مئوية ، 5٪ ثاني أكسيد الكربون2 على شاكر ، انقل 200 ميكرولتر من الوسائط إلى صفيحة 96 بئرا ، وقم بقياس الامتصاص عند 490 نانومتر باستخدام قارئ لوحة متعدد الآبار. استخدم الشرائح المتبقية على المقعد في PBS وفي درجة حرارة الغرفة لمدة 24 ساعة كعناصر تحكم سلبية.

7. تلطيخ الأنسجة

  1. قم بإزالة البارافينات وإعادة ترطيب الأقسام باستخدام الزيلين والإيثانول ، متبوعا بالماء منزوع الأيونات. تلطيخ الأقسام بمحلول الهيماتوكسيلين لمدة 3 دقائق.
  2. اشطفه بالماء منزوع الأيونات لمدة 5 دقائق. اغمس بسرعة 10 مرات في الإيثانول الحمضي (1 مل من حمض الهيدروكلوريك المركز و 400 مل من 70٪ إيثانول).
  3. اشطف 2x في الماء منزوع الأيونات وامسح الماء الزائد. اغمس الأقسام في Eosin لمدة 30 ثانية.
  4. يجفف إلى 95٪ إيثانول ، ثم 100٪ إيثانول لمدة 5 دقائق ، 3 مرات لكل منهما. اغمس الأقسام في الزيلين 3x لمدة 15 دقيقة لكل منهما. ضع أغطية على الشرائح.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

عند الحصاد ، يتم حذف نضح عن قصد لضمان المعالجة السريعة للعضو ومنع تلف الأعضاء. يتم استخراج الكبد بسرعة بعد الشق ووضعه على الفور في مخزن مؤقت واقي للأعضاء مثلج ، على سبيل المثال ، عازلة كريبس24،29. على الرغم من أن تقطيع أنسجة الكبد الطازجة دون التضمين قد تم وصفهسابقا 1 ، فإن تضمين الكبد في agarose30 منخفض الذوبان (الشكل 1) جنبا إلى جنب مع عازلة واقية للأعضاء سيمكن من ظروف القطع المثلى عل...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

نحن نثبت أنه يمكن تحقيق إنتاج وزراعة PCLS بسهولة مع ضمان عمر نصف لا يقل عن 4 أيام. يلخص هذا البروتوكول خمس خطوات حاسمة: طريقة التضمين إذا تم استخدام هذا النوع من الاهتزاز ، واتجاه القطع ، ونظام ديناميكي للثقافة ، والحد الأدنى من حجم الثقافة ، واستخدام الإدخالات.

تتوفر بروتوكولات إنتاج وثقافة PCLS بشكل شائع. ومع ذلك ، فهي تفتقر إلى التوحيد القياسي. قد يركزون على نقاط متشابهة ومحددة من البروتوكول ولكن قد يكون من الصعب تكرارها بطريقة بسيطة أو في معظم المختبرات ال...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

لا توجد مصالح متنافسة يجب الكشف عنها.

شكر وتقدير

يشكر المؤلفون ميرابيلا باندول وسامانثا ريتشاردز ولويز فيشر وريبيكا تاونز والموظفين من UCL Biological Services لمساعدتهم في تربية وصيانة مستعمرات. تم دعم هذا العمل بتمويل من زمالة العلماء السريريين لمجلس البحوث الطبية في المملكة المتحدة MR / T008024 / 1 (JB) ومركز أبحاث الطب الحيوي في مستشفى جريت أورموند ستريت (JB). الآراء المعبر عنها هي آراء المؤلف (المؤلفين) وليس بالضرورة آراء NHS أو NIHR.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
طبق بتري 3 سمأيمناسب لزراعة الخلايا
6 ، 12 ، 24 لوحة ثقافة البئرأيمناسبة لزراعة الخلايا
Cyanoacrylate الغراء الفائقأي
D-GlucoseGibcoA24940
EosinMerckHT110316
الإيثانولأي
مصل الأبقار الجنينيThermoFisher26400044
Gentamycin Gibco15750060
HematoxylinMerck51275
HEPESGibcoH0887
إدراج 8um ، ل 12 لوحة بئرStrastedt83.3931.800
إدراج 8um ، ل 24 لوحة بئرStrastedt83.3932.800
إدراج 8um ، ل 6 ألواح آبارStrastedt83.3930.800
KREBSMerckK3753
التدفق الصفحي Hepaتنقية الهواء
انخفاض ذوبان الاغاروز  ThermoFisher16520050
كاشف تيترازوليوم MTS Abcamab197010
قارئ لوحة متعدد الآبار  أي
أقراص PBSThermoFisherP4417
Penicillin / StreptomycinGibco15140-122
شفرة مشرطأي
ملقط جراحيأيمع طرف مربع مسطح   ؛
مقص جراحيأي
VibratomeLeicaVT1000 S
William ' s متوسط E مع GlutaMAX (WME)ThermoFisherW4125
غطاء

المراجع

  1. Pearen, M. A., et al. Murine precision-cut liver slices as an ex vivo model of liver biology. J Vis Exp. (157), e60992(2020).
  2. De Kanter, R., et al. Prediction of whole-body metabolic clearance of drugs through the combined use of slices from rat liver, lung, kidney, small intestine and colon. Xenobiotica. 34 (3), 229-241 (2004).
  3. van de Kerkhof, E. G., de Graaf, I. A., Ungell, A. L., Groothuis, G. M. Induction of metabolism and transport in human intestine: validation of precision-cut slices as a tool to study induction of drug metabolism in human intestine in vitro. Drug Metab Dispos. 36 (3), 604-613 (2008).
  4. Nogueira, G. O., Garcez, P. P., Bardy, C., Cunningham, M. O., Sebollela, A. Modeling the human brain with ex vivo slices and in vitro organoids for translational neuroscience. Front Neurosci. 16, 838594(2022).
  5. Ucar, B., Stefanova, N., Humpel, C. Spreading of aggregated alpha-Synuclein in sagittal organotypic mouse brain slices. Biomolecules. 12 (2), 163(2022).
  6. Liu, G., et al. Precision cut lung slices: an ex vivo model for assessing the impact of immunomodulatory therapeutics on lung immune responses. Arch Toxicol. 95 (8), 2871-2877 (2021).
  7. Klouda, T., Kim, H., Kim, J., Visner, G., Yuan, K. Precision cut lung slices as an efficient tool for ex vivo pulmonary vessel structure and contractility studies. J Vis Exp. (171), e62392(2021).
  8. Viana, F., O'Kane, C. M., Schroeder, G. N. Precision-cut lung slices: A powerful ex vivo model to investigate respiratory infectious diseases. Mol Microbiol. 117 (3), 578-588 (2022).
  9. De Kanter, R., et al. Drug-metabolizing activity of human and rat liver, lung, kidney and intestine slices. Xenobiotica. 32 (5), 349-362 (2002).
  10. Stribos, E. G. D., Seelen, M. A., van Goor, H., Olinga, P., Mutsaers, H. A. M. Murine precision-cut kidney slices as an ex vivo model to evaluate the role of transforming growth factor-beta1 signaling in the onset of renal fibrosis. Front Physiol. 8, 1026(2017).
  11. James, K., Skibinski, G., Hoffman, P. A comparison of the performance in vitro of precision cut tissue slices and suspensions of human spleen with special reference to immunoglobulin and cytokine production. Hum Antibodies Hybridomas. 7 (4), 138-150 (1996).
  12. Tatibana, M., Kita, K., Asai, T. Stimulation by 6-azauridine of carbamoyl phosphate synthesis for pyrimidine biosynthesis in mouse spleen slices. Eur J Biochem. 128 (2-3), 625-629 (1982).
  13. Camelliti, P., et al. Adult human heart slices are a multicellular system suitable for electrophysiological and pharmacological studies. J Mol Cell Cardiol. 51 (3), 390-398 (2011).
  14. Liu, Z., et al. Comparative analysis of adeno-associated virus serotypes for gene transfer in organotypic heart slices. J Transl Med. 18 (1), 437(2020).
  15. Zimmermann, M., et al. Human precision-cut liver tumor slices as a tumor patient-individual predictive test system for oncolytic measles vaccine viruses. Int J Oncol. 34 (5), 1247-1256 (2009).
  16. Philouze, P., et al. CD44, gamma-H2AX, and p-ATM expressions in short-term ex vivo culture of tumour slices predict the treatment response in patients with oral squamous cell carcinoma. Int J Mol Sci. 23 (2), 877(2022).
  17. Tigges, J., et al. Optimization of long-term cold storage of rat precision-cut lung slices with a tissue preservation solution. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 321 (6), L1023-L1035 (2021).
  18. Olinga, P., et al. Comparison of five incubation systems for rat liver slices using functional and viability parameters. J Pharmacol Toxicol Methods. 38 (2), 59-69 (1997).
  19. Ou, Q., et al. Physiological biomimetic culture system for pig and human heart slices. Circ Res. 125 (6), 628-642 (2019).
  20. Martin, C. Human lung slices: New uses for an old model. Am J Respir Cell Mol Biol. 65 (5), 471-472 (2021).
  21. Sewald, K., Danov, O. Infection of human precision-cut lung slices with the Influenza virus. Methods Mol Biol. 2506, 119-134 (2022).
  22. , Accessed 08/02/2023 https://www.nc3rs.org.uk (2023).
  23. Iulianella, A. Cutting thick sections using a vibratome. Cold Spring Harb Protoc. 2017 (6), (2017).
  24. Szalowska, E., et al. Effect of oxygen concentration and selected protocol factors on viability and gene expression of mouse liver slices. Toxicol In Vitro. 27 (5), 1513-1524 (2013).
  25. Kenerson, H. L., Sullivan, K. M., Labadie, K. P., Pillarisetty, V. G., Yeung, R. S. Protocol for tissue slice cultures from human solid tumors to study therapeutic response. STAR Protoc. 2 (2), 100574(2021).
  26. Paish, H. L., et al. A bioreactor technology for modeling fibrosis in human and rodent precision-cut liver slices. Hepatology. 70 (4), 1377-1391 (2019).
  27. Dewyse, L., et al. Improved precision-cut liver slice cultures for testing drug-induced liver fibrosis. Front Med (Lausanne). 9, 862185(2022).
  28. Jagatia, R., et al. Patient-derived precision cut tissue slices from primary liver cancer as a potential platform for preclinical drug testing. EBioMedicine. 97, 104826(2023).
  29. Koch, A., et al. Murine precision-cut liver slices (PCLS): a new tool for studying tumor microenvironments and cell signaling ex vivo. Cell Commun Signal. 12, 73(2014).
  30. Brugger, M., et al. High precision-cut liver slice model to study cell-autonomous antiviral defense of hepatocytes within their microenvironment. JHEP Rep. 4 (5), 100465(2022).
  31. Dewyse, L., Reynaert, H., van Grunsven, L. A. Best practices and progress in precision-cut liver slice cultures. Int J Mol Sci. 22 (13), 7137(2021).
  32. Lerche-Langrand, C., Toutain, H. J. Precision-cut liver slices: characteristics and use for in vitro pharmaco-toxicology. Toxicology. 153 (1-3), 221-253 (2000).
  33. van de Kerkhof, E. G., de Graaf, I. A., de Jager, M. H., Meijer, D. K., Groothuis, G. M. Characterization of rat small intestinal and colon precision-cut slices as an in vitro system for drug metabolism and induction studies. Drug Metab Dispos. 33 (11), 1613-1620 (2005).
  34. Perocheau, D., et al. Ex vivo precision-cut liver slices model disease phenotype and monitor therapeutic response for liver monogenic diseases. F1000Res. 12, 1580(2023).
  35. de Graaf, I. A., et al. Preparation and incubation of precision-cut liver and intestinal slices for application in drug metabolism and toxicity studies. Nat Protoc. 5 (9), 1540-1551 (2010).
  36. Bailey, K. E., et al. Embedding of precision-cut lung slices in engineered hydrogel biomaterials supports extended ex vivo culture. Am J Respir Cell Mol Biol. 62 (1), 14-22 (2020).
  37. Graaf, I. A., Groothuis, G. M., Olinga, P. Precision-cut tissue slices as a tool to predict metabolism of novel drugs. Expert Opin Drug Metab Toxicol. 3 (6), 879-898 (2007).
  38. Leeman, W. R., van de Gevel, I. A., Rutten, A. A. Cytotoxicity of retinoic acid, menadione and aflatoxin B(1) in rat liver slices using Netwell inserts as a new culture system. Toxicol In Vitro. 9 (3), 291-298 (1995).
  39. Schumacher, K., et al. Perfusion culture improves the maintenance of cultured liver tissue slices. Tissue Eng. 13 (1), 197-205 (2007).
  40. Jetten, M. J., et al. Interindividual variation in response to xenobiotic exposure established in precision-cut human liver slices. Toxicology. 323, 61-69 (2014).
  41. Duryee, M. J., et al. Precision-cut liver slices from diet-induced obese rats exposed to ethanol are susceptible to oxidative stress and increased fatty acid synthesis. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 306 (3), G208-G217 (2014).
  42. Starokozhko, V., et al. Maintenance of drug metabolism and transport functions in human precision-cut liver slices during prolonged incubation for 5 days. Arch Toxicol. 91 (5), 2079-2092 (2017).
  43. Vickers, A. E., et al. Organ slice viability extended for pathway characterization: an in vitro model to investigate fibrosis. Toxicol Sci. 82 (2), 534-544 (2004).
  44. Boess, F., et al. Gene expression in two hepatic cell lines, cultured primary hepatocytes, and liver slices compared to the in vivo liver gene expression in rats: possible implications for toxicogenomics use of in vitro systems. Toxicol Sci. 73 (2), 386-402 (2003).
  45. Zhang, W. Y., et al. Amelioration of insulin resistance by scopoletin in high-glucose-induced, insulin-resistant HepG2 cells. Horm Metab Res. 42 (13), 930-935 (2010).
  46. Smith, J. T., et al. Effect of slice thickness on liver lesion detection and characterisation by multidetector CT. J Med Imaging Radiat Oncol. 54 (3), 188-193 (2010).
  47. Drobner, C., Glockner, R., Muller, D. Optimal oxygen tension conditions for viability and functioning of precision-cut liver slices. Exp Toxicol Pathol. 52 (4), 335-338 (2000).
  48. Hart, N. A., et al. Oxygenation during hypothermic rat liver preservation: an in vitro slice study to demonstrate beneficial or toxic oxygenation effects. Liver Transpl. 11 (11), 1403-1411 (2005).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

زراعة شرائح الكبدالتقطيع بجهاز الفايبراتومطمر الأنسجةنموذج كبد الفأرشرائح نمطية عضويةنظام زراعة ديناميكيالطمر بالأجاروزمحلول كريبس-هينسليت المنظمهزاز مداري
تقنية محسنة ومبسطة لإنتاج واستزراع شرائح الكبد المقطوعة بدقة
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.