نقدم هنا بروتوكولا لبناء نظام عضو على رقاقة (OOC) مصمم لتقليد استئصال الالتهاب الرئوي. يبحث هذا النظام في العلاقة المحتملة بين ضعف السكري والمضاعفات بعد استئصال الالتهاب الرئوي.
مقالة منهجية
نمذجة الاستئصال البطاني السكري بعد استئصال الرئة في رقاقة سائلة ثلاثية الأبعاد - نهج لتصنيع نظام عضو على رقاقة قائم على الأوعية الدموية
في هذه المقالة
ملخص
الملخص
يلعب الجليكوكاليكس البطاني (GCX) ، وهو طبقة غنية بالكربوهيدرات تغطي السطح اللمعي للخلايا البطانية ، دورا محوريا في تنظيم الاستجابات الخلوية للمنبهات. وهي تتألف من بروتينات عبر الغشاء تعمل كمحولات ميكانيكية للاستجابات الخلوية. في حين أنه يحافظ بشكل طبيعي على هيكله واستقراره في ظل ظروف التتباب ، فإن التعرض لإجهاد القص العالي يمكن أن يتسبب في تلف له عواقب عديدة. تم استكشاف تأثيرات إجهاد القص العام على الخلايا البطانية ، ولكن مدى وتأثير إجهاد القص على أنظمة الأوعية الدموية ، وتحديدا بعد استئصال الالتهاب الرئوي ، لم تتم دراسته جيدا. للتحقيق في ذلك ، تم اتباع نهج شامل ، يتضمن إنشاء نموذج CAD للأوعية الدموية الرئوية قبل وبعد استئصال الالتهاب الرئوي. باستخدام محاكاة السوائل الحسابية ، تم تحديد المناطق الرئيسية لإجهاد القص المرتفع والضغط وتكرارها في نظام العضو على الرقاقة (OOC). تم زرع الخلايا البطانية للأوعية الدموية الدقيقة في الرئة البشرية (HLMVECs) على قالب على شكل الأقسام المختارة لتوصيف آثار إجهاد القص المرتفع في المختبر. بعد التجريب ، تم تلطيخ HLMVECs مناعيا لتقييم صحة GCX نوعيا في ظل الضغوط الطبيعية والمتزايدة الناجمة عن استئصال الرئة. يعزز دمج النمذجة الحسابية والتحليل التجريبي فهمنا لكيفية تأثير التغيرات في إجهاد القص على GCX ، وتوضيح آثارها على وظيفة الأوعية الدموية ومضاعفات ما بعد الجراحة.
المقدمة
استئصال الرئة هو تدخل جراحي جراحي عالي الخطورة يتم إجراؤه لاستخراج الرئة اليمنى أو اليسرى1. يستخدم هذا الإجراء عادة كخيار علاجي للعديد من الأمراض الشديدة مثل سرطان الرئة والسل الرئوي وإصابات الرئةالرضحية 2. في حين أن الإجراء يبشر بالخير ، إلا أنه يشكل مخاطر كبيرة ، تبرزها زيادة معدلات مضاعفات ما بعد الجراحة التي تتراوح من عدم انتظام ضربات القلب إلى الوذمات الرئوية1.
استئصال الرئة له تأثير عميق على ديناميكيات القلب والأوعية الدموية عن طريق توجيه النتاج القلبي بالكامل للقلب إلى الرئة المتبقية3. من المعروف أن إعادة توجيه تدفق الدم هذه تزيد من الضغط وضغوط القص داخل الأوعية الدموية الرئوية المتبقية4. مع هذه التغييرات الهائلة في أنماط تدفق الدم ، يلعب السكري البطاني (GCX) دورا محوريا في استشعار هذه التغييرات في أنماط تدفق الدم5.
GCX عبارة عن طبقة تشبه الهلام تنظم الأنشطة الكيميائية الحيوية استجابة للتغيرات في بيئتها6،7. لقد ثبت أن تعبيره يزداد مع التعرض المطول للتدفق المنتظم وينخفض مع التعرض للتدفق المضطرب مقارنة بالثقافة الساكنة8،9. يظهر GCX سمكا متغيرا يتراوح من 0.1-1 ميكرومتر عبر الأوعية الدموية بأكملها ويعمل كطبقة نقل ميكانيكية أساسية تغطي الخلايا البطانية للأوعية الدموية10. تتكون الشبكة من طبقة كثيفة من السكريات والدهون والبروتينات ، كما هو موضح في الشكل 1. ترتبط هذه السكريات بتكوين الجليكان ، والتي يمكن أن توجد إما بحرية في مجرى الدم أو مرتبطة بالبروتينات أو الدهون ، مما يؤدي إلى تكوين البروتيوغليكان أو البروتينات السكرية أو الجليكوليبيدات7،11. تتكون البروتيوغليكان من سلاسل الجليكوزامينوجليكان (GAG) ، والتي ترتبط بغشاء الخلية من خلال بروتينات البلازما أو المستقبلات. تشمل هذه GAGs كبريتات الهيباران (HS) وحمض الهيالورونيك (HA) وكبريتات شوندروتن (CS) وكبريتات ديرماتان وكبريتات الكيراتان12. كبريتات الهيپاران هي GAG السائدة ، وتشكل أكثر من 50٪ من إجمالي GAGs الموجودة في GCX. يمكن أن ترتبط هذه السلاسل الجانبية بالبروتينات الأساسية المدمجة ، والتي تشمل الجليبيكان (المثبتة بالجليكوزيل فوسفاتيديلينوسيتول) والسنديكانات (مع مجال يمتد على الغشاء) ، جنبا إلى جنب مع CD44 (مستقبل التصاق سطحي). تلعب المجمعات الموضحة أعلاه دورا مهما في تنظيم عوامل النمو ، والتفاعلات المضادة للالتهابات ، وتسهيل تمدد الأوعية الدموية ، والتحكم في نفاذية الأوعية الدموية13.
الشكل 1: مخطط مكون GCX. تخطيطي يمثل مكونات السكري البطاني. يعرض هذا التخطيطي الجليكوكاليكس القمي ، الموجود في تجويف الوعاء ، ويظهر البروتينات والبروتينات السكرية المرتبطة بالغشاء. تم الإنشاء باستخدام BioRender.com الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
على الرغم من أن العلاقة الدقيقة بين استئصال الالتهاب الرئوي وتلف GCX لم تتم دراستها جيدا ، إلا أن هناك علاقة معقولة بين أنماط تدفق الدم المتغيرة الناتجة عن استئصال الالتهاب الرئوي وسلامة GCX. من المعروف أن اضطراب تدفق الدم في الأوعية الدموية يلحق أضرارا ب GCX6. افترضنا أن زيادة التدفق المضطرب والتغيرات في إجهاد القص في الأوعية الدموية المتبقية بعد استئصال الالتهاب الرئوي قد تلحق الضرر ب GCX بمرور الوقت. قد يؤدي هذا التدهور المتسارع إلى تحفيز مضاعفات وأمراض ما بعد الجراحة ، وبالتالي زيادة المخاطر الكامنة في الصحة العامة للمريض13.
يهدف هذا البروتوكول إلى نمذجة الأوعية الدموية الرئوية بعد استئصال الالتهاب الرئوي ، باتباع الإجراء العام الموضح في الشكل 2. تم إجراء محاكاة السوائل على نموذج تصميم بمساعدة الكمبيوتر يكرر الأوعية الدموية الرئوية البشرية مع وبدون استئصال الرئوي. تم إنشاء نماذج استئصال الرئة من خلال تصميم الأوعية الدموية الرئوية ثلاثية الأبعاد في برنامج النمذجة ثلاثية الأبعاد ، بناء على الأبعاد المشتقة من الأشعة المقطعية وبيانات الأدبيات ، ثم تبسيطها بشكل أكبر لمحاكاة التدفق في برنامج ديناميكيات السوائل الحسابية (CFD). حددت عمليات المحاكاة مجالات اهتمام محددة ، تم اختيارها حسب المناطق التي زاد فيها إجهاد القص في نماذج استئصال الرئة عند مقارنتها بالضابطة. تم اختيار مجالات الاهتمام هذه لتكرارها لبناء نموذج في المختبر . استخدم النموذج في المختبر تصميم غرفة سوائل لمحاكاة أقسام متعددة من الأوعية الدموية بهندسة طبيعية واستئصال الرئة لمحاكاة الاختلاف في ظروف التدفق.
تمت زراعة الخلايا البطانية للأوعية الدموية الدقيقة في الرئة البشرية (HLMVECs) على ركائز بولي ديميثيل سيلوكسان (PDMS) المغلفة بالفيبرونيكتين ، على شكل تقليد منطقة تشعب محددة. تم إدخال وسائط زراعة الخلايا البطانية للأوعية الدموية الدقيقة من خلال النظام باستخدام مضخة تمعجية. أخيرا ، تم إصلاح الخلايا و GCX ، وملطخة مناعية بجسم مضاد ملطخ GCX ، وتم تصورها باستخدام مجهر الفلورسنت لتقييم حالتها بعد التعرض لتدفق السوائل. يمكن العثور على جدول زمني عام للبروتوكول في الجدول 1.
الشكل 2: تسلسل تطوير OOC. تسلسل تطوير نظام OOC جديد لدراسة آثار استئصال الرئة الرئوي (1) التصوير المقطعي المحوسب الناتج عن الأوعية الدموية الرئوية البشرية. (2) هندسة التصوير المقطعي المحوسب المستخدمة لتحديد المناطق ذات الأهمية لنموذج 3D CAD. (3) محاكاة تدفق السوائل لتحديد الأشكال الهندسية ذات الأهمية للنموذج في المختبر . (4) قالب PDMS على غرار يحتوي على مجالات اهتمام من نتائج المحاكاة (5) تم إدخال القالب في علبة الأكريليك لإصلاح القالب للتروية (6) إعداد غرفة التدفق المكتمل (7) تم نقل إعداد غرفة التدفق الكامل إلى الحاضنة (8) صور Brightfield والفلورسنت التي تم التقاطها بعد التعرض لإجهاد القص. تم إنشاؤه باستخدام BioRender.com الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الجدول 1: الجدول الزمني العام للبروتوكول. التسلسل العام لتنفيذ الخطوات داخل البروتوكول بمتوسط المدة (ح) لكل خطوة. الرجاء النقر هنا لتنزيل هذا الجدول.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
البروتوكول
استخدمت هذه الدراسة بيانات التصوير المقطعي المحوسب (CT) من الأدبيات السابقة14 التي تم جمعها وفقا للمعايير الأخلاقية المؤسسية والفيدرالية. جميع بيانات التصوير التي تمت الإشارة إليها حصلت على موافقة مستنيرة من المشاركين، بعد موافقة مجلس المراجعة المؤسسية (IRB) لضمان حماية حقوق المشاركين وخصوصيتهم.
1. نمذجة الأوعية الدموية الرئوية في برنامج CAD
- البحث عن الهندسة الفسيولوجية للأوعية الأولية المراد نمذجتها.
- استخدم صور المريض بالتصوير المقطعي المحوسب للأوعية المراد نمذجتها لاختيار أشكال هندسية محددة لتكرارها ، كما هو موضح في الشكل 2.
ملاحظة: بالنسبة لهذا البروتوكول ، تم استخدام فحوصات التصوير المقطعي المحوسب للرئة من الأدبيات السابقة14. يسمح هذا البروتوكول أيضا باستخدام أي بيانات فحص بالأشعة المقطعية لإنشاء نماذج في المختبر .- افتح عارض DICOM واستورد صور التصوير المقطعي المحوسب. تنقل عبر الشرائح لتحديد الأوعية ذات الأهمية. احفظ الصور ذات الصلة لمزيد من التحليل.
ملاحظة: كان الوعاء الذي تم تكراره لهذا البروتوكول هو الأوعية الدموية الرئوية ، حيث أن تطبيق هذا البروتوكول هو نمذجة السكري البطاني في الحالات الصحية وما بعد الاستئصال الرئوي. يمكن استخدام مواقع أخرى لتطبيقات مختلفة.
- افتح عارض DICOM واستورد صور التصوير المقطعي المحوسب. تنقل عبر الشرائح لتحديد الأوعية ذات الأهمية. احفظ الصور ذات الصلة لمزيد من التحليل.
- باستخدام ImageJ FIJI v1.54f15 ، قم بقياس أقطار الأوعية من صور التصوير المقطعي المحوسب أو قيم الأدب.
- مفتوح ImageJ FIJI واستيراد صور CT المحفوظة: حدد File > Open.
- حدد أداة Line من شريط الأدوات لرسم خط يمتد على طول شريط المقياس على صورة CT.
- ثم حدد تحليل > تعيين مقياس. أدخل المسافة المعروفة (على سبيل المثال ، إذا كان شريط المقياس في الصورة 10 مم ، فأدخل 10 كمسافة معروفة). أدخل وحدة الطول (على سبيل المثال ، مم). انقر فوق موافق.
- استخدم أداة الخط لقياس الأقطار. للقيام بذلك ، حدد أداة Line Tool من شريط الأدوات وارسم خطا يمتد على قطر السفينة. ثم حدد تحليل > قياس للحصول على قيمة القطر.
- كرر الخطوتين 1.3 و 1.4 لجميع السفن ذات الأهمية وسجل القياسات.
- تجميع قياسات الأوعية في أنواع القطاعات لسهولة النمذجة.
- قم بإنشاء جدول بيانات لتصنيف قياسات الأوعية الدموية وتسمية كل صف باسم الوعاء والقياس ونوع المقطع (على سبيل المثال ، الشريان والوريد).
- قم بإنشاء جدول مرجعي لأطوال وأقطار أجزاء الأوعية الدموية بناء على الأدبيات وقياسات التصوير الشعاعي.
- قم بإنشاء نموذج ثلاثي الأبعاد باستخدام برنامج النمذجة ثلاثية الأبعاد لتكرار هندسة وأبعاد صور التصوير المقطعي المحوسب.
- افتح البرنامج وأنشئ ملف جزء جديد: حدد ملف > جزء > جديد وحدد رسم تخطيطي > إنشاء رسم تخطيطي وارسم ملف التعريف باستخدام الأبعاد من ImageJ.
- استخدم عمليات المسح السطحية والارتفاع للهندسة ثلاثية الأبعاد: بالنسبة لعمليات المسح ، حدد الميزات > Swept Boss / Base. بالنسبة للغرف العلوية، حدد الميزات > Lofted Boss/Base.
- صقل النموذج ليتناسب مع القياسات الدقيقة.
- تحديد الاختلافات النموذجية المراد تطويرها ، مثل نموذج التحكم ونموذج استئصال الرئوي.
- حدد الحالات المختلفة (على سبيل المثال ، استئصال الالتهاب الرئوي العادي) وسرد التغييرات الهيكلية اللازمة لكل اختلاف.
- قم بتكرار النموذج الأصلي للتعديل لإنشاء النماذج التجريبية وفقا للمعلمات الخاصة بك (أي استئصال الرئة الأيمن والأيسر).
- احفظ النموذج الأصلي، ثم حدد ملف > حفظ كنسخة لإنشاء نسخ لكل شرط تجريبي.
- تعديل كل نسخة وفقا للمعلمات المحددة (على سبيل المثال ، استئصال الرئة الأيمن والأيسر).
- قم بتحويل النموذج من ملف جزئي إلى ملف Parasolid لمحاكاة ديناميكيات الموائع الحسابية (CFD).
- حدد ملف > حفظ باسم. اختر Parasolid (*.x_t) من القائمة المنسدلة لنوع الملف، ثم احفظ الملف في الدليل المطلوب.
2. محاكاة تدفق السوائل
ملاحظة: هذه الخطوة مفيدة في تحديد مناطق إجهاد القص المعدل بعد استئصال الالتهاب الرئوي لتحديد هندسة الأوعية الدموية لتكرارها للنظام في المختبر . بالإضافة إلى ذلك، يجب أن يدعم ترخيص البرنامج وحدة الاستيراد.
- قم بإعداد دراسة جديدة للتدفق الرقائقي ذي الحالة المستقرة.
- حدد معالج النموذج > 3D (بعد الفضاء) > تدفق السوائل > تدفق أحادي الطور > التدفق الرقائقي (SPF) > حدد إضافة لإضافة واجهة فيزياء التدفق الرقائقي > حدد دراسة > اختر ثابت ضمن دراسة عامة > حدد تم.
- أضف هندسة من نموذج CAD.
- استيراد ملف Parasolid. حدد Cap Faces، وفي نافذة الرسومات، حدد محيط الجدار الداخلي للوعاء عند كل مدخل ومخرج مفتوح. ستكون هذه هي الحواف المحيطة بوجوه الغطاء. حدد اتحاد النموذج وإنشاء الكل.
- حدد إزالة التفاصيل وتأكد من تحديد جميع الخيارات ضمن التفاصيل المراد إزالتها، ثم حدد إنشاء الكل لإزالة الأشكال الهندسية غير الضرورية.
- إنشاء شبكة 1 (جدار وعاء شبكي + مجال سائل شبكي).
- اضبط الحجم على محدد مسبقا: دقيق للغاية ، معايرة ديناميكيات السوائل.
- اضبط الحجم 1 على محدد مسبقا: دقيق جدا، معايرة ديناميكيات السوائل، لتحديد الكيان الهندسي، حدد الحدود واليدوي. في نافذة الرسومات، حدد جميع الوجوه الخارجية المرئية لمجال جدار الوعاء الدموي، بما في ذلك الوجه الشبيه بالحلقة حول وجه الغطاء. لا تحدد وجوه الغطاء عند المدخل والمنافذ.
ملاحظة: حدد وجه الغطاء في نهاية القسم الذي تمت إزالته على يمين ويسار نماذج الاستئصال الرئوي حيث تعتبر حدودا هندسية بعد الاستئصال الرئوي. - ضمن تحسين الزاوية، حدد المجال واليدوي. في نافذة الرسومات، حدد [المجال] 1 (جدار الوعاء) و[المجال] 2 (السائل).
- ضمن تحديد الحدود، تأكد من أن الحدود هي نفسها كما هو محدد في "تحديد الكيان الهندسي" من "الحجم 1".
- ضمن رباعي السطوح المجاني 1، حدد المتبقي لمستوى الكيان الهندسي ضمن تحديد المجال.
- ضمن الطبقات الحدودية 1، وتحديد الكيان الهندسي، حدد المجال، وحدد يدوي، في نافذة الرسومات [المجال] 1 و [المجال] 2. ستكون خصائص الطبقة الحدية هي نفس التحديد المحدد في الحجم 1.
- قم ببناء الشبكة عن طريق تحديد Build All ضمن Mesh 1.
- إنشاء شبكة 2 (مجال السوائل المتشابكة فقط).
- انقر بزر الماوس الأيمن فوق Mesh 1 ، وحدد Import لإنشاء "Mesh 2" ، واحذف Import 2.
- ضمن استيراد 1، حدد تسلسل الربط لتحديد الشبكة 1 تلقائيا. تأكد من تحديد إنشاء شبكة المصدر تلقائيا واستيراد عناصر المجال واستيراد المجالات غير المتداخلة ثم حدد استيراد. سيتم ترحيل جميع الإعدادات المحددة في الشبكة 1 إلى الشبكة 2.
- انقر بزر الماوس الأيمن فوق Mesh 2 وحدد حذف الكيانات. بالنسبة إلى حذف الكيانات 1، ضمن تحديد الكيان الهندسي ، حدد المجال، وحدد يدوي، في نافذة الرسومات، حدد [المجال] 1 (جدار السفينة)، ثم حدد إنشاء الكل لترك هندسة السوائل فقط لأن سطح شبكة مجال السوائل سيكون في الواجهة بين تدفق السوائل والجدار الداخلي للأوعية.
- إضافة مادة التدفق: قم بإنشاء مادة جديدة باستخدام خصائص الدم من الأدبيات. انقر بزر الماوس الأيمن فوق المواد وحدد مادة فارغة. حدد المجال في تحديد مستوى الكيان الهندسي، وحدد جميع المجالات. حدد غير صلب لنوع المادة ، أضف خصائص المواد للدم ، بما في ذلك اللزوجة والكثافة.
- قم بإعداد شروط ومعلمات حدود دراسة التدفق الرقائقي.
- حدد التدفق الرقائقي (SPF)، ضمن تحديد المجال، حدد جميع المجالات. سيتم إدراج [النطاق] 1 فقط. المجال 1 في هذه الحالة هو هندسة السوائل ، وليس جدار الوعاء الدموي. يتم ملء خصائص السوائل 1 تلقائيا من المواد المحددة في الخطوة 5.
- اضبط القيم الأولية 1 الضغط على ضغط الدم الفسيولوجي. اضبط الشرط الحدودي للجدار 1 على عدم الانزلاق.
- حدد Inlet 1 في نافذة Graphics وقم بتعيين شرط الحدود إلى Fully developed flow. تأكد من تحديد شرط التطبيق على كل اختيار منفصل على حدة .
- ضمن التدفق المطور بالكامل، حدد معدل التدفق وأدخل السرعة.
- بالنسبة إلى Outlet 1، حدد جميع المنافذ في نافذة الرسومات، وتأكد من تعيين شرط الحدود على Pressure.
- ضمن ظروف الضغط، حدد Total وأدخل الضغط. حدد متوسط ومنع التدفق العكسي.
- إعداد الدراسة وتشغيلها.
- بالنسبة للخطوة 1: ثابتة قيد الدراسة ، تأكد من أن قسم الفيزياء والمتغيرات يطابق الدراسة المقصودة ، ويتم تعيين مكون اختيار الشبكة 1 على أنه شبكة 2. حدد حساب.
- تحليل نتائج إجهاد القص.
- انقر بزر الماوس الأيمن فوق الضغط (SPF) وحدد تكرار. أعد تسمية إجهاد القص.
- ضمن إجهاد القص، حدد Surface وقم بتغيير مجموعة البيانات إلى Study 1/Solution 1 (sol1).
- ضمن التعبير، اكتب spf.sr*spf.mu قم بتعيين الوحدات إلى Pa.
ملاحظة: هذا يرمز إلى "معدل قص التدفق أحادي الطور * لزوجة التدفق أحادية الطور". - بعد ذلك ، حدد مخطط وانقر بزر الماوس الأيمن على الشفافية 1 وحدد تعطيل.
- انقر بزر الماوس الأيمن فوق إجهاد القص وحدد مستوى الصوت لتغيير مجموعة البيانات إلى الدراسة 1 / الحل 1 (sol1).
- ضمن التعبير، اكتب spf.sr*spf.mu وقم بتعيين الوحدات إلى Pa.
- حدد مخطط ، وانقر بزر الماوس الأيمن على Surface ، وحدد Disable لتحليل "Volume 1" بصريا لتحديد مناطق اهتمام السفن للدراسة في نموذج OOC
3. تحضير قوالب PDMS
- باستخدام نتائج محاكاة السوائل ، اختر الأشكال الهندسية للتحكم واستئصال الرئة عن طريق تحديد المناطق التي تظهر اختلافات كبيرة في إجهاد القص بين نماذج التحكم واستئصال الرئة وتكرارها كقوالب سالبة في CAD. تظهر أبعاد نماذج CAD للأوعية الدموية للتحكم والاستئصال الرئوي في الشكلين 3 والشكل 4.
- بالإضافة إلى ذلك ، قم بتصميم المقابس لمدخل ومخرج القالب لمنع التسرب أثناء بذر الخلايا.
- باستخدام طابعة ثلاثية الأبعاد ، اطبع القوالب والمقابس باستخدام خيوط PLA.
- احصل على قوالب حمض اللاكتيك (PLA) التي تمت طباعتها ثلاثية الأبعاد (التحكم + استئصال الرئة) (الشكل 5 أ).
- تزن 10 أجزاء من قاعدة المطاط الصناعي من السيليكون وجزء واحد من عامل معالجة المطاط الصناعي من السيليكون لعمل ما مجموعه 30 مل من الخليط (نسبة الكتلة / الكتلة 10: 1) لملء القوالب بسمك 3 مم (الشكل 5 ب).
ملاحظة: لا تخلط محاليل المخزون أثناء عملية الوزن. استخدم مواد وزن منفصلة لكل كاشف. - اسكبي قاعدة المطاط الصناعي وعامل المعالجة معا واخلطيهم جيدا
ملاحظة: يمكن القيام بذلك في قارب وزن. - صب المحلول المخلوط جيدا في القوالب (حوالي 15 مل لنصف القالب) (الشكل 5 ج).
- قم بإزالة PDMS عن طريق وضعه في غرفة مفرغة لمدة 30-60 دقيقة أو حتى لا تبقى فقاعات (الشكل 5D).
- قم بإزالة PDMS من غرفة التفريغ وعلاجه في درجة حرارة الغرفة لمدة 48 ساعة.
ملاحظة: لم يتم استخدام فرن للمعالجة بسبب السعة الحرارية لقوالب جيش التحرير الشعبى الصينى. - استخراج PDMS من قالب PLA.
- اشطف قالب PLA بكمية وفيرة بماء DI-water لضمان عدم بقاء شوائب على سطحه حتى يمكن استخدامه مرة أخرى.
الشكل 3: رسم 3D CAD للأوعية الدموية للتحكم. أبعاد ، بالملليمتر ، لنموذج الأوعية الدموية للتحكم في منظر علوي ومنظر جانبي. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 4: رسم 3D CAD للأوعية الدموية استئصال الرئوي. أبعاد نموذج الأوعية الدموية لاستئصال الالتهاب الرئوي بالملم في منظر علوي ومنظر جانبي. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 5: إنشاء قوالب PDMS. إنشاء قوالب PDMS. (أ) قوالب PLA المطبوعة ثلاثية الأبعاد لتجارب التحكم (البرتقالية) واستئصال الرئة (الأخضر). (ب) ميزان الوزن بمواد صنع PDMS. (ج) صب خليط PDMS (قاعدة 10: 1 + عامل معالجة) في القوالب المطبوعة ثلاثية الأبعاد. (د) تفريغ PDMS في غرفة مفرغة. تم إنشاؤه باستخدام BioRender.com الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
4. زراعة الخلايا والبذر
- استخدم تقنية التعقيم المناسبة وفقا لبروتوكولات المختبر المحلية.
- رش ب 70٪ من الإيثانول وأحضر جميع المواد والمكونات الضرورية إلى خزانة السلامة الحيوية (BSC) (الشكل 6 أ) بما في ذلك قطع PDMS وأربع قطع من الشريط على الوجهين.
- ضع قطعتين من الشريط على الوجهين في كل لوحة زراعة خلية (الشكل 6 ب).
- ضع كل نصف الأوعية الدموية PDMS في طبق زراعة الخلايا الخاص به أعلى الشريط على الوجهين (الشكل 6 ج).
- قم بتعقيم جميع المكونات عن طريق التعرض للأشعة فوق البنفسجية لمدة 20 دقيقة في BSC.
- قم بإذابة التربسين ، وسائط الاستزراع HLMVEC ، و 20 ميكروغرام / مل فيبرونكتين عند 37 درجة مئوية إذا لزم الأمر.
- ضع عدة قطرات 30 ميكرولتر من 20 ميكروغرام/مل فيبرونيكتين على طول الأوعية الدموية PDMS باستخدام ماصة دقيقة. عند إمالة PDMS إذا لزم الأمر، استخدم طرف ماصة لتغطية PDMS بالتساوي (الشكل 7A).
- احتضن قطع PDMS لمدة 30 دقيقة أثناء وجودك في BSC.
- بعد الحضانة ، استنشق محلول الفيبرونيكتين واترك قطع PDMS تجف في BSC (الشكل 7 ب).
- أحضر قارورة متجمعة من خلايا HLMVEC من الحاضنة (37 درجة مئوية ، 5٪ ثاني أكسيد الكربون2) إلى BSC.
- استنشاق وسائط ثقافة HLMVEC من قارورة الثقافة. اشطفيه لفترة وجيزة باستخدام التربسين أو PBS المعقم.
- استنشق الغسيل وأضف 3 مل من التربسين إلى القارورة. احتضان عند 37 درجة مئوية ، 5٪ ثاني أكسيد الكربون2 لمدة 5 دقائق. راقب الخلايا بالمجهر للتأكد من أن جميع الخلايا منفصلة عن القارورة.
- أضف 9 مل من وسط الاستزراع الكامل HLMVEC لإيقاف عمل التربسين.
- انقل معلق الخلية إلى أنبوب مخروطي سعة 50 مل ، ثم اشطف القارورة ب 10 مل من وسط ثقافة HLMVEC لجمع أي خلايا متبقية.
- انقله إلى أنبوب 50 مل. خلايا الطرد المركزي عند 220 × جم لمدة 5 دقائق.
- عند الانتهاء ، قم بتأكيد حبيبات الخلية بصريا في الجزء السفلي من الأنبوب. رش الأنبوب بنسبة 70٪ من الإيثانول وأحضره إلى خزانة السلامة الحيوية. استنشاق الطافق ، وترك الحبيبات.
- أعد تعليق الخلايا برفق في 1 مل من وسط ثقافة HLMVEC الطازج وعد الخلايا باستخدام مقياس الخلايا الدموية. احسب إجمالي عدد الخلية باستخدام المعادلات أدناه ، حيث A-H هو عدد الخلايا التي يتم عدها لكل مربع مقياس الخلايا الدموية. حافظ على الخلايا على الجليد.
- ارفع تركيز الخلايا إلى 2 × 106 خلايا / مل باستخدام وسط ثقافة HLMVEC.
- ضع المقابس المطبوعة ثلاثية الأبعاد في نهايات كل نصف وعاء وعائي للتخلص من تسرب تعليق الخلية من قالب PDMS ، كما هو موضح في الشكل 5 (4 مقابس إجمالية ، 2 لكل قطعة PDMS) (الشكل 7 ج).
- بذرة 300 ميكرولتر من تعليق خلية HLMVEC (600 كيلو خلية) باستخدام ماصة دقيقة في كل قطعة PDMS (الشكل 7 د).
- انقل قطع PDMS التي تحتوي على خلايا HLMVEC برفق إلى الحاضنة (37 درجة مئوية ، 5٪ ثاني أكسيد الكربون2) لمدة 1-2 ساعة لإرفاقها (الشكل 7E).
- افحص بالمجهر للتأكد بصريا من مرفق HLMVEC الناجح بركائز PDMS.
- أعد أنصاف الأوعية الدموية PDMS إلى BSC.
- قم بإزالة المقابس الأربعة ، وأضف ما يكفي من وسط ثقافة HLMVEC لغمر أنصاف الأوعية الدموية PDMS ، وأعد لوحات الاستزراع التي تحتوي على الأوعية الدموية PDMS إلى الحاضنة (الشكل 7F).
- بعد 6-10 ساعات من البذر ، قم بسحب وسائط الاستزراع HLMVEC المحيطة ب PDMS يدويا إلى الأوعية الدموية لتحديث الوسائط الأقرب إلى الخلايا.
الشكل 6: إرفاق قوالب PDMS بالألواح. الخطوات الأساسية في ربط الأوعية الدموية PDMS بألواح زراعة الخلايا. (أ) المواد اللازمة لوضع أنصاف الأوعية الدموية PDMS في ألواح الاستزراع. (ب) يتم وضع قطعتين من الشريط اللاصق على الوجهين قطريا في كل صفيحة ثقافة معقمة. (ج) أنصاف الأوعية الدموية PDMS مثبتة أعلى المادة اللاصقة على الوجهين. تم الإنشاء باستخدام BioRender.com الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الشكل 7: بذر HLMVECs في قوالب PDMS. خطوات بذر HLMVECs في الأوعية الدموية PDMS. (أ) املأ الأوعية الدموية 150-300 ميكرولتر ب 20 ميكروغرام / مل فيبرونكتين. (ب) شفط الفيبرونيكتين الزائد باستخدام تقنية صنبور الإمالة. (ج) قم بتوصيل نهايات نصف الأوعية الدموية PDMS بمقابس مطبوعة ثلاثية الأبعاد. (د) بذور 500-600 كلفن خلية في وسائط 300 ميكرولتر في كل نصف وعاء وعائي. (ه) ضع أنصاف PDMS في الحاضنة لمدة 1-2 ساعة لتسهيل ربط الخلية. (F) قم بتغطية نصفين PDMS بالوسائط وإزالة المقابس. تم إنشاؤه باستخدام BioRender.com الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
5. تجميع وتشغيل نظام التدفق
- قم بإجراء التدفق بمجرد أن تلتقي الخلايا في نصفي الأوعية الدموية PDMS تماما ، على النحو الذي يحدده الفحص البصري تحت المجهر.
- قم بمعايرة المضخة التمعجية وفقا لبروتوكول الشركة المصنعة قبل إجراء التجربة.
- قم بتعقيم جميع المكونات القابلة للتعقيم ، بما في ذلك أنابيب التدفق وموصلات الأنابيب وخزان الحقنة والسدادة المطاطية.
- اغمر كتل الأكريليك ، والبراغي ، والمقابس ، وقطع الأنابيب Masterflex L / S 16 بطول 1 بوصة ، وغطاء لوحة طبق بتري 15 مم في 70٪ إيثانول لمدة 15 دقيقة وعلاج الأشعة فوق البنفسجية لمدة 20 دقيقة في BSC ، مع التقليب في منتصف الطريق.
- بمجرد تعقيم جميع المعدات والمواد الأخرى ، قم بإحضار أنصاف الأوعية الدموية PDMS إلى BSC.
- استنشق وسائط HLMVEC من طبق بتري الذي يحتوي على نصفي الأوعية الدموية (الشكل 8 أ ، ب).
- ضع نصفي PDMS في كتلتين من البولي كربونات ، مع التأكد من محاذاتهما (الشكل 8 ج).
- ضع مادة مانعة للتسرب من السيليكون على نهايات الأوعية الدموية ، حيث سيتم توصيل الأنبوب بأنصاف PDMS ، وضع الأنبوب الذي يبلغ طوله بوصة في طرفي الأوعية الدموية السفلية (الشكل 8 د).
- اقلب كتلة الأكريليك العلوية (التي تحتوي على النصف العلوي من الأوعية الدموية PDMS) على كتلة الأكريليك السفلية (التي تحتوي على النصف السفلي من الأوعية الدموية PDMS) (الشكل 8E).
- قم بربط كتل الأكريليك مع الكتلة الملولبة في الأسفل وقم بتوصيل الأطراف الحرة للأنابيب التي يبلغ طولها بوصة بالمقابس المطبوعة ثلاثية الأبعاد (الشكل 8F).
- قم بإزالة قابس واحد وحقن برفق 500 ميكرولتر من وسط ثقافة HLMVEC في الأوعية الدموية ، وقم بإمالته لمنع فقاعات الهواء ، ثم استبدل القابس.
- ضع الشريحة المجمعة بالكامل في الحاضنة للسماح للسيليكون بالشفاء لمدة 1-2 ساعة.
- أحضر الرقاقة المجمعة وجميع المواد المعقمة الأخرى إلى BSC وقم بتوصيل كل شيء لإعداد نظام التدفق وفقا للشكل 9. تأكد من توصيل الأنبوب الذي يمر عبر المضخة التمعجية إلى مدخل الأوعية الدموية بقاع خزان المحقنة. سيسمح ذلك للجاذبية بتغذية الأنبوب وتقليل فقاعات الهواء في النظام.
- قم بتجهيز نظام التدفق برفق باستخدام وسائط HLMVEC. باستخدام ماصة مصلية سعة 50 مل ، قم بحقن 30 مل من الوسائط في الجزء العلوي من خزان المحقنة (الشكل 10 ب). قم بتشغيل المضخة التمعجية بمعدل تدفق منخفض لملء الأنبوب. استمر في إضافة الوسائط إلى الخزان حتى يتم تجهيز النظام بالكامل وإزالة جميع الفقاعات.
ملاحظة: قد تقص فقاعات الهواء الخلايا أثناء تجربة التدفق. - قم بتوصيل الأنبوب بمدخل الخزان (من مخرج قالب الأوعية الدموية) باستخدام تركيبة متصلة بسدادة مطاطية موضوعة في الجزء العلوي من الخزان (الشكل 10 ج).
- افصل نظام التدفق عن المضخة التمعجية وضعه على المقلاة المعدنية. انقل الإعداد بالكامل برفق من BSC إلى الحاضنة (37 درجة مئوية ، 5٪ ثاني أكسيد الكربون2). قم بتغذية الأنبوب إلى المضخة التمعجية من خلال الجزء الخلفي من الحاضنة.
- أعد توصيل المضخة التمعجية واضبطها على معدل التدفق المطلوب لمحاكاة معدل تدفق الدم من خلال نموذج الأوعية الدموية.
- ابدأ تشغيل المضخة وتأكد من عدم وجود تسريبات. دع النظام يعمل لمدة 24 ساعة أو المدة المطلوبة. تحقق من وجود تسرب بشكل دوري.
الشكل 8: بناء شريحة التدفق. بناء شريحة التدفق. (أ) شفط الوسائط من لوحة زراعة الخلية. (ب) ينخفض نظام إدارة البيانات إلى النصف بعد شفط الوسائط. (ج) قم بإزالة أنصاف PDMS من اللوحة بالمواد الأخرى اللازمة لبناء الرقاقة (القابس ، مرشح الحقنة ، قطع الأنابيب 1/2 بوصة ، مانع التسرب السيليكوني ، مسامير 10x ، وكتل أكريليك). (د) ضع نصفي PDMS في كتل الأكريليك وقم بتطبيق مانع التسرب السيليكوني على المواقع التي تحمل علامة حمراء. (ه) ضع الأنبوب في القواطع المعنية. (و) قم بتوصيل نصفي غرفة التدفق وقم بتوصيل مرشح القابس والمحقنة. تم إنشاؤه باستخدام BioRender.com الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الشكل 9: إعداد نظام التدفق. إعداد نظام التدفق. يتم إنشاء نظام التدفق الكامل باستخدام الأنابيب وموصلات الأنابيب والمضخة التمعجية وخزان الحقنة وحامل الدعم ورقاقة التدفق. تم الإنشاء باستخدام BioRender.com الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الشكل 10: فتيلة نظام التدفق. تحضير نظام التدفق بالوسائط. (أ) إعداد بسيط لنظام التدفق بدون وسائط. (ب) إزالة السدادة المطاطية من خزان المحقنة ، وتضاف الوسائط باستمرار حتى يتم ملء الأنبوب ويكون هناك 20-30 مل من الوسائط الزائدة في الخزان. (ج) نظام التدفق المجهز بوسائط HLMVEC. تم الإنشاء باستخدام BioRender.com الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
6. التثبيت والتلوين
- اغسل كل نصف وعاء وعائي PDMS في PBS لمدة 5 دقائق. أضف ما يكفي لغمر قسم الأوعية الدموية بالكامل.
- استنشق PBS من الأوعية الدموية عن طريق إمالة اللوحة والسماح ل PBS بالجريان ، ثم شفط الجريان السطحي.
- أضف 600 ميكرولتر من 4٪ بارافورمالديهايد (PFA) في PBS إلى كل نصف وعائي واحتضان في درجة حرارة الغرفة (RT) لمدة 20 دقيقة.
- قم بشفط محلول PFA في حاوية نفايات مناسبة باستخدام الطريقة الواردة في الخطوة 2.
- اغسل الخلايا الثابتة 3x في PBS لمدة 5 دقائق لكل منها باستخدام الإجراء في الخطوة 2.
ملاحظة: تخلص من كل من هذه الغسالات في حاوية نفايات مناسبة للفورمالديهايد. - قم بتوصيل نهايات أنصاف الأوعية الدموية PDMS بالمقابس المطبوعة ثلاثية الأبعاد النظيفة.
- تحضير 3٪ ألبومين مصل البقر (BSA) في PBS للحظر.
- املأ أنصاف الأوعية الدموية ب 600 ميكرولتر من محلول الحجب واحتضان لمدة 30 دقيقة عند RT.
- قم بإزالة المقابس ومحلول حجب الشفاط.
- تحضير 1: 200 تخفيف من الليكتين الاگلوتينين جرثومة القمح (WGA) مع البيوتين المترافق (الجسم المضاد الأساسي) في 3٪ محلول BSA لتلطيخ GCX9.
- أعد السدادات لسد نهايات الأوعية الدموية وأضف 500 ميكرولتر من محلول الأجسام المضادة الأولية إلى كل نصف وعائي
- احتضان العينات في درجة حرارة الغرفة لمدة 1 ساعة.
- استنشاق الجسم المضاد الأساسي برفق باتباع التقنية المستخدمة سابقا.
- يغسل 3 مرات مع PBS لمدة 5 دقائق لكل منهما.
- تحضير 1:500 تخفيف من WGA ستريبتافيدين مترافق (جسم مضاد ثانوي) في محلول BSA 3٪.
- أعد السدادات لسد نهايات الأوعية الدموية وأضف 500 ميكرولتر من محلول الأجسام المضادة الثانوية إلى كل نصف وعائي
- كرر الخطوات 6.12-6.14.
- أضف وسيط تركيب DAPI إلى سطح الأوعية الدموية عن طريق الاستغناء عن قطرات 30 ميكرولتر على فترات لملء الأوعية الدموية بالكامل.
- ضع أغطية زجاجية على PDMS لتغطية قنوات الأوعية الدموية.
- أغلق حواف الغطاء باستخدام طلاء أظافر شفاف.
- غطي الأطباق بورق القصدير واحفظيها في درجة حرارة 4 درجات مئوية حتى التصوير.
7. التصوير
- قم بتشغيل المجهر وافتح تطبيق العرض على الكمبيوتر المتصل.
- افتح المجهر وارفع الضوء. قم بإرفاق المنصة المناسبة لتناسب العينات (حامل أطباق بتري متعدد الاستخدامات).
- ضع عينة على حامل الطبق داخل المجهر بحيث تتمركز منطقة الاهتمام فوق الهدف.
- اخفض الضوء وأغلق غطاء المجهر.
- في برنامج المجهر ، حدد خيار التقاط صورة ثابتة .
- اختر نوع العينة ، واستخدم متعدد الاستخدامات.
- حدد الهدف المناسب في قسم العدسة للحصول على أفضل مرئي.
- في برنامج المجهر ، اضبط الموضع الموضوعي ليتماشى مع منطقة الاهتمام (ROI).
- حدد التركيز البؤري التلقائي ، ويجب أن يتم التركيز على الخلايا تقريبا.
- اضبط التركيز يدويا لتوضيح الصورة بالكامل.
- اضبط السطوع والتعرض لتصور الخلايا بشكل أكثر وضوحا.
- قم بتشغيل الألوان المتعددة والألوان في البرنامج.
- في إعدادات CH ، قم بتشغيل CH1 Floor DAPI و CH2 Floor GFP.
- اضبط سطوع كل قناة على حدة لتصور الصور بوضوح.
- حدد Z-Stack في برنامج المجهر.
- اضبط التركيز البؤري على أعلى مستوى للصورة وحدد تعيين لتعيين الحد الأعلى
- اضبط التركيز على المستوى الأدنى للصورة وحدد تعيين لتعيين الحد الأدنى
- حدد سمك الشريحة حسب الرغبة واضغط على Start Capture لالتقاط الصورة.
ملاحظة: سيتم أيضا إخراج هذه الصور إلى برنامج تحليل المجهر لمزيد من التعديل.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
النتائج
أظهرت نتائج دراسة الحالة المستقرة للتدفق الرقائقي لمحاكاة السوائل زيادة في إجهاد القص في بعض التشعبات في نماذج استئصال الرئة عند مقارنتها بنموذج التحكم ، كما هو موضح في الشكل 11. تشير المناطق الحمراء ، التي تم تصورها في الخطوة 2.8 من البروتوكول ، إلى مناطق ذات إجهاد قص مرتفع ، بينما تظهر المناطق الزرقاء مناطق ذات إجهاد قص منخفض.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المناقشة
نمذجة الأوعية الدموية هي مجال جديد مهم للاستكشاف. إن الإنشاء الناجح لنموذج دقيق للأوعية الدموية يبشر بتطوير مجال هندسة الأنسجة وتطوير الأدوية. توضح هذه المقالة طريقة جديدة لتوليد نظام الأوعية الدموية OOC الذي يمكن استخدامه لمحاكاة استئصال الرئة أو أي نظام أو هندسة أخرى للأوعية الدموية لدراسة العلاقة المحتملة بين ضعف GCX ومضاعفات ما بعد الاستئصال الرئوي. على نطاق أوسع ، يمكن أيضا تطبيق هذه المنهجية لمحاكاة أنظمة الأوعية الدموية الأخرى عن طريق ضبط الهندسة أو حالات المرض الأخرى ، مثل تصلب ا...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
الإفصاحات
يعلن المؤلفون عدم وجود تضارب في المصالح.
شكر وتقدير
يود المؤلفون أن يعبرون عن امتناننا العميق لقسم الهندسة الطبية الحيوية بمعهد ووستر للفنون التطبيقية على دعمهم وتوجيههم. نود أن نقدم شكرا خاصا لميغان أوليت وجون مارتل وسوديش فينجات على جهودهم التعاونية وأفكارهم المبتكرة التي عززت بشكل كبير جودة هذا البحث وجدوته. بالإضافة إلى ذلك ، نود أن نشكر سامانثا كوكيارو وأدايا راتان على مساهماتهم في المختبر ودعمهم ومساعدتهم الأساسيين.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المواد
| الاسم | الشركة | رقم فهرسي | التعليقات |
|---|---|---|---|
| # 8-32 × 3/4 بوصة. برغي آلة مطلي بالزنك ذو رأس دائري (8 عبوات) | إيفربيلت | 204274613 | - |
| 0.25٪ EDTA-تريبسين | ثيرموفيشر العلمية | 25200056 | - |
| 15 مل أنابيب الطرد المركزي المخروطية المعقمة البولي بروبلين | ثيرمو ساينتفيك | 12-565-269 | - |
| طبق 35x10mm ، دلتا نونكلون | ثيرمو ساينتفيك | 153066 | - |
| 50 مل أنابيب الطرد المركزي المخروطية المعقمة البولي بروبلين | ثيرمو ساينتفيك | 12-565-271 | - |
| سدادات مطاطية متنوعة | فيشربراند | 14-132 | |
| قوارير معالجة بثقافة الخلايا BioLite (25 سم ^ 2) | ثيرمو ساينتفيك | 12-556-009 | - |
| قوارير معالجة بثقافة الخلايا BioLite (75 سم ^ 2) | ثيرمو ساينتفيك | 12-556-010 | - |
| كومسول متعدد الفيزياء | كومسول | غير متاح | - |
| لاصق على الوجهين | 3 م | 16758005 | - |
| Epredia Richard-Allan Scientific Cover Glass | ثيرمو ساينتفيك | 22-050-218 | - |
| مصل الأبقار الجنينية | ThermoFisher Scientific | A5256701 | - |
| فيبرونيكتين | ThermoFisher Scientific | 33016015 | 20 μ جم / مل التخفيف |
| حمامات مائية للتحكم الرقمي من Fisherbrand: موديل 210 | فيشربراند | 15-462-10س | - |
| حقنة فيشربراند المعقمة (60 مل) | فيشربراند | 14-955-461 | - |
| خلايا بطانة الأوعية الدموية الدقيقة في الرئة البشرية | سيجما ألدريتش | 540-05A | - |
| مجهر الفلورسنت Keyence BZX810 | كينس | غير متاح | - |
| Krayden Dow Sylgard 184 مجموعة مقياس المسح السيليكوني. واضح (1.1 رطل) | داو | 4019862 | - |
| مارغا سيبتا ورقة أكريليك مصبوب 1/2 بوصة سميكة ، 48x96 بوصة | مارغا سيبتا | غير متاح | - |
| رأس مضخة Masterflex L/S Easy-Load II | ماسترفليكس | 77200-50 | |
| أنابيب مضخة دقيقة Masterflex L / S ، سيليكون معالج بالبلاتين ، L / S 16 ؛ 25 قدم | ماسترفليكس | 96410-16 | - |
| مضخة تمعجية قياسية Masterflex L / S | ماسترفليكس | 07522-20 | |
| الماصة الدقيقة 0.2 إلى 2 μ L | فيشربراند | FBE00002 | - |
| الماصة الدقيقة من 10 إلى 100 μ L | فيشربراند | FBE00100 | - |
| ماصة دقيقة من 100 إلى 1000 μ L | فيشربراند | FBE01000 | - |
| ماصة دقيقة من 5 إلى 50 μ L | فيشربراند | FBE00050 | - |
| وسط نمو الخلايا البطانية الدقيقة (500 مل) | سيجما - ألدريتش | 111-500 | - |
| مرشحات حقنة Nalgene المعقمة | ثيرمو ساينتفيك | 725-2520 | - |
| مجهر الفلورسنت نيكون Eclipse TS-100 | نيكون | NI-TS100 | |
| محلول ملحي مخزن بالفوسفات (DPBS ، 10X) ، تركيبة Dulbecco | ثيرمو ساينتفيك | J61917. ك 3 | - |
| بروسامنت جيش التحرير الشعبى الصينى بروسا جالاكسي أسود 1 كجم | بروسا | بي آر إم-جيش التحرير الشعبى الصينى-GLX-1000 | - |
| مجهر هجين متمرد ، مستقيم ومقلوب ، اكتشف Echo | دوي | 76376-746 | - |
| سيليكون مانع التسرب | لوكتايت | 908570 | - |
| سوليد ووركس | داسو سيسٽمز | غير متاح | |
| ماصات مصلية معقمة من البوليسترين يمكن التخلص منها مع شريط مكبر (10 مل) | فيشربراند | 13-678-11 ه | - |
| ماصات مصلية معقمة من البوليسترين يمكن التخلص منها مع شريط مكبر (25 مل) | فيشربراند | 13-678-11 | - |
| ماصات مصلية معقمة من البوليسترين يمكن التخلص منها مع شريط مكبر (50 مل) | فيشربراند | 13-678-11F | - |
| ماصات مصلية معقمة من البوليسترين يمكن التخلص منها مع شريط مكبر (5 مل) | فيشربراند | 13-678-11 د | - |
| Streptavidin ، Alexa Fluor 488 مقترن | Invitrogen | ط32354 | |
| Streptavidin ، Alexa Fluor 488 مقترن | إنفيتروجين | ط32354 | - |
| حقنة resevoir | دينار بحريني | 300865 | |
| ألبومين ثيرمو ساينتفيك ألفا إيسار 1LT ، بقري ، جزء V ، 35٪ سولن ، درجة كاشف ، خالي من الأحماض الدهنية ، مع أزيد كمادة حافظة | ثيرمو ساينتفيك | N12H004 | - |
| موصلات الأنابيب | فيشربراند | 01-000-161 | - |
| VECTASHIELD Antifade تصاعد وسيط مع DAPI | فيكتاشيلد | [إتش-1200-10] | - |
| حاضنة CO2< / sub> مغطاة بالماء VWR | أفانتار | 10810-744 | - |
| الأجسام المضادة البيوتينيل WGA | المتجه | ب 1025 | - |
المراجع
- Sharma, S., Beshara, M., Bora, V. Pneumonectomy. , StatPearls Publishing LLC. (2024).
- Grapatsas, K., et al. Pneumonectomy for primary lung tumors and pulmonary metastases: a comprehensive study of postoperative morbidity, early mortality, and preoperative clinical prognostic factors. Curr. Oncol. 30 (11), 9458-9474 (2023).
- Lucas, G. F. N., James, M. I., David, R. J., Victor, E. L. Chapter 24. Topics in thoracic surgery. Guerreiro Cardoso, P. F. , IntechOpen. (2012).
- Sentenac, P., et al. Pulmonary hypertension after pneumonectomy: a preclinical model in rats and human pulmonary endothelial cells. Eur. J. Cardiothorac. Surg. 59 (1), 147-154 (2020).
- Russo, T. A., Banuth, A. M. M., Nader, H. B., Dreyfuss, J. L. Altered shear stress on endothelial cells leads to remodeling of extracellular matrix and induction of angiogenesis. PLoS One. 15 (11), e0241040(2020).
- Milusev, A., Rieben, R., Sorvillo, N. The endothelial glycocalyx: a possible therapeutic target in cardiovascular disorders. Front. Cardiovasc. Med. 9, e897087(2022).
- Vittum, Z., Cocchiaro, S., Mensah, S. A. Basal endothelial glycocalyx's response to shear stress: a review of structure, function, and clinical implications. Front. Cell Dev. Biol. 12, e1371769(2024).
- Villalba, N., Baby, S., Yuan, S. Y. The endothelial glycocalyx as a double-edged sword in microvascular homeostasis and pathogenesis. Front. Cell Dev. Biol. 9, e711003(2021).
- Harding, I. C., et al. Endothelial barrier reinforcement relies on flow-regulated glycocalyx, a potential therapeutic target. Biorheology. 56 (2-3), 131-149 (2019).
- Alphonsus, C. S., Rodseth, R. N. The endothelial glycocalyx: a review of the vascular barrier. Anaesthesia. 69 (7), 777-784 (2014).
- Möckl, L. The emerging role of the mammalian glycocalyx in functional membrane organization and immune system regulation. Front. Cell Dev. Biol. 8, e00253(2020).
- Nian, K., Harding, I. C., Herman, I. M., Ebong, E. E. Blood-brain barrier damage in ischemic stroke and its regulation by endothelial mechanotransduction. Front. Physiol. 11, 605398(2020).
- Dietz, N. M. Pathophysiology of postpneumonectomy pulmonary edema. Semin. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 4 (1), 31-35 (2000).
- Bozlar, U., et al. Pulmonary artery diameters measured by multidetector-row computed tomography in healthy adults. Acta Radiol. 48 (10), 1086-1091 (2007).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Kataoka, H., et al. Fluorescent imaging of endothelial glycocalyx layer with wheat germ agglutinin using intravital microscopy. Microsc. Res. Tech. 79, 31-37 (2016).
- Wood, K. M., Stone, G. M., Peppas, N. A. Wheat germ agglutinin functionalized complexation hydrogels for oral insulin delivery. Biomacromolecules. 9 (4), 1293-1298 (2008).
- Tarnowski, B. I., Spinale, F. G., Nicholson, J. H. DAPI as a useful stain for nuclear quantitation. Biotech. Histochem. 66 (6), 297-302 (1991).
- Emde, B., Heinen, A., Gödecke, A., Bottermann, K. Wheat germ agglutinin staining as a suitable method for detection and quantification of fibrosis in cardiac tissue after myocardial infarction. Eur. J. Histochem. 58 (4), 2448(2014).
- Hu, Z., Cano, I., D'Amore, P. A. Update on the role of the endothelial glycocalyx in angiogenesis and vascular inflammation. Front. Cell Dev. Biol. 9, e734276(2021).
- Choi, J., Lee, E. J., Jang, W. B., Kwon, S. M. Development of biocompatible 3D-printed artificial blood vessels through multidimensional approaches. J. Funct. Biomater. 14 (10), e14100497(2023).
- Fallon, M. E., Mathews, R., Hinds, M. T. In vitro flow chamber design for the study of endothelial cell (patho)physiology. J. Biomech. Eng. 144 (2), e4051765(2021).
- Basehore, S., Garcia, J., Clyne, A. M. The science, etiology and mechanobiology of diabetes and its complications. Gefen, A. , Acad. Press. 291-312 (2021).
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
إعادة الطباعة والأذونات
طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه
طلب إذن