مقالة منهجية

تسجيل تيارات K + المصححة الداخلية في خلايا العضلات الملساء للشريان القاعدي المعزولة حديثا بتقنية المشبك الرقعة

DOI:

10.3791/67414

⸱

فبراير 7, 2025

 ,  , 
1Innovative Institute of Chinese Medicine and Pharmacy, Academy for Interdiscipline, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2Research Center, Fenyang College, Shanxi Medical University

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يصف هذا البروتوكول طريقة سريعة وفعالة لعزل خلايا العضلات الملساء من الشريان القاعدي للفئران وتسجيل تيارات قناة البوتاسيوم المصححة للداخل في هذه الخلايا باستخدام تقنية مشبك التصحيح للخلية بأكملها. يقدم نهجا جديدا للباحثين الذين يدرسون الشريان القاعدي والقنوات الأيونية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أمراض الأوعية الدموية الدماغية هي حالة منتشرة بين كبار السن ، مع ارتفاع معدل حدوثها بشكل مطرد. الشريان القاعدي هو وعاء دماغي حرج يغذي الجسور والمخيخ ومناطق الدماغ الخلفية والأذن الداخلية. يلعب نشاط قناة البوتاسيوم (K +) دورا مهما في تحديد قوة الأوعية الدموية من خلال تنظيم إمكانات غشاء الخلية. يؤدي تنشيط قنوات التصحيح الداخلي K + (Kir) ، مثل قنوات K + الأخرى ، إلى فرط استقطاب غشاء الخلية وتوسع الأوعية. في هذه الدراسة ، تم استخدام خلايا العضلات الملساء المعزولة حديثا من الشريان القاعدي لتسجيل تيارات Kir عبر تقنية مشبك التصحيح للخلية بأكملها. تم التحقيق في تأثيرات 100 ميكرولتر / لتر باكلوريد2 ، وهو مثبط قناة Kir ، و 10 ميكرولتر / لتر نيتروبروسايد الصوديوم (SNP) ، وهو موسع للأوعية الدموية نيترو ، على تيارات قناة Kir. أظهرت النتائج أن باكلوريد2 يثبط تيارات قناة Kir في خلايا العضلات الملساء للشريان القاعدي ، بينما عزز SNP هذه التيارات. يوفر هذا البروتوكول دليلا شاملا لإعداد خلايا العضلات الملساء الشريانية المعزولة حديثا وتسجيل تيارات قناة Kir باستخدام تقنية مشبك التصحيح ، مما يوفر موردا قيما للباحثين الذين يسعون إلى إتقان هذه الطريقة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أمراض الأوعية الدموية الدماغية هي حالة منتشرة بين كبار السن. مع التحسن في مستويات المعيشة ، وزيادة متوسط العمر المتوقع ، وشيخوخة السكان ، يرتفع معدل الإصابة بأمراض الأوعية الدموية الدماغية بشكل مطرد1. يمتد الشريان القاعدي ، وهو وعاء غير متزاوج يتكون من اندماج الشرايين الفقرية الثنائية ، تحت الجسر داخل الجمجمة وينقسم إلى شريانين دماغيين خلفيين. يزود الجسور والمخيخ والمناطق الخلفية من الدماغ والأذن الداخلية. يمكن أن يؤدي عدم كفاية إمداد الدم إلى الشريان القاعدي إلى الدوار العرضي ، وغالبا ما يكون مصحوبا بالغثيان والقيء. قد يعاني المرضى أيضا من أعراض مثل طنين الأذن وفقدان السمع ومشاكل أخرى ذات صلة. غالبا ما ترتبط هذه الأعراض بحالات مثل داء الفقار العنقي وتصلب الشرايين الدماغية وضغط الدم غير الطبيعي. غالبا ما يرتبط مرض الأوعية الدموية الدماغية ، المنتشر بشكل خاص بين الأفراد في منتصف العمر وكبار السن ، بهذه الحالات الأساسية2،3،4.

تلعب الشرايين المقاومة دورا حيويا في وظيفة القلب والأوعية الدموية والحفاظ على التوازن الجسدي. باعتبارها الموقع الأساسي لمقاومة الأوعية الدموية ، فإنها تنظم ضغط الدم والإنتاج القلبي ، مما يضمن تدفق الدم الكافي لتلبية متطلبات التمثيل الغذائي والفسيولوجي للأنسجة والأعضاء5. ينظم الشريان القاعدي ، المصنف على أنه شريان مقاومة ، تدفق الدم إلى جذع الدماغ بشكل أساسي6. خلايا العضلات الملساء ، التي تشكل جدران شرايين المقاومة ، هي الوسطاء الرئيسيين لمقاومة الأوعية الدموية من خلال تنظيم تقلص الحالة المستقرة أو توتر الأوعية الدموية. تحتوي هذه الخلايا على العديد من القنوات الأيونية ، بما في ذلك قنوات K + وقنوات Ca2+ وقنوات Cl ، والتي تعتبر ضرورية لتعديل نغمة الأوعية الدموية5،7.

تعتبر قنوات K + ضرورية في إنشاء إمكانات الغشاء وتنظيم النغمة الانقباضية لخلايا العضلات الملساءالشريانية 8. هناك أربعة أنواع من قنوات K + في العضلات الملاءة الشريانية: K + (Kᴠ) المعتمد على الجهد ، و Ca2 + المعتمد على K + (KCa) ، و K + المعتمد على ATP (KATP) ، والمعدل الداخلي K + (Kir) القنوات9،10،11. يتم تصنيف قنوات Kir إلى سبعة أنواع فرعية ، مع كون Kir2.x قنوات Kir كلاسيكية. من بين هذه العائلات الفرعية Kir2.x هي الأكثر صلة بالأوعية الدموية. تظهر تيارات Kir تصحيحا داخليا عند الفولتية السالبة ، مما يشير إلى صافي تدفق K + إلى الخلية ، بينما عند الفولتية الموجبة ، يوجد حد أدنى من تدفق تيار K + صافي5. في نظام القلب والأوعية الدموية ، تعتبر قنوات Kir ضرورية لتحقيق الاستقرار في إمكانات الغشاء. يؤدي تنشيطها إلى فرط استقطاب غشاء الخلية وتوسع الأوعية12،13،14.

تم إجراء تجارب المشبك على خلايا العضلات الملساء المعزولة حديثا في الشرايين المختلفة ، بما في ذلك الشرايين التاجية والدماغية والكلى والمساريقية15،16. في حين أن بعض الطرق تستخدم نفس النوع من الكولاجيناز لعزل الخلايا ، فإن الإجراءات الدقيقة تختلف. لخصت دراسات قليلة بشكل شامل طرق عزل خلايا العضلات الملساء الوعائية. لذلك ، تركز هذه الدراسة على العزل الجديد لخلايا العضلات الملساء الوعائية الأولية من الشريان القاعدي للفئران وتسجيل تيارات قناة Kir في هذه الخلايا باستخدام تقنية مشبك التصحيح للخلية الكاملة ، مما يوفر بروتوكولا مفصلا وكاملا للباحثين في المجالات ذات الصلة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمت الموافقة على بروتوكول من قبل لجنة أخلاقيات رعاية في مختبر الطب الصيني التقليدي بجامعة تشنغدو (السجل رقم 2024035). تم استخدام ذكور Sprague-Dawley (SD) الفئران ، التي تزن 260-300 جم وتتراوح أعمارها بين 8 و 10 أسابيع ، في هذه الدراسة. تم تزويد بالماء والغذاء (علف التجريبية SPF) بشكل خاص. تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في هذه الدراسة مدرجة في جدول المواد.

1. تشريح الشريان القاعدي للفئران

  1. تحضير الحل
    1. قم بإعداد الحلول كما هو موضح في الجدول 1.
  2. تخدير الفئران عن طريق استنشاق 2٪ إيزوفلوران. تأكد من التخدير العميق باستخدام قرصة إصبع القدم. إذا لزم الأمر، قم بإعطاء مخدر إضافي. انتقل على الفور إلى فتح الجمجمة وفضح الدماغ على طاولة العمليات المحمولة.
  3. انقل الدماغ بسرعة إلى طبق بتري يحتوي على PSS مشبع بنسبة 95٪ O2 و 5٪ CO2 عند 4 درجات مئوية. تأكد من أن المحلول يحتوي على درجة حموضة 7.40.
  4. ضع الدماغ بطنيا لأعلى في طبق بتري وثبته بالإبر. تحت المجهر الضوئي ، حدد موقع الشريان القاعدي وقم بإزالة الأنسجة المحيطة بعناية باستخدام ملاقط ومقص معقم (انظر الشكل 1 أ).
  5. أدخل سلكا بطول 2 سم بقطر 25 ميكرومتر في الشريان القاعدي المعزول. افركي الجدار الداخلي برفق بالسلك لإزالة بطانة الأوعية الدموية بشكل فعال.
    ملاحظة: يقع الشريان القاعدي في الفئران داخل التلم القاعدي لجذع الدماغ عند قاعدة الدماغ ويتكون من التقاء الشرايين الفقرية اليمنىواليسرى 2. أثناء عملية العزل ، تعامل مع الشريان بعناية لتجنب التمدد المفرط أو الضغط الذي قد يؤدي إلى تلف.

2. عزل خلايا العضلات الملساء

  1. سخن 1 مل من محلول فصل الخلايا ، و 1 مل من التحلل المائي الأنزيمي الأول ، و 1 مل من التحلل المائي الأنزيمي II إلى 37 درجة مئوية في أنابيب الاختبار 1 و 2 و 3 ، على التوالي (انظر الشكل 1 ب).
  2. نقل الشريان القاعدي المعزول إلى أنبوب الاختبار 2. قم بحقن خليط من 95٪ O2 و 5٪ CO2 في الأنبوب باستمرار ، وحافظ على المعالجة الأنزيمية لمدة 30 دقيقة (انظر الشكل 1C).
  3. نقل الشريان القاعدي من أنبوب الاختبار 2 إلى أنبوب الاختبار 3. استمر في حقن 95٪ O2 و 5٪ CO2 في الأنبوب ، وحافظ على المعالجة الأنزيمية لمدة 5 دقائق (انظر الشكل 1 د).
  4. أضف 1 مل من محلول فصل الخلايا 37 درجة مئوية من أنبوب الاختبار 1 إلى أنبوب الاختبار 3. استمر في حقن 95٪ O2 و 5٪ CO2 مع الحفاظ على العلاج الأنزيمي لمدة 3 دقائق. ثلاثي تحضير الشريان القاعدي لإطلاق الخلايا (انظر الشكل 1E).
  5. أضف محلول فصل 4 درجات مئوية إلى أنبوب الاختبار 3 لإنهاء العملية الأنزيمية (انظر الشكل 1F). الطرد المركزي الخليط على حرارة 59 × جم لمدة 6 دقائق. تخلص من المادة الطافية باستخدام ماصة ، وأضف محلول فصل 4 درجات مئوية مرة أخرى (انظر الشكل 1G) ، وكرر الطرد المركزي مرتين لإزالة الإنزيمات المتبقية.
  6. قم بإزالة المادة الطافية باستخدام ماصة ، وقم بتخزين 1 مل من تعليق الخلية عند 4 درجات مئوية لمدة تصل إلى 6-8 ساعات.
  7. خذ 100 ميكرولتر من معلق الخلية وضعه في الحمام (انظر الشكل 1H). أضف 1 مل من السائل خارج الخلية إلى الحمام واترك الخلايا تستقر لمدة 40 دقيقة لتلتصق بالقاع (انظر الشكل 2).
    ملاحظة: بالنسبة للخلايا في مجموعة العلاج (على سبيل المثال ، باكلوريد2 أو نيتروبروسايد الصوديوم) ، قم باحتضانها مسبقا مع المواد المعنية في درجة حرارة الغرفة (22-26 درجة مئوية) لمدة 40 دقيقة خلال فترة التعلق.

3. تسجيل تيار Kir باستخدام مشبك التصحيح للخلية الكاملة

  1. تصنيع الماصات الدقيقة
    1. قم بتشغيل مجتذب الماصة الدقيقة (راجع جدول المواد).
    2. ضع أنبوبا زجاجيا (القطر الخارجي: 1.5 مم ، القطر الداخلي: 1.10 مم ، الطول: 10 سم) في المجتذب. حدد البرنامج 1 ، وانقر فوق Enter ، وقم بالوصول إلى البرنامج 1. قم بإجراء اختبار منحدر بالنقر فوق المنحدر على لوحة التحكم لقياس القيمة الحرارية للأنبوب الزجاجي.
      ملاحظة: قم بتحرير البرنامج 1 باستخدام المعلمات التالية: الحرارة: المنحدر، السحب: 0، السرعة: 25، التأخير: 1، الضغط: 500، الوضع: تأخير، تمكين الحرارة الآمنة. يجب إجراء اختبار المنحدر عند تغيير الخيوط أو أنواع الماصات الزجاجية. يجب أن يكون قطر طرف الماصات الدقيقة ~ 1-2 ميكرومتر وطول مخروطي يبلغ حوالي 5 مم. تؤدي أقطار الأطراف الأصغر والأقماع الأطول إلى مقاومة أعلى للماصة.
    3. أدخل أنبوبا زجاجيا جديدا وحدد البرنامج 1. انقر فوق Enter لتصنيع الماصة الدقيقة.
  2. تسجيل Kir الحالي
    1. قم بتشغيل الأجهزة بالتتابع: المحول الرقمي إلى التناظري ، ومضخم الإشارة ، ومعالج الدقيق ، والمجهر ، والكاميرا ، والكمبيوتر.
    2. قم بتشغيل البرنامج بالترتيب التالي: الكاميرا ومكبر للصوت وبرنامج الحصول على البيانات.
      ملاحظة: إذا لم يكن المجهر مزودا بكاميرا، فإن برنامج الجهاز فقط يحتاج إلى التنشيط. تأكد من فتح البرنامج بعد تهيئة الأجهزة لتمكين الوظائف المناسبة.
    3. في برنامج الحصول على البيانات، حدد ملف > تعيين أسماء ملفات البيانات لإنشاء مسار تخزين البيانات.
    4. قم بتحرير البروتوكول لتسجيل تيارات Kir على النحو التالي:
      1. واجهة شكل الموجة: العصر A & D: النوع = الخطوة ؛ المستوى الأول = −60 مللي فولت ؛ مستوى دلتا = 0 مللي فولت ؛ المدة الأولى = 100 مللي ثانية. مدة دلتا = 0 مللي ثانية. العصر ب: النوع = الخطوة ؛ المستوى الأول = −160 مللي فولت ؛ مستوى دلتا = 0 مللي فولت ؛ المدة الأولى = 1 مللي ثانية. مدة دلتا = 0 مللي ثانية. العصر C: النوع = المنحدر. المستوى الأول = 40 مللي فولت ؛ مستوى دلتا = 20 مللي فولت ؛ المدة الأولى = 500 مللي ثانية؛ مدة دلتا = 0 مللي ثانية.
      2. واجهة الوضع/المعدل: تأخير الإصدار التجريبي = 0 ثانية؛ يدير = 1 ؛ عمليات المسح = 1 ؛ مدة المسح = 0.8 ثانية.
      3. واجهة المخرجات: القناة # 0 ؛ مستوى التثبيت = −60 مللي فولت. احفظ البروتوكول وقم بتسميته باسم "بروتوكول Kir".
        ملاحظة: تم تصميم إعداد البروتوكول لتسجيلات حالية محددة ويمكن إعادة استخدامه بعد الحفظ. تأكد من أن واجهة الإخراج تتطابق مع أسلاك الجهاز (على سبيل المثال ، القناة # 0).
    5. قم بتمكين وظيفة اختبار الغشاء في قائمة الأدوات الخاصة ببرنامج الحصول على البيانات.
    6. ضع الخلية للقياس في وسط عرض الكاميرا بالمجهر.
    7. اغمر طرف السلك المرجعي في محلول الحمام. املأ 20٪ من الماصة الدقيقة (المصنعة في الخطوة 3.1) بالمحلول داخل الخلايا وثبته على حامل قطب التسجيل.
      1. استخدم ضغطا موجبا باستخدام حقنة، وحرك طرف الماصة إلى محلول الحمام، واضبط إزاحة الماصة على برنامج مضخم الإشارة لضبط خط الأساس الحالي على 0 باسباسكال (انظر الشكل 3 أ).
        ملاحظة: استخدم الأسلاك المرجعية Ag / AgCl. يجب أن تكون مقاومة الماصة 4-6 MΩ.
    8. اضغط برفق على الماصة على غشاء الخلية. لاحظ زيادة في مقاومة الختم (Rt) إلى 1 MΩ على الأقل (الشكل 3 ب). قم بإزالة الضغط الإيجابي وتطبيق الضغط السلبي لإنشاء مقاومة عالية مع Rt ≥ 1 GΩ (الشكل 3C).
      1. اضبط جهد التثبيت على -60 مللي فولت وقم بتعويض سعة القطب الكهربائي باستخدام Cp Fast و Cp Slow (الشكل 3D).
        ملاحظة: إذا ظل Rt أعلى من 1 GΩ ، فانتقل إلى الخطوة التالية ؛ وإلا، استبدل الخلية أو الماصة وكرر الخطوات 3.2.6-3.2.8.
    9. قم بتطبيق ضغط سلبي قصير لتمزيق غشاء الخلية ، وتشكيل تكوين خلية كاملة (الشكل 3E). حدد خلية كاملة في برنامج مضخم الإشارة ، وانقر فوق تلقائي لتعويض سعة الغشاء (الشكل 3F) ، وقم بتحميل بروتوكول Kir ، وابدأ تسجيل البيانات. كرر الخطوات 3.2.6-3.2.9 للخلايا المعالجة.
      ملاحظة: إذا كانت مقاومة السلسلة (Ra) >30 MΩ، فحدد خلية جديدة. إذا كان 30 MΩ > Ra > 10 MΩ ، فقم بتطبيق تعويض مقاومة السلسلة قبل التسجيل. يتطلب هذا البروتوكول Ra < 10 MΩ.
  3. تحليل البيانات
    1. افتح برنامج تحليل البيانات وقم بتحميل البيانات المسجلة. استخدم المؤشرات لتحليل التتبعات الحالية وتصدير البيانات لرسم منحنى IV.
    2. قم بإنشاء إشارة شكل موجة محفزة عن طريق تحديد تحرير > إنشاء إشارة شكل موجة التحفيز والتأكيد.
    3. قم بتصدير تتبع بروتوكول Kir عن طريق تحديد تحرير > تتبع النقل، وتحديد منطقة التتبع الكاملة والإشارة (A0 #0)، ونسخ البيانات لمزيد من التحليل.
    4. قم بتصدير التتبعات الحالية للممثل Kir عن طريق تحديد تحرير > تتبع النقل، وتحديد منطقة التتبع الكاملة والإشارة (IN 0)، ونسخ البيانات لإنشاء مخططات التتبع الحالية.
      ملاحظة: تطبيع البيانات الحالية باستخدام كثافة التيار (pA/pF) لإجراء مقارنة دقيقة بين الخلايا ذات الأحجام المختلفة. تأكد من تسجيل السعة الغشائية (سم) أثناء التجربة17.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

عزل خلايا العضلات الملساء الشريانية
يوضح القسم الأول من الإجراء تفاصيل عملية عزل خلايا العضلات الملساء من الشريان القاعدي الدماغي للفئران. هذه العملية موضحة في الشكل 1. يتضمن الإجراء خطوات الهضم الأنزيمي وفصل الخلايا لتحرير خلايا العضلات الملساء من الشريان.

صور تمثيلية لخلايا العضلات الملساء المعزولة
يقدم القسم الثاني رسما تخطيطيا تمثيليا لخلايا العضلات الملساء المعزولة. يتضمن الشكل 2 صورا ساحلي...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعود تسجيل الخلية الكاملة باستخدام الخلايا المعزولة حديثا إلى أوائل الثمانينيات18 ، وأصبح تسجيل تيارات القناة من خلايا العضلات الملساء القاعدية للقوارض يمارس على نطاق واسع في التسعينيات19. مع التقدم التكنولوجي ، يركز الباحثون بشكل متزايد على النتائج التي تم تحقيقها من خلال هذه التقنيات. ومع ذلك ، فإن الاهتمام المعطى لتحديث الأساليب التقنية وتلخيصها قد تضاءل تدريجيا. تقدم هذه الورقة طريقة مفصلة للفصل الجديد لخلايا العضلات الملساء الوعائية وا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإفصاح عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذا العمل من قبل برنامج المواهب الخاصة بجامعة تشنغدو للطب الصيني التقليدي ل "خطة تعزيز أبحاث علماء Xinglin والمواهب الانضباطية" (33002324) ومشروع البحث والتطوير الرئيسي لإدخال المواهب العلمية والتكنولوجية عالية المستوى في مدينة Luliang (2022RC28).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
الألبومين الأبقار مصلسيجما ، الولايات المتحدة الأمريكيةB2064
كلوريد الباريومماكلين الكيمياء الحيوية المحدودة ، شنغهاي ، الصينB861682
CaCl2< / sub>Sangon Biotech Co.، Ltd. ، شنغهاي ، الصينA501330
كاميراHamamatsu ، اليابانC11440
برنامج الكاميراImage J ، الولايات المتحدةالأمريكية مدير صغير 2.0.0-gammal
Collagenase FSigma ، الولايات المتحدة الأمريكيةC7926
Collagenase HSigma ، الولايات المتحدة الأمريكيةC8051
الكمبيوترLenovo ، الصين~
برنامج الحصول على البياناتالأجهزة الجزيئية ، الولايات المتحدة الأمريكيةClampex 10.4
برنامج تحليل البياناتAxon ، الولايات المتحدة الأمريكيةclampfit 10.4
D-glucoseSangon Biotech Co., Ltd., شنغهاي, الصينA610219
محول رقمي تناظريالأجهزة الجزيئية, الولايات المتحدة الأمريكيةAxon digidata 1550B
DithiothreitolSigma, USAD0632
Drawing SoftwareSan Diego, California, USAGraphPad 
EGTASangon Biotech Co.، Ltd. ، شنغهاي ، الصينA600077
أنبوب زجاجيDL Naturegene Life Sciences.USAB150-86-10
HEPESXiya Reagent Co.، Ltd. ، Shandong ، الصينS3872
KClSangon Biotech Co.، Ltd. ، شنغهاي ، الصينA100395
KH2< / sub>PO4< / sub>Sangon Biotech Co., Ltd., شنغهاي, الصينA100781
MgCl2· 6H2< / sub>OSangon Biotech Co.، Ltd. ، شنغهاي ، الصينA100288
Micromanipulatorsutter ، الولايات المتحدة الأمريكيةMP285A
مجتذبماصة دقيقة ، الولايات المتحدة الأمريكيةP1000
مجهرأوليمبوس ، اليابانIX73
Na 2< / sub>-ATPSigma ، الولايات المتحدة الأمريكيةA26209
Na 2HPO4Sangon Biotech Co.، Ltd.، شنغهاي، الصينA610404
NaClSangon Biotech Co.، Ltd.، شنغهاي، الصينA100241
NaH2PO4Sangon Biotech Co.، Ltd.، شنغهاي، الصينA600878
NaHCO3Sangon Biotech Co.، المحدودة ، شنغهاي ، الصينA100865
NaOHSangon Biotech Co.، Ltd. ، شنغهاي ، الصينA100173
PapainSigma ، الولايات المتحدة الأمريكيةP4762
Potassium-D-gluconateSangon Biotech Co.، Ltd. ، شنغهاي ، الصينA507810
مضخم إشارةالجزيئية ، الولايات المتحدة الأمريكيةAxon MutiClamp 700B
الأجهزة الجزيئية ، الولايات المتحدة الأمريكيةMultiClamp Commander البرمجيات
الصوديوم nitroprussideSangon Biotech Co.، Ltd. ، شنغهاي ، الصينA600867
برنامج التحليل الإحصائيسان دييغو ، كاليفورنيا ، الولايات المتحدة الأمريكيةGraphPad   ؛
الأجهزة برنامج مضخم إشارة

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Goins, R. T., et al. Lower body functioning and correlates among older american indians: The cerebrovascular disease and its consequences in american indians study. BMC Geriatrics. 18 (1), 1-9 (2018).
  2. Mattle, H. P., Arnold, M., Lindsberg, P. J., Schonewille, W. J., Schroth, G. Basilar artery occlusion. Lancet Neurol. 10 (11), 1002-1014 (2011).
  3. Morales, A., Parry, P. V., Jadhav, A., Jovin, T. A novel route of revascularization in basilar artery occlusion and review of the literature. BMJ Case Reports. , 1-6 (2015).
  4. Ghantous, C. M., Azrak, Z., Rahman, F. A., Itani, H. A., Zeidan, A. Assessment of basilar artery reactivity in stroke and subarachnoid hemorrhage using wire myograph. Methods Mol Biol. 34, 625-643 (2016).
  5. Tykocki, N. R., Boerman, E. M., Jackson, W. F. Smooth muscle ion channels and regulation of vascular tone in resistance arteries and arterioles. Compr Physiol. 7 (2), 485-581 (2017).
  6. Wu, B. -N., et al. Hyposmotic challenge inhibits inward rectifying K+ channels in cerebral arterial smooth muscle cells. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292 (2), H1085-H1094 (2007).
  7. Jackson, W. F. Ion channels and vascular. Hypertension. 35 (2), 173-178 (2000).
  8. Jackson, W. F. Potassium channels in the peripheral microcirculation. Microcirculation. 12 (1), 113-127 (2005).
  9. Dogan, M. F., Yildiz, O., Arslan, S. O., Ulusoy, K. G. Potassium channels in vascular smooth muscle: A pathophysiological and pharmacological perspective. Fundam Clin Pharmacol. 33 (5), 504-523 (2019).
  10. Daghbouche-Rubio, N., López-López, J. R., Pérez-García, M. T., Cidad, P. Vascular smooth muscle ion channels in essential hypertension. Front Physiol. 13, 1-9 (2022).
  11. Sahranavard, T., et al. The role of potassium in atherosclerosis. Eur J Clin Invest. 51 (3), 1-19 (2020).
  12. Crecelius, A. R., Dinenno, F. A. Vascular regulation via kir channels and Na+/K+-ATPase. Channels. 9 (4), 171-172 (2015).
  13. Liu, Y., et al. Prostanoids contribute to regulation of inwardly rectifying K+ channels in intrarenal arterial smooth muscle cells. Life Sci. 250, 1-9 (2020).
  14. Li, W., et al. Luteolin-induced coronary arterial relaxation involves activation of the myocyte voltage-gated K+ channels and inward rectifier K+ channels. Life Sci. 221, 233-240 (2019).
  15. Guo, P., et al. Coronary hypercontractility to acidosis owes to the greater activity of tmem16a/ano1 in the arterial smooth muscle cells. Biomed Pharmacother. 139, 1-14 (2021).
  16. Jing, Y., et al. Apigenin relaxes rat intrarenal arteries, depresses Ca2+-activated Cl− currents and augments voltage-dependent K+ currents of the arterial smooth muscle cells. Biomed Pharmacother. 115, 1-9 (2019).
  17. Manz, K. M., Siemann, J. K., Mcmahon, D. G., Grueter, B. A. Patch-clamp and multi-electrode array electrophysiological analysis in acute mouse brain slices. STAR Protocols. 2 (2), 1-30 (2021).
  18. Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pflugers Arch. 391 (2), 85-100 (1981).
  19. Langton, P. D., Standen, N. B. Calcium currents elicited by voltage steps and steady voltages in myocytes isolated from the rat basilar artery. J Physiol. 469 (0), 535-548 (1993).
  20. Kittiwoot, T. -O., et al. Isolation of intrapulmonary artery and smooth muscle cells to investigate vascular responses. J Vis Exp. (184), e63686(2022).
  21. Trask, A. J., Lucchesi, P. A., Mccallinhart, P. E., Zhang, X., Husarek, K. E. Isolation of murine coronary vascular smooth muscle cells. J Vis Exp. 111, e53983(2016).
  22. Ribeiro, M. P., Relvas, R., Chiquita, S., Correia, I. J. Isolation of human umbilical arterial smooth muscle cells (HUASMC). J Vis Exp. (41), e1940(2010).
  23. Kim, H. J., et al. Increased inward rectifier K+ current of coronary artery smooth muscle cells in spontaneously hypertensive rats; partial compensation of the attenuated endothelium-dependent relaxation via Ca2+-activated K+ channels. Clin Exp Pharmacol Physiol. 47 (1), 38-48 (2019).
  24. Qiao, Y., et al. Kir2.1 regulates rat smooth muscle cell proliferation, migration, and post-injury carotid neointimal formation. Biochem Biophys Res Commun. 477 (4), 774-780 (2016).
  25. Tykocki, N. R., Bonev, A. D., Longden, T. A., Heppner, T. J., Nelson, M. T. Inhibition of vascular smooth muscle inward-rectifier K+channels restores myogenic tone in mouse urinary bladder arterioles. Am J Physiol Renal Physiol. 312 (5), F836-F847 (2017).
  26. Ko, E. A., Han, J., Jung, I. D., Park, W. S. Physiological roles of K+ channels in vascular smooth muscle cells. Smooth Muscle Res. 44 (2), 65-81 (2008).
  27. Standen, N. B., Quayle, J. M. K+ channel modulation in arterial smooth muscle. Acta Physiol Scand. 164, 549-557 (1998).
  28. Smith, P. D., et al. Kir channels function as electrical amplifiers in rat vascular smooth muscle. J Physiol. 586 (4), 1147-1160 (2008).
  29. Kanda, H., Tonomura, S., Dai, Y., Gu, J. G. Protocol for pressure-clamped patch-clamp recording at the node of Ranvier of rat myelinated nerves. STAR Protocols. 2 (1), 1-12 (2021).
  30. Witchel, H. J., Milnes, J. T., Mitcheson, J. S., Hancox, J. C. Troubleshooting problems with in vitro screening of drugs for qt interval prolongation using HERG K+ channels expressed in mammalian cell lines and Xenopus oocytes. J Pharmacol Toxicol Methods. 48 (2), 65-80 (2002).
  31. Kodandaramaiah, S. B., Franzesi, G. T., Chow, B. Y., Boyden, E. S., Forest, C. R. Automated whole-cell patch-clamp electrophysiology of neurons in vivo. Nat Methods. 9 (6), 585-587 (2012).
  32. Park, W. S., Han, J., Earm, Y. E. Physiological role of inward rectifier K+ channels in vascular smooth muscle cells. Pflugers Arch. 457 (1), 137-147 (2008).
  33. Thomas, C., Svehla, L., Moffett, B. S. Sodium nitroprusside induced cyanide toxicity in pediatric patients. Expert Opin Drug Saf. 8 (5), 599-602 (2009).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة