يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

نهج جراحي لسحق العصب البصري في نموذج الأرانب

1.9K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/67415

⸱

يوليو 8, 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Spencer Center for Vision Research, Byers Eye Institute, Department of Ophthalmology, Stanford University, 2Department of Ophthalmology, Technical University of Munich, Hospital rechts der Isar, 3Department of Bioengineering, Stanford University, 4Department of Comparative Medicine, Stanford University, 5Glaucoma Center of Excellence, Wilmer Eye Institute, Johns Hopkins University

في هذه المقالة

ملخص

تقدم هذه الورقة تعليمات مفصلة لإجراء سحق العصب البصري في نموذج الأرانب باستخدام تقنيات جراحة العيون القياسية.

الملخص

سحق العصب البصري (ONC) هو تقنية تجريبية تستخدم لنمذجة ودراسة آليات اعتلال الأعصاب البصري والتدخلات العلاجية المحتملة. استخدمت دراسات ONC في الغالب نماذج القوارض. ومع ذلك ، تظهر هذه النماذج اختلافات تشريحية وفسيولوجية ملحوظة عن البشر ، مما قد يحد من قابلية الترجمة. هنا ، نصف التقنية الجراحية لتحقيق نموذج ONC في الأرانب ، وهو نوع ذو أبعاد كروية تشبه إلى حد كبير عيون الإنسان. تستخدم التقنية الجراحية المطورة تقنيات جراحة العيون المستخدمة في جراحات الحول وتجميل العين ولا تتطلب إنشاء نوافذ عظمية أو استئصال الكانيات. تم التحقق من صحة النموذج من خلال تقييمات استجابة الحدقة في ظل ظروف الإضاءة المختلفة والإمكانات المستحثة البصرية (VEPs) قبل وبعد ONC. أظهرت النتائج انخفاضا كبيرا في كل من استجابة الحدقة وسعة VEP في عيون ONC ، مقارنة بالعيون المقابلة غير المعالجة ، مما يشير إلى فقدان الوظيفة البصرية بعد الإصابة ، كما هو متوقع. قد توفر هذه التقنية الجراحية نماذج لاستكشاف إصابات العصب البصري واختبار الاستراتيجيات العلاجية المحتملة ، مع آثار أوسع لفهم وعلاج الأمراض التنكسية العصبية للعين.

المقدمة

تقنية سحق العصب البصري (ONC) هي طريقة تجريبية لتوليد نماذج إصابة العصب البصري الخاضعة للرقابة المطلوبة للتحقيق في اعتلال الأعصاب البصري1،2،3. من خلال إحداث ضرر موضعي للعصب البصري ، مما يؤدي إلى إصابة محورية وتنكس الخلايا العقدية الشبكية ، يحاكي نموذج ONC بعض الخصائص المرضية لاعتلالات الأعصاب البصرية المختلفة ، مثل الاعتلال العصبي البصري الرضحي والزرق4،5،6،7. يتيح هذا النموذج المتحكم فيه بعد ذلك استكشافا مفصلا للآليات الكامنة وراء تلف الأعصاب والتنكس والتجديد المحتمل في طب العيون وعلم الأعصاب8،9،10،11،12،13،14.

تم تطبيق تقنية ONC والأبحاث المرتبطة بها على نطاق واسع باستخدام نماذج القوارض ، مع مزاياها من حيث الحجم وسهولة التعامل معها وتكاليف الصيانة المنخفضة. بالإضافة إلى ذلك ، تقدم القوارض مجموعة واسعة من أدوات التلاعب الجيني ، والتي تعتبر ضرورية للعلاج الجيني والتدخلات الجزيئية12،14،15. على الرغم من هذه الفوائد ، فإن الاختلافات التشريحية والفسيولوجية الكبيرة بين القوارض والبشر لها قيود محتملة في قابلية الترجمة. قد لا تترجم تقنيات العلاج التي تم تطويرها في القوارض إلى البشر بسبب التباين الكبير في حجم العين (الطول المحوري للفئران 6.3 مم16 مقارنة ب 22.5 ملم في البشر). تحاكي عيون الأرانب بشكل أكثر دقة حجم العين البشرية (الطول المحوري للأرنب 15.3 مم17،18) ، وبالتالي توفير نموذج أفضل لتطوير التقنيات الجراحية ودراسات الحرائك الدوائية من القوارض. تم استخدام الأرانب في نماذج ONC ، لكن التقارير الحالية لا تصف بشكل كاف التقنية الجراحية ، و / أو تستخدم شق الكانثومي أو نوافذ العظام19،20،21،22،23،24،25. هناك اختلافات تشريحية بين الأرانب وعيون الإنسان ، وهي وجود العصب النخاعي ، وشبكية العين اللاوعمية نسبيا ، ونقص الصفيحة الكريبروسية الكولاجينية ، التي تحد من قابلية الترجمة الكاملة. ومع ذلك ، قد يظل الأرنب بمثابة نقطة انطلاق للترجمة البشرية في نهاية المطاف.

بينما تم الإبلاغ عن تقنيات ONC في نماذج حيوانية أكبر مثل الخنازير4،6 ، والماعز5،9 ، والرئيسيات غير البشرية5،26 ، فإن تعقيد الإجراء و / أو تكلفة هذه النماذج يحد من قابليتها للتطبيق. وبالتالي ، فإن الأرنب يقدم أرضية وسطية اقتصادية وذات عين كبيرة بما يكفي.

لتلبية هذه الحاجة ، تقدم دراستنا تقنية ONC الجراحية المكررة لنماذج الأرانب. من خلال تطبيق تقنية ONC في الأرانب ، نهدف إلى سد الفجوة الحالية في النماذج الحيوانية ، وتعزيز فهمنا لإصابات العصب البصري والأمراض التنكسية العصبية ، وتطوير استراتيجيات علاجية جديدة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

في هذا البحث ، تم استخدام الأرانب البيضاء النيوزيلندية (4.4 - 4.8 كجم). التزم تصميم التجارب على بإرشادات ARVO لاستخدام في أبحاث طب العيون والرؤية. قامت اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام بجامعة ستانفورد بمراجعة هذه التجارب ومنحت الموافقة عليها (رقم البروتوكول: APLAC-33781).

1. ONC

  1. قم بتخدير الأرنب (ن = 4) باتباع إرشادات مركز الخدمة البيطرية (VSC) للتأكد من أن الأرنب مخدر بشكل كاف وخالي من الألم طوال العملية. باختصار، يتم تطبيق الكيتامين (30 ملغ/كغ) والزيلازين (3 ملغ/كغ) تحت الجلد.
    ملاحظة: يتم تأكيد المستوى الجراحي للتخدير من خلال تقييم العديد من معايير عمق التخدير ، بما في ذلك قرصة إصبع القدم ونغمة الفك.
  2. في بداية الإجراء، يتم تطبيق الإفراج الممتد من البوبرينورفين (0.15 ملغم/كغ) تحت الجلد لعلاج التسكين والسترات الماروبيتانت (2 ملغ/كغ) للتعافي بشكل أكثر سلاسة. راقب العلامات الحيوية للحيوان وعمق التخدير كل 5-15 دقيقة لضمان الصحة.
  3. قم بتوفير مصدر حرارة مثل وسادة تسخين كهربائية أو بطانية مياه متداولة ، واضبط الإعدادات بناء على درجة حرارة الجسم.
  4. توفير 1-4٪ إيزوفلوران أو 1-6٪ سيفوفلوران بواسطة قناع الوجه للحفاظ على التخدير حسب الحاجة.
  5. قم بإعطاء مزيج من قطرات العين من البروباراكايين (0.5٪) والفينيليفرين (2.5٪) والتروبيكاميد (1٪) قبل حوالي 5-15 دقيقة من الإجراء.
    ملاحظة: توفر قطرات العين تخديرا موضعيا وتسعة حدقة العين27.
  6. ضع الأرنب على جانبه مع تعرض العين اليمنى (الشكل 1). ضع محلول البيتادين بنسبة 5٪ على العين والرموش والجلد المحيط بالعينين للتعقيم باستخدام تقنية التعقيم القياسية.
  7. قم بتطبيق قطرات العين بروباراكايين مرة أخرى للتخدير الموضعي الإضافي.
  8. للحفاظ على العقم ، ثنى بغلاف بلاستيكي28 ، مع ترك فتحة صغيرة بحجم العين على العين اليمنى (الشكل 1).
    1. تأكد من التعامل مع الحواف العلوية والسفلية فقط لكل ورقة تغليف بلاستيكية ، حيث يتم لصقها على الجانب السفلي من الطاولة ولا تتداخل مع العقم.
    2. ارتد قفازات معقمة وتأكد من بقاء جميع الأدوات الجراحية المعقمة داخل المجال المعقم أثناء العملية. استخدم مجموعة جديدة من الأدوات لكل.
  9. ضع خياطة جر القرنية ذات السماكة الجزئية (8-0) من خلال القرنية الطرفية العلوية بالقرب من الأطراف لتحطيم العين برفق ، مما يسهل الوصول بشكل أفضل إلى العصب البصري ، الذي يقع بشكل متفوق في الأرنب (الشكل 2 أ).
  10. إجراء استئصال الصفاق الملتحمة (أي شق في الملتحمة حول القرنية)29 من الساعة 10 إلى 2 باستخدام مقص Westcott والملقط 0.12 مم.
  11. قم بتشريح كبسولة Tenon بعناية باستخدام مقص Wescott لفضح المستقيم العلوي الأساسي والعضلات المائلة العليا.
  12. استخدم خطافا عضليا لعزل العضلات العلوية (الشكل 2 ب).
  13. قم بتأمين العضلات المعقوفة بخياطة مزدوجة الذراع (8-0) باستخدام تقنيات الحول القياسية30 (الشكل 2 ج). باختصار ، قم بتمرير الخيط بكامل سمكه عبر مركز العضلات العلوية واربطه باستخدام عقدة الجراح. ثم قم بتمرير سمك الإبرة الجزئي عبر طول العضلة من المركز إلى حافة العضلات. قم بتحميل الإبرة الخلفية وقم بتمريرها بسماكة كاملة من الجانب السفلي من العضلات إلى الأمام. مرر حامل الإبرة عبر الحلقة لإمساك الإبرة.
    ملاحظة: سحب الإبرة يشد ويغلق نصف العضلات. ثم يتم استخدام الإبرة الثانية لتأمين النصف المتبقي من العضلة في صورة طبق الأصل للنصف الأول.
  14. استخدم مقص Wescott لفصل العضلات عن الكرة الأرضية ، مع التأكد من عدم قطع الغرز الموضوعة على العضلات.
  15. قم بتغطية الكرة الأرضية برفق باستخدام خياطة القرنية وفضح الفضاء المداري داخل المخروط عن طريق سحب خياطة العضلات بشكل متفوق (الشكل 2 د).
  16. قم بتشريح الأنسجة المدارية المحيطة برفق لكشف العصب البصري بالكامل.
    1. لا تقطع أي أنسجة في المدار واستخدم فقط تشريحا حادا. لا تتلف الوريد الدوامي (الشكل 2 د).
    2. استخدم خطافا عضليا ، إذا لزم الأمر ، لتحديد موقع العصب البصري وعزله (الشكل 2 ه).
      ملاحظة: العصب البصري للأرنب متفوق قليلا ومحاط بأنسجة مدارية رجعية ، بما في ذلك الدهون البيضاء. العصب أبيض ، قطره حوالي 1 مم. تمتد الشرايين الهدبية الخلفية الطويلة على طول خطوط الطول في الساعة 3 و 9 الأدنى من رأس العصب البصري وقد تكون بمثابة دليل لتوطين العصب31.
  17. قم بتثبيت العصب البصري باستخدام حامل إبرة لمدة 60 ثانية للحث على إصابة السحق ، وبعد ذلك ستظهر علامة مرئية (الشكل 2F ، G). يقع موقع السحق خلف رأس العصب البصري بحوالي 3 مم لتجنب إتلاف الشريان العيوني. استخدم حامل إبرة قفل لضمان تطبيق قوة متسقة عبر جميع علاجات ONC ، مما يؤدي إلى إصابات مماثلة في العصب البصري بين الأرانب.
  18. أعد تقريب العضلات العليا إلى موقعها الأصلي على الكرة الأرضية (الشكل 2H). مرر الإبرتين (المستخدمة سابقا لتأمين العضلات المستقيمة العلوية والعضلات المائلة العلوية) بسماكة جزئية من خلال إدخال العضلات الأصلية. شد الخيط وضع عقدة الجراح30.
  19. أكمل الإجراء عن طريق خياطة الملتحمة على الأطراف بخيوط متقطعة (الشكل 2I).
  20. في نهاية الإجراء، يتم تطبيق السوائل البلورية الدافئة (10 مل/كغ) والملوكسيكام (0.5 ملغ/كغ) تحت الجلد لعلاج التسكين. استرجع عن طريق إيقاف تشغيل التخدير بالغاز وإعطاء الأتيبامزول (0.3 مجم / كغ) في العضل لعكس آثار الزيلازين. يتم تطبيق إفراز البوبرينورفين الممتد (0.15 ملغ/كغ) تحت الجلد أثناء التعافي.
  21. يجب تطبيق ميلوكسيكام (0.5 ملغ/كغ) تحت الجلد مرة واحدة يوميا خلال فترة 2-3 أيام بعد الجراحة وأكثر حسب الحاجة. تقديم الرعاية الداعمة ، بما في ذلك أجهزة التخصيب الإضافية (مثل الألعاب) والإثراء الغذائي ، خلال فترة 2-3 أيام بعد الجراحة وحسب الحاجة.
  22. يجب إعطاء سوائل إضافية تحت الجلد في فترة ما بعد الجراحة حسب الحاجة. راقب مرتين يوميا خلال الأيام الثلاثة الأولى بعد الجراحة ، ثم أسبوعيا أو حسب الحاجة بعد ذلك.

2. استجابة الحدقة

ملاحظة: لتقييم الوظيفة البصرية ، اختبر استجابة الحدقة من كلتا العينين قبل (الأيام -3 و -2 و -1) وما بعد ONC (الأيام +1 و +2 و +3) باستخدام الإجراءات الموضحة أدناه.

  1. باستخدام كاميرا الهاتف الذكي ، قم بتصوير العينين اليمنى واليسرى في ظروف الإضاءة المنخفضة (المتوسطة).
  2. قم بتسليط ضوء القلم مباشرة في العين اليمنى من مسافة حوالي 6 بوصات. قم بتصوير العين ثم كرر نفس الإجراء للعين اليسرى.
    ملاحظة: يجب أن تكون نغمة التلميذ مستقرة في غضون 5-10 ثوان.
  3. باستخدام الصورة J، أوجد نسبة قطر حدقة العين بالنسبة إلى قطر الأبيض إلى الأبيض من الصور الملتقطة.

3. إمكانات الفلاش البصرية (VEP)

ملاحظة: لتقييم سلامة المسار البصري ، من شبكية العين عبر العصب البصري إلى القشرة البصرية ، قم بتسجيل أشكال موجات VEP من كلتا العينين قبل (اليوم -2) وبعد ONC (اليومان +7 و +14) في ظل الظروف المظلمة ، باستخدام الإجراءات الموضحة أدناه.

  1. قم بتخدير الأرنب باتباع إرشادات VSC. باختصار، يتم تطبيق الكيتامين (15 ملغ/كغ)، وديكسميديتوميدين (0.05 ملغم/كغ)، وميدازولام (0.3 ملغم/كغ) في العضل.
    ملاحظة: قد يقلل التخدير بالغاز من إشارة VEP وبالتالي يجب تجنبه إن أمكن.
  2. قم بإعطاء مزيج من قطرات العين بروباراكايين (0.5٪) وفينيليفرين (2.5٪) وتروبيكاميد (1٪).
  3. أدخل ثلاثة أقطاب كهربائية للإبرة تحت الجلد في مواقع محددة كما هو موضح في الشكل 3 أ: بين الكانثي الإنسي (القطب المرجعي بكابل أسود) ، وبين لوح الكتف (القطب الأرضي بكابل أخضر) ، وعند النتوء القذالي الخارجي (تسجيل القطب الكهربائي بكابل أحمر) 6.
  4. ضع ضام الجفن على العين اليسرى وقم بتغطية العين اليمنى لمنع أي تعرض للضوء.
  5. سجل أشكال موجات VEP باستخدام جهاز محمول باليد (الشكل 3 ب ، ج) حيث يتم وميض محفز ضوئي (8.0 cd * s / m2 ، 0.99 هرتز).
    ملاحظة: قبل التسجيل ، تأكد من أن مستوى الضوضاء < 20 ميكرو فولت.
  6. كرر عملية التسجيل هذه ثلاث مرات على الأقل.
    ملاحظة: يتم حساب متوسط القياسات الثلاثية والتعامل معها كنقطة بيانات واحدة.
  7. اتبع نفس الإجراء للعين اليمنى ، مع التأكد من تغطية العين اليسرى الآن لمنع التعرض للضوء.
  8. من الأشكال الموجية VEP المجمعة ، حدد زمن انتقال P1 والسعة. يعرف زمن انتقال P1 بأنه وقت الذروة الموجبة الأولى (P1) بعد الذروة السلبية الأولية (N1) ، والتي تحدث عادة حوالي 60 مللي ثانية. P1 يتم حساب السعة على أنها الفرق بين السعات عند P1 و N1.

4. وضع العلامات والتصوير على المحاور

  1. في أسبوع واحد بعد ONC ، قم بحقن توكسين الكوليرا المحور العصبي الأمامي B (CTB ؛ مقترن مع Alexa Fluor 488) داخل الجسم الزجاجي في كلتا العينين (50 ميكرولتر من 1 ميكروغرام / ميكرولتر CTB في PBS لكل عين ؛ مفلتر معقم) باستخدام حقنة أنسولين 29 جم.
  2. بعد أسبوعين من ONC ، قتل الأرانب بالوريد بنتوباربيتال الصوديوم (100 مجم / كجم) والفينيتوين الصوديوم (12.8 مجم / كجم) ، وتأكد من الوفاة عن طريق التسمع القلبي.
  3. قم باستئصال مقل العيون ، وإزالة الأنسجة المتبقية باستخدام مقص Westcott ، وقم بإصلاح الكرات الأرضية في 4٪ بارافورمالدهيد (في PBS) لمدة 24 ساعة عند 4 درجات مئوية.
  4. بعد غسل مقل العيون باستخدام PBS لمدة 4 ساعات ، قم بتشريح الأعصاب البصرية الثابتة وقطعها بالتبريد طوليا.
  5. اغسل الأقسام باستخدام PBS 3 مرات لمدة 5 دقائق لكل منها.
  6. احتضان القسم في PBS الذي يحتوي على 4 '، 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI ؛ 1: 1,000) لمدة 5 دقائق.
  7. اغسل الأقسام باستخدام PBS ، 3 مرات لمدة 5 دقائق لكل منها.
  8. قم بتركيب الأقسام في وسط التركيب وصورها باستخدام مجهر متحد البؤر.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

لتقييم الوظيفة البصرية ، تم تحديد استجابة الحدقة من خلال إيجاد نسبة قطر التلميذ (الخط الأصفر الصلب في الشكل 4 أ) بالنسبة إلى القطر الأبيض إلى الأبيض (الخط الأصفر المتقطع في الشكل 4 أ) في ظل ظروف الإضاءة المتوسطة والفلاش ، كما هو موضح في الشكل 4. قبل إجراء ONC ، لوحظ انقباض كبير في التلميذ استجابة للضوء. ومع ذلك ، بعد 1-3 أيام من ONC ، أظهر قطر التلميذ تغييرا طفيفا أو معدوما في ظل ظروف إضاءة مماثلة عند مقارنته بنفس ا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تقدم هذه الدراسة بروتوكولا مفصلا لإجراء إجراء ONC في الأرانب ، مع التركيز على نهج أقل توغلا للوصول إلى العصب البصري. كانت التقارير السابقة تفتقر إلى الأوصاف الشاملة أو التوجيه البصري أو الاعتماد على تقنيات أكثر توغلا ، تتطلب عمليات زرع و / أو بضع الكانثولوجيات الجانبية و / أو استئصال العظام19،20،21،22،23،

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

لا يوجد لدى المؤلفين أي تعارض أو مصالح مالية متنافسة.

شكر وتقدير

تم دعم هذا العمل من قبل المعهد الوطني للعيون بموجب منحة K08-EY033407 و P30-EY026877 ، وأبحاث لمنع العمى.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
8-0 خياطة فيكريل البنفسجي المطلية TG140-8 مزدوجة السلاحEthiconJ547Gتستخدم لإجراء سحق العصب البصري
Antisedan (محلول هيدروكلوريد atipamezole 5.0 mg / m)ZoetisNDC: 54771-6293تستخدم للتطبيق التشغيلي
Bonn ربط ملقط بزاوية 0.2 مم ، تيتانيومتيتان ميديكالTMF502يستخدم لإجراء
سحق العصب البصريحامل إبرة Castroviejo منحني ، تيتانيومتيتان ميديكالTMH105يستخدم لإجراء سحق العصب البصري
ملقط خياطة Castroviejo 1x2 0.12 مم مستقيم ، تيتانيومتيتان طبيTMF411يستخدم لإجراء سحق العصب البصري
Cerenia (محلول سترات ماروبيتانت 10 مجم / مل)ZoetisNDC: 54771-8179تستخدم للتطبيق الجراحي
إبرة تحت الجلد من الفولاذ المقاوم للصدأ يمكن التخلص منها الأقطابNatus019-476600تستخدم لاختبار الإمكانات المرئية
Euthasol (390 مجم / مل بنتوباربيتال الصوديوم و 50 مجم / مل فينيتوين الصوديوم)VirbacNDC: 51311-050يستخدم للقتل الرحيم
خطاف العضلات Graefe ، TitaniumTitan MedicalTME133يستخدم لإجراء سحق العصب البصري
حقنة الأنسولين 1/2 مل ، 29 جم ، 1/2 "أحادي الإخراج8881600350تستخدم للحقن داخل الجسم الزجاجي
جيمسون العضلات هوكتيتان الطبيةTME122تستخدم لإجراء سحق العصب البصري
McPherson ربط ملقط مستقيم 0.2 مم ، تيتانيومتيتان ميديكالTMF501يستخدم لإجراء سحق العصب البصري
Normosol-R (محلول متساوي التوتر للإلكتروليتات المتوازنة ؛ سائل بلوري) ICUMedical Inc.NDC: 0990-7670تستخدم للتطبيق الجراحي
Ofloxacin Ophthalmic 0.3٪Bausch & amp Lomb60505-0560-0يستخدم لتطبيق ما بعد الجراحة
أوليمبوس فلوفيو FV3000أوليمبوسفلوفيو FV3000مجهر المسح الضوئي بالليزر متحد البؤر
فينيل إيفرين حمض الهيدروكلوريك 2.5٪ محلول العيونBausch & Lomb82260-102-10تستخدم لتطبيق ما قبل الجراحة
ProLong Gold Antifade MountantInvitrogen   ؛P36934تصاعد متوسط
بروباراكايين حمض الهيدروكلوريك 0.5٪ محلول العيونBausch & Lomb24208-730-06تستخدم لتطبيق ما قبل الجراحة
جهاز التشخيص الكهربائي البصري RETevalLKC Technologies، Inc.RETevalتستخدم لاختبار الإمكانات المرئية
تروبيكاميد 1.0٪ محلول العيونBausch & amp Lomb24208-585-64يستخدم لتطبيق ما قبل الجراحة
Westcott Scissors CurvedTitan MedicalTMS401يستخدم لإجراء سحق العصب البصري
الكهربائية محلول

المراجع

  1. Chierzi, S., Strettoi, E., Cenni, M. C., Maffei, L. Optic nerve crush: Axonal responses in wild-type and bcl-2 transgenic mice. J Neurosci. 19 (19), 8367-8376 (1999).
  2. Tang, Z., et al. An optic nerve crush injury murine model to study retinal ganglion cell survival. J Vis Exp. (50), e2685(2011).
  3. Tan, H. -B., et al. Evaluation of a partial optic nerve crush model in rats. Exp Ther Med. 4 (3), 401-404 (2012).
  4. Bramblett, G. T., Harris, J. N., Scott, L. L., Holt, A. W. Traumatic optic nerve injury elevates plasma biomarkers of traumatic brain injury in a porcine model. J Neurotrauma. 38 (8), 1000-1005 (2020).
  5. Zhang, Y., et al. Cold protection allows local cryotherapy in a clinical-relevant model of traumatic optic neuropathy. Elife. 11, e75070(2022).
  6. Heng, K., et al. Bdnf and camp are neuroprotective in a porcine model of traumatic optic neuropathy. JCI Insight. 9 (3), e172935(2024).
  7. Benowitz, L. I., Yin, Y. Optic nerve regeneration. Arch Ophthalmol. 128 (8), 1059-1064 (2010).
  8. Li, Y., Struebing, F. L., Wang, J., King, R., Geisert, E. E. Different effect of sox11 in retinal ganglion cells survival and axon regeneration. Front Genet. 9, 633(2018).
  9. Zhang, Y., et al. In vivo evaluation of retinal ganglion cells and optic nerve's integrity in large animals by multi-modality analysis. Exp Eye Res. 197, 108117(2020).
  10. Boia, R., et al. Neuroprotective strategies for retinal ganglion cell degeneration: Current status and challenges ahead. Int J Mol Sci. 21 (7), 2262(2020).
  11. Cameron, E. G., et al. Optic nerve crush in mice to study retinal ganglion cell survival and regeneration. Bio Protoc. 10 (6), e3559(2020).
  12. Zhang, Z. -Y., et al. Promotion of axon regeneration and protection on injured retinal ganglion cells by rcxcl2. Inflamm Regen. 43 (1), 31(2023).
  13. Suter, T. aC. S., Wang, J., Meng, H., He, Z. Utilizing mouse optic nerve crush to examine cns remyelination. STAR Protoc. 2 (3), 100796(2021).
  14. Ross, A. G., et al. Rescue of retinal ganglion cells in optic nerve injury using cell-selective aav mediated delivery of sirt1. Gene Ther. 28 (5), 256-264 (2021).
  15. Yue, J., et al. Cell-specific expression of human sirt1 by gene therapy reduces retinal ganglion cell loss induced by elevated intraocular pressure. Neurotherapeutics. 20 (3), 896-907 (2023).
  16. Pazos, M., et al. Rat optic nerve head anatomy within 3d histomorphometric reconstructions of normal control eyes. Exp Eye Res. 139, 1-12 (2015).
  17. Bozkir, G., Bozkir, M., Dogan, H., Aycan, K., Güler, B. Measurements of axial length and radius of corneal curvature in the rabbit eye. Acta Med Okayama. 51 (1), 9-11 (1997).
  18. Loiseau, A., Raîche-Marcoux, G., Maranda, C., Bertrand, N., Boisselier, E. Animal models in eye research: Focus on corneal pathologies. Int J Mol Sci. 24 (23), 16661(2023).
  19. Pellegrino, R. G., Ritchie, J. M. Sodium channels in the axolemma of normal and degenerating rabbit optic nerve. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 222 (1227), 155-160 (1984).
  20. Mantyh, P. W., et al. Substance p receptor binding sites are expressed by glia in vivo after neuronal injury. Proc Natl Acad Sci. 86 (13), 5193-5197 (1989).
  21. Mantyh, P., et al. Beta 2-adrenergic receptors are expressed by glia in vivo in the normal and injured central nervous system in the rat, rabbit, and human. J Neurosci. 15 (1), 152-164 (1995).
  22. Yu, J., Luan, X., Lan, S., Yan, B., Maier, A. Fasudil, a rho-associated protein kinase inhibitor, attenuates traumatic retinal nerve injury in rabbits. J Mol Neurosci. 58 (1), 74-82 (2016).
  23. Xue, F., et al. Morphological and functional changes of the optic nerve following traumatic optic nerve injuries in rabbits. Biomed Rep. 4 (2), 188-192 (2016).
  24. Wang, D., et al. Localized co-delivery of cntf and fk506 using a thermosensitive hydrogel for retina ganglion cells protection after traumatic optic nerve injury. Drug Deliv. 27 (1), 556-564 (2020).
  25. Rogers, S. D., et al. Endothelin b receptors are expressed by astrocytes and regulate astrocyte hypertrophy in the normal and injured cns. Glia. 41 (2), 180-190 (2003).
  26. Levkovitch-Verbin, H., et al. Optic nerve transection in monkeys may result in secondary degeneration of retinal ganglion cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 42 (5), 975-982 (2001).
  27. Lodhi, S. A. K., Ramsali, M. V., Kulkarni, D. K., Surender, P., Murty, S. Safety of tropicamide and phenylephrine in pupillary mydriasis for cataract surgery. Saudi J Ophthalmol. 35 (2), 108-111 (2021).
  28. Emmer, K. M., Celeste, N. A., Bidot, W. A., Perret-Gentil, M. I., Malbrue, R. A. Evaluation of the sterility of press'n seal cling film for use in rodent surgery. J Am Assoc Lab Anim Sci. 58 (2), 235-239 (2019).
  29. Sami, D. A. Conjunctival incisions for strabismus surgery: A comparison of techniques. Tech Ophthalmol. 5, 125-129 (2007).
  30. Coats, D. K., Olitsky, S. E. Strabismus surgery and its complications. , Springer. (2007).
  31. Chiang, B., Kim, Y. C., Edelhauser, H. F., Prausnitz, M. R. Circumferential flow of particles in the suprachoroidal space is impeded by the posterior ciliary arteries. Exp Eye Res. 145, 424-431 (2016).
  32. Davis, F. A. The anatomy and histology of the eye and orbit of the rabbit. Trans Am Ophthalmol Soc. 27, 400-402 (1929).
  33. Peiffer, R. L., Pohm-Thorsen, L., Corcoran, K. The biology of the laboratory rabbit (second edition). , Academic Press. San Diego. 409-433 (1994).
  34. Xu, J., et al. Gene editing in rabbits: Unique opportunities for translational biomedical research. Front Genet. 12, 642444(2021).
  35. Zernii, Y. E., et al. Rabbit models of ocular diseases: New relevance for classical approaches. CNS Neurol Disord Drug Targets. 15 (3), 267-291 (2016).
  36. Del Amo, E. M., Urtti, A. Rabbit as an animal model for intravitreal pharmacokinetics: Clinical predictability and quality of the published data. Exp Eye Res. 137, 111-124 (2015).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

نهج جراحي لسحق العصب البصري في نموذج الأرانب
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.