يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

تقييم ترسب الحديد في أدمغة الفئران 5xFAD بواسطة تلطيخ Perls / DAB

2K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/67501

⸱

مايو 23, 2025

 ,  ,  ,  , 
1Jiangsu Province Key Laboratory of Anesthesiology, Jiangsu Province Key Laboratory of Anesthesia and Analgesia Application Technology, NMPA Key Laboratory for Research and Evaluation of Narcotic and Psychotropic Drugs, School of Anesthesiology, Xuzhou Medical University, 2Department of Anesthesiology, the Eye & ENT Hospital of Fudan University Shanghai, 3Department of Anesthesiology, Shanghai Tenth People's Hospital, Tongji University School of Medicine

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

يقدم هذا البروتوكول طرقا لتقييم توزيع وكمية ترسب الحديد في الأنسجة ، وخاصة الدماغ. يوضح البروتوكول تفاصيل إجراءات تحضير العينة ، وتلوين Perls / DAB ، والتقاط الصور ، وتحليل البيانات.

الملخص

مرض الزهايمر (AD) ، وهو مرض تنكسي عصبي شائع ، هو السبب الرئيسي للخرف لدى كبار السن. يرتبط ترسب الحديد ارتباطا وثيقا بالتسبب في مرض الزهايمر. في دماغ مرض الزهايمر ، ترتبط مستويات الحديد المرتفعة ارتباطا وثيقا بأمراض مرض الزهايمر المميزة ، بما في ذلك لويحات β الأميلويد ، والتشابك الليفي العصبي تاو ، وموت الخلايا المبرمج. تشير الأدلة المتزايدة إلى أن الإجهاد التأكسدي ، بسبب استقلاب الحديد غير المنظم ، يلعب دورا مهما في الفيزيولوجيا المرضية لمرض الزهايمر. لذلك ، فإن فهم دور تراكم الحديد في أمراض مرض الزهايمر أمر بالغ الأهمية لعلاج مرض الزهايمر. يعد بروتوكول تلطيخ الحديد الشامل ضروريا للكشف عن تعبير الحديد وتوزيعه في الدماغ. يهدف هذا البروتوكول إلى وصف طريقة لتقييم كمية وتوزيع ترسب الحديد في الدماغ. نصف العمليات التي ينطوي عليها تحضير الكاشف وعلاج الفئران وإعداد أقسام الدماغ. بالإضافة إلى ذلك ، نقدم بروتوكولا مفصلا خطوة بخطوة للكشف عن الحديد الكيميائي النسيجي في أقسام الأنسجة الدماغية ، مصحوبا بإطار تحليلي منهجي يدمج كلا من التقييم الكمي والتقييم المورفولوجي لضمان تفسير شامل لنتائج التلوين. سيساعد هذا البروتوكول التجريبي الباحثين على فهم ترسب الحديد في الدماغ ودعم أبحاث مرض الزهايمر.

المقدمة

مرض الزهايمر (AD) هو أكثر الأمراض التنكسية العصبية شيوعا وأصبح مشكلة خطيرة للمجتمع. يزداد انتشار مرض الزهايمر بشكل كبير مع تقدم العمر1،2،3،4. تشمل السمات المرضية الأولية لمرض الزهايمر (AD) ترسب لويحات β-أميلويد (Aβ) والتشابك الليفي العصبي (NFTs) بسبب الفسفرة الشاذة لبروتينات تاو. يتم إنشاء Aβ من خلال الانقسام المتسلسل لبروتين سلائف الأميلويد (APP) بواسطة إنزيمات β-secretase و γ-secretase. يؤدي عدم التنظيم في إنتاج Aβ أو إزالته إلى تراكمه في الدماغ ، وتشكيل لويحات الأميلويد ، والتي يتم التعرف عليها كواحدة من أقدم العلامات المرضية لمرض الزهايمر. لا تسبب هذه اللويحات تلفا مباشرا للخلايا العصبية فحسب ، بل تبدأ أيضا سلسلة من الآثار الضارة ، بما في ذلك الالتهاب العصبي والإجهاد التأكسدي والخلل الوظيفي المشبكي. بشكل جماعي ، تساهم هذه العمليات في موت الخلايا العصبية والتدهور المعرفي التدريجي الذي لوحظ في5 بعد الميلاد. على الرغم من عقود من البحث التي تستهدف في الغالب السمات المميزة المرضية لمرض الزهايمر (AD) ، بما في ذلك ترسب البلاك β الأميلويد وتراكم بروتين تاو مفرط الفسفرة ، لا تزال الاختراقات العلاجية ذات المغزى سريريا بعيدة المنال ، حيث تظهر التدخلات الحالية فعالية محدودة في تعديل تطور المرض6.

الحديد معدن مهم للحفاظ على وظائف المخ ويشارك في نقل الأكسجين ، وتخليق الحمض النووي ، وتنفس الميتوكوندريا ، وتخليق المايلين ، وتخليق الناقلات العصبية ، والتمثيل الغذائي. ومع ذلك ، يصبح الحديد ضارا عندما تتجاوز التركيزات قدرة العزل الخلوي6،7،8. لوحظ زيادة ترسب الحديد ، الذي عادة ما يكون موضعيا مع لويحات Aβ ، في كل من المناطق القشرية والحصين من الدماغ في المرضى الذين يعانون منAD 9،10. من خلال تفاعل فينتون11 ، يمكن للحديد الحر داخل الخلايا أن يولد جذور الهيدروكسيل (• OH) بالإضافة إلى أنواع الأكسجين التفاعلية. لا تؤدي هذه المواد الضارة إلى الالتهاب العصبي عن طريق تنشيط الخلايا الدبقية فحسب ، بل تهاجم أيضا الجزيئات الحيوية للخلية من خلال الإجهاد التأكسدي ، مما يؤدي إلى تعطيل الوظيفة الخلوية الطبيعية ويؤدي إلى خلل وظيفي متشابك8،12. علاوة على ذلك ، تشارك زيادة الحديد بشكل مباشر في تطور العلامات المرضية لمرض الزهايمر: يساهم الحديد في إنتاج Aβ12 ويزيد أيضا من خلل بروتين تاو ، مما يؤدي إلى تشابك ليفي عصبي13.

تم تطوير العديد من التقنيات لتقييم محتوى الحديد في الدماغ ، بما في ذلك التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI) ، بالإضافة إلى الطرق الكيميائية والنسيجية14. يعد القياس الكمي في الجسم الحي لمستويات الحديد داخل المخ باستخدام التصوير بالرنين المغناطيسي مهما سريريا لمرضى الشيخوخة والتنكسالعصبي 15. يتميز التصوير بالرنين المغناطيسي بكونه غير جراحي وحساس للغاية: يمكنه اكتشاف ترسب الحديد في المراحل المبكرة من المرض. على وجه الخصوص ، يمكن لتقنية زيادة R2 المعتمدة على المجال (FDRI) التمييز بين أشكال مختلفة من الحديد ، مثل حديد الفيريتين والحديدالهيم 16. ومع ذلك ، لا يمكن للتصوير بالرنين المغناطيسي اكتشاف تراكم الحديد على المستوى الخلوي ، وهو مكلف ، لذلك يستخدم بشكل أساسي في التحقيقات السريرية17.

القياس اللوني هو طريقة كيميائية تحدد تركيز مادة (مثل الحديد) عن طريق قياس شدة اللون الناتج عن تفاعل المادة في المحلول مع عامل كروموجينيك18. هذه الطريقة سهلة التنفيذ وتستخدم كواشف وأجهزة منخفضة التكلفة ، مما يجعلها مناسبة للمختبرات ذات الميزانيات المحدودة18. ومع ذلك ، فإن دقة وحساسية هذه الطريقة محدودة للغاية ، حيث تخضع النتائج لتأثير العوامل البيئية ووقت تطوير اللون والحكم الذاتي للمشغل. قياس طيف الامتصاص الذري للهب (FAAS) هو طريقة أخرى يمكن استخدامها لتقييم مستويات الحديد19. في هذه الطريقة ، يتم الحصول على محلول عينة موضح عن طريق حرق الأنسجة ذات الأهمية في فرن عالي الحرارة. ثم يتم إذابة العينة باستخدام حمض الهيدروكلوريك ، ويتم تحديد تركيز الحديد في المحلول عن طريق قياس طيف الامتصاص الذري. هذه الطريقة حساسة للغاية ومناسبة لجميع أنواع العيناتالبيولوجية 19. ومع ذلك ، فإن العملية تستغرق وقتا طويلا وتتطلب معدات باهظة الثمن ، لذا فإن استخدامها محدود.

يعد تلطيخ Perls '/ DAB للكشف عن الحديد الحديدي غير الهيم أكثر الطرق استخداما للكشف عن الحديد بسبب خصوصيته العالية وسهولة تنفيذه مقارنة بالطرق الكيميائية النسيجيةالأخرى 14. على عكس التحليل اللوني ، فإن تلطيخ بيرلز هو طريقة تلطيخ كيميائية نسيجية نوعية تعتمد على التفاعل بين أيونات الحديد وفيروسيانيد البوتاسيوم لتوليد راسب أزرق. يتم استخدامه لتصور وجود الحديد وتوزيعه في الأنسجة مجهريا. علاوة على ذلك ، تسمح لنا هذه الطريقة بالتمييز بين ترسب الحديد في أنواع الخلايا المختلفة ومراقبة التوزيع الخلوي لترسب الحديد ، مما يوفر طريقة لدراسة20 بعد الميلاد. تكتشف وصمة عار Perls في المقام الأول حديد الحديديك غير الهيم وتعتمد على تكوين المركب الأزرق البروسي:

figure-introduction-1

(الأزرق البروسي)

ومع ذلك ، فإن صبغة Perls التقليدية غير فعالة للكشف عن توطين الحديد عند مستويات الحديد المنخفضة. عندما يضاف ديامينوبينزيدين (DAB) ، فإنه يتفاعل مع سداسي سيانوفيرات الحديديك لتشكيل مركب بني ، مما يزيد من خصوصية الفحص21.

الهدف من هذا البروتوكول هو وصف كيفية تقييم كمية وتوزيع ترسب الحديد في أدمغة نموذج فأر AD. في هذا البروتوكول ، تم استخدام الفئران المعدلة وراثيا البالغة من العمر 8 أشهر 5×FAD (C57BL / 6J) كنموذج فأر AD ومقارنتها بالفئران البرية من نفس العمر. يتم هنا عرض تفاصيل إجراءات تحضير الكاشف الكيميائي ، وتقسيم الدماغ ، وأداء صبغة Perls / DAB ، وتحليل الصور الملتقطة بعد التلوين.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تم تنفيذ جميع الإجراءات وفقا لإرشادات اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامها في جامعة Xuzhou الطبية واللوائح الحكومية الصينية لرعاية واستخدام المختبر.

1. نضح

  1. تحضير التثبيت: قم بإذابة 4٪ بارافورمالدهيد (PFA) في 1× محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS) (انظر الجدول 1).
  2. تخدير الفأر عن طريق الحقن داخل الصفاق بالكيتامين (100 مجم / كغ) والزيلازين (15 مجم / كغ). بمجرد تخدير الفأر ، قم بتثبيته في صينية جراحة التروية بأربعة دبابيس لتأمين الأطراف.
    تنبيه: لضمان التخدير المناسب ، تحقق من فقدان الاستجابات لقرص أصابع القدم ، واسترخاء عضلات الأطراف ، والتنفس العميق والبطيء والثابت.
  3. اقطع الصدر بالمقص لكشف القلب وقطع الأذين الأيمن. حقن 20 مل من 1× PBS في البطين الأيسر بحقنة لطرد الدم. ثم حقن 20 مل من 4٪ PFA للتثبيت.
    ملاحظة: التحكم في عمق واتجاه الإبرة لتجنب ثقب الحاجز بين البطينين. تذكر أن التروية المثلى تتميز بشحوب الكبد وتيبس الأطراف بعد الرعاش الأولي.
  4. اقطع رأس الفأر المنفوخ ، واقطع العظم حول الجمجمة بمقص ناعم ، وارفع الجمجمة بعناية باستخدام ملقط حاد ، واستخرج الدماغ. ثم انقع الدماغ في 4٪ PFA عند 4 درجات مئوية طوال الليل.
    تنبيه: كن حذرا مع 4٪ من PFA ، وهو مهيج قوي للجهاز التنفسي. ارتد قناعا مناسبا وقم بتنفيذ هذه الخطوة في غطاء الدخان.
    ملاحظة: تمت الموافقة على طريقة القتل الرحيم من قبل IACUC لبرنامج رعاية واستخدامه بجامعة Xuzhou الطبية إرشادات القتل الرحيم: الفئران / الفئران.

2. الدماغ بالتبريد

  1. تجفيف الدماغ بمحلول السكروز المتدرج (15٪ و 30٪) عند 4 درجات مئوية لمدة 24 ساعة لكل خطوة. يجب أن يغرق الدماغ أخيرا في قاع محلول السكروز.
  2. قم بتقطيع الدماغ على طول الشق بين نصفي الكرة الأرضية بمشرط. ضع النصف الأيسر في أنبوب طرد مركزي دقيق سعة 5 مل مملوء ب 1 مل من محلول السكروز بنسبة 30٪ وحجم متساو من مركب درجة حرارة القطع المثلى (OCT) لتعزيز الاتصال بين OCT والدماغ.
  3. قم بقص الأنسجة الدخيلة من نصف الكرة الأيسر بشفرة حلاقة وانقلها إلى منصة OCT.
  4. قم بتضمين الأنسجة في OCT بدعم من جدار دائري مصنوع من رقائق الألومنيوم.
  5. قم بتجميد الأنسجة في ميكروتوم ناظم البرد عند -22 درجة مئوية لمدة ساعة واحدة على الأقل واضبط درجة حرارة رأس القطع على -19 درجة مئوية.
    ملاحظة: تذكر أن تبرد الزجاج المضاد للدحرجة والفرش في ناظم البرد مع العينة.
  6. قم بتركيب كتلة الأنسجة المجمدة. قم بقص كتلة الأنسجة مرة أخرى إلى الموضع المناسب اعتمادا على منطقة الاهتمام ثم ابدأ في تقسيم الدماغ إلى أقسام سهمية بسمك 20 ميكرومتر.
    ملاحظة: إذا كانت الأقسام قابلة للطي ، فاستخدم فرشا ناعمة لفتح الأقسام.
  7. اجمع كل قسم على الشرائح المطلية بالجيلاتين وقم بتلطيخ قطرة 1× PBS عليه. اقلب قسم الدماغ باستخدام فرشاة دقيقة ثم قم بتركيب القسم بسرعة على الشريحة.
  8. جفف الأجزاء المجمعة في درجة حرارة الغرفة طوال الليل وقم بتخزينها في درجة حرارة -20 درجة مئوية.
    ملاحظة: يمكن إيقاف البروتوكول مؤقتا هنا لمدة تصل إلى أسبوعين. قد يتداخل وقت التخزين الأطول مع جودة الأنسجة وبالتالي يؤثر على نتيجة التجربة.

3. تلطيخ Perls / DAB

  1. تحضير المحاليل التالية: 2٪ فيروسيانيد البوتاسيوم (K4 [Fe (CN) 6] · 3H2O) ، 2٪ حمض الهيدروكلوريك (HCI) ، و 20× محلول DAB (انظر الجدول 1).
  2. ضع شريحة تحتوي على أقسام في وعاء تلطيخ مملوء ب 1× PBS وضع البرطمان على شاكر مداري لمدة 5 دقائق لغسل OCT من الأنسجة.
    ملاحظة: اضبط سرعة شاكر المداري بعناية (السرعة الموصى بها: 20 دورة في الدقيقة) لتجنب سقوط الأنسجة من المنزلق بسرعات عالية.
  3. امزج 20 مل من محلول فيروسيانيد البوتاسيوم 2٪ وحجم متساو من حمض الهيدروكلوريك 2٪ في أنبوب طرد مركزي سعة 50 مل.
  4. استخدم ملقطا بلاستيكيا لنقل الشريحة إلى أنبوب سعة 50 مل ثم قم بتسخين الأنبوب في حمام مائي عند 60 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة.
  5. اشطف الشريحة ب 1× PBS وامسح أي محلول زائد بالمناديل الورقية.
  6. استخدم ماصة لإضافة 50 ميكرولتر من محلول DAB إلى كل قسم من أقسام الدماغ واحتضانها لمدة 10 دقائق في درجة حرارة الغرفة.
  7. قم بشفط محلول DAB الزائد باستخدام ماصة ثم اغسل الشريحة 3 مرات في PBS.
  8. تجفيف الأقسام بمحلول كحول متدرج (50٪ ، 70٪ ، 95٪ ، 100٪) والزيلين (100٪ ، 100٪). احتضن الشرائح لمدة 3 دقائق لكل منها.
  9. أغلق الأقسام بالعلكةالمحايدة 22 ثم ضع الغطاء.
  10. جفف الشرائح في غطاء الدخان لمدة 24 ساعة قبل تخزينها في صندوق منزلق مجهر.

4. التصوير

  1. قم بتشغيل المجهر ، واضبط سطوع مصدر الضوء ، وركز على قسم الدماغ تحت هدف تكبير 4×.
  2. التقط الصورة باستخدام برنامج التحكم في الكاميرا واضبط إعدادات المعلمات لمنع التعرض المفرط. يتم عرض الإعدادات المحددة (الهدف 10× ، 40×) في الشكل 1.
    ملاحظة: تجنب استخدام توازن البياض التلقائي لضمان نفس وقت التعريض الضوئي لكل صورة.
  3. قم بالتبديل إلى هدف التكبير بمقدار 10× ، وحرك مرحلة المجهر للتركيز على المناطق ذات إشارات تلطيخ Perls / DAB العالية ، وخاصة الحصين والقشرة الدماغية ، والتقط الصور (الشكل 1 أ).
  4. قم بالتبديل إلى هدف التكبير بمعدل 40 ضعفا لالتقاط الصور بإشارات تلطيخ واضحة.
  5. احفظ كل صورة كملف TIFF 8 بت وقم بتصدير الصور لمزيد من التحليل.

5. تحليل الصور

  1. في ImageJ / Fiji ، حدد الإضافات > الخياطة > غراطة الشبكة / المجموعة في القائمة ، ثم حدد موضع غير معروف لاختيار الصور المراد خياطتها (الشكل 2 أ).
  2. اختر ملف > حفظ باسم > Tiff لحفظ الصورة النهائية كملف TIFF (الشكل 2 ب).
  3. استخدم ImageJ / Fiji لفتح صورة والتأكد من أن تنسيق الصورة هو RGB Color (الشكل 2C).
  4. حدد الإضافات > صورة ملف تعريف IHC في القائمة ، ثم اختر الوضع > الصورة الملطخة السيتوبلازمية وإلغاء الالتفاف اللوني الافتراضي H DAB (الشكل 2 د). ثم قم بتحويل تنسيق الصورة إلى مقياس رمادي 8 بت.
  5. قم بتحويل القيم الرمادية للصورة إلى قيم OD عن طريق تحديد تحليل > معايرة > OD غير معاير (الشكل 2E).
  6. استخدم وظيفة Threshold لتحديد منطقة تلطيخ Perls / DAB الإيجابي ، ثم اضبط أشرطة التمرير الأفقية حتى يتم تغطية جميع نقاط الإشارة البنية باللون الأحمر (الشكل 2F).
  7. انقر فوق تحليل > تعيين القياسات ، ثم حدد الخيارات المنطقة ، ومتوسط القيمة الرمادية ، والكثافة المتكاملة ، والأهم من ذلك ، الحد إلى الحد لاستبعاد ضوضاء الخلفية (الشكل 2G).
  8. حدد تحليل > قياس للحصول على جدول النتائج (الشكل 2H).
  9. قم بتجميع النتائج واستخدم البرامج الإحصائية لإجراء التحليل الإحصائي. في حالتنا ، قارنا تراكم الحديد في الحصين وقشرة الفئران المعدلة وراثيا 5xFAD مع ذلك الموجود في التحكم السلبي (الفئران من النوع البري). بالنسبة للمقارنات المكونة من ثلاث مجموعات ، تم استخدام تحليل التباين أحادي الاتجاه (ANOVA) للمعطيات من التوزيع الغوسي بنفس الانحراف المعياري.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

للتحقيق في توزيع وتراكم الحديد في نموذج فأر من مرض الزهايمر ، أجرينا تلطيخ Perls '/ DAB في شرائح سهمية لفئران 5xFAD البالغة من العمر 8 أشهر. كما هو موضح في الشكل 3 ، لوحظت إشارات تلطيخ Perls '/ DAB في الفئران 5xFAD والبرية البالغة من العمر 8 أشهر وفي الفئران البرية البالغة من العمر شهرين. في الفئران 5xFAD ، لوحظت إشارات تلطيخ عالية من Perls '/ DAB في الحصين والقشرة ، خاصة في الجزء الفرعي من الحصين. كانت الفئران من النوع البري بمثابة ضوابط سلبية تم التحقق من صحتها. أظهرت كل من الأفواج التي تت...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يرتبط ترسب الحديد ارتباطا وثيقا بمرض الزهايمر. من ناحية ، يمكن أن يؤدي إلى إنتاج Aβ من خلال آليات متعددة ، بما في ذلك زيادة التعبير عن بروتين سلائف الأميلويد {NOTE: 20} 23 ، وكذلك تعزيز نشاط γ-secretase ، مما قد يؤدي إلى تسريع إنتاج Aβ24. من ناحية أخرى ، يمكن أن تعزز بيروكسيد الدهون الناجم عن زيادة الحديد بلمرة تاو ، مما قد يؤدي أيضا إلى زيادة الفسفرة غير الطبيعية لبروتين تاو في الخلايا العصبية25. تلطيخ بيرلز الأزرق ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

تم دعم هذا البحث من قبل مشروع عام لمؤسسة العلوم الطبيعية في الصين (رقم المنحة: 32271010).

شكر وتقدير

أثناء إعداد هذا العمل ، استخدم المؤلفون DeepSeek من أجل تحسين اللغة وسهولة القراءة. بعد استخدام هذه الأداة / الخدمة ، قام المؤلفون بمراجعة المحتوى وتحريره حسب الحاجة ويتحملون المسؤولية الكاملة عن محتوى المنشور.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
0.1 م PBSbiosharpBL601Aأضف الماء منزوع الأيونات لصنع
محلول 4٪ PFA   ؛BeyotimeP0099استعادة عند 4 درجات ؛ C للاستخدام
20X DAB حلBiossC-0003Mix 10 & mu ؛ ل الحل أ ، 10 مو ؛ ل الحل ب و 180 مو ؛ ل PBS
الكحولSupelco107017
HCLSigma7647-01-0أضف الماء المقطر إلى 50 مل
من الكيتامين   ؛الوطنية الصينيةH20193336100 مجم / كجم لمجهر التخدير
أوليمبوسCX43
مركب درجة حرارة القطع الأمثل (OCT)ساكورا فينيتيك4583
محلول فيروسينيد البوتاسيومSigma14038-43-8أضف الماء المقطر إلى 50 مل
السكروزسيجما57-50-1
زيلازين & نب سب.YS التكنولوجيا الحيويةYS- (BC) -284215 مجم / كجم لتخدير
الزيلينSigma1330-20-7
الأدوية

المراجع

  1. Karlawish, J., Jack, C. R., Rocca, W. A., Snyder, H. M., Carrillo, M. C. Alzheimer's disease: The next frontier-special report 2017. Alzheimer's Dement. 13 (4), 374-380 (2017).
  2. Praticò, D. Oxidative stress hypothesis in Alzheimer's disease: A reappraisal. Trends in Pharmacol Sci. 29 (12), 609-615 (2008).
  3. Sayre, L. M., et al. In situ oxidative catalysis by neurofibrillary tangles and senile plaques in alzheimer's disease. J. Neurochem. 74 (1), 270-279 (2001).
  4. Urrutia, P., et al. Inflammation alters the expression of dmt1, fpn1 and hepcidin, and it causes iron accumulation in central nervous system cells. J. Neurochem. 126 (4), 541-549 (2013).
  5. Hardy, J., Selkoe, D. J. The amyloid hypothesis of Alzheimer's disease: Progress and problems on the road to therapeutics. Science. 297 (5580), 353-356 (2002).
  6. Scheltens, P., et al. Alzheimer's disease. Lancet. 397 (10284), 1577-1590 (2021).
  7. Ficiarà, E., Munir, Z., Boschi, S., Caligiuri, M. E., Guiot, C. Alteration of iron concentration in alzheimer's disease as a possible diagnostic biomarker unveiling ferroptosis. Int J Mol Sci. 22 (9), 4479(2021).
  8. Yang, W. S., Stockwell, B. R. Ferroptosis: Death by lipid peroxidation. Trends in Cell Biol. 26 (3), 165-176 (2016).
  9. Lane, D. J. R., et al. Iron and Alzheimer's disease: An update on emerging mechanisms. J Alzheimers Dis. 64 (s1), S379-S395 (2018).
  10. Meadowcroft, M. D., Connor, J. R., Smith, M. B., Yang, Q. X. Mri and histological analysis of beta-amyloid plaques in both human Alzheimer's disease and app/ps1 transgenic mice. J Magn Reson Imaging. 29 (5), 997-1007 (2009).
  11. Winterbourn, C. C. Toxicity of iron and hydrogen peroxide: The Fenton reaction. Toxicol Lett. 82-83, 969-974 (1995).
  12. Silvestri, L., Camaschella, C. A potential pathogenetic role of iron in Alzheimer's disease. J Cell Mol Med. 12 (5a), 1548-1550 (2008).
  13. Gamblin, T. C., King, M. E., Kuret, J., Berry, R. W., Binder, L. I. Oxidative regulation of fatty acid-induced tau polymerization. Biochemistry. 39 (46), 14203-14210 (2000).
  14. Meguro, R., et al. Nonheme-iron histochemistry for light and electron microscopy: A historical, theoretical and technical review. Arch Histol Cytol. 70 (1), 1-19 (2007).
  15. Lehéricy, S., Roze, E., Goizet, C., Mochel, F. Mri of neurodegeneration with brain iron accumulation. Curr Opin Neurol. 33 (4), 462-473 (2020).
  16. Nabuurs, R. J. A., et al. High-field MRI of single histological slices using an inductively coupled, self-resonant microcoil: Application to ex vivo samples of patients with Alzheimer's disease. NMR Biomed. 24 (4), 351-357 (2010).
  17. Perl, D. P., Good, P. F. Comparative techniques for determining cellular iron distribution in brain tissues. Ann Neurol. 32 (S1), S76-S81 (1992).
  18. Riemer, J., Hoepken, H. H., Czerwinska, H., Robinson, S. R., Dringen, R. Colorimetric ferrozine-based assay for the quantitation of iron in cultured cells. Anal Biochem. 331 (2), 370-375 (2004).
  19. Luterotti, S., Kordić, T., Dodig, S. Simultaneous determination of iron and copper in children's sera by FAAS. Acta Pharm. 61 (1), 93-102 (2011).
  20. Hill, J. M., Switzer, R. C. The regional distribution and cellular localization of iron in the rat brain. Neuroscience. 11 (3), 595-603 (1984).
  21. Meguro, R., Asano, Y., Iwatsuki, H., Shoumura, K. Perfusion-perls and -turnbull methods supplemented by dab intensification for nonheme iron histochemistry: Demonstration of the superior sensitivity of the methods in the liver, spleen, and stomach of the rat. Histochem Cell Biol. 120 (1), 73-82 (2003).
  22. Liu, C., et al. S-nitrosylation of divalent metal transporter 1 enhances iron uptake to mediate loss of dopaminergic neurons and motoric deficit. J Neurosci. 38 (39), 8364-8377 (2018).
  23. Guillemot, J., Canuel, M., Essalmani, R., Prat, A., Seidah, N. G. Implication of the proprotein convertases in iron homeostasis: Proprotein convertase 7 sheds human transferrin receptor 1 and furin activates hepcidin. Hepatology. 57 (6), 2514-2524 (2013).
  24. Li, X., et al. Ferritin light chain interacts with pen-2 and affects γ-secretase activity. Neurosci Lett. 548, 90-94 (2013).
  25. Jin Jung, K., et al. Oxidative stress induces inactivation of protein phosphatase 2a, promoting proinflammatory nf-κb in aged rat kidney. Free Radic Biol Med. 61, 206-217 (2013).
  26. Connor, J. R., Menzies, S. L., Martin, S. M. S., Mufson, E. J. Cellular distribution of transferrin, ferritin, and iron in normal and aged human brains. J Neurosci Res. 27 (4), 595-611 (2004).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

5xFAD
تقييم ترسب الحديد في أدمغة الفئران 5xFAD بواسطة تلطيخ Perls / DAB
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.