مقالة منهجية

زرع أجهزة قياس كهربية الدماغ ومخطط كهربية القلب في مجموعات الأرانب حديثي الولادة

DOI:

10.3791/67740

⸱

فبراير 28, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, University of Michigan, Ann Arbor, 2Unit for Laboratory Animal Medicine, University of Michigan, Ann Arbor, 3Department of Pharmacology, University of Michigan, Ann Arbor, 4Department of Neurology, University of Michigan, Ann Arbor

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

آليات الموت المفاجئ غير المتوقع في الصرع (SUDEP) غير مفهومة جيدا ويصعب ترجمتها من النماذج الحالية. قد تقدم الأرانب المعدلة وراثيا نظرة ثاقبة لهذه الآليات. نصف طريقة لتسجيلات تخطيط كهربية الدماغ وتخطيط كهربية القلب طويلة المدى ومستمرة في مجموعات الأرانب المعدلة وراثيا لتقييم الأحداث الخطيرة التي قد تؤدي إلى الوفاة.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ترتبط المتغيرات المسببة للأمراض في جينات القنوات الأيونية بمعدل مرتفع من الموت المفاجئ غير المتوقع في الصرع (SUDEP). آليات SUDEP غير مفهومة جيدا ولكنها قد تنطوي على خلل وظيفي لاإرادي وعدم انتظام ضربات القلب بالإضافة إلى النوبات. يتم التعبير عن بعض جينات القناة الأيونية في كل من الدماغ والقلب ، مما قد يزيد من خطر الإصابة ب SUDEP في المرضى الذين يعانون من اعتلال القنوات الأيونية المرتبط بالصرع وعدم انتظام ضربات القلب. توفر الأرانب المعدلة وراثيا التي تعبر عن متغيرات الصرع كائنا كاملا لدراسة فسيولوجيا SUDEP المعقدة. الأهم من ذلك ، أن الأرانب تكرر فسيولوجيا القلب البشري عن كثب أكثر من نماذج الفئران. ومع ذلك ، فإن نماذج الأرانب لها اعتبارات صحية وتخدير إضافية عند الخضوع لإجراءات المراقبة الغازية. لقد طورنا طريقة جديدة لزرع جهاز قياس عن بعد جراحيا لمراقبة مخطط كهربية الدماغ (EEG) وتخطيط كهربية القلب (ECG) المتزامن على المدى الطويل في مجموعات الأرانب حديثي الولادة. هنا ، نوضح الطرق الجراحية لزرع جهاز القياس عن بعد في مجموعات P14 (نطاق الوزن 175-250 جم) مع الاهتمام التفصيلي بالنهج الجراحي ، والتخدير والمراقبة المناسبين ، ورعاية ما بعد الجراحة ، مما يؤدي إلى انخفاض معدل المضاعفات. تسمح هذه الطريقة بالمراقبة المستمرة للفيزيولوجيا الكهربية العصبية والقلب خلال النقاط الحرجة في تطور عدم انتظام ضربات القلب والنوبات و SUDEP المحتمل في نماذج الأرانب للصرع الوراثي أو المكتسب.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الموت المفاجئ غير المتوقع في الصرع (SUDEP) هو سبب رئيسي للوفاة لدى مرضى الصرع. آليات SUDEP غير مفهومة جيدا ولكنها من المحتمل أن تنطوي على خلل وظيفي لاإرادي وانقطاع النفس وعدم انتظام ضربات القلب بالإضافة إلى النوبات1،2،3،4،5،6،7. المرضى الذين يعانون من الصرع الوراثي المرتبط باعتلال القناة لديهم من بين أعلى معدلات SUDEP. على سبيل المثال ، يحدث SUDEP في ما يصل إلى 20٪ من المرضى الذين يعانون من متغيرات في جين قناة الصوديوم SCN1A8 ، وهو الجين المسؤول عن متلازمة Dravet ، وهو صرع وراثي يبدأ في السنة الأولى من العمر. يتم التعبير عن العديد من جينات القناة الأيونية المرتبطة بالصرع في كل من الدماغ والقلب ، حيث تشير البيانات المختبرية والسريرية إلى أن عدم انتظام ضربات القلب قد يكون موجودا في المرضى الذين يعانون من الصرع الوراثي المرتبط باعتلالالقناة 7 ، 9 ، 10 ، 11 ، 12 ، مما قد يزيد من خطر الإصابة ب SUDEP بسبب عدم انتظام ضربات القلب المميت الناجم عن النوبة أو حدوث النوبات وعدم انتظام ضربات القلب في وقت واحد. يطرح تقييم SUDEP في بيئة المختبر العديد من التحديات. من وجهة نظر القلب, إمكانات عمل القلب في الفئران مختلفة جدا عن البشر13, ونماذج الخلايا العضلية القلبية iPSCالبشرية 14 لا يمكن تكرار تعقيدات الكائن الحي بأكمله. توفر نماذج الأرانب المعدلة وراثيا للصرع الوراثي نظاما مثاليا لدراسة SUDEP ، حيث تكرر فسيولوجيا قلب الأرانب عن كثب تلك الموجودة في الإنسان13،15 ، مع توفير كائن حي كامل لدراسة الفيزيولوجيا المرضية المعقدة. نظرا لأن SUDEP قد يحدث في وقت مبكر من النوبة الأولى ، فإن تقييم هذه النماذج الحيوانية من نقطة زمنية مبكرة أمر ضروري لفهم بداية كل من النوبات وعدم انتظام ضربات القلب. يعد تسجيل الفيديو خلال فترة حديثي الولادة أمرا صعبا ، حيث لا تزال مجموعات الأرانب غالبا في العش. لا يمكن تسجيل مخطط كهربية الدماغ المستمر (EEG) أو مخطط كهربية القلب (ECG) بنظام سلكي تقليدي أثناء وجود المجموعات مع السد. من غير المرجح أن يلتقط التسجيل المتقطع الأحداث النهائية النادرة المرتبطة ب SUDEP. لذلك لجأنا إلى مراقبة القياس عن بعد اللاسلكية القابلة للزرع لتوفير تسجيل مخطط كهربية الدماغ وتخطيط القلب على المدى الطويل ومستمر ومتزامن في مجموعات الأرانب.

مفاتيح النجاح في هذا البروتوكول هي التخدير المناسب والدعم بعد الجراحة لهذه الضعيفة. الأرانب أكثر عرضة للموت المخدر (1.39٪ -4.8٪) مقارنة بالكلاب والقطط (0.17٪ -0.24٪) بسبب الخصائص التشريحية والفسيولوجية الفريدة16،17. تشمل العوامل الرئيسية في هذا الخطر المتزايد من مخاطر التخدير إدارة مجرى الهواء دون المستوى الأمثل والمضاعفات الحادة بعد الجراحة. تساهم عوامل متعددة في صعوبة التنبيب في الأرانب ، بما في ذلك الفم الطويل والضيق مع اللسان العريض ، والزاوية الحادة بين الفم والحنجرة ، والإزاحة الظهرية لسان المزمار ، وزيادة التعرض لصدمة الحنجرة ، وزيادة الميل إلى تشنج الحنجرة18،19،20. بعد نوبة التخدير الفورية ، تكون الأرانب معرضة لخطر الإصابة بمتلازمة ركود الجهاز الهضمي التي تهدد الحياة. هذه مشكلة معقدة ومتعددة العوامل ، ويفترض أن التخدير يساهم في ذلك من خلال التأثيرات الدوائية المباشرة التي تمنع حركة المعدة و / أو فقدان الشهية الثانوي بعد الإجراء لأي سبب من الأسباب (ألم غير مريح ، غثيان ، إلخ.)21.

يضاعف علم وظائف الأعضاء الفريد لحديثي الولادة والرضع من التحديات المرتبطة بالتخدير والجراحة. الأرانب لديها صغار مولودون بآليات متخلفة للتوازن الفسيولوجي والاعتبارات التشريحية الخاصة. يعد الوصول والمراقبة عن طريق الوريد أمرا صعبا لأن معظم المنتجات التجارية غير محسنة لحجم الأوعية الدموية الصغير ، ومعدل ضربات القلب المرتفع أثناء الراحة ، والجلد المصطبغ لمجموعات الأرانب الهولندية ذات الأحزمة الهولندية ونيوزيلندا الأبيض. نظرا لأن النتاج القلبي يعتمد بشكل أساسي على معدل ضربات القلب عند الولدان22 عاما ، وبشكل عام ، ينخفض التخلص من الدواء عن طريق الطريق الكلوي أو الكبدي مقارنة بالبالغين23 ، فإن اعتبارات اختيار الدواء المناسب والجرعة أمر بالغ الأهمية. يعتقد أن السبب الرئيسي لوفاة التخدير في الأرانب ثانوي لاكتئاب الجهاز التنفسي وانقطاع النفس. بالإضافة إلى مشاكل إدارة مجرى الهواء التي تمت مناقشتها بالفعل لجميع الأرانب ، يعاني الأطفال حديثو الولادة من دافع تنفسي مكتئب في مواجهة نقص الأكسجة في الدم وفرط الكبنه ، مما يجعل هذا الجانب الصعب بالفعل من التخدير أكثر خطورة24.

في هذا البروتوكول ، نصف طريقة ناجحة لزرع القياس عن بعد لمخطط كهربية الدماغ وتخطيط القلب (الشكل 1) في نموذج أرنب حديثي الولادة للصرع مع معدل بقاء جراحي ومخدر مرتفع. ستمكن هذه المعلومات الباحثين الآخرين من معالجة نماذج الأرانب حديثي الولادة الصعبة لتعزيز البحث في الصرع وعدم انتظام ضربات القلب واضطرابات النمو العصبي ذات الصلة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمت مراجعة جميع الأعمال الموصوفة والموافقة عليها من قبل لجنة رعاية المؤسسي بجامعة ميشيغان واستخدامها كجزء من بروتوكول استخدام المعتمد وهو يتماشى مع القوانين والمبادئ التوجيهية الفيدرالية ذات الصلة ، بما في ذلك قانون رعاية التابع لوزارة الزراعة الأمريكية وسياسة خدمة الصحة العامة في المعاهد الوطنية للصحة. جامعة ميشيغان هي مؤسسة معتمدة من AAALACi.

1. تحضير

  1. مجموعات الحلاقة الخشنة (العمر P14-P19 ، الوزن >175 جم) قبل 1-2 أيام من الإجراء لتقليل وقت التخدير في يوم الجراحة باستخدام المقصات.
  2. تعقيم الأوتوكلاف أو الغاز جميع الأدوات والمواد الجراحية (قدر الإمكان) استعدادا للإجراء.
  3. تحفيز التخدير بالكيتامين (10 ملغم/كغ بالحقن) والبوبرينورفين هيدروكلوريك (0.01 ملغم/كغ عضلي) 0.3 ملغم/مل مخفف إلى 0.03 ملغم/مل، وسيفوفلوران والأكسجين عن طريق التخدير القناعي باستخدام دائرة عدم إعادة التنفس.
  4. ضع قسطرة وريدية 26 جم 3/4 بوصة في الوريد الأذني (المفضل) أو الوريد الرأسي واشطفها بمحلول ملحي هيباريني 10 وحدات / مل.
  5. احلق البطن والصدر والظهر والرقبة والرأس بالقرب من الجلد قدر الإمكان باستخدام شفرة # 40 أو # 50.
  6. ضع مرهم ترحيب للعيون غير طبي لمنع تقرح القرنية.
  7. تطبيق المسكنات (كاربروفين 4 ملغ/كغ مربع - مخفف إلى 25 ملغ/مل) والمضاد الحيوي المحيط بالجراحة (سيفازولين 20 ملغ/كغ وريدي مخفف إلى 50 ملغ/مل). أعد إعطاء المضادات الحيوية كل 90-180 دقيقة من وقت الجراحة.

2. التحضير الجراحي (الشكل 2)

  1. انقل مجموعة التخدير إلى طاولة العمليات وضعها على وسادة تسخين بالأشعة تحت الحمراء يتم التحكم فيها بواسطة مقياس حرارة المستقيم.
  2. ضع الأنف والفم في قناع وجه مخصص مطبوع ثلاثي الأبعاد متصل بموصل دوار بدائرة جاكسون ريس غير قابلة لإعادة التنفس (كيس 0.5 لتر) وحافظ على تخدير سيفوفلوران (1.5٪ -7٪ للتأثير) مع تدفق الأكسجين عند 2 لتر / دقيقة.
  3. حافظ على التخدير باستخدام سيفوفلوران وراقب عمق التخدير باستخدام مقياس التأكسج النبضي على الأذن أو المخلب و / أو دوبلر على الشريان الفخذي أو مباشرة على القلب.
  4. اضبط التخدير طوال العملية للحفاظ على معدل ضربات القلب (HR) بين 180-260 ، وتشبع الأكسجين >85٪ ، ومعدل التنفس بين 10-50 نفسا في الدقيقة (التصور المباشر للرحلات أو حركة كيس إعادة التنفس).
    ملاحظة: تتوفر أدوية الطوارئ (جليكوبيرولات ، أدرينالين ، دوكسابرام).
  5. ثبت المجموعة على قناع الوجه عن طريق لصق الأطراف الأمامية برفق على القناع.
  6. ضع المجموعة في وضع جانبي يمين قليلا عن طريق تثبيت الساق الخلفية اليسرى بشكل غير محكم على طاولة العمليات.
  7. جهز البطن بالكامل بمقشر جراحي دافئ بالتناوب بين البيتادين والمحلول الملحي المعقم.
    ملاحظة: يمكن استخدام محلول جراحي إضافي لإنهاء المقشر إذا رغبت في ذلك. سيقوم الجراح ، الذي يرتدي مقشرات مخصصة وغطاء للشعر وأغطية أحذية ، بفرك عبات وقفازات معقمة لأداء العملية في ظل ظروف معقمة.
  8. ضع مناشف جراحية لاصقة على جانبي المجموعة وقم بتغطيتها بستارة جراحية كبيرة. اقطع ثقبا بحجم مناسب لفضح البطن والصدر.
  9. افتح الغرسة في المجال الجراحي وضع خيوط مرساة غير قابلة للامتصاص في كل فتحة من فتحات تثبيت الزرع. اترك الخيط متصلة بذيل 5-6 سم (الشكل 3 أ). ضع الغرسة في وعاء من محلول ملحي معقم دافئ.

3. وضع الغرسة في البطن

  1. بعد التأكد من التخدير الكافي ، قم بعمل شق 3 سم عبر الجلد على طول الخط ألبا بمشرط.
  2. قم بعمل شق دقيق عبر العضلات لفتح التجويف البريتوني.
  3. ضع الغرسة في الجزء الجمجمي من تجويف البطن وضعها على يسار الشق.
  4. استخدم مبازلا لإخراج سلك تخطيط القلب السالب من التجويف البريتوني والجلد حوالي 2 سم إلى يمين الشق. قم بحفر الأنفاق الثلاثة المتبقية من 3 إلى 4 سم على يسار الشق للسماح للغرسة بالجلوس بشكل مريح داخل التجويف البريتوني.
  5. قم بتأمين الغرسة بخيوط المرساة على الجدار البطني للتجويف البريتوني ، مما يضمن عدم انحباس الأمعاء (الشكل 3 ب).
  6. أغلق جدار البطن بخياطة قابلة للامتصاص بنمط مستمر.
  7. أغلق شق الجلد بخياطة غير قابلة للامتصاص بنمط متقطع.

4. وضع الخيوط ECG

  1. نفق مخطط كهربية القلب السالبة تحت الجلد إلى الجزء العلوي الأيمن من الصدر على مستوى الضلع الأول.
  2. قم بتشريح جيب تحت الجلد بصراحة للف ما يقرب من 10 سم من السلك.
    ملاحظة: قد تؤدي الملفات الضيقة تحت الجلد إلى تآكل الجلد والتعرض للأسلاك.
  3. اقطع السلك الزائد وقم بإنشاء حلقة بالسلك المكشوف عن طريق ربط النهاية بالسلك المعزول بخياطة غير قابلة للامتصاص.
  4. قم بتثبيت الحلقة على العضلات باستخدام 2 خيوط غير قابلة للامتصاص.
  5. أغلق العضلة البريتونية على اليمين حول السلك باستخدام 1-2 خيوط قابلة للامتصاص في نمط متقطع.
  6. أغلق الجلد في الجزء العلوي الأيمن من الصدر والبطن الأيمن ب 2-3 خيوط غير قابلة للامتصاص بنمط متقطع.
  7. قم بنفق مخطط كهربية القلب الإيجابي إلى الضلع السفلي الأيسر وكرر الخطوات المذكورة أعلاه لتثبيته على العضلات وإغلاق الشق.
  8. نفق يؤدي مخطط كهربية الدماغ تحت الجلد إلى الجانب الجانبي الأيسر قدر الإمكان في المجال الجراحي.
  9. أضف 1 خياطة قابلة للامتصاص إلى العضلة البريتونية على اليسار حول الأسلاك الناشئة. أغلق الجلد بخياطة غير قابلة للامتصاص بنمط متقطع.
  10. لف أسلاك EEG المكشوفة بورق الألمنيوم المعقم.

5. تحضير السطح الظهري

  1. سيقوم مساعد غير معقم بعد ذلك بإزالة الستارة المعقمة وربطة عنق الساق.
  2. قم بتحويل المجموعة إلى وضع الانبطاح (الشكل 2 ب) مع ضمان بقاء قناع الوجه في مكانه بشكل آمن عن طريق التدوير باستخدام الموصل الدوار بين قناع الوجه والدائرة. اضبط أجهزة الثور النبضي و / أو أجهزة دوبلر حسب الحاجة لضمان مراقبة التخدير المستمرة.
  3. جهز المجال الجراحي بمقشر البيتادين ليشمل الرأس والرقبة والظهر بالكامل مع الحرص على فرك منطقة الأسلاك الخارجة على الجانب الأيسر.
  4. سيضع الجراح بعد ذلك منشفة لاصقة معقمة تحت الجانب الأيسر بينما يتم تثبيت حزمة الأسلاك من رقائق الألومنيوم بواسطة مساعد غير معقم.
  5. قم بإزالة الأسلاك بشكل معقم وبلطف من علبة الألمنيوم وضعها في الحقل المعقم. الانتهاء من لف مع مناشف معقمة.
  6. قم بتغطيتها بستارة معقمة واقطع نافذة كبيرة بما يكفي لفضح الحقل المعقم بالكامل.

6. وضع خيوط مخطط كهربية الدماغ

  1. قم بعمل شق 3 سم في فروة الرأس عند خط الوسط لكشف الجمجمة.
  2. استخدم المبزل لحفر خيوط مخطط كهربية الدماغ تحت الجلد من الجانب الأيسر إلى الجمجمة.
  3. نظف واكشط السمحاق من العظام الجدارية المكشوفة باستخدام مشرط.
  4. أدخل مثقابا محمولا باليد في غطاء معقم بالموجات فوق الصوتية. أدخل شفرات حفر 1.0 مم في المثقاب.
  5. حفر ثقوب لدغ ثنائية في العظام الجدارية حوالي 0.5 سم أمام لامدا و 0.5 سم جانبيا للخياطة السهمية.
    ملاحظة: توخي الحذر من مقدار الضغط المطبق على الجمجمة الظهرية لأن هذا يمكن أن يسد مجرى الهواء البطني ، لذا فإن مراقبة الجهاز التنفسي هي المفتاح في هذه المرحلة من الإجراء. قد يشير الانخفاض المطرد أو الكبير في معدل ضربات القلب إلى انسداد الجهاز التنفسي (بطء القلب الثانوي لانقطاع النفس) ويجب أن يؤدي إلى إجراء تقييم واتخاذ إجراء فوري.
  6. استخدم ملقطا دقيقا لوضع المسمار في فتحة الأزيز. استخدم مفك البراغي لإدخاله في منتصف الطريق تقريبا (الشكل 3C).
  7. قم بتشريح جيب تحت الجلد بصراحة على طول الجزء الخلفي من العنق للف ما يقرب من 10 سم من السلك.
  8. قطع السلك الزائد. قم بتجريد العزل من الحافة وقم بتمديد السلك.
  9. قم بإنشاء حلقة في نهاية السلك المكشوف عن طريق ربط عقدة ، مع الاحتفاظ بحلقة صغيرة. ضع الحلقة فوق المسمار وشد المسمار بالجمجمة ، مع التأكد من أن السلك يلامس المسمار. ضع السلك الأرضي على اليسار وسلك التسجيل على اليمين.
  10. قم بتقييم إشارات القياس عن بعد على برنامج التحليل للتأكد من دقتها بمجرد وضع جميع الأسلاك في مكانها. ستظهر إشارة مخطط كهربية الدماغ بسعة منخفضة أثناء تخدير المجموعة.
  11. قم بتثبيت البراغي والأسلاك في الجمجمة بأكريليك الأسنان واتركها تتصلب تماما.
  12. أغلق الجلد بخياطة غير قابلة للامتصاص على الرأس والجانب الأيسر.
  13. حقن بوبيفاكائين (الجرعة القصوى 2 ملغ/كغ 5 ملغ/مل مخفف إلى 2.5 ملغ/مل) تحت الجلد عند كل شق. قم بتغطية كل شق بكمية صغيرة من غراء الجلد باستخدام حقنة السل.

7. التعافي من التخدير

  1. قم بإيقاف تشغيل تخدير سيفوفلوران ووفر الأكسجين فقط لمدة 5 دقائق على الأقل مع إزالة الشريط المتبقي واللف ومراقبة التخدير.
  2. فحص مستويات الجلوكوز في الدم باستخدام جهاز قياس السكر وإعطاء السوائل تحت الجلد الدافئة بنسبة 10٪ من وزن الجسم (كجم).
  3. بمجرد أن يتفاعل مع محفز مؤلم (قرصة إصبع القدم) ، انتقل إلى حاضنة التعافي المحددة عند 37-38 درجة مئوية.
    ملاحظة: في كثير من الأحيان ، ستنخفض درجة حرارة المجموعة بشكل كبير أثناء هذا النقل. قد يكون من المفيد إعادة المجموعة إلى وسادة التسخين بالأشعة تحت الحمراء ذات الارتجاع البيولوجي أو توفير حرارة إضافية إضافية.
  4. راقب بصريا بشكل مستمر وسجل درجة حرارة المستقيم وقراءات مقياس التأكسج النبضي ومعدل ضربات القلب ومعدل التنفس كل 10-15 دقيقة.
  5. بمجرد أن يكون متنقلا ومتيقظا باستمرار ، قم بإزالة القسطرة الوريدية واضغط على الموقع حتى يتوقف النزيف.

8. رعاية ما بعد الجراحة والمراقبة

  1. مجموعة إعادة إلى السد ورفاق القمامة. تأكد من توفر مواد التعشيش والتغذية التكميلية (جدول المواد) في القفص للمساعدة في التنظيم الحراري والتعافي.
  2. تحقق من المجموعة يوميا لمدة 7-10 أيام بعد الجراحة ، والوزن يوميا وتوفير التغذية التكميلية في القفص.
  3. في أول يومين بعد التعافي (D1 و D2) ، أعط مسكنات إضافية كل 24 ساعة (كاربروفين 4 مجم / كجم مربع - مخفف إلى 5 مجم / مل) وسوائل تحت الجلد (5-7 مل).
  4. في أول 3 أيام بعد الشفاء (D1 و D2 و D3) ، تحقق من المجموعة مرتين يوميا ، وقم بتقييم دليل الألم والتجوال والمظهر الجراحي والترطيب. مرة واحدة يوميا خلال هذه الفترة الزمنية ، قم بقياس درجة حرارة المجموعة للتأكد من عدم وجود دليل على العدوى والتنظيم الحراري المناسب.
  5. قم بإزالة الغرز إذا التئمت الشقوق بشكل مناسب في 7-10 أيام.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تطلبت النتيجة الناجحة لهذا المشروع تطوير معلمات متعددة في إجراء الزرع وبروتوكول التسجيل. تمت محاولة جراحة الزرع أو إجراؤها على 16 مجموعة أرنب ، مع نجية 14 منها في الإجراء. من بين هؤلاء ، نجا 12 إلى نقطة النهاية التجريبية. يتم تسليط الضوء على أسباب الوفاة أثناء الجراحة أو بعد الجراحة في الجدول 1 ، جنبا إلى جنب مع تعديلات الإجراءات التي سمحت بالنجاح المستقبلي في تحقيق نقطة النهاية التجريبية. كانت المضاعفات الجراحية الأكثر شيوعا هي اكتئاب الجهاز التنفسي ، مما أدى إلى نقص الأكسجة وبطء القلب. تم تعديل البروتو...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يوازن البروتوكول الموصوف لتحريض التخدير والمراقبة والدعم بين الاحتياجات البحثية للنهج الجراحي والسهولة مع المعايير الذهبية للرعاية البيطرية. قبل اعتماد المختبر للبروتوكول الموصوف كإجراء قياسي ، تمت تجربة العديد من التحسينات المحتملة الأخرى ، بما في ذلك وضع الغرسة الظهرية تحت الجلد ، واستخدام أنبوب القصبة الهوائية أو قناع الحنجرة ، واستخدام ملحق سماعة الطبيب للمريء لمراقبة معدل ضربات القلب. ومع ذلك ، تم التخلي عنها جميعا في النهاية لأسباب مختلفة. في حين أن هناك مساحة كافية تحت الجلد لوضع ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

المؤلفون ممتنون للتمويل من المعاهد الوطنية للصحة R61NS130070 ل LLI.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
1 بوصة التفاف مرن - Coban أو Vetwrap3Mhttps://www.3m.com/3M/en_US/p/d/b00003186/
4-0 PDS خياطة أحادية الشعيراتEthiconhttps://www.jnjmedtech.com/en-US/company/ethicon/all-products
5-0 خياطة نايلون EthilonEthiconhttps://www.jnjmedtech.com/en-US/company/ethicon/all-products
Acquisition computerDellhttps://www.dell.com/en-us
مناشف جراحية لاصقةN / AN / A
دائرة التخدير - Jackson-Reevs مع كيس إعادة التنفس سعة 0.5 لترJorVetJ0248GA
مقشر البيتادينN / AN / A
BUPIVICAINE (0.5٪)N / AN / Aمخفف إلى 2.5 مجم / مل قبل الإعطاء
بوبرينورفين (0.3 مجم / مل)غير متاحغير متاحمخفف إلى 0.03 ملغم/مل قبل التناول 
لدغ - 1.00 ممنقطة الخلية العلمية60-1000لحفر الجمجمة
كافازولين (1 جم مثقب)غيرإلى 50 مجم / مل
كاربروفين (50 مجم / مل)MWI بيطريمخفف إلى 25 مجم / مل قبل الإعطاء
أدوات تطبيق قطنية مقلوبةN / A/
قناع وجه مطبوع ثلاثي الأبعادمخصص N / Ahttps://www.thingiverse.com/thing:923725
أكريليك الأسنانN / ADiet
Gel CriticareClear H2< / sub>O72-05-5042الدعم الغذائي 
دوبر جل - AquasonicPatterson 07-890-5542
دوبلر - Vet-Dop2باترسون07-888-8986
دوكسابرام (20 مجم / مل)MWI البيطريغيرالمنتظم
دومون # 5 ملقط ناعمأدوات العلوم الدقيقة11254-20لعقد البراغي
Duraprep3M8630إعداد الجلد النهائي
ECGتقنيات تحليل البيانات التلقائية لبرامجemkaN / A
Epinephrine (1: 1000)MWI VeterinaryN / AEmergency Only
GauzeN / AN / A
Glucometer ipet ProMWI Veterinary63867مراقبة في حالة ضعف الشفاء
Glycopyrrolate (0.2 مجم / مل) MWIالبيطريN / Aفي حالات الطوارئ فقط
مقياس الجرامN / AN / A
HemostatsFine Science Tools13008-12أمسك حلقات سلكية أثناء ربط الحلقة في مكانها
Ideal Micro-DrillCell Point Scientific67-1204لحفر جمجمة
حاضنةDRE-البيطرية (Infantia - NB1)N / A
صندوق الحثVetEquip941444
وسادة تسخين Infared - RightTemp JrKent Scientific CorporationRT-0502
IOX2 الحصول على البيانات برنامجemka تقنياتN / A
IV القسطرة - Covidein Monoject 26 G ، 3/4 بوصة PTFE & nbsp ؛Patterson 07-836-8494
كيتامين (100 مجم / مل)MWI شريط طبي
/ AN / A
ملقط نمط ضيق - مستقيم / 12 سمأدوات العلوم الدقيقة11002-12
منظار السماعة الحديثةUltrascopeN / A
حامل إبرة Olsen-Hegar مع مقص - 12 سمأدوات العلوم الدقيقة12002-12للخياطة
مرهم العيون PuralubeMWI VeterinaryN / Aيعطى لكلتا العينين أثناء التخدير
زيوت التشحيم البصرية - Paralube VetPatterson 07-888-2572
مقياس التأكسج النبضي (AccuWave محمول)Patterson07-892-9128للإعداد والتعافي ؛ يقرأ HR حتى 400
مقياس التأكسج النبضي (SDI - Vet / Ox plus 4700)HeskaN / AIntra-Operation ؛ لم يعد منتجا
تقنيات جهاز الاستقبالemkaN / Aجهاز استقبال لكل 4 غرسات قياس عن بعد
ميزان حرارة المستقيمN / AN / A
أدوات العلوم الدقيقة من مشرط10003-12
مقصأدوات العلومالدقيقة 14002-12لقطع
مفك براغي الستارة - 1.0 ممN / AN /A من مجموعة مفك البراغي الصغيرة للإلكترونيات
مسامير 00-96 × 3/32 (2.4 مم)Protech International8L0X3905202F
SevofluraneMWI الصيانة البيطرية آلة التخدير
Sevoflurane والمبخرN / AN / A
غراء الجلد ، اللغوةMWI البيطرية34207تنطبق باعتدال مع حقنة مقص
صغيرأدوات العلوم الدقيقة14084-08
رقائق الألومنيوم المعقمةN / AN / Aللف الأسلاك قبل تدوير   ؛
فرشاة طلاء معقمةN / AN / Aلتطبيق أكريليك الأسنان   ؛
قفازات جراحية معقمةN / A
/A لتغطية المثقاب
ماء معقمN / A/A لإعادة تكوين السيفازولين
الشفرة الجراحية رقم 15N / A/
الستارة الجراحيةN / A/ A N / A
ثوب جراحيN / AN / A
موصل دوار - Jorgensen LabsPatterson 07-802-2349لتوصيل دائرة التخدير بقناع الوجه
القياس عن بعد emka  ؛ easyTEL + _M1_EETA_B_35
TrocarSAITRO-10-6لأسلاك الأنفاق
متاح للجمجمة غير مخفف N A فقط بيطري N N / A غطاء الموجات فوق الصوتية المعقم N / A N / A N N N / A N A N تقنيات

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bagnall, R. D., Crompton, D. E., Semsarian, C. Genetic Basis of Sudden Unexpected Death in Epilepsy. Front Neurol. 8, 348(2017).
  2. Surges, R., et al. Pathologic cardiac repolarization in pharmacoresistant epilepsy and its potential role in sudden unexpected death in epilepsy: a case-control study. Epilepsia. 51 (2), 233-242 (2010).
  3. Surges, R., Thijs, R. D., Tan, H. L., Sander, J. W. Sudden unexpected death in epilepsy: risk factors and potential pathomechanisms. Nat Rev Neurol. 5 (9), 492-504 (2009).
  4. Shorvon, S., Tomson, T. Sudden unexpected death in epilepsy. Lancet. 378 (9808), 2028-2038 (2011).
  5. Schuele, S. U., et al. Video-electrographic and clinical features in patients with ictal asystole. Neurology. 69 (5), 434-441 (2007).
  6. Massey, C. A., Sowers, L. P., Dlouhy, B. J., Richerson, G. B. Mechanisms of sudden unexpected death in epilepsy: the pathway to prevention. Nat Rev Neurol. 10 (5), 271-282 (2014).
  7. Sahly, A. N., Shevell, M., Sadleir, L. G., Myers, K. A. SUDEP risk and autonomic dysfunction in genetic epilepsies. Auton Neurosci. 237, 102907(2022).
  8. Cooper, M. S., et al. Mortality in Dravet syndrome. Epilepsy Res. 128, 43-47 (2016).
  9. Negishi, Y., et al. SCN8A-related developmental and epileptic encephalopathy with ictal asystole requiring cardiac pacemaker implantation. Brain Dev. 43 (7), 804-808 (2021).
  10. Meisler, M. H., et al. SCN8A encephalopathy: Research progress and prospects. Epilepsia. 57 (7), 1027-1035 (2016).
  11. Watanabe, H., et al. Sodium channel β1 subunit mutations associated with Brugada syndrome and cardiac conduction disease in humans. J Clin Invest. 118 (6), 2260-2268 (2008).
  12. Goldman, A. M., Glasscock, E., Yoo, J., Chen, T. T., Klassen, T. L., Noebels, J. L. Arrhythmia in heart and brain: KCNQ1 mutations link epilepsy and sudden unexplained death. Sci Transl Med. 1 (2), 2ra6(2009).
  13. Nerbonne, J. M. Mouse models of arrhythmogenic cardiovascular disease: challenges and opportunities. Curr Opin Pharmacol. 15, 107-114 (2014).
  14. Frasier, C. R., et al. Channelopathy as a SUDEP Biomarker in Dravet Syndrome patient-derived cardiac myocytes. Stem Cell Rep. 11 (3), 626-634 (2018).
  15. Camacho, P., Fan, H., Liu, Z., He, J. -Q. Small mammalian animal models of heart disease. Am J Cardiovasc. 6 (3), 70-80 (2016).
  16. Brodbelt, D. Perioperative mortality in small animal anaesthesia. Vet J. 182 (2), 152-161 (2009).
  17. Lee, H. W., Machin, H., Adami, C. Peri-anaesthetic mortality and nonfatal gastrointestinal complications in pet rabbits: a retrospective study on 210 cases. Vet Anaes Anal. 45 (4), 520-528 (2018).
  18. Comolli, J., et al. Comparison of endoscopic endotracheal intubation and the v-gel supraglottic airway device for spontaneously ventilating New Zealand white rabbits undergoing ovariohysterectomy. Vet Rec. 187 (10), e84-e84 (2020).
  19. Grint, N. J., Sayers, I. R., Cecchi, R., Harley, R., Day, M. J. Postanaesthetic tracheal strictures in three rabbits. Lab Anim. 40 (3), 301-308 (2006).
  20. Phaneuf, L. R., Barker, S., Groleau, M. A., Turner, P. V. Tracheal injury after endotracheal intubation and anesthesia in rabbits. J Am Assoc Lab Anim Sci. 45 (6), 67-72 (2006).
  21. Quesenberry, K. E., Orcutt, C. J., Mans, C., Carpenter, J. W. Gastrointestinal Diseases of Rabbits. Ferrets, Rabbits, and Rodents. , Elsevier. MO. (2020).
  22. Desai, A., Macrae, D. Cardiovascular Physiology in Infants, Children, and Adolescents. Pediatric and Congenital Cardiology, Cardiac Surgery and Intensive Care. , Springer. London. (2020).
  23. Bansal, N., Momin, S., Bansal, R., Venkata, S. K. R. G., Ruser, L., Yusuf, K. Pharmacokinetics of drugs: newborn perspective. Pediatr Med. 7, 19(2024).
  24. Trachsel, D., Erb, T. O., Hammer, J., von Ungern-Sternberg, B. S. Developmental respiratory physiology. Paediat Anaesth. 32 (2), 108-117 (2022).
  25. Benito, S., Hadley, S., Camprubí-Camprubí, M., Sanchez-de-Toledo, J. Blind endotracheal intubation in neonatal rabbits. J Vis Exp. 168, e61874(2021).
  26. Okamoto, S., Matsuura, N., Ichinohe, T. Effects of volatile anesthetics on oral tissue blood flow in rabbits: A comparison among isoflurane, sevoflurane, and desflurane. J Oral Maxillofac Surg. 73 (9), 1714.e1-1714.e8 (2015).
  27. Elshalakany, N. A., Salah, A. M. Comparative study: evaluation of the effect of sevoflurane versus isoflurane in general anesthesia for pediatric patients undergoing cardiac catheterization. Egypt J Anaesth. 38 (1), 409-414 (2022).
  28. Anjana, R. R., Parikh, P. V., Mahla, J. K., Kelawala, D. N., Patel, K. P., Ashwath, S. N. Comparative evaluation of isoflurane and sevoflurane in avian patients. Vet World. 14 (5), 1067-1073 (2021).
  29. Johnson, R. A., Striler, E., Sawyer, D. C., Brunson, D. B. Comparison of isoflurane with sevoflurane for anesthesia induction and recovery in adult dogs. Am J Vet Res. 59 (4), 478-481 (1998).
  30. Campbell, C., Nahrwold, M. L., Miller, D. D. Clinical comparison of sevoflurane and isoflurane when administered with nitrous oxide for surgical procedures of intermediate duration. Can J Anaesth. 42 (10), 884-890 (1995).
  31. TerRiet, M. F., et al. Which is most pungent: isoflurane, sevoflurane, or desflurane. Br J Anaesth. 85 (2), 305-307 (2000).
  32. Khanna, V. K., Pleuvry, B. J. A study of naloxone and doxapram as agents for the reversal of neuroleptanalgesic respiratory depression in the conscious rabbit. Br J Anaesth. 50 (9), 905-912 (1978).
  33. Flecknell, P. A., Liles, J. H., Wootton, R. Reversal of fentanyl/fluanisone neuroleptanalgesia in the rabbit using mixed agonist/antagonist opioids. Lab Anim. 23 (2), 147-155 (1989).
  34. Shafford, H. L., Schadt, J. C. Respiratory and cardiovascular effects of buprenorphine in conscious rabbits. Vet Anaesth Analg. 35 (4), 326-332 (2008).
  35. Feldman, E. R., Singh, B., Mishkin, N. G., Lachenauer, E. R., Martin-Flores, M., Daugherity, E. K. Effects of cisapride, buprenorphine, and their combination on gastrointestinal transit in New Zealand white rabbits. J Am Assoc Lab Anim Sci. 60 (2), 221-228 (2021).
  36. Harcourt-Brown, F. M., Harcourt-Brown, S. F. Clinical value of blood glucose measurement in pet rabbits. Vet Rec. 170 (26), 674-674 (2012).
  37. Rivera, D. A., Buglione, A. E., Ray, S. E., Schaffer, C. B. MousePZT: A simple, reliable, low-cost device for vital sign monitoring and respiratory gating in mice under anesthesia. PLoS One. 19 (3), e0299047(2024).
  38. Nicou, C. M., Passaglia, C. L. Characterization of intraocular pressure variability in conscious rats. Exp Eye Res. 239, 109757(2024).
  39. Sadko, K. J., Leishman, D. J., Bailie, M. B., Lauver, D. A. A simple accurate method for concentration-QTc analysis in preclinical animal models. J Pharmacol Toxicol Methods. 128, 107528(2024).
  40. Vuong, J. S., Garrett, J. J., Connolly, M. J., York, A. R., Gross, R. E., Devergnas, A. Head mounted telemetry system for seizures monitoring and sleep scoring on non-human primate. J Neurosci Methods. 346, 108915(2020).
  41. Bosinski, C., Wagner, K., Zhou, X., Liu, L., Auerbach, D. S. Multi-system monitoring for identification of seizures, arrhythmias and apnea in conscious restrained rabbits. J Vis Exp. (169), e62256(2021).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة