مقالة منهجية

عملية مبسطة لنموذج الفئران الانثقاب داخل الأوعية الدموية للنزيف تحت العنكبوتية

DOI:

10.3791/67783

⸱

يونيو 13, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Longhua Hospital, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 2Spine Institute, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 3Key Laboratory of Theory and Therapy of Muscles and Bones, Ministry of Education (Shanghai University of Traditional Chinese Medicine), 4School of Traditional Chinese Medicine, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نقدم هنا عملية مبسطة لنموذج الفئران الانثقاب داخل الأوعية الدموية للنزيف تحت العنكبوتية جنبا إلى جنب مع التسجيل العصبي.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يستخدم نموذج الانثقاب داخل الأوعية الدموية بشكل شائع كطريقة لمحاكاة النزيف تحت العنكبوتية (SAH) في الدراسات التجريبية. شاملة وموثوقة كما هي ، فهي تتطلب تقنيات معقدة. يبسط هذا البروتوكول النموذج ببعض التفصيل ، جنبا إلى جنب مع التسجيل العصبي. نستخدم خياطة من النايلون لحلقة وسحب الشريان السباتي المشترك (CCA) لمنع تدفق الدم مؤقتا بخلاف الربط التقليدي ، والذي يوفر مجالا تشغيليا واضحا. يقلل استخدام قلم الكي الكهربائي لدمج الأوعية الدموية من خطر النزيف. علاوة على ذلك ، نستخدم خيوطا ذات علامة سوداء لتسهيل تحديد عمق الثقب.

يشير التقدم دون عوائق للعلامة السوداء بعد التشعب السباتي ، حيث يتباعد الشريان السباتي المشترك (CCA) إلى الشريان السباتي الداخلي (ICA) ، مصحوبا بالحد الأدنى من المقاومة ، إلى أن الفتيل قد اجتاز بنجاح إلى التقاطع داخل الجمجمة للشريان الدماغي الأمامي (ACA) والشريان الدماغي الأوسط (MCA). تدل هذه الظاهرة على وضع الفتيل عند نقطة التقارب الدماغية الوعائية الحرجة. بعد ذلك ، فإن دفع الفتيل قليلا إلى الأمام لثقب الأوعية الدموية يسمح بعملية أسهل للثقب داخل الأوعية الدموية في الفئران ، وبالتالي تسهيل تطبيق نموذج التثقيب داخل الأوعية الدموية في الفئران المعدلة وراثيا. يمكن أن يكون هذا حاسما جدا للبحث الجزيئي والبحث والتطوير الصيدلاني.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يرتبط النزيف تحت العنكبوتية (SAH) ، وهو نوع فرعي شديد من السكتة الدماغية ، بارتفاع معدلات المراضة والوفيات ، خاصة التي تؤثر على الأشخاص في منتصف الخمسينيات من العمر. يحدث SAH التلقائي بشكل أساسي بسبب تمزق تمدد الأوعية الدموية داخل الجمجمة ، والذي يحدث في الغالب في دائرة ويليس1،2. سريريا ، غالبا ما يعاني المرضى من صداع الرعد ، والخلل الوظيفي العصبي ، والتدهور السريع في الوعي3. على الرغم من التقدم في الرعاية العصبية الحرجة ، يموت ما يقرب من 40٪ من المرضى في غضون شهر بعد النزيف4. يمكن أن تحدث العديد من المضاعفات الثانوية بعد تمدد الأوعية الدموية SAH، مما يؤدي إلى تدهور عصبي تدريجي. ومع ذلك ، لا تزال الفيزيولوجيا المرضية والخصائص السريرية ل SAH غير مفهومة جيدا.

وبالتالي ، لفهم الآليات الأساسية بشكل أفضل وتحسين الاستراتيجيات العلاجية ، لا غنى عن النماذج الشاملة والموثوقة في الصغيرة. حتى الآن ، تم طرح العديد من البروتوكولات لإنشاء نماذج SAH. على سبيل المثال ، تتضمن إحدى الطرق حقن الدم الذاتي في صهريج ماجنا. يستلزم بروتوكول معدل آخر حقنتين منفصلتين ، أحدهما في صهريج ماجنا والآخر في صهريج chiasm البصري. اكتسب حقن الدم الذاتي اعتمادا واسع النطاق بسبب بساطته التقنية ومعدل الوفيات الملائم5،6. لتحقيق إمكانية استخدام مختبر أصغر وأقل تكلفة ، وصف Barry et al. أول نموذج SAH على الفئران في عام 1979 والذي تضمن ثقب الشريان القاعدي بأقطاب كهربائية دقيقة من التنغستن بعد إزالة الجمجمة7.

في عام 1995 ، تم تقديم نموذج آخر للثقب داخل الأوعية الدموية ، وهو نسخة معدلة من نموذج Zea-Longa لنقص التروية الدماغية ، والذي أثبت شكله الحالي لاحقا أنه النموذج الأكثر استخداما لدراسة SAH8. أظهرت الأبحاث السابقة أن الفئران والبشر يمتلكون بنية وعائية متشابهة داخل الجمجمة ، يشار إليها باسم دائرة ويليس ، حيث يحدث تمدد الأوعية الدموية داخل الجمجمة فيالغالب 9. تكرر هذه الطريقة غير حج القحف آليات تمزق تمدد الأوعية الدموية البشرية من خلال ثقب تشعب ICA الدقيق10. علاوة على ذلك ، كثيرا ما يستخدم الفأر المعدل وراثيا في دراسة الآليات الجزيئية. ومع ذلك ، نظرا لتقنياته المعقدة في الصغيرة ، يتم استخدام نموذج التثقيب داخل الأوعية الدموية في الغالب في الفئران أو الأرانب بينما تطبيقه في الفئران أقل شيوعا نسبيا. لذلك ، من الأهمية بمكان تبسيط نموذج الفئران الانثقاب داخل الأوعية الدموية وتقليل معدل الوفيات المرتفع.

هنا ، نقدم تعديلا مبسطا لنموذج الفئران الانثقاب داخل الأوعية الدموية ، مع دمج نسخة معدلة من مقياس التقييم العصبي Garcia11. يوفر تعديلنا نموذجا سهلا ومريحا وموثوقا للدراسات التجريبية المستقبلية ل SAH.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم الاحتفاظ بذكور C57BL / 6 فئران (6-8 أسابيع) ، خالية من مسببات الأمراض المحددة ، في منشأة حيوانية ذات درجة حرارة منظمة وظروف تأقلم ، يتم الحفاظ عليها في دورة الضوء / الظلام لمدة 12 ساعة. تم تزويد الفئران بوصول غير محدود إلى نظام غذائي قياسي للقوارض وماء الصنبور المعقم. تم السماح بفترة تأقلم لمدة أسبوعين قبل بدء التجارب. تمت الموافقة على جميع الإجراءات المتعلقة بالحيوانات من قبل لجنة أخلاقيات في مستشفى لونغهوا وتم إجراؤها وفقا لإرشادات اللجنة الوطنية للعلوم والتكنولوجيا في الصين لرعاية واستخدام المختبر.

1. تحضير

  1. ضع الماوس على وسادة تسخين مسخنة مسبقا إلى 37 درجة مئوية واستمر في الحفاظ على درجة الحرارة هذه حتى تكتمل الجراحة.
  2. تخدير الفأر عن طريق استنشاق 2-2.5٪ إيزوفلوران. الحفاظ على 1-1.5٪ أيزوفلوران أثناء العملية بمعدل تدفق 0.4-0.6 لتر / دقيقة.
  3. ضع الفأر على طاولة الجراحة ، وقم بتثبيت رأسه ، واحتفظ به في وضع ضعيف ، وقم بتأمين أطرافه بشريط لاصق.

2. تحريض SAH

  1. شق الجلد بزوج من المقص على طول منتصف الرقبة الأمامية (الشكل 1 أ).
  2. تشريح النسيج الضام وكشف الشريان السباتي المشترك الأيسر (CCA) وتشعباته.
    ملاحظة: حماية العصب المبهم والغدد المجاورة بحذر (الشكل 1 ب).
  3. قم بلف CCA بخيطة نايلون 6-0 واترك الطرفين خاليين بدون ربط (الشكل 1C).
  4. قم بتوصيل طرفي الخيط بالشريط واسحب الخيط برفق لأسفل وإلى اليمين بزاوية 45 درجة إلى المستوى الأفقي. قم بتثبيت الشريط على طاولة العمليات لمنع CCA مؤقتا (الشكل 1 د).
    ملاحظة: عندما يصبح تدفق الدم داخل الوعاء المسدود يشبه الخيط ، فهذا يشير إلى انسداد ناجح.
  5. اربط الشريان السباتي الخارجي (ECA) بخياطة من النايلون (الشكل 1E).
    ملاحظة: يجب أن يكون موقع الكي قريبا من الطرف العلوي قدر الإمكان ، بطول حوالي 2 مم من تشعب الشريان السباتي.
  6. قم بدمج ECA البعيد في موقع الربط باستخدام قلم الكي الكهربائي (الشكل 1F).
  7. اسحب ECA لأسفل ببطء حتى ينكشف الشريان السباتي الداخلي (ICA). قم بمحاذاة ECA و ICA في خط مستقيم ، مما يضمن الموضع المناسب للإجراء التالي (الشكل 1G).
  8. شحذ الجزء العلوي من الفتيل. تقع نقطة علامة على الفتيل على بعد 8 مم من الأعلى.
  9. قم بعمل شق صغير بالمقص لإدخال الفتيل في ECA. أدخل الفتيل باستخدام زوج من الملقط (الشكل 1H).
  10. قم بدفع الفتيل بعناية باستخدام ملقط حتى تمر العلامة السوداء تماما عبر تشعب CCA و ICA. تقدم قليلا 2 مم لثقب الأوعية الدموية (الشكل 1I).
    ملاحظة: يتم الشعور بمقاومة كبيرة ، مما يشير إلى أنه تم الوصول إلى تشعب الشريان الدماغي الأمامي (ACA) - الشريان الدماغي الأوسط (MCA).
  11. اسحب الفتيل مباشرة بعد التثقيب.
  12. قم بدمج ECA باستخدام قلم الكي الكهربائي (الشكل 1J).
  13. قم بإزالة الشريط واسحب خياطة النايلون في CCA لاستعادة تدفق الدم. لاحظ النبض الواضح ل CCA (الشكل 1 ك).
  14. أغلق شق الرقبة بخيوط قابلة للامتصاص 5-0.

3. مجموعة الشام

  1. في المجموعة الوهمية، يتم إجراء نفس العملية الجراحية باستثناء أن الفتيل متقدم جزئيا في ICA ويتم سحبه دون ثقب12.

4. نهاية التجربة

  1. بعد أربع وعشرين ساعة من الجراحة ، قم بتقييم الأداء العصبي وفقا للنسخة المعدلة من نظام التسجيل الذي أبلغ عنه Sugawara et al.11 (من Garcia et al.13 الأصلي). قم بإجراء التقييمات الستة التالية بطريقة عمياء: النشاط التلقائي ، وحركة جميع الأطراف ، وحركة الأطراف الأمامية ، وتسلق جدار القفص السلكي ، والاستجابة للمس جانبي الجذع ، ورد الفعل على تحفيز الاهتزاز. تقييم الوظيفة العصبية باستخدام جدول تسجيل السلوك (الجدول 1).
  2. تخدير الفأر باستخدام الأيزوفلوران المستنشق. ضع الفأر في وضع ضعيف وثبته على طاولة الجراحة بشريط لاصق ، وثبت أطرافه. ثم استخدم المقص لعمل شق على طول خط الوسط للبطن ، وقطع جدار البطن ، وفضح التجويف الصدري. قطع القص بعناية لفضح القلب.
  3. أدخل إبرة التسريب بعناية في البطين الأيسر ، مع التأكد من استقرار الإبرة وعدم اختراقها للقلب.
  4. ابدأ في الترشيح باستخدام 1x PBS المبرد مسبقا (4 درجات مئوية) بمعدل تدفق مناسب (حوالي 10 مل / دقيقة) حتى يصبح السائل المتدفق واضحا وشفافا ، مما يشير إلى أن الدم قد تم استبداله بالكامل.
  5. بمجرد اكتمال التروية ، قم بإزالة إبرة التسريب وإيقاف تسريب السوائل. المضي قدما في جمع أنسجة المخ.

5. إدارة ما بعد الجراحة

  1. عند إغلاق الجلد ، قم بإعطاء حقنة عضلية من lornoxicam لتخفيف آلام الفئران.
  2. أثناء الجراحة ، ضع مرهم العين الإريثروميسين على كلتا العينين لتخفيف جفاف العينين.
  3. بعد الجراحة ، بناء على كمية الدم المفقودة أثناء العملية الجراحية ، قم بحقن 0.2-0.4 مل من المحلول الملحي في الفأر داخل الصفاق لاستبدال السوائل.
  4. حقن البنسلين في العضل بجرعة 40,000 وحدة يوميا لمدة 3 أيام متتالية لمنع العدوى.
  5. افحص بانتظام بحثا عن التنفس التلقائي خلال الساعات الأولى بعد الجراحة وراقب مرتين يوميا بحثا عن نقاط نهاية إنسانية محددة مسبقا. قتل الفئران بثاني أكسيد الكربون2 على الفور إذا تبين أنها تعاني من مشاكل في التنفس ناجمة عن الجراحة أو حققت أي نقاط نهاية ، بما في ذلك فقدان الوزن بنسبة >20٪ من خط الأساس ، أو عدم القدرة المستمرة على الوصول إلى الطعام / الماء ، أو العجز العصبي الشديد.
    ملاحظة: لا يترك دون رقابة حتى يستعيد وعيه الكافي للحفاظ على الاستلقاء القصي ولا يتم إعادته إلى صحبة الأخرى حتى يتعافى تماما.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الدرجات العصبية
تم تقييم تسعة فئران من كل مجموعة بعد 24 ساعة من الجراحة باستخدام تعديل لنظام التسجيل الذي أبلغ عنه Sugawara et al.11 لتقييم SAH. الحد الأقصى للدرجة التي يمكن الحصول عليها هو 18. من بينها ، ن = 9 في المجموعة الوهمية سجلت جميعها 18. في مجموعة SAH ، كان متوسط الدرجات 11 (ص < 0.0001) (الشكل 2).

التغيرات المرضية في الدماغ
كانت جلطات الدم مرئية على قاعدة الدماغ وتراكمت في دائرة ويليس ، بي...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

في الختام ، تقدم هذه الدراسة نموذجا مبسطا وموثوقا للفئران للنزيف تحت العنكبوتية (SAH) الناجم عن إدخال خيوط داخل الأوعية الدموية ، مما يوفر نهجا مناسبا وفعالا. بالمقارنة مع نموذج الانثقاب داخل الأوعية الدموية الحالي ، فإن هذا البروتوكول هو نفسه في خطوة التثقيب: يتم إدخال الفتيل في الشريان السباتي الخارجي (ECA) ، ويتم تطويره من خلال الشريان السباتي المشترك (CCA) ، ثم يتم توجيهه لاحقا إلى الشريان السباتي الداخلي (ICA) ، حيث يتم تطويره بشكل أكبر لثقب الشريان الدماغي الأمامي (ACA). نستخدم خيا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإعلان عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تمويل هذه الدراسة من قبل المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية (82305281 إلى CJM) ، وخطة عمل الابتكار في العلوم والتكنولوجيا في شنغهاي (23YF1447900 إلى CJM) ، وبرنامج Chenguang التابع لمؤسسة شنغهاي لتطوير التعليم ، ولجنة التعليم في بلدية شنغهاي (23CGA53 إلى CJM).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
C57BL/6 فئران   شنغهاي Jiesjie مختبر المحدودة
  قلم الكي الكهربائيZhuoyu Angel Medical Equipment Co.، LtdGermanV50مناسبة للاستخدام في العمليات الجراحية البسيطة السطحية ، وتخثر الأنسجة ، وكي الغطاء النباتي.
isoflurance RWD R650-IEIsoflurane هو مخدر عام مستنشق. لديها معامل تقسيم صغير للدم / الغاز. عند استخدامه للتخدير الحيواني ، يمكن أن يحفز التخدير بسلاسة وسرعة وراحة ، مع الشفاء السريع ، واسترخاء العضلات الجيد ، وعدم وجود تأثير مثير على الجهاز العصبي الودي. معدل الأيض من الأيزوفلوران في الكبد منخفض, لذلك له سمية قليلة للكبد, ولا توجد آثار جانبية واضحة حتى مع الاستخدام المتكرر. لتجنب الآثار الضارة لغاز نفايات التخدير على البيئة والعاملين في المختبرات ، يوصى باستخدامه مع نظام استعادة الغاز.
خيوط MACOBeijing Cinontech Co.LTD1620-A2يستخدم في الغالب للفئران التي تزن 20-25 جم ، ويتم إذابة طرف الخيط في شكل نصف كروي ، بدون طلاء بوليسين أو سيليكون ، ويحمل علامة 9-10 مم بعيدا عن الطرف ، ويتم تطهيره ، ويمكن استخدامه مباشرة. يحتوي هذا النموذج على ثلاثة مواصفات تغليف. يوصى بإجراء تجربة مسبقة قبل التجربة الرسمية لتحديد النموذج المناسب.
مجهرأوليمبوسBX61VSمجهر عمودي مزود بمحرك كامل ومجهز بنظام بصري UIS2 ، مصمم للتصوير عالي الدقة وعالي الدقة. تشمل الميزات قطعة الأنف الآلية والمسرح والتركيز ، بالإضافة إلى إمكانات الشرائح الافتراضية لإنشاء صور رقمية كبيرة وعالية الدقة للعينات. مناسب للتطبيقات البحثية المتقدمة في علم الأمراض وبيولوجيا الخلية وعلم الأعصاب وعلوم المواد.
خياطة النايلونهواوي للمستلزمات الطبية المحدودة  J1110خياطة جراحية غير قابلة للامتصاص مصنوعة من مواد عالية القوة ومتوافقة حيويا.

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. Spontaneous subarachnoid haemorrhage. Lancet. 389 (10069), 655-666 (2017).
  2. Van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).
  3. Yonekawa, Y., Marugg, R., Imhof, H. J., Ogata, N. Current treatment concepts in patients in the acute stage of subarachnoid hemorrhage due to rupture of an intracranial aneurysm. Praxis. 84 (22), 667-674 (1995).
  4. Abraham, M. K., Chang, W. -T. W. Subarachnoid hemorrhage. Emerg Med Clin of North Am. 34 (4), 901-916 (2016).
  5. Delgado, T. J., Brismar, J., Svendgaard, N. A. Subarachnoid haemorrhage in the rat: angiography and fluorescence microscopy of the major cerebral arteries. Stroke. 16 (4), 595-602 (1985).
  6. Piepgras, A., Thoḿe, C., Schmiedek, P. Characterization of an anterior circulation rat subarachnoid hemorrhage model. Stroke. 26 (12), 2347-2352 (1995).
  7. Barry, K. J., Gogjian, M. A., Stein, B. M. Small animal model for investigation of subarachnoid hemorrhage and cerebral vasospasm. Stroke. 10 (5), 538-541 (1979).
  8. Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke. 26 (6), 1086-1092 (1995).
  9. Xu, Z., Rui, Y. N., Hagan, J. P., Kim, D. H. Intracranial aneurysms: Pathology, genetics, and molecular mechanisms. Neuromolecular Med. 21 (4), 325-343 (2019).
  10. Veelken, J. A., Laing, R. J. C., Jakubowski, J. The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats. Stroke. 26 (7), 1279-1284 (1995).
  11. Sugawara, T., Ayer, R., Jadhav, V., Zhang, J. H. A new grading system evaluating bleeding scale in filament perforation subarachnoid hemorrhage rat model. J Neurosci Methods. 167 (2), 327-334 (2008).
  12. Kumagai, K., et al. New endovascular perforation subarachnoid hemorrhage model for investigating the mechanisms of delayed brain injury. J Neurosurg. 134 (1), 84-94 (2019).
  13. Garcia, J. H., Wagner, S., Liu, K. F., Hu, X. J. Neurological deficit and extent of neuronal necrosis attributable to middle cerebral artery occlusion in rats. Statistical validation. Stroke. 26 (4), 627-635 (1995).
  14. Liu, S., et al. Endovascular perforation model for subarachnoid hemorrhage combined with magnetic resonance imaging (MRI). J Vis Exp. (178), e63150(2021).
  15. He, H. Y., Ren, L., Guo, T., Deng, Y. H. Neuronal autophagy aggravates microglial inflammatory injury by downregulating CX3CL1/fractalkine after ischemic stroke. Neural Regen Res. 14 (2), 280-288 (2019).
  16. Ran, Y., et al. Splenectomy fails to provide long-term protection against ischemic stroke. Aging Dis. 9 (3), 467-479 (2018).
  17. Park, I. S., et al. Subarachnoid hemorrhage model in the rat: modification of the endovascular filament model. J Neurosci Methods. 172 (2), 195-200 (2008).
  18. Egashira, Y., Shishido, H., Hua, Y., Keep, R. F., Xi, G. New grading system based on magnetic resonance imaging in a mouse model of subarachnoid hemorrhage. Stroke. 46 (2), 582-584 (2015).
  19. Mutoh, T., et al. Value of three-dimensional maximum intensity projection display to assist in magnetic resonance imaging (MRI)-based grading in a mouse model of subarachnoid hemorrhage. Med Sci Monit. 22, 2050-2055 (2016).
  20. Fujimoto, M., et al. Deficiency of tenascin-C and attenuation of blood-brain barrier disruption following experimental subarachnoid hemorrhage in mice. J Neurosurg. 124 (6), 1693-1702 (2016).
  21. Liu, L., et al. Deficiency of tenascin-C alleviates neuronal apoptosis and neuroinflammation after experimental subarachnoid hemorrhage in mice. Mol Neurobiol. 55 (11), 8346-8354 (2018).
  22. Marbacher, S., et al. Systematic review of in vivo animal models of subarachnoid hemorrhage: Species, standard parameters, and outcomes. Transl Stroke Res. 10 (3), 250-258 (2019).
  23. Jackowski, A., Crockard, A., Burnstock, G., Russell, R. R., Kristek, F. The time course of intracranial pathophysiological changes following experimental subarachnoid haemorrhage in the rat. J Cereb Blood Flow Metab. 10 (6), 835-849 (1990).
  24. Solomon, R. A., Antunes, J. L., Chen, R. Y., Bland, L., Chien, S. Decrease in cerebral blood flow in rats after experimental subarachnoid hemorrhage: a new animal model. Stroke. 16 (1), 58-64 (1985).
  25. Titova, E., Ostrowski, R. P., Zhang, J. H., Tang, J. Experimental models of subarachnoid hemorrhage for studies of cerebral vasospasm. Neurol Res. 31 (6), 568-581 (2009).
  26. Suzuki, H., et al. Heme oxygenase-1 gene induction as an intrinsic regulation against delayed cerebral vasospasm in rats. J Clin Invest. 104 (1), 59-66 (1999).
  27. Marbacher, S., Fandino, J., Kitchen, N. D. Standard intracranial in vivo animal models of delayed cerebral vasospasm. Br J Neurosurg. 24 (4), 415-434 (2010).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

الفيديو قريباً

مقالات ذات صلة