هنا ، نقدم بروتوكولا لتصنيع وسادات أجار موجهة باستخدام قوالب PDMS التي تم إنشاؤها من سجلات الفينيل. تمكن القنوات المستخدمين من توجيه Caenorhabditis elegans بدقة لتحسين تباين التصوير وتسهيل مقارنة الهياكل. هذه القدرات مفيدة بشكل خاص في دراسات التجديد العصبي.
مقالة منهجية
الضبط الدقيق لاتجاه Caenorhabditis elegans على وسادات أجار الموجهة لتصوير التجديد العصبي
في هذه المقالة
ملخص
الملخص
Caenorhabditis elegans هو كائن حي نموذجي يستخدم على نطاق واسع لدراسة العمليات البيولوجية. شفافيتها وصغر حجمها تجعلها مثالية لتصوير الأنسجة والخلايا والهياكل تحت الخلوية. منصات أجار مسطحة تقليدية للتصوير C. ايليجانس تحد من التحكم في اتجاه ، وتقصر المناظر في المقام الأول على المنظورات الجانبية. يعقد هذا القيد تصور الهياكل الظهرية البطنية ويقلل من وضوح الصورة ، خاصة في الأكبر سنا ذات التصبغ المتزايد والأقطار الأكبر. للتغلب على هذه التحديات ، قمنا بتطوير وسادات agarose موجهة تسمح بالتحكم الدقيق في توجيه. تمكن هذه القنوات الباحثين من تدوير وإصلاح C. ايليجانس في مواضع محددة ، مما يسهل التصوير المتزامن لهياكل متعددة وتحسين دقة الصورة عن طريق تقريب الخلايا المستهدفة من هدف المجهر. هذا مفيد بشكل خاص لتصوير الألياف العصبية المتجددة بعد الجراحة ، والتي قد تنمو في اتجاهات يصعب التقاطها باستخدام وسادات الأجار المسطحة التقليدية. يمكن الوصول إلى هذه الطريقة ، حيث يتطلب تصنيع وسادات أجار الموجهة نفس الوقت والمواد مثل الوسادات المسطحة ، مما يجعلها خيارا عمليا لمعظم المختبرات.
المقدمة
الديدان الخيطية Caenorhabditis elegans (C. elegans) هو كائن حي نموذجي يستخدم على نطاق واسع لدراسة العمليات البيولوجية مثل التطور والسلوك نظرا لعلم الوراثة المحفوظ بقوة مع نظرائه في الثدييات1. يزرع الباحثون C. ايليجانس على صفيحة وسط نمو الديدان الخيطية (NGM) في بيئة خاضعة للرقابة بإحكام توحد الظروف التجريبية وتسمح بإسناد أكثر دقة للنتائج إلى المتغيرات التجريبية. شفاف ، مما يتيح تصويرا واضحا للأنسجة والخلايا والهياكل تحت الخلوية. C. ايليجانس صغيرة ، حيث يبلغ طول البالغة ~ 1 مم وقطرها 80 ميكرومتر ، مما يسمح بوضع متعددة على حامل شريحة واحدة للتصوير1. يسمح حجمها الصغير أيضا لصورة واحدة بالتقاط الكائن الحي بأكمله أثناء حل الخلايا الفردية ، وهو أمر بالغ الأهمية لتصور تجديد ألياف الخلايا العصبية. التآزر مع هذه المزايا للفحص المجهري ، والتطور السريع ، والتشريح النمطي ، وعلم الوراثة السهل ل C. ايليجانس يسمح بإجراء دراسات واسعةالنطاق 1.
تم إنشاء الإجراء النموذجي لتصوير الخلايا في C. ايليجانس منذ عقود وظل دون تغيير إلى حد كبير. يستخدم الباحثون وسادات أجار مسطحة على الشرائح لتركيب وتثبيتها لتصورخلاياها 2. غطاء أعلى الوسادة يثبت في مكانها ويحمي عدسة المجهر. الأهم من ذلك ، أن الغطاء يحتوي على معامل انكسار مرتفع يزيد من الفتحة العددية للضوء الملتقط ويحسن دقة التصوير. بالإضافة إلى ذلك ، يقلل الغطاء من التشوه في انتقال الضوء. وبالتالي ، فإن الغطاء يحسن تصور الخلايا والهياكل المستهدفة.
ومع ذلك ، عند استخدامها مع غطاء ، غالبا ما تقيد وسادات الأجار المسطحة اتجاه. C. ايليجانس تنحني على طول اتجاهها الظهري البطني (DV) بحيث تتبنى اتجاها جانبيا على وسادة أجار مسطحة. ومع ذلك ، حتى بعد تثبيت الشلل والاستقامة والدوران المسبق إلى اتجاه DV ، فإن وضع الغطاء يعيد جميع تقريبا إلى عرض جانبي (الشكل 1). نعتقد أن إعادة التوجيه هذه تحدث لأن الغطاء يدفع الملتثية ايليجانس الفرجية البارزة إلى الجانب. الأصغر سنا التي لا تحتوي على فرج تكون أكثر توجها بشكل عشوائي. هذه السيطرة المحدودة على التوجيه تمثل مشكلة لسببين على الأقل. أولا، قد لا يسمح بوضع هيكلين في مجال رؤية واحد (على سبيل المثال، ثنائي) مما يعقد مقارنتهما. ثانيا ، يعد تحديد الاتجاه أمرا مهما لتحسين جودة التصوير ، حيث يتم تصوير الهياكل ذات الأهمية بشكل عام بشكل أفضل عندما تكون قريبة من الهدف. وذلك لأن الأهداف تصور عمقا محدودا داخل العينة (أي مسافة العمل) ولأن الضوء من المواقع العميقة يتعرض لمزيد من التشتت والامتصاص.
بالنسبة إلى C. ايليجانس، يكون التحكم المحدود في التوجيه أكثر خطورة بشكل عام مع الأكبر سنا. العمرية L1 إلى L4 أصغر في القطر ، مما يجعل جزءا أعلى من الدودة قابلا للتصوير. تحتوي هذه اليرقات أيضا على تصبغ أقل ، مما يؤدي إلى تقليل امتصاص الضوء المرئي وتشتت الفوتونات ، مما يحسن وضوح الصورة ودقتها. على العكس من ذلك ، فإن البالغة لها قطر أكبر وتصبغ أكبر ، مما يشكل تحديات للتصوير في الطائرات z العميقة لأن الغطاء يؤثر على الاتجاه الأولي.
في عام 2008 ، قدمنا استراتيجية باستخدام منصات أجار مع قنوات للتغلب على هذه التحديات من خلال الحفاظ على توجه3،4. كما هو موضح أدناه ، يقوم المستخدمون بتدوير المشمولة في القنوات إلى الاتجاه المطلوب من خلال ملاحظة المعالم التشريحية. تحتفظ القنوات بالحيوانات في منخفضات بين أسطح أجار مرتفعة ، مما يقلل من القوة على أثناء وضع الغطاء ويزيل دوران. نظرا لأن تصنيع الوسادات الموجهة والوسادات المسطحة الشائعة يتبع نفس الإجراء تقريبا ويتطلب نفس الوقت ، فإن تقنيتنا يمكن الوصول إليها بسهولة. تستخدم العديد من المختبرات تقنيتنا لشل حركة C. ايليجانس لدراسة السمات التشريحية ومراقبة التطور وتحليل المساهمات العصبية في السلوك5،6،7،8. يصف القسم التالي العملية الكاملة لصنع أجار موجه ، بدءا من سجل فينيل تم تقطيعه إلى أرباع باستخدام سكين ساخن. أولا ، نصف تصنيع قالب بولي ديميثيل سيلوكسان (PDMS) المستخدم في صب أجار الموجه بعد ذلك ، نوضح كيفية تصنيع الأجار الموجه خطوة بخطوة. من المتوقع أن يستغرق الإجراء بأكمله 3 ساعات بدون خبرة. بعد إجراء تصنيع PDMS ، ستستغرق الوسادات المصنوعة من القالب نفس الوقت لصنع وسادات أجار نموذجية (بضع دقائق).
البروتوكول
1. تحضير بولي ديميثيل سيلوكسان (PDMS) للتصنيع
- صب نسبة 1:10 من عامل المعالجة السريع إلى القاعدة في طبق وزن يمكن التخلص منه. اخلطي السائل غير المعالج لمدة 45 ثانية حتى يتجانس السائل تماما ويمتلئ بالفقاعات.
- ضع الدرج في مجفف مفرغ من الهواء عند إمالة. قم بتدوير الضغط بين -0.09 إلى -0.1 كيلو باسكال 3x للسماح لفقاعات الهواء بالظهور.
- احتفظ بالمكنسة الكهربائية لمدة ساعة تقريبا عند نطاق ضغط من -0.09 إلى -0.1 كيلو باسكال حتى يتبقى عدد قليل من الفقاعات المرئية ، والتي يمكن إزالتها يدويا.
2. تصنيع قالب PDMS لسجل الفينيل
- اشطف سجل الفينيل واللوح الزجاجي بالماء منزوع الأيونات (DI). تأكد من عدم وجود الغبار للحصول على أفضل قالب. دع سجل الفينيل يجف في الهواء حتى يتم استخدامه.
- ضع ورقة من رقائق الألومنيوم فوق اللوح الساخن لالتقاط PDMS الزائد.
- ضع شريحة زجاجية على كل طرف من طرفي سجل الفينيل لضبط سمك القالب على عرض الشرائح الزجاجية. هذا يضمن ارتفاعا موحدا عند الضغط على الجزء الزجاجي على نظام PDMS غير المعالج.
- صب سائل PDMS غير المعالج على جانب واحد من سجل الفينيل.
- راقب الفقاعات باستخدام انعكاس الضوء عن سطح السائل وقم بإزالتها بطرف ماصة. قم بإمالة اللوح الزجاجي وقم بإقلاع اللوحة ببطء للسماح للهواء بالخروج ، مما يمنع إدخال الفقاعات.
- عالج PDMS عند 80 درجة مئوية لمدة 35 دقيقة.
- قم بإزالة سجل الفينيل من اللوح الساخن واتركه يبرد. قشر PDMS بعناية من سجل الفينيل لتجنب التمزق.
- استخدم شريحة زجاجية جديدة كدليل لقطع PDMS بشفرة حلاقة حادة لإنشاء قالب أجار موجه.
3. تصنيع وسادات أجار موجهة باستخدام NaN3
ملاحظة: تم تحديد إجراءات ومواد وسادات الأجار المسطحة مسبقا9. هذا الإجراء مشابه جدا.
- أضف 0.6 جم من أجار و 30 مل من مخزون سائل NGM9 في قارورة. يضاف لوح التحريك ويسخن على طبق ساخن على حرارة 120 درجة مئوية.
- أضف 120 ميكرولتر من مخزون NaN3 (تركيز مخزون 1 M) بعد ذوبان الجل.
- اغسل قالب PDMS بالماء واتركه يجف في الهواء. ضع قالب PDMS بين مجموعتين من أزواج الشرائح.
- أجار الماصة لأعلى ولأسفل لتدفئة طرف الماصة. الماصة 300 ميكرولتر من الأجار المنصهر على قالب PDMS ، ونشر أجار يدويا عبر القنوات ، حيث أن وضع الشريحة سينشر أجار على طول القنوات.
- ضع شريحة مجهرية مباشرة على أجار ، واستقر على الشرائح على الجانبين. قم بإزالة الشريحة بعد أن يبرد الأجار.
4. تصاعد C. ايليجانس
- بمجرد أن تبرد الشرائح ، ارفع الشريحة مباشرة عن القالب دون قص.
- انقل إلى القنوات بعد تجميدها بواسطة NaN3
- قم بتدوير إلى الاتجاه المطلوب.
- ضع غطاء على الوسادة. قم بإمالة الوسادة وادفعها برفق من جانب إلى آخر لدفع الهواء إلى الجانب وتجنب تكوين فقاعات.
النتائج
تصنيع قالب PDMS
يؤدي تدوير ضغط الفراغ أثناء تصنيع القالب إلى ثقب وإزالة فقاعات الهواء من PDMS غير المعالج ، مما يضمن قالبا خاليا من الفقاعات. كما هو موضح في الشكل 3D يظهر ، ترتفع الفقاعات إلى السطح وتثقب. يمكن أن تنتج القوالب الخالية من الفقاعات قنوات نظيفة.
تصلب قالب PDMS
عند وضع اللوح الزجاجي على سجل الفينيل ، تجنب إنشاء فجوات هوائية. يمكن أن تؤدي هذه الفجوات إلى سمك غير متساو أو عيوب في السطح. يمكن اكتشاف الفقاعات ، إن وجدت ، بصريا. يؤدي الضغط على اللوح الزجاجي من جانب إلى آخر إلى إزاحة الهواء ، مما يقلل من تكوين الفقاعات ويضمن سمك قالب متساو موضح في الشكل 4 أ.
استخدام وسادات أجار موجهة للتوجيه الدقيق ل C. ايليجانس
تسمح وسادات الأجار الموجهة بالتوجيه الدقيق ل C. ايليجانس. قمنا بتعيين اتجاه عن طريق دحرجة برفق باستخدام سلك بلاتيني ، مع التحقق من الاتجاه باستخدام المعالم ، مثل الفرج أو الأمعاء على شكل حرف S (الشكل 5 أ ، ج). نؤكد الاتجاه تحت مجهر تشريح الفلورسنت قبل نقل إلى مجهر مقلوب موضح في الشكل 5 ب ، د.
تقييم تجديد ألياف الخلايا العصبية باستخدام وسادات أجار موجهة
تعمل وسادات الأجار الموجهة على تحسين جودة التصوير لتجديد الخلايا العصبية من خلال توجيه على النحو الأمثل. يقلل وضع ألياف الخلايا العصبية المتجددة بالقرب من العدسة الشيئية من تشتت الضوء وامتصاصه ، مما يعزز وضوح الصورة. يوضح الشكل 5E ، F أن وضع موقع التجديد بالقرب من الهدف يعزز جودة التصوير ، مما يسهل تحليلا أكثر دقة لإعادة نمو الخلايا العصبية.
الشكل 1: Caenorhabditis elegans على وسادات مسطحة وموجهة. (أ) على وسادة أجار مسطحة في اتجاه DV ؛ الفرج يواجه الغطاء. (ب) إدخال الغطاء يدفع الفرج إلى الجانب ، مما يجبر على الاتجاه الجانبي. (ج) على وسادة أجار موجهة في اتجاه DV. (د) يبقى في اتجاه DV بعد إدخال الغطاء. (ه) صورة المجال الساطع لمتحور الأسطوانة على وسادة أجار موجهة في اتجاه DV. (F) صورة Brightfield مع غطاء ، يظل نفس مثل E في اتجاه DV. الاختصارات: DV = ظهري بطني. خط الطول = جانبي. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2: مواد ومعدات تصنيع PDMS. (أ) مجموعة المطاط الصناعي السيليكوني SYLCAP 284-F. (ب) المقياس. (ج) حقنة بلاستيكية. (د) مجفف الفراغ. (ه) لوح ساخن. (F) سجل فينيل طويل التشغيل مقاس 12 بوصة ، قم بتفكيكه حسب الحاجة. (ز) لوح زجاجي. اختصار: PDMS = بولي ديميثيل سيلوكسان. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3: خلط وتنظيف PDMS غير المعالج. (أ) امزج القاعدة وعامل المعالجة في الدرج. (ب) ضع الدرج في غرفة مفرغة. (ج) قم بتدوير الفراغ ثلاث مرات للسماح للفقاعات بالظهور. (د) بعد ساعة واحدة ، انفجرت معظم الفقاعات. لاحظ تحسين الإرسال من خلال PDMS. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 4: إدخال لوح زجاجي إلى PDMS غير المعالج بدون فقاعات. (أ) إدخال لوح زجاجي على سجل الفينيل بدون فقاعات. (ب) إزالة قالب PDMS المتصلب من السجل ، مع قنوات تفصيلية داخلية. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 5: صور Brightfield و Fluorescence ل C. ايليجانس مثبتة على أجار موجه. (أ) صورة Brightfield لحيوان في اتجاه DV الثنائي. معلم تشريحي لتوجيه DV: أمعاء حلزونية على شكل حرف S (يشار إليها الأنسجة الداكنة بالسهم) تعبر خط الوسط ~ 60٪ من المسافة من الأنف إلى الذيل. (ب) صورة مضان للخلايا العصبية في اتجاه DV ، نفس مثل A. (ج) صورة المجال الساطع لحيوان في اتجاه خط العرض. معلم تشريحي لتوجيه خط العرض: الفرج المواجه للجانب. (د) صورة مضان للخلايا العصبية في اتجاه خط الطول ، نفس مثل C. (ه) التوجيه مع التجديد (السهم) في الجانب الأعمق (البعيد) من. (و) التوجيه مع التجديد في الجانب الضحل الأقرب إلى الهدف؛ تجديد أوضح (سهم). أشرطة المقياس = 20 ميكرومتر. الاختصارات: DV = ظهري بطني. خط الطول = جانبي. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
المناقشة
الميزة الأساسية لمنصات أجار الموجهة هي قدرتها على الحفاظ على اتجاه للتصوير. تناسب القنوات البالغة ، مما يسمح بالدوران المتحكم فيه الذي يتم الحفاظ عليه عند إدخال الغطاء. لقد نجحنا في تصوير البرية والأسطوانة والغفلة. نقوم بتوجيه بشكل صحيح باستخدام المعالم التشريحية ، والتي تسمح بتصوير ومقارنة هياكل متعددة في مجال رؤية واحد وتقريب الخلايا المستهدفة من السطح. على وجه الخصوص ، يسهل هذا الدوران التصور في الظهرية أو البطنية (المناظر الثنائية) ، مما يسمح بمقارنة الجانب الأيسر والأيمن من.
في السابق ، كان تصور هذه الهياكل الثنائية ومقارنتها يتطلب مكدسات z-3D وتطبيع محتمل للإشارات لحساب انخفاض الإرسال على أعماق أكبر. وبالتالي ، فإن الاتجاه المحدد الذي تم تمكينه بواسطة الأجار الموجه يسمح بتصوير أكثر اتساقا عبر ديدان متعددة ويجب أن يسمح بقياسات محسنة. هذا مفيد بشكل خاص لتقييم ما بعد الجراحة للألياف العصبية المتجددة ، والتي يمكن أن تنمو في اتجاهات يصعب تصويرها ، مثل المحيط2.
بالإضافة إلى ذلك ، يقلل الأجار الموجه من الضغط على لأنها توضع في منخفض يخفف من ضغط الانزلاق ويعزز علم وظائف الأعضاءالطبيعي 5. في حين أن السلالات الرخوة قد تلتف أثناء التركيب ، فإن القنوات تشجع التكوين الخطي للحيوان ودوران بأكمله. في تطبيق مختلف ، يمكن أن تقيد الزخرفة أيضا حركة لتقليل كمية التخدير المطلوبة لتصوير أومراقبته 8.
أخيرا ، يمكن أيضا الوصول إلى تقنية الأجار الموجهة. بعد تصنيع القوالب ، يتطلب إنشاء وسادات أجار موجهة نفس القدر من الوقت والخبرة والتكلفة تقريبا مثل صنع وسادات أجار مسطحة عادية. جميع المكونات اللازمة لإنشاء قالب PDMS شائعة في العديد من المختبرات الأكاديمية أو يتم شراؤها عبر الإنترنت. إن متانة قوالب PDMS تجعلها خيارا فعالا من حيث التكلفة للمختبرات ، وقادرة على تحمل الاستخدام المكثف بمرور الوقت. يمكن أن تستمر قوالب PDMS لسنوات ومئات الاستخدامات. نستمر في استخدام قالب عمره 17 عاما مع تدهور معتدل. نوصي بتخزين القوالب في درجة حرارة الغرفة في وعاء لإبقائها خالية من الحطام ، والتي يمكن غسلها بالماء منزوع الأيونات إذا لزم الأمر.
على الرغم من هذه المزايا ، هناك العديد من القيود المرتبطة بتقنيتنا. يمكن أن تؤدي قوة الانتقاء المستخدمة لوضع على الوسادة إلى تشويه القنوات ، مما قد يؤثر على وضع. كما هو الحال مع أي تلاعب دقيق ، يمكن أن يستغرق وضع وتدويره إلى الاتجاه المطلوب وقتا طويلا ، مما يزيد من تعرض للتخدير ويحتمل أن يؤدي إلى الإجهاد. يمكن للقنوات أيضا أن تحبس الهواء وتشكل فقاعات أثناء وضع الغطاء ، والتي يمكن أن تتداخل مع وضوح التصوير عن طريق تشتيت الضوء. نناقش طرق تقليل الفقاعات في البروتوكول. تشير تجربتنا إلى أن معظم عيوب الأجار الموجه يتم تجنبها إلى حد كبير من خلال القليل من التدريب والممارسة.
تشمل الاتجاهات المستقبلية لتحسين هذه القنوات تطوير تصميمات مصممة خصيصا لتلبية الاحتياجات التجريبية المحددة ، بما في ذلك الأحجام والأشكال المختلفة لمختلف الأعمار والأنماط الظاهرية ل C. ايليجانس. قد يقلل تصنيع أحجام القنوات المخصصة عن طريق التصنيع النانوي10 من التأثير الفسيولوجي على مقارنة بالقنوات العامة5. في الختام ، يتيح تنفيذ وسادات أجار الموجهة تصويرا عالي الدقة للهياكل الغامضة في الأكبر سنا. تحافظ هذه الوسادات على اتجاه C. ايليجانس ، مما يؤدي إلى تحسين جودة التصوير والتصور التفصيلي ، مع تقليل الضغط على بسبب الهيكل الداعم للقنوات.
الإفصاحات
ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإفصاح عنه.
شكر وتقدير
تم توفير التمويل من قبل المعاهد الوطنية للصحة R56NS128413. نتوجه بتقديرنا لنوح جوزيف (قسم الهندسة الحيوية الشمالية الشرقية) للمساعدة في معالجة سجلات الفينيل. نشكر أعضاء مختبر تشونغ على التعليقات الثاقبة على المخطوطة.
المواد
| الاسم | الشركة | رقم فهرسي | التعليقات |
|---|---|---|---|
| 125 مل قارورة إرلينماير | كورنينج | 4980-125 | |
| 33 1/2 دورة في الدقيقة أو 12 بوصة طويلة اللعب (LP) سجل الفينيل | N / A | N / | A عمق القناة الفردية: 50 & micro; م ، العرض: 200 وميكرو ؛ م |
| 30 مل حقنة بلاستيكية | فيشر Scientific | 50-793-817 | |
| 90٪ بلاتين ، 10٪ سلك إيريديوم | Tritech Research ؛ | PT-9010 | تستخدم لإنشاء |
| رقائق الألومنيوم اختيار البلاتين | أمازون | N / A | |
| كلوريد الكالسيوم | فيشر Scientific | AAL131910B | |
| لوح زجاجي | N / A | N / A | 7 بوصة × 5 في لوح زجاجي مأخوذ من الإطار ؛ |
| ماصة زجاجية | فيشر Scientific | 13-678-20A | من البلاتين |
| Thermofisher | SP88857104 | ||
| كبريتات المغنيسيوم | فيشر الشرائح | المجهرية العلمية AA3333736 | |
| Mckesson | 938360 | ||
| علم الأحياء الجزيئي الصف agar | المعيار العلمي | A1705 | |
| فوسفات البوتاسيوم ثنائي القاعدة | فيشر Scientific | P290-500 | |
| فوسفات البوتاسيوم أحادي القاعدة | فيشر ساينتفيك | P285-500 | |
| أزيد الصوديوم | فيشر AAJ2161022 | ||
| كلوريد الصوديوم العلمي ؛ | فيشر Scientific | BP358-212 | |
| غطاء زجاجي مربع | فيشر سيانتيفك | 12-541-016 | |
| SYLCAP 284-F (علاج سريع) سيليكون المطاط الصناعي طقم مغلف ، شفاف ، واضح بصريا ، مزيج 10: 1 ، 500 جم / مل (0.5 كجم) ، أسرع من Sylgard 184 وما شابه ذلك & nbsp ؛ | MicroLubrol | N / A | |
| فراغ مجفف ; | فيشر ساينتفيك | 08-648-100 | |
| صحن وزن | فيشر ساينتفيك | 01-549-750 |
المراجع
- Brenner, S. The genetics of Caenorhabditis elegans. Genetics. 77 (1), 71-94 (1974).
- Bargmann, C. I., Avery, L. Laser killing of cells in Caenorhabditis elegans. Methods Cell Biol. 48, 225-250 (1995).
- Zhang, M., et al. A self-regulating feed-forward circuit controlling C-elegans egg-laying behavior. Curr Biol. 18 (19), 1445-1455 (2008).
- Chung, S. H., Mazur, E. Femtosecond laser ablation of neurons in C. elegans for behavioral studies. Appl Phys A-Mater Sci Process. 96 (2), 335-341 (2009).
- Zellag, R. M., et al. CentTracker: a trainable, machine-learning-based tool for large-scale analyses of Caenorhabditis elegans germline stem cell mitosis. Mol Biol Cell. 32 (9), 915-930 (2021).
- Huang, Y. C., et al. A single neuron in C. elegans orchestrates multiple motor outputs through parallel modes of transmission. Curr Biol. 33 (20), 4430-4445.e6 (2023).
- Rasmussen, N. R., Dickinson, D. J., Reiner, D. J. Ras-dependent cell fate decisions are reinforced by the RAP-1 small GTPase in Caenorhabditis elegans. Genetics. 210 (4), 1339-1354 (2018).
- Rivera Gomez, K., Schvarzstein, M. Immobilization of nematodes for live imaging using an agarose pad produced with a vinyl record. MicroPubl Biol. 2018, (2018).
- Chung, S. H., Clark, D. A., Gabel, C. V., Mazur, E., Samuel, A. D. T. The role of the AFD neuron in C. elegans thermotaxis analyzed using femtosecond laser ablation. BMC Neuroscience. 7 (1), 30(2006).
- Gerhold Abigail, R., et al. Investigating the regulation of stem and progenitor cell mitotic progression by in situ imaging. Curr Biol. 25 (9), 1123-1134 (2015).
إعادة الطباعة والأذونات
