مقالة منهجية

تقنية نافذة الجمجمة المزمنة للتسجيلات القشرية المتكررة أثناء التخدير في الخنازير

DOI:

10.3791/67931

⸱

يونيو 6, 2025

 ,  ,  ,  , 
1Center for Neuroplasticity and Pain, Department of health, science and technology, Aalborg University, 2Department of Cardiovascular Surgery, Department of Clinical Medicine, Aalborg University Hospital

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تقدم هذه الدراسة طريقة قابلة للتطوير وموثوقة وقابلة للتكرار للتسجيلات القشرية المزمنة المتكررة في نموذج الخنزير. هذه الطريقة لها تطبيقات في مختلف مجالات علم الأعصاب ، بما في ذلك أبحاث الألم وتشخيص الأمراض العصبية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تعد التسجيلات القشرية ضرورية لاستخراج الإشارات العصبية لإبلاغ التطبيقات المختلفة ، بما في ذلك واجهات الدماغ والحاسوب وتشخيص الأمراض. يضع كل تطبيق متطلبات محددة على تقنية التسجيل ، وغالبا ما يتم اختيار الحلول الغازية للتسجيلات طويلة المدى. ومع ذلك ، فإن طرق التسجيل الغازية تواجه تحديا بسبب فشل الجهاز واستجابات الأنسجة الضارة ، مما يضر بجودة الإشارة على المدى الطويل.

لتحسين موثوقية وجودة التسجيلات القشرية المزمنة مع تقليل المخاطر المتعلقة بفشل الجهاز وتفاعلات الأنسجة ، قمنا بتطوير تقنية نافذة الجمجمة. في هذا البروتوكول ، نبلغ عن طرق زرع نافذة الجمجمة والوصول إليها في خنازير السلالات المحلية اليافعة ، مما يسهل وضع مصفوفة القشرة الكهربائية المؤقتة (ECoG) على الأم الجافية. نصف أيضا كيف يمكن تسجيل الإشارات القشرية باستخدام تقنية نافذة الجمجمة. يمكن تكرار الوصول إلى نافذة الجمجمة عدة مرات ، ولكن ينصح بأسبوعين على الأقل بين جراحات الزرع والوصول لتسهيل الشفاء والتئام الأنسجة.

نجح نهج نافذة الجمجمة في تقليل أوضاع فشل القطب الكهربائي الشائعة واستجابات الأنسجة ، مما أدى إلى تسجيلات قشرية مستقرة وموثوقة بمرور الوقت. سجلنا الإمكانات المتعلقة بالحدث (ERPs) من القشرة الحسية الجسدية الأولية كمثال. وفرت الطريقة تسجيلات موثوقة للغاية ، مما سمح أيضا بتقييم تأثير التدخل (التحفيز عالي التردد) على تخطيط موارد المؤسسات. يشير عدم وجود أعطال كبيرة في الجهاز وانخفاض عدد الأقطاب الكهربائية المستخدمة (قطبان كهربائيان ، 43 جلسة تسجيل ، 16) إلى تحسن اقتصاد البحث. في حين أن الوصول الجراحي البسيط مطلوب لوضع القطب الكهربائي ، فإن الطريقة توفر مزايا مثل تقليل مخاطر العدوى وتحسين رفاهية.

تقدم هذه الدراسة طريقة قابلة للتطوير وموثوقة وقابلة للتكرار للتسجيلات القشرية المزمنة ، مع تطبيقات محتملة في مختلف مجالات علم الأعصاب ، بما في ذلك أبحاث الألم وتشخيص الأمراض العصبية. قد تمتد التعديلات المستقبلية من استخدامه ليشمل الأنواع الأخرى وطرائق التسجيل ، مثل التسجيلات داخل القشرة وتقنيات التصوير.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

بشكل عام ، الغرض من التسجيلات القشرية هو استخراج المعلومات من الإشارات العصبية في الدماغ. يمكن استخدام هذه المعلومات بطرق مختلفة - التحكم في جهاز خارجي أو الاتصال أو تشخيص المرض أو إعادة التأهيل1،2،3،4. يضع كل تطبيق متطلبات فريدة على محتوى المعلومات والدقة المكانية المطلوبة ومقدار الغزو الذي يعتبر مقبولا. لذلك ، تم تطوير حلول التسجيل ذات النطاق الجراحي والدقة المكانية منذ اكتشاف مخطط كهربية الدماغ في عام 19295.

بشكل عام ، يمكن تقسيمها إلى تخطيط كهربية الدماغ (EEG) ، وتخطيط كهربية القشرة (ECoG) ، وتسجيلات داخل القشرة. مخطط كهربية الدماغ هي طريقة تسجيل غير جراحية تلتقط التذبذبات العصبية والإمكانات المرتبطة بالأحداث (ERPs) من الدماغ بأكمله. ومع ذلك ، فإن قدرته على تحديد مصادر هذا النشاط محدودة بسبب انخفاض استبانته المكانية. ECoG هي طريقة أكثر توغلا حيث يتم وضع الأقطاب الكهربائية epi- أو تحت الدوام ، وعادة ما تغطي جزءا أصغر من القشرة. لديها دقة مكانية أعلى ويمكنها تسجيل تخطيط موارد المؤسسات وإمكانيات المجال المحلي السطحي (LFP). لذلك ، يمكنه تحديد مصدر نشاط الدماغ بشكل أكثر دقة ، مما يجعله مفيدا ، على سبيل المثال ، في تحديد أصل الصرع البؤري. التسجيل داخل القشرة هو طريقة التسجيل الأكثر توغلا ويمكنه تسجيل نشاط الارتفاع من الخلايا العصبية الفردية الموجودة بشكل سطحي أو عميق داخل الدماغ و LFP من حجم الخلايا العصبية حول الأقطاب الكهربائية. تتميز هذه الإشارات بدقة مكانية عالية جدا ومحتوى معلومات ولكنها يتم إنتاجها بواسطة مجموعة فرعية مقيدة من الخلايا العصبية (1-10 خلايا عصبية لكل قناة)6.

لاستخراج المعلومات من الدماغ لفترات طويلة (شهور - سنوات) ، يجب أن تكون الواجهة مستقرة وموثوقة حتى تستمر الإشارات المكتسبة في تمثيل نفس المعلومات خلال الفترة بأكملها. تتطلب تسجيلات EEG تغييرات متكررة في القطب الكهربائي ، مما يجعل موثوقيتها متغيرة من منخفضة جدا إلى عاليةجدا 7،8،9،10. لذلك ، غالبا ما يتم اختيار طرق ECoG وداخل القشرة للتسجيلات المطولة. ومع ذلك ، تتطلب هاتان الطريقتان أن تظل حالة قطب التسجيل ، وكذلك الأنسجة ، مستقرة بمرور الوقت. بينما يظل القطب الكهربائي عادة في نفس الموقع ، فقد تتغير واجهة القطب الكهربائي بسبب تفاعلات الأنسجة أو أوضاع فشل القطبالكهربائي 11،12،13،14. تشمل تفاعلات الأنسجة موت الخلايا العصبية ، والنزيف ، والقاشف الحيوي ، ورد فعل الأجسام الغريبة ، والدبقي ، والتغليف ، والعدوى ، والتهاب السحايا ، وبثق السحايا15. هذه التفاعلات تضر بقدرات تسجيل الأقطابالكهربائية 12،13. أوضاع فشل القطب الكهربائي الشائعة هي التفريغ أو التسرب في الأجزاء المعزولة ، وتفريغ أو تكسير طلاء سطح القطب الكهربائي ، وتلف الأسلاك ، وخلع القطبالكهربائي 11،12.

للتغلب على أوضاع فشل القطب الكهربائي ، نظرنا في جدوى حل وضع القطب الكهربائي المؤقت الذي يعالج أيضا العديد من التحديات المتعلقة باستجابات الأنسجة ، وهي موت الخلايا العصبية ، ورد فعل الأجسام الغريبة ، والانبساط ، والتغليف ، والبثق السحائي علاوة على ذلك ، كان وضع القطب الكهربائي المتسق شرطا لتحقيق تسجيلات عصبية موثوقة وقابلة للتكرار. نظرا لأن القطب تم وضعه بشكل جانبي على مسافة بضعة ملليمترات من الأنسجة العصبية ، يجب ألا تتجاوز حركة القطب 1 مم. تم تصميم نافذة الجمجمة بأبعاد لمنع الحركة المفرطة بين مواضع الأقطاب الكهربائية. مع تطوير تقنية نافذة الجمجمة ، نهدف إلى تحسين موثوقية الإشارة وجودتها على المدى الطويل وإزالة مخاطر فشل القطب.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمت الموافقة على هذا البروتوكول من قبل الإدارة البيطرية والأغذية الدنماركية التابعة لوزارة الأغذية والزراعة ومصايد الأسماك في الدنمارك (البروتوكول رقم 2020-15-0201-00514). خضعت ما مجموعه 16 من أنثى خنزير السلالات المحلية لهذه الإجراءات. كان وزن حوالي 20 كجم عند وصولها إلى المنشأة ، مما يعني أنها كانت تبلغ من العمر شهرين تقريبا. كان وزنهم حوالي 30 كجم عند الزرع و 40-60 كجم في نهاية الدراسة. تتكون الإجراءات من جراحة الزرع وجراحة الوصول والجراحة النهائية (الشكل 1).

figure-protocol-1
الشكل 1: الجدول الزمني للإجراءات التجريبية. يمكن تكرار جراحة الوصول (المرحلة الثانية) عدة مرات. ينصح بالفصل لمدة أسبوعين على الأقل بين العمليات الجراحية للتعافي والتئام الجروح بين العمليات الجراحية. الاختصار: ERP = الإمكانات المتعلقة بالحدث. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

1. جراحة الزرع (المرحلة الأولى)

ملاحظة: يتم زرع نافذة قحفية من حمض البولي لاكتيك (PLA) مطبوعة ثلاثية الأبعاد (الشكل 2) لتسهيل التسجيلات المتكررة من القشرة الحسية الجسدية الأولية للخنزير. يتم تسجيل تخطيط موارد المؤسسات بسبب التحفيز الكهربائي للعصب الزندي. يتم إجراء الجراحة وإغلاق الجرح بحيث يمكن الوصول إلى نافذة الجمجمة وإغلاقها لاحقا.

figure-protocol-2
الشكل 2: تصميم نافذة الجمجمة. (أ) منظر جانبي لنافذة الجمجمة يشير إلى ارتفاع الجدران والقاعدة المثبتة بالجمجمة. (ب) منظر علوي يشير إلى قطر أرملة الجمجمة وفتحات المسامير ومساحة الغطاء والنافذة. غطاء نافذة الجمجمة عبارة عن أسطوانة قطرها 22 مم بارتفاع 1 مم تتناسب بدقة مع مساحة الغطاء. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

  1. زرع النافذة القحفية
    1. التحضير للجراحة
      ملاحظة: يتم تشغيل معالج البيانات (RZ2) ومحطة العمل (WS8) والكمبيوتر الشخصي قبل بدء الجراحة. يتم تدوين ملاحظات الجراحة في جدول بيانات كل 15 دقيقة على الأقل من قبل باحث غير معقم لتوثيق العلامات الحيوية (معدل ضربات القلب ، SPO2 ، ثاني أكسيد الكربون2 في نهاية المد والجزر ، درجة الحرارة الأساسية) ، مستويات التخدير (معدل ضخ البروبوفول ، معدل ضخ الفنتانيل ، نسبة سيفوفلوران) ، مرحلة الجراحة وأي مخالفات.
      1. تهدئة باستخدام حقن عضلي من 5-7 مل من خليط زولتيل (1 مل يحتوي على 8.3 مجم من التيليتامين ، و 8.3 مجم من زولازيبام ، و 8.3 مجم من زيلاسين ، و 1.7 مجم من البوتوفانول).
        ملاحظة: في هذه الدراسة بالذات ، تم حذف الكيتامين من خليط Zoletil لتجنب منع مستقبلات NMDA.
      2. انقل إلى غرفة الجراحة. تنبيب وتوصيله بجهاز التنفس الصناعي.
      3. ضع قسطرة وريد الأذن لإعطاء البروبوفول والفنتانيل والمحلول الملحي.
      4. إدارة التخدير الجراحي: سيفوفلوران 1-2٪ ، بروبوفول (10 مجم / مل منقوع عند 8 مجم كجم -1 ساعة -1) ، الفنتانيل (50 ميكروغرام / مل منقوع عند 20 ميكروغرام كغ -1 ساعة -1).
      5. ضع علامة على موقع الشق باستخدام قلم معقم قبل اللف المعقم. تحديد نقطة بريجما عن طريق رسم خطوط مستقيمة بين كل أذن والعين المقابلة ؛ تقع نقطة بريجما عند تقاطع تلك الخطوط (الشكل 3 أ). تأكد من أن الشق جانبي قليلا إلى خط الوسط على الجانب المقابل للطرف الأمامي المحفز.
      6. ضع اللوح المعدني تحت الستائر وتأكد من وضعه وثباته بشكل صحيح قبل بدء الجراحة.
    2. الوصول إلى الجمجمة
      ملاحظة: في هذا القسم والأجزاء التالية من البروتوكول ، يتم تنفيذ جميع الإجراءات من قبل جراح معقم ما لم يذكر خلاف ذلك.
      1. قم بعمل شق أولي في الأدمة بمشرط جانبي قليلا إلى خط الوسط ، كما هو موضح في الخطوة 1.1.1.5. استمر في الشق عبر الجلد باستخدام الكي.
        ملاحظة: لا تقم بتمديد الشق بعيدا جدا إلى الأمام لتجنب الجيوب الأمامية الكبيرة للخنزير. إذا كانت هناك حاجة إلى مساحة أكبر ، فقم بتمديد الشق على الجانب الخلفي.
      2. ضع الضام وامسك الجلد باستخدام ملقط وقم بقطع النسيج الضام اللاوعائي بين السمحاق وتحت الجلد (الشكل 3 ب) لتوفير مزيد من المرونة للجلد وتسهيل الخياطة في الخطوة 1.4. اضبط الضام على المرونة التي تم اكتسابها.
      3. شق السمحاق وفكه من الجمجمة باستخدام مصعد السمحاق. أمسك السمحاق جانبا باستخدام الضام.
    3. الوصول إلى الجافية
      1. قم بحفر ثقب قطره 10 مم أمامي لخط الخياطة السهمية وجانبيا إلى خياطة خط الوسط (الشكل 3C). ابدأ بقطر 15 مم لتحقيق ثقب قطره 10 مم على مستوى الجافية لأن لقمة الثقب المستديرة ستؤدي إلى ثقب مدبب قليلا.
      2. قم بتركيب نافذة الجمجمة في الفتحة في وقت مبكر لضمان ملاءمة جيدة.
      3. قم بالتبديل إلى مثقاب أصغر عندما تصبح الجافية مرئية لتحقيق أقصى عرض للثقب على مستوى الجافة. قص الحواف باستخدام Rongeurs.
    4. زرع النافذة القحفية
      1. تأكد من أن نافذة الجمجمة تتناسب مع قاع الحفرة وحتى قاع الحفرة وحدد عمقها. على الرغم من أن هذا يعتمد على ، تأكد من أن جدران نافذة الجمجمة تصل إلى الجافية لملاءمة جيدة ولكن لا تمارس ضغطا على الدماغ في أي مكان.
      2. ضع علامة على فتحات المسامير باستخدام المثقاب اليدوي أثناء تثبيت نافذة الجمجمة في مكانها.
      3. قم بإزالة نافذة الجمجمة وحفر الثقوب بعمق 4 مم على الأقل. اخترق الجمجمة لأحد البراغي لاستخدامها كأرضية / مرجع للتسجيلات القشرية.
      4. ضع نافذة الجمجمة (الشكل 3) ، وقم بإزالة الإبرة من مجموعة ضخ الفراشة. قم بقياس عمق فتحات المسامير من خلال نافذة الجمجمة باستخدام الفراشة الحادة. أدخل وربط المسمار بطول مطابق في الفتحة.
        ملاحظة: سيفشل المسمار الطويل جدا في ربط غطاء نافذة الجمجمة بشكل فعال.
      5. ضع موصل U أسفل برغي واحد يثقب الجمجمة ويلامس الجافة.
        ملاحظة: من المهم أن يكون طول هذا المسمار أكبر من سمك الجمجمة حتى لا يمنع نمو العظام ملامسة الجافية.
  2. زرع الأسلاك الطرفية
    ملاحظة: يمكن إجراء هذا الإجراء بالتزامن مع زرع نافذة الجمجمة. هذا إجراء معقم. لمنع تلوث موقع الجراحة أو موقع الجمجمة ، يجب ارتداء ملابس معقمة.
    1. زرع الأسلاك بالقرب من العصب الزندي
      1. ضع التحفيز الكهربائي عند 5 مللي أمبير على الجلد عن طريق لمس الجلد في الجزء الخلفي البعيد من الطرف الأمامي بإبرتين (لا تخترق) أو قطعة معدنية معقمة أخرى مفصولة بمقدار 2 سم. ابحث عن ثني الحافر الواضح ، مما يشير إلى أن العصب يمتد بين هاتين النقطتين.
        ملاحظة: قد يحتاج الطرف إلى الدوران للخلف حتى يسهل الوصول إلى الجزء الخلفي.
      2. أدخل الإبرتين بشكل عمودي على مسار العصب على بعد حوالي 2 سم. ثقب الجلد مرة أخرى على بعد حوالي 3 سم من نقطة الإدخال (الشكل 4 أ).
      3. تحقق من الموقع باستخدام محفز اختبار مطبق على الإبر عند 2 مللي أمبير ؛ تأكد من رؤية حركة واضحة للحافر.
      4. مرر أسلاك Cooner عبر الإبر وقم بإزالة الإبر ، تاركا أسلاك Cooner جزئيا تحت الجلد. تأكد من أن الجزء غير المعزول في منتصف السلك تحت الجلد لكلا السلكين (الشكل 4 ب).
        ملاحظة: إذا تم تدوير الطرف للخلف ، فقم بتدويره بعناية للأمام.
      5. قم بتوصيل كل موصل تمساح بنهاية غير معزولة لسلكي Cooner.
    2. تحديد عتبة المحرك
      1. أوجد عتبة المحرك باستخدام طريقة من أعلى إلى أسفل16،17 ؛ ابدأ من 100 ميكرو أمبير ، وتزداد بخطوات 50 ميكرو أمبير ، أثناء المراقبة والشعور بالاستجابة الحركية في منطقة الحافر. عادة ما يكون من الممكن تحقيق عتبة أقل من 1 مللي أمبير.
      2. قم ببرمجة STG لتوفير 100 محفز متماثل ثنائي الطور مستطيل بعرض نبضة 200 ميكرو ثانية عند 2x عتبة المحرك متبوعا ب 100 محفز عند 10 أضعاف عتبة المحرك.
  3. تسجيل الإشارات القشرية
    1. اطلب من باحث غير معقم إحضار مكبر الصوت المسبق في موضعه وتوصيله بمعالج البيانات (RZ2) باستخدام كبلات الألياف البصرية.
    2. خفض سيفوفلوران إلى 0.5-1٪ (نصف مستواه الجراحي) ومراقبة معدل ضربات القلب وثاني أكسيد الكربون منتهي الصلاحية2 وضغط الدم (إن وجد) لضمان عمق التخدير الكافي والمستقر قم بزيادة كل من البروبوفول والفنتانيل حسب الحاجة.
    3. اطلب من باحث غير معقم إرفاق الواجهة بمكبر الصوت (SI8) ووضع منصة الرأس (مشبك ZIF) في حامل المسرح ، والذي يتم تثبيته على جهاز المعالجة الدقيقة للحامل المغناطيسي.
    4. ضع اللف المعقم حول المعالج الدقيق وقم بتوصيل الجزء اللاصق بحامل الرأس والمسرح (الشكل 5 أ).
    5. اطلب من باحث غير معقم تأمين المعالج الدقيق باستخدام الحامل المغناطيسي ، وغمس قطب μECoG في الكحول ، ووضعه في مسرح الرأس (مشبك ZIF).
      ملاحظة: اترك القطب يجف قبل وضعه على الجافة. تأكد من لمس الغلاف المعقم الذي يغطي الرأس فقط ، لأن القطب الكهربائي μECoG ليس معقما.
    6. ضع μECoG في مكانه باستخدام المعالج الدقيق والتوجيه باستخدام برعم قطني. قم بتوصيل الأسلاك الأرضية μECoG بالمسمار الأرضي بموصل تمساح.
    7. خفض السيفوفلوران إلى 0٪ ، ومراقبة معدل ضربات القلب ، وثاني أكسيد الكربون منتهيالصلاحية 2 ، وضغط الدم (إن وجد) لضمان عمق التخدير الكافي والمستقر ، وزيادة كل من البروبوفول والفنتانيل حسب الحاجة.
    8. معاينة الإشارات في المشبك ؛ نطاق الإشارة النموذجي يصل إلى ±100 ميكرو فولت.
      1. إذا ظهرت الإشارة كخط غامق (يدل على ضوضاء الخط) ، فاطلب من شخص معقم تنفيذ الإجراءات التالية: تحقق من دائرة التأريض وحافظ على برغي التأريض والوصلات جافة ومعزولة عن الأنسجة القريبة. تحقق مما إذا كانت الكابلات الأخرى معزولة عن جسم الخنزير والأدوات الجراحية. إذا لم يكن الأمر كذلك ، فاستخدم شاشا معقما لعزل الكابلات عن الجسم أو الأدوات الجراحية.
      2. إذا كانت سعة الإشارة أكبر من ±100 ميكرو فولت (تدل على القطع الأثرية للحركة) ، فتأكد من تعليق القطب الكهربائي وتثبيته على الدماغ وأن الكابلات لا تتحرك عندما يتحرك الخنزير بسبب التهوية أو التحفيز الكهربائي للعصب الزندي.
      3. إذا كانت سعة الإشارة أصغر من ± 20 مللي فولت (مما يدل على ضعف الاتصال أو التخدير العميق) ، فتأكد من أن μECoG يقع على الدماغ وأن الجافية والقطب الكهربائي رطبان ؛ إذا لزم الأمر ، قم بتقطير بعض المحلول الملحي على القطب. تأكد من إيقاف تشغيل السيفوفلوران وتقليل معدل تسريب البروبوفول (وربما الفنتانيل). قم بإجراء تحفيز اختبار وتحقق مما إذا كانت الاستجابات المستحثة مرئية أم لا. تأكد من أن الجزء غير المعزول من السلك المحيطي يقع بالكامل تحت الجلد.
        ملاحظة: يمكن عادة تمييز الاستجابات المستحثة في عمليات مسح فردية عبر الإنترنت ، ولكن من الممكن أيضا تقييم هذا في وضع عدم الاتصال ، مع أخذ ما معدله من 5 إلى 10 محفزات. إذا كانت الذروة مرئية في وقت الزناد ، فهي قطعة أثرية تحفيزية. سوف تتداخل قطعة التحفيز مع تحليل البيانات.
    9. ضع شاشا معقما على القطب الكهربائي للحفاظ على ملامسة الأنسجة. قم بتنقيط محلول ملحي بدرجة حرارة الجسم على الشاش لمنع جفاف الأنسجة.
      ملاحظة: نظرا لأن هذه التسجيلات فوق الجافية ، فإن درجة الحرارة الدقيقة ليست ضرورية. مع التسجيلات تحت الجافية ، يكون هذا أكثر أهمية.
    10. اسمح للقطب الكهربائي بالاستقرار (30 دقيقة) وقم بتوثيق وضع القطب الكهربائي وإعداد الموصل الأرضي لضمان تسجيلات لاحقة مماثلة (الشكل 5B-D). ابدأ التسجيل وانتظر 30 ثانية قبل بدء برنامج التحفيز كل 10 دقائق.
      ملاحظة: تحقق بانتظام بين التسجيلات من أن الشاش الموجود على القطب يظل رطبا ويقطر محلول ملحي لدرجة حرارة الجسم إذا لزم الأمر.
    11. قم بإجراء تدخل بعد ثلاث جولات من التحفيز (لتكون بمثابة خط أساس ما قبل التدخل). كرر التحفيز لتسع جولات أخرى.
      ملاحظة: استمر في التحقق بانتظام بين التسجيلات من أن الشاش الموجود على القطب يظل رطبا ومحلول ملحي بالتنقيط إذا لزم الأمر.
  4. إغلاق موقع الزرع
    1. قم بإزالة الشاش من القطب الكهربائي وإزالة القطب الكهربائي باستخدام أداة المعالجة الدقيقة أثناء توجيهه برفق باستخدام برعم قطني.
    2. اطلب من باحث غير معقم إزالة وتخزين المعالج الدقيق والقطب الكهربائي ومرحلة الرأس ومكبر الصوت وتنظيف القطب الكهربائي وفقا لتوجيهات الشركة المصنعة باستخدام شطف سريع بالماء منزوع الأيونات لإزالة بقايا الأنسجة. انقع القطب لمدة تصل إلى 4 ساعات في منظف العدسة لإزالة الأنسجة والبروتينات من سطح القطب ، متبوعا بشطف ثان بالماء منزوع الأيونات لإزالة منظف العدسة من سطح القطب. قبل تخزينه ، اغمس القطب في كحول الأيزوبروبيل.
    3. ضع غطاء نافذة الجمجمة لإغلاق نافذة الجمجمة ، مع التأكد من ملاءمته بدقة لنافذة الجمجمة. لا يتطلب أي تثبيت إضافي ؛ الضغط من الجلد على الغرسة سيبقيها في مكانها.
    4. ضع كيس المضادات الحيوية أعلى غطاء نافذة الجمجمة وأغلق الجلد تحت الجلد باستخدام خيوط مفردة قابلة للامتصاص باستخدام تقنية خياطة المرتبة العمودية المدفونة (الشكل 6 أ). ضع الغرز على مسافة 5-10 مم ، مما يتيح مساحة لوضع الغرز الجلدية. لا تربط الغرز الثلاث الأخيرة بعد وضعها. بدلا من ذلك ، اربط هذه الغرز الثلاث عند وضع جميع الغرز.
      ملاحظة: يضمن ربط الغرز الثلاث الأخيرة بعد وضع الثلاثة وجود مساحة كافية لوضع الغرز الأخيرة.
    5. ضع خيوط جراحية مستمرة داخل الأدمة بطريقة مستمرة في الجلد. ابدأ الخيط داخل الأدمة 1-2 سم بشكل جانبي إلى موقع الشق ونفق تحت الجلد إلى الطبقة الجلدية من الجلد ولكن تحت سطحه (الشكل 6 ب) لتجنب الخدش المفرط وتخفيف الغرز. اربط عقدة على الطرف الجانبي للخياطة.
      ملاحظة: يمكن إيقاف تشغيل البروبوفول والفنتانيل أثناء هذا الإجراء ، حيث أن لهما عدة دقائق من وقت الاستيقاظ.
    6. ضع الخيط المستمر بين الغرز تحت الجلد حتى يتم الوصول إلى الجانب الآخر من الشق.
      ملاحظة: من المهم أن تخرج الخيط من الأدمة ولكنها لا تخترق الجلد حتى يكون أقل قدرة على خدش الغرز.
    7. نفق الخيط 1-2 سم جانبيا إلى الشق إلى موقع الخروج الجانبي واربط عقدة (الشكل 6 ب). ضع غراء الأنسجة على موقع الشق.
  5. عودة إلى حظيرة المنزل
    1. قم بإزالة الستائر المعقمة من ، وفطم عن جهاز التنفس الصناعي بمجرد ملاحظة الحركة.
    2. انقل إلى حظيرة المنزل واحتفظ به منفصلا عن رفيق القلم لليلة واحدة.
      ملاحظة: يتم فصل الخنازير بعد الجراحة ، حيث من الطبيعي أن تحاول بعنف إيقاظ رفيقها في القلم ، مما يؤدي إلى جروح العض. يجب أن تكون الخنازير قادرة على ملامسة الخطم.

figure-protocol-3
الشكل 3: زرع نافذة الجمجمة. (أ) يتم تحديد الموقع المتوقع لنقطة بريجما وتمييزه على الخنزير قبل اللف المعقم ، حيث قد يكون من الصعب تمييز ذلك بعد ذلك. (ب) بعد شق الجلد ، يتم فك الجلد تحت الجلد باستخدام المقص. (ج) يتم حفر ثقب قطره 15 مم في الجمجمة ، وإزالة الحواف باستخدام rongeurs. يتم تمييز خطوط الخياطة الإكليلية والسهمية. (د) يتم زرع نافذة الجمجمة وتثبيتها باستخدام البراغي. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-protocol-4
الشكل 4: زرع الأسلاك الطرفية. (أ) يتم وضع إبرتين 23 جم في الجلد ويتم إدخال أسلاك Cooner من خلالها. (ب) تتم إزالة الإبر ، وتترك الأسلاك في الجلد المتصلة بالمحفز باستخدام مشابك التمساح. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-protocol-5
الشكل 5: إعداد التسجيل القشري. (أ) يتم وضع مصفوفة الأقطاب الكهربائية على الجافية ، ويكون حامل المسرح والمعالج الدقيق في غلاف معقم أثناء جراحة الزرع ، حيث يكون الشق أطول وأكثر جانبيا. (ب) لقطة مقربة ل μECoG في إعداد التسجيل أثناء جراحة الوصول ، حيث يكون الشق أكثر وسطية. (ج) إعداد التأريض ، حيث يتم تقصير جميع أسلاك التأريض والمرجعية على ECoG وتوصيلها عبر موصل U بالمسمار المحيط بالجمجمة. (د) لقطة مقربة لمنصة الرأس وحامل المسرح أثناء جراحة الوصول. يتم وضع μECoG على الجافة. الاختصارات: ECoG = القشرة الكهربائية. μECoG = microECoG. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-protocol-6
الشكل 6: تقنية الخياطة. (أ) تخطيطي لتقنية المرتبة العمودية المدفونة تحت الجلد. (ب) تخطيطي لتقنية الخياطة المستمرة داخل الأدمة. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

2. جراحة الوصول (المرحلة الثانية)

ملاحظة: بعد 2-4 أسابيع ، يتم فتح نافذة الجمجمة لإجراء تسجيلات متابعة للإشارات القشرية من S1. يتم إجراء الجراحة وإغلاق الجرح مرة أخرى بطريقة يمكن الوصول إلى نافذة الجمجمة وإغلاقها مرة أخرى.

  1. التحضير للجراحة
    ملاحظة: تتشابه الخطوات 2.1.1-2.1.6 مع الخطوات 1.1.1.1-1.1.6.
    1. تهدئة باستخدام خليط الزوليتيل (5 مل من الزوليتيل [تيليتامين 25 مجم / مل وزولازيبام 25 مجم / مل] ، 6.25 مل من الزيلازين (20 مجم / مل) ، و 2.5 مل من البوتورفانول (10 مجم / مل)).
      ملاحظة: في هذه الدراسة بالذات ، تم حذف الكيتامين من خليط الزوليتيل لتجنب حجب مستقبلات NMDA.
    2. انقل إلى غرفة الجراحة وقم بتنبيبه وتهويته.
    3. ضع قسطرة وريد الأذن. قم بإعطاء البروبوفول والفنتانيل والمحلول الملحي عبر القسطرة.
    4. إدارة التخدير الجراحي: سيفوفلوران 1-2٪ ، بروبوفول (10 مجم / مل منقوع عند 8 مجم كجم -1 ساعة -1) ، الفنتانيل (50 ميكروغرام / مل منقوع عند 20 ميكروغرام كغ -1 ساعة -1).
    5. إذا لزم الأمر ، ضع علامة على موقع الشق باستخدام قلم معقم قبل اللف المعقم. تحديد نقطة بريجما عن طريق رسم خطوط مستقيمة بين كل أذن والعين المقابلة ؛ بريجما عند تقاطع تلك الخطوط (الشكل 3 أ).
      ملاحظة: عادة ما يكون الشق الأولي مرئيا. يجب وضع الشق الجديد على بعد 30 مم على الأقل من الشق الأولي لتجنب معظم الأنسجة الندبية وتسهيل إغلاق الجرح.
    6. ضع اللوح المعدني تحت الستائر وتأكد من وضعه وثباته بشكل صحيح قبل بدء الجراحة.
  2. الوصول إلى نافذة الجمجمة
    ملاحظة: تتشابه الخطوات 2.2.1-2.2.3 مع الخطوات 1.1.2.1-1.1.2.3.
    1. قم بعمل شق أولي في الأدمة بمشرط جانبي قليلا إلى خط الوسط كما هو موضح في الخطوة 2.1.5. استمر في الشق عبر الجلد باستخدام الكي.
      ملاحظة: في حالة إجراء تجربة نهائية ، يمكن إجراء الشق في نفس موقع الشق الأصلي.
    2. ضع الضام وامسك الجلد باستخدام ملقط وقم بقطع النسيج الضام اللاوعائي بين السمحاق وتحت الجلد (الشكل 3 ب) لتوفير مزيد من المرونة للجلد وتسهيل الخياطة في الخطوة 1.4. اضبط الضام على المرونة التي تم اكتسابها.
      ملاحظة: إذا كانت هذه تجربة نهائية، فيمكن حذف هذه الخطوة.
    3. قم بشق السمحاق وفكه من الجمجمة باستخدام مصعد السمحاق. أمسك السمحاق جانبا باستخدام الضام.
    4. قم بإزالة غطاء نافذة الجمجمة وإزالة أي ضام من الفتحة باستخدام حركات دائرية لطيفة باستخدام برعم قطني حتى الوصول إلى الجافة.
  3. زرع الأسلاك الطرفية
    1. كرر الخطوة 1.2.
  4. تسجيل الإشارات القشرية
    1. كرر الخطوة 1.3.
  5. إغلاق موقع الزرع
    1. كرر الخطوة 1.4.
      ملاحظة: إذا كانت هذه تجربة نهائية، فيمكن حذف هذه الخطوة.

3. الجراحة النهائية (المرحلة الثالثة)

ملاحظة: بعد 2-4 أسابيع ، يتم فتح نافذة الجمجمة لإجراء تسجيلات متابعة للإشارات القشرية من S1. تتكرر الخطوات 2.2-2.5 ، كما هو موضح أعلاه ، متبوعة بالخطوة 3.1.

  1. القتل الرحيم
    ملاحظة: يجب شطف أنبوب قسطرة وريد الأذن بالمحلول الملحي لمنع أكسدة الباربيتورات.
    1. اغسل قسطرة وريد الأذن بالمحلول الملحي.
    2. إرفاق حقنة بجرعة زائدة من البنتوباربيتال (10 مل ، 400 مجم / مل) وحقن البنتوباربيتال عبر قسطرة وريد الأذن.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

باستخدام تقنية نافذة الجمجمة ، تم تسجيل الإشارات القشرية في 43 جلسة في 16. شفيت بشكل مناسب بعد الجراحة وتم إيواؤها طوال الدراسة ومراقبتها يوميا باستخدام مخطط الرعاية الاجتماعية في الجدول التكميلي S1. حصلت جميع على درجة 0 في جميع الأوقات ، مما يشير إلى رفاهية ممتازة. يوضح الشكل 7 أن النوافذ تم وضعها بالفعل فوق منطقة S1 من قشرة الخنازير. عادة ما لوحظ بعض الندوب على الجافية في الجسم الحي وما بعد الوفاة (الشكل 7 أ) ، لكن فحص ما بعد الوفاة كشف أنه لم يؤث...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تكمن أهمية تطوير هذه التقنية في إزالة أوضاع فشل القطب الكهربائي ، وتقليل استجابات الأنسجة ، وبالتالي تحسين موثوقية تقنيات التسجيل القشرية الغازية. لم تحدث أي أوضاع لفشل القطب الكهربائي أثناء الدراسة ، وتم استخدام ما مجموعه مصفوفتان من ECoG طوال الدراسة ، بما في ذلك 16 و 43 جلسة تسجيل. هذا له تأثير إيجابي إضافي على اقتصاد البحوث. باستخدام الطرق التقليدية المزروعةبالكامل 12،26،27 ، ستكون هناك حاجة...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإفصاح عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يود المؤلفون أن يشكروا القائمين على رعاية والفنيين في منشأة المختبر في مستشفى جامعة ألبورغ. يتم دعم مركز المرونة العصبية والألم (CNAP) من قبل مؤسسة البحوث الوطنية الدنماركية (DNRF121). تم إنشاء الشكل 6 والشكل 8 في BioRender.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
زرع نافذة الجمجمة
مشرطيمكن التخلص منها ، شفرة 10
الملقط
الشاش
الكي
مصعد السمحاقمسطحة ، عرض 10 مم
ضام Weitlaner3 × 4 شوق، غير حاد، 16.5 سم
نظام الحفر الجراحي Midas Rex Legend EHSالحلول الجراحية التي تعمل بالطاقة من ميدترونيك ، فورت وورث ، الولايات المتحدة الأمريكية
أسطورة الكرة غرامة لقم الثقب الحلول الجراحية التي تعمل بالطاقة من ميدترونيك ، فورت وورث ، الولايات المتحدة الأمريكية7BA40F-MN و 7BA60F-MNMedNext من النوع 4 و 6 مم قطر الرأس
غطاء معقم للحفر
حقنة5 مل
ملح
مص
حاكم
أعواد القطن
رونجرفك مستقيم ، 15 سم ، حجم بت 3 × 20 مم
2.5 مم مثقاب ومقبض يدوي
مجموعة ضخ الفراشة
ستة مسامير M3 بطول 6-14 مم
مفك البراغي 
ثلاثة أحجام من نافذة الجمجمة المطبوعة ثلاثية الأبعاد (عمق 4 و 5 و 6 مم) وغطاء
موصل غير معزول على شكل حرف U
موصل التمساح
إسفنجة مضادات حيوية قابلة للامتصاص Genta-coll
خياطة قابلة للامتصاص VYCRIL   ؛إيثيكون2-0 26 ملم مستدير الجسم
خياطة أحادية الكريل غير قابلة للامتصاصإيثيكون3-0 24 مم قطع عكسي
حامل إبرة
مقص
غراء الأنسجة اللاصقة الموضعيةليوكوسان
زرع الأسلاك الطرفية
سلكان Cooner غير معزولين جزئيا
ملاحظة: 1-2 سم من الأسلاك غير معزولة في المنتصف وفي أحد الأطراف
إبرتان بقياس 23
الشاش
محفز قابل للبرمجة يتم التحكم فيه بواسطة جهاز كمبيوتر يعمل بنظام MC_stimulusأنظمة متعددة القنوات، رويتلينغن، ألمانياSTG4008
اثنين من موصلات التمساح
التسجيلات القشرية
لوحة معدنية للمناور الدقيق المغناطيسي   ؛
حامل مناور دقيق مغناطيسي
مناور دقيق
حامل المسرح الرئيسي
32 قناة ZIF مشبك headstageTDT ، ألاتشوا ، فلوريدا ، الولايات المتحدة الأمريكية
32 قناة التصوير الكهربي الدقيق (µ ECoG) مصفوفة   ؛Neuronexus ، آن أربور ، الولايات المتحدة الأمريكيةE32-1000-30-200
معدات تسجيل TDT بما في ذلك مكبر الصوت المسبق SI8 ومعالج البيانات RZ2 ومحطة العمل WS8   ؛TDT ، ألاتشوا ، فلوريدا ، الولايات المتحدة الأمريكية
التخدير والتخدير تسكين الألم
زوليتيل 50 بيطريفيرباك ، كاروس ، فرنسا
رومبون (زكسيلاسين)إيلانكو صحة مونهايم. ألمانيا
Torbugesic (Butorphanol)Intervet International, Boxmeer, هولندااليوم يتم استخدام صيغة مختلفة (dolorex)
كيتامينولIntervet International, Boxmeer, هولندا
بروبوفولباكستر القابضة ، أوتريخت ، هولندا
الفنتانيلب. براون، ميلسونغن، ألمانيا
ميتاكامبورهرينجر إنجلهايم فيتميديكا ، إنجلهايم ، ألمانيا
نوروموكسScanvet Animal Health ، فريدنسبورغ ، الدنمارك
خماسي البارLeVet, Oudewater, هولندا

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mitchell, P., et al. Assessment of safety of a fully implanted endovascular brain-computer interface for severe paralysis in 4 patients: the Stentrode with thought-controlled digital switch (switch) study. JAMA Neurol. 80 (3), 270(2023).
  2. Steinmetz, N. A., et al. Neuropixels 2.0: a miniaturized high-density probe for stable, long-term brain recordings. Science. 372 (6539), eabf4588(2021).
  3. Neuralink's first-in-human clinical trial is open for recruitment. , Neuralink. https://neuralink.com/blog/first-clinical-trial-open-for-recruitment/ (2023).
  4. Duun-Henriksen, J., et al. A new era in electroencephalographic monitoring? Subscalp devices for ultra-long-term recordings. Epilepsia. 61 (9), 1805-1817 (2020).
  5. Szostak, K. M., Grand, L., Constandinou, T. G. Neural interfaces for intracortical recording: requirements, fabrication methods, and characteristics. Front Neurosci. 11, 665(2017).
  6. Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents EEG, ECoG, LFP and spikes. Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).
  7. Morand-Beaulieu, S., Perrault, M. -A., Lavoie, M. E. Test-retest reliability of event-related potentials across three tasks. Journal of Psychophysiology. 36 (2), 100-117 (2022).
  8. Ip, C. -T., et al. Pre-intervention test-retest reliability of EEG and ERP over four recording intervals. Int J Psychophysiol. 134, 30-43 (2018).
  9. Qin, H., Ding, L., Duan, W., Lei, X. Test-retest reliability of EEG: a comparison across multiple resting-state and task-state experiments. Xin Li Xue Bao. 55 (10), 1587(2023).
  10. Höller, Y., et al. Reliability of EEG measures of interaction: a paradigm shift is needed to fight the reproducibility crisis. Front Hum Neurosci. 11, 441(2017).
  11. Colachis, S. C., et al. Long-term intracortical microelectrode array performance in a human: a 5 year retrospective analysis. J Neural Eng. 18 (4), 0460d7(2021).
  12. Barrese, J. C., et al. Failure mode analysis of silicon-based intracortical microelectrode arrays in non-human primates. J Neural Eng. 10 (6), 066014(2013).
  13. Szymanski, L. J., et al. Neuropathological effects of chronically implanted, intracortical microelectrodes in a tetraplegic patient. J Neural Eng. 18 (4), 0460b9(2021).
  14. Meijs, S., et al. Influence of fibrous encapsulation on electro-chemical properties of TiN electrodes. Med Eng Phys. 38 (5), 468-476 (2016).
  15. Kim, A., et al. Investigating immunomodulatory biomaterials for preventing the foreign body response. Bioengineering. 10 (12), 1411(2023).
  16. Janjua, T. A. M., et al. The effect of peripheral high-frequency electrical stimulation on the primary somatosensory cortex in pigs. IBRO Neurosci Rep. 11, 112-118 (2021).
  17. Meijs, S., Andreis, F. R., Janjua, T. A. M., Graven-Nielsen, T., Jensen, W. High-frequency electrical stimulation increases cortical excitability and mechanical sensitivity in a chronic large animal model. Pain. 166 (2), e18-e26 (2025).
  18. Branco, M. P., Geukes, S. H., Aarnoutse, E. J., Ramsey, N. F., Vansteensel, M. J. Nine decades of electrocorticography: a comparison between epidural and subdural recordings. Eur J Neurosci. 57 (8), 1260-1288 (2023).
  19. Meijs, S., Andreis, F. R., Janjua, T. A. M., Jensen, W. Reliability of a cranial window for chronic epidural recordings from the pig primary somatosensory cortex. Annu Int Conf IEEE Eng Med Biol Soc. 2024, 1-4 (2024).
  20. García, A., Calleja, J., Antolín, F. M., Berciano, J. Peripheral motor and sensory nerve conduction studies in normal infants and children. Clin Neurophysiol. 111 (3), 513-520 (2000).
  21. Thomas, J. E., Lambert, E. H. Ulnar nerve conduction velocity and H-reflex in infants and children. J Appl Physiol. 15 (1), 1-9 (1960).
  22. Liu, X. -G., Sandkühler, J. Characterization of long-term potentiation of C-fiber-evoked potentials in spinal dorsal horn of adult rat: essential role of NK1 and NK2 receptors. J Neurophysiol. 78 (4), 1973-1982 (1997).
  23. Sandkühler, J., Liu, X. Induction of long-term potentiation at spinal synapses by noxious stimulation or nerve injury: LTP in spinal cord induced by noxious stimulation. Eur J Neurosci. 10 (7), 2476-2480 (1998).
  24. van den Broeke, E. N., et al. The effect of high-frequency conditioning stimulation of human skin on reported pain intensity and event-related potentials. J Neurophysiol. 108 (8), 2276-2281 (2012).
  25. van den Broeke, E. N., Lambert, J., Huang, G., Mouraux, A. Central sensitization of mechanical nociceptive pathways is associated with a long-lasting increase of pinprick-evoked brain potentials. Front Hum Neurosci. 10, 531(2016).
  26. Fallegger, F., Trouillet, A., Lacour, S. P. Subdural soft electrocorticography (ECoG) array implantation and long-term cortical recording in minipigs. J Vis Exp. (193), e64997(2023).
  27. Palma, M., et al. Chronic recording of cortical activity underlying vocalization in awake minipigs. J Neurosci Methods. 366, 109427(2022).
  28. Salatino, J. W., Ludwig, K. A., Kozai, T. D. Y., Purcell, E. K. Glial responses to implanted electrodes in the brain. Nat Biomed Eng. 1 (11), 862-877 (2017).
  29. Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. J Neurosci Methods. 148 (1), 1-18 (2005).
  30. Meijs, S., et al. Biofouling resistance of boron-doped diamond neural stimulation electrodes is superior to titanium nitride electrodes in vivo. J Neural Eng. 13 (5), 056011(2016).
  31. Cramer, S. W., et al. Through the looking glass: a review of cranial window technology for optical access to the brain. J Neurosci Methods. 354, 109100(2021).
  32. O'Sullivan, K. P., Orazem, M. E., Otto, K. J., Butson, C. R., Baker, J. L. Electrical rejuvenation of chronically implanted macroelectrodes in nonhuman primates. J Neural Eng. 21 (3), 036056(2024).
  33. Holdgraf, C., et al. iEEG-BIDS, extending the Brain Imaging Data Structure specification to human intracranial electrophysiology. Sci Data. 6 (1), 102(2019).
  34. Mercier, M. R., et al. Advances in human intracranial electroencephalography research, guidelines and good practices. Neuroimage. 260, 119438(2022).
  35. Löscher, W., Worrell, G. A. Novel subscalp and intracranial devices to wirelessly record and analyze continuous EEG in unsedated, behaving dogs in their natural environments: a new paradigm in canine epilepsy research. Front Vet Sci. 9, 1014269(2022).
  36. Waziri, A., et al. Intracortical electroencephalography in acute brain injury. Ann Neurol. 66 (3), 366-377 (2009).
  37. Hartings, J. A., et al. Prognostic value of spreading depolarizations in patients with severe traumatic brain injury. JAMA Neurol. 77 (4), 489(2020).
  38. Takara, S., Kida, H., Inoue, T. Development of implantable devices for epilepsy: research with cats, dogs, and macaques in biomedical engineering. Advanced Robotics. 38 (14), 983-1007 (2024).
  39. Gierthmuehlen, M., et al. Mapping of sheep sensory cortex with a novel microelectrocorticography grid. J Comp Neurol. 522 (16), 3590-3608 (2014).
  40. Thielen, B., Meng, E. A comparison of insertion methods for surgical placement of penetrating neural interfaces. J Neural Eng. 18 (4), 041003(2021).
  41. MaassenVanDenBrink, A., Chan, K. Y. Neurovascular pharmacology of migraine. Eur J Pharmacol. 585 (2-3), 313-319 (2008).
  42. Costine-Bartell, B. A., et al. 2-photon imaging of fluorescent proteins in living swine. Sci Rep. 13 (1), 14158(2023).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة