يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

نموذج الفأر لإصابة الرحم الجراحية ونتائج الحمل اللاحقة

1.8K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/67977

⸱

يونيو 27, 2025

 , 
1Department of Physiology and Membrane Biology, University of California, Davis, 2Department of Obstetrics and Gynecology, University of California, Davis

في هذه المقالة

ملخص

يصف هذا البروتوكول إجراء لإحداث إصابة الرحم في نموذج الفأر ، متبوعا بتحليلات المصب أثناء الحمل اللاحق.

الملخص

يمكن أن تؤدي إصابة الرحم من العمليات القيصرية (الولادة القيصرية) والإجراءات الأخرى (التوسيع والكشط ، واستئصال الورم العضلي ، وما إلى ذلك) إلى العديد من الأمراض في حالات الحمل اللاحقة ، بما في ذلك المشيمة المنزاحة ، وطيف المشيمة الملتصقة (PAS) ، والحمل القيصري ، وتمزق الرحم. تمثل الولادة القيصرية ما يقرب من 30٪ من عمليات التسليم في الولايات المتحدة ، ومن المتوقع أن ترتفع المعدلات. لذلك ، من الضروري فهم أعمق للآليات التي تنشأ من خلالها اضطرابات الحمل المرتبطة بالإصابة ومنصة لاختبار التدخلات المحتملة. لتحقيق هذه الأهداف ، هناك حاجة ماسة للنماذج الحيوانية لإصابات الرحم ، لا سيما تلك التي تعالج تأثير الإصابة على النتائج اللاحقة في الرحم. يصف هذا البروتوكول إجراء جراحيا جديدا لنموذج لإصابة الرحم المستحثة ميكانيكيا في فأر المختبر (Mus musculus). يتم عرض الخطوات المتخذة استعدادا للجراحة ، وتحريض إصابة الرحم نفسها ، وإجراءات التعافي بعد الجراحة. يتم توفير معلومات إضافية بخصوص تشريح كل من الفئران غير الحوامل والحوامل. بشكل عام ، من خلال تفصيل مجموعة من الإجراءات لإحداث إصابة الرحم في نموذج في الجسم الحي ، يقدم هذا البروتوكول طريقة قابلة للتتبع لتوضيح الأحداث الجزيئية والخلوية لالتئام الجروح الرحمية وتأثيراتها على الحمل اللاحق.

المقدمة

على الرغم من أن 1 من كل 3 ولادات في الولايات المتحدة تتم عن طريق الولادة القيصرية (الولادة القيصرية) ، إلا أنه لا يعرف سوى القليل عن كيفية شفاء الرحم وكيف يؤدي الرحم المصاب إلى مضاعفات في حالات الحمل اللاحقة1،2،3،4،5،6،7،8،9،10،11،12 ، 13. تشمل هذه المضاعفات تمزق الرحم ، والمشيمة المنزاحة ، و PAS ، والحمل الندبي القيصري ، والتي تؤثر معا على ~ 2.5٪ من المرضى الذين خضعوا لواحد أو أكثر من الولادة القيصرية1،2،6،8،12،14،15،16،17. تتميز المشيمة المنزاحة بوضع غير طبيعي للمشيمة في الجزء السفلي من الرحم4،16. هذا لا يسبب فقط انسدادا جسديا لعنق الرحم وزيادة خطر النزيف أثناء الحمل ، ولكنه أيضا عامل خطر كبير للحالة الأكثر خطورة والغازية ل PAS8،12. يتم تعريف PAS من خلال الغزو المفرط للمشيمة بعمق شديد في أنسجة الأم ، حتى حتى المثانة أو المستقيم ، وغالبا ما يتطلب استئصال الرحم بعملية قيصرية لمنع نزيف الأم الذي يهدد الحياة12 ، 17. على الرغم من ندرة الحمل القيصري ، إلا أنه يحمل معدلا مرتفعا من الأمراض ذات الصلة ، بما في ذلك الإجهاض وموت الجنين والولادةالمبكرة 18،19. بالإضافة إلى المضاعفات المرتبطة بتاريخ من الولادة القيصرية السابقة ، تؤدي إجراءات الرحم الأخرى مثل استئصال الورم العضلي أو التوسيع والكشط (D & C) أيضا إلى مراضة المرضى. على سبيل المثال ، ~ 30٪ من المرضى الذين يخضعون لعملية التوسيع والكشط بعد الإجهاض التلقائي المتأخر وما يصل إلى 46٪ من المرضى الذين يخضعون لاستئصال ثان بالمنظار للورم العضلي الأملس يصابون بالتصاقات داخل الرحم مميزة لمتلازمة آشرمان (AS) 20،21. يؤثر AS على ~ 2٪ من الإناث ، مما يسبب انقطاع الطمث ، وعسر الطمث ، وفشل زرع الأجنة ، وفقدان الحمل المتكرر ، والولادة المبكرة ، و / أو PAS21،22. لذلك ، نظرا للأمراض والوفيات الكبيرة المرتبطة بصدمات الرحم السابقة ، فإن النموذج الحيواني التجريبي أمر بالغ الأهمية ليس فقط لتوضيح الآليات التي تلتئم بها جروح الرحم وكيف تؤثر إصابة الرحم على نتائج الحمل اللاحقة ، ولكن أيضا كمنصة لتطوير التشخيص والعلاجات الجديدة23،24.

وهكذا طورت العديد من الدراسات نماذج فئران لإصابة الرحم. ومع ذلك ، فإن الدراسات المبكرة إما لم تفحص عواقب إصابة الرحم على حالات الحمل اللاحقة25 أو حدت من الضرر الذي يلحق بالسطح اللمعي للرحم للتحقيق في زرع الجنين خارج نافذة تقبل بطانة الرحم في الفئران المبيضة26. لمعالجة هذه الفجوات المعرفية ، يقدم النموذج الموصوف في هذا البروتوكول ، جنبا إلى جنب مع الدراسات الحديثة الأخرى ، منهجية جراحية جديدة لإدخال إصابة الرحم في الفئران27،28. يستخدم هذا البروتوكول فأر المختبر الشائع ككائن حي نموذجي نظرا لإمكانية الوصول إليه على نطاق واسع ، وقابليته للتتبع الجيني ، والحمل القصير ، والوقت السريع من الولادة إلى البلوغ ، وأحجام القمامة الكبيرة ، والفعالية من حيث التكلفة. بالإضافة إلى ذلك ، تسمح الميزة التشريحية لقرنين الرحميين في الفئران بالتحكم الداخلي بقرن غير مصاب في كل تجريبي ، بالإضافة إلى القدرة على فصل العيوب المحلية مباشرة عند الندبة مقابل. عيوب عالمية في جميع أنحاء بيئة الرحم بأكملها. يستلزم النهج الموصوف في هذا البروتوكول بضع البطن الظهري البسيط، يليه استخدام إبرة مخفورة لعمل شق في كل من طبقات بطانة الرحم وعضلة الرحم في قرن رحمي واحد. تحاكي هذه المنهجية عن كثب الإصابات التي تظهر أثناء الولادة القيصرية واستئصال الورم العضلي ، على الرغم من أنه يمكن تعديلها بسهولة للتحقيق في الإصابات غير الجراحية مثل D & Cs ، والتي تسبق AS29،30. بعد الإصابة ، يسمح للحيوانات بالتعافي ثم تتزاوج مع ذكور مسمار للحمل الموقوت لفحص عواقب الإصابة على النتائج اللاحقة في الرحم27،28.

على الرغم من تشابهها في الاستراتيجية العامة للدراسات الحديثة الأخرى ، إلا أن هناك جوانب من هذا البروتوكول توفر مزايا مميزة. على سبيل المثال ، كل من Li et al. و Burke et al. وصل إلى الرحم عن طريق البطن بدلا من الظهر كما هو موضح هنا31،32. النهج الظهري أبسط في الأداء وأكثر ملاءمة للتعافي السريع بعد الجراحة. بالنسبة للفئران غير الحوامل في دراسة Burke et al. ، تم استخدام الإبر أو المكشطات المنحنية لكشط بطانة الرحم ، وبالتالي محاكاة D&Cs عن كثب ، على عكس الإصابات الجراحية ذات السماكة الكاملة في هذا البروتوكول التي تضع نموذجا بشكل وثيق للأقسام القيصرية واستئصال الورمالعضلي 32. في الفئران المحيطة بالولادة ، أدخلت Burke et al. شقوقا على المحاكمة المتوسطة بدلا من السطح المضاد للميزومتريل حيث تزرع الأجنة ، كما هو موضح هنا. باستخدام إبرة مخفونة بدلا من المقص الذي استخدمه Li et al.31 ، يمكن تعديل هذا النهج بسهولة أكبر من الإصابات ذات السماكة الكاملة إلى الإصابات المقيدة ببطانة الرحم لنمذجة كل من D & Cs وكذلك الولادات القيصرية واستئصال الورم العضلي. كل من Li et al. و Burke et al. أغلقت جروح الرحم بالخيوط ، والتي ، على الرغم من أنها أكثر إخلاصا للأحداث أثناء الولادة القيصرية ، إلا أنها تقدم تباينا إضافيا في عملية الشفاء بالإضافة إلى احتمال تأثيرات الأجسام الغريبة31،32،33،34،35،36. استخدمت دراسات مماثلة على الفئران طرق البطن لتوليد جراح شقيةكاملة السماكة 37،38 أو39 جروح رحمية استئصالية يتم إغلاقها باستخدام الغرز37،38،39 في كل من 38،39 غير الحواملو 37 الحوامل. لذلك ، فإن البروتوكول المقدم هنا مناسب بشكل خاص للباحثين المهتمين بنهج سهل وقابل للتكرار يتطلب الحد الأدنى من الخبرة الجراحية ، ويعالج الأحداث المتعلقة بزرع الأجنة والمشيمة بعد إصابة الرحم كاملة السماكة ، ويمكن تكييفه بسهولة مع مجموعة متنوعة من الأسئلة ، بما في ذلك الإصابات الشبيهة ب D & C في بطانة الرحم27،28.

تحدد الخطوة 1 من هذا البروتوكول خطوات ما قبل الجراحة. تصف الخطوة 2 الإجراء الجراحي لإحداث إصابة في قرن الرحم. أخيرا ، توضح الخطوة 3 بالتفصيل تشريح سد الحامل للتحقيق في آثار جراحة الرحم على الحمل اللاحق. إجمالا ، تقدم هذه الدراسة نموذجا جراحيا فريدا للقوارض لالتئام جروح الرحم ونتائج الحمل المرتبطة به سريعة الأداء وسهلة التبني.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على جميع الإجراءات الموضحة في هذا البروتوكول من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامه (IACUC) بجامعة كاليفورنيا ، ديفيس (بروتوكول IACUC # 23985). عادة ما يتم تنفيذ الإجراءات الموضحة في هذا البروتوكول على إناث C3H بين 7-10 أسابيع من العمر و 19-25 جراما في الوزن، على الرغم من أن هذا البروتوكول مناسب لإناث الفئران من جميع السلالات والأعمار والأوزان، اعتمادا على سؤال الباحث. راقب قبل الجراحة للتأكد من استخدام السليمة فقط التي لا تظهر عليها علامات الإصابة أو الضيق في الدراسات. تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة مدرجة في جدول المواد.

1. تحضير المنطقة الجراحية

  1. قبل يوم الجراحة ، ضع جميع الأدوات الجراحية (ملقط دقيق (# 5 أو # 55) ، حامل إبرة ، مقص قزحية منحني ، وقضيب مشبك الجلد (محمل بمشابك)) في أكياس التعقيم والأوتوكلاف.
  2. في حالة استخدام مخدر عن طريق الحقن، قم بإعداد مخفف فعال بمقدار 10 ملغم/مل من الكيتامين و1 ملغم/مل زيلازين في محلول ملحي من كلوريد الصوديوم بنسبة 0.9٪.
    ملاحظة: بدلا من ذلك ، فإن الأيزوفلوران الذي يتم تسليمه عن طريق nosecone هو شكل مقبول من أشكال التخدير40.
  3. قبل الجراحة مباشرة ، ارتد معدات الحماية الشخصية (PPE): معطف المختبر ، وقبعة الشعر الجراحية ، وقناع الوجه الجراحي ، والقفازات.
  4. جهز منطقة ما قبل الجراحة.
    ملاحظة: قد يتكون هذا من وسادة مقعد ماصة واحدة مبطنة بمناشف ورقية وقفص قد يستريح فيه بعد تلقي التخدير قبل الجراحة. قم بتبطين قفص بالمناشف الورقية وضعها بجوار وسادة مقاعد البدلاء قبل العملية.
  5. قم بوزن المخصص للجراحة في دورق بلاستيكي أو حاوية مماثلة فوق ميزان (الشكل 1 أ). سجل الوزن لحساب الكميات المناسبة من التخدير والمسكن والمحلول الملحي.
  6. قم بإعطاء التخدير عن طريق الحقن للحيوان من خلال الخطوات التالية:
    1. املأ حقنة الأنسولين بالحجم المناسب من التخفيف العامل للكيتامين/الزيلازين (انظر الخطوة 1.1) لتحقيق جرعة 100 ملغم/كغ من الكيتامين و10 ملغم/كغ زيلازين (الشكل 1 ب).
      ملاحظة: على سبيل المثال ، يحتاج الذي يزن 22 جم إلى 0.22 مل من محلول الكيتامين 10 مجم / مل و 1 مجم / مل محلول تخدير الزيلازين.
    2. حقن الجرعة المناسبة من الكيتامين / الزيلازين داخل الصفاق (IP) بعد جرجر بشكل آمن وقلبه في وضع ضعيف41 (الشكل 1 ج).
      ملاحظة: يمكن استخدام واقي من الاحتكاك حسب الحاجة.
  7. راقب لمدة 3 دقائق تقريبا. حقن 0.02 مل إضافي من محلول الكيتامين / الزيلازين I.P.41 إذا لوحظت الحركة خلال هذه الفترة الزمنية.
  8. تحقق من التخدير الكافي عن طريق إجراء قرصة إصبع القدم الأمامي ~ 10 دقائق بعد التخدير40,42.
    ملاحظة: عادة ما تحقق مستوى جراحي للتخدير في غضون 10-15 دقيقة. تتطلب الفئران C3H عادة ~ 20٪ مخدرا أكثر من C57BL / 6 أو BALB / c (على سبيل المثال ، 0.24 مل من محلول الكيتامين / الزيلازين لحيوان 20 جراما). قد تحتاج إلى تحديد الجرعات تجريبيا بناء على كل سلالة على حدة.
  9. بعد التوقف عن الحركة ، تحت الجلد (SC) حقن41 ب 0.5 مجم / كجم بوبرينورفين ممتد المفعول (الشكل 1 د).
    ملاحظة: نظرا لصغر حجم البوبرينورفين الممتد والطبيعة اللزجة ، يوصى بحقه بالقرب من لوح الكتف أثناء خيمة الجلد باليد الأخرى.
  10. لحماية عيون ، ضع مرهم العين باستخدام قطعة قطن معقمة (الشكل 2 أ).
  11. ضع المخدر على وسادة ماصة ما قبل الجراحة مبطنة بمناشف ورقية.
  12. احلق موقع الشق بعناية في الجزء السفلي إلى منتصف الظهر باستخدام أداة تشذيب الفراء (الشكل 2 ب). قم بإزالة الفراء الزائد باستخدام المناشف الورقية ، متبوعا بأسطوانة الوبر (الشكل 2 ج).1.12
    ملاحظة: يمكن وضع كريم إزالة الشعر باستخدام قطعة قطن معقمة لإزالة الفراء بالكامل.
  13. قم بتطهير موقع الشق باستخدام ضمادات تحضير الكحول وأعواد مسحة بوفيدون اليود بالطريقة التالية:
    1. بدءا من مركز موقع الشق المقصود ، امسح للخارج باستخدام وسادة تحضير الكحول بحركة دائرية (الشكل 2 د).
    2. بعد ذلك ، امسح موقع الشق باستخدام عود مسحة بوفيدون - يود بطريقة مماثلة (الشكل 2 ه).
    3. قم بالتناوب بين ضمادات تحضير الكحول الطازجة وأعواد مسحات بوفيدون اليود لما مجموعه 3 جولات.
  14. جهز المنطقة الجراحية على النحو التالي (انظر الشكل 3 أ):
    1. ضع وسادة ماصة ثانية تحت مصباح ، متبوعا بستارة جراحية معقمة فوق الوسادة الماصة.
    2. تعقيم القفازات والإضاءة بنسبة 70٪ من الإيثانول.
    3. ضع الأدوات الجراحية المعقمة على حواف الستارة الجراحية وضع في وسط منطقة الجراحة.
  15. قم بإنشاء حقل معقم عن طريق وضع ستارة معقمة (مثل Glad Press 'n Seal) فوق ، مع ترك الخطم فقط مكشوفا (الشكل 3 ب).
    ملاحظة: أثناء الاستخدام ، يمكن وضع أدوات جراحية نظيفة على أسطح معقمة مثل الستارة المعقمة داخل منطقة الجراحة.
  16. قم بقص مربع صغير فوق المنطقة المحلوقة استعدادا لعمل شق في هذا الموقع (الشكل 3 ج ، د). انظر ملاحظة للخطوة 2.1 (أدناه) لمعرفة الموقع المحدد لموقع الشق.

2. التحريض الجراحي لإصابة الرحم

ملاحظة: يصف هذا القسم الجراحة وإجراءات إدخال الإصابة في قرن رحمي واحد لأنثى فأرة غير حامل. أولا ، يتم إجراء شق البطن الظهري لكشف الجزء العلوي من قرن الرحم. بعد ذلك ، يتم إدخال إبرة مدفونة 25 جم في تجويف الرحم لإتلاف بطانة الرحم ، وإذا رغبت في ذلك ، لقطع عضل الرحم. يؤدي هذا إلى حدوث جرح طولي في قرن الرحم المصاب ، مما يتيح إجراء مزيد من التجارب لمعالجة أسئلة مثل كيفية شفاء الرحم وكيف تؤثر الإصابة على الحمل اللاحق. من المهم أن يتم تخدير بشكل صحيح قبل إجراء الجراحة. كما هو موضح في الخطوة 1 ، تشير العديد من المعلمات إلى أن مخدر بشكل كاف. وتشمل هذه التوقف عن الحركة ، وانخفاض معدل التنفس ، وغياب منعكس الطرف الأمامي. بالإضافة إلى ذلك ، يجب أن يكون منعكس الطرف الخلفي عند لمسة خفيفة غائبا ، على الرغم من أن هذا المنعكس يظل موجودا في بعض الأحيان على الرغم من التخدير الكافي إذا تم تطبيق ضغط كاف40،42.

  1. قم بقص شق 2-3 مم في الجلد الظهري للفأر باستخدام مقص (مقص قزحية مستقيم أو منحني) مع إمساك الجلد بالملقط الناعم (# 5 أو # 55).
    ملاحظة: قطع ~ 1/3 مسافة بين قاعدة الذيل والرقبة و ~ 0.5 سم من خط الوسط. انظر الشكل 4 أ.
  2. قم بقص شق 2-3 مم في اللفافة على الفور مع تراكب وسادة دهون المبيض (الشكل 4 ب).
  3. أمسك وسادة دهن المبيض برفق بزوج من الملقط واستخرجها من الشقوق الموجودة في اللفافة والجلد (الشكل 4 ج).
    ملاحظة: قد تحتاج إلى قطع أجزاء من وسادة الدهون بحيث يمكن إزالة المبيض والرحم من تجويف الجسم. تجنب إصابة أي جزء من الجهاز التناسلي الأنثوي نفسه ، وكذلك الطحال وأي أوعية دموية كبيرة بالقرب من الوسادة الدهنية.
  4. بعد تعريض الثلث العلوي من الرحم ، قم بإجراء ما يلي (الشكل 4 د):
    1. قم بتأمين ربط الرحم البوبي برفق باستخدام ملقط (الشكل 5 أ ، ب).
    2. استخدم الطرف الحاد لإبرة مختونة لعمل ثقب صغير في الجزء العلوي من الرحم (الشكل 5 أ ، ب).
    3. أدخل الإبرة بعناية وابدأ في كشط السطح المضاد للقرن الرحمي (الشكل 5 ج).
    4. استمر في الكشط حتى يتم تحقيق ثقب كامل لكل من طبقات بطانة الرحم وعضل الرحم (الشكل 5 د).
      ملاحظة: يمكن أن يؤدي الضغط المفرط باستخدام الملقط و / أو إدخال الإبرة إلى تمزيق الرحم عند ربط الأنبوب الرحمي ، مما يؤدي إلى انفصال قرن الرحم عن قناة البيض والمبيض. إذا كان من الصعب إنشاء ثقب دخول في الرحم بالإبرة المخدونة دون الإضرار بربط الأنبوب الرحمي ، فيمكن استخدام إبرة 25 جم أو 27 جم غير مدحوبة كبديل. يمكن بعد ذلك إدخال الإبرة المخدونة في هذه الفتحة لتوليد الشق كما هو موضح أعلاه. في النهج الموضح هنا ، يتم إدخال شقوق كاملة السماكة في قرن الرحم. ومع ذلك ، إذا كان هناك رغبة في تلف الرحم بشكل أقل شمولا ، فيمكن استخدام الإبرة المدفونة 25 جم لكشط الطبقات الأعمق فقط من الرحم ، مثل بطانة الرحم. بالإضافة إلى ذلك ، لا يستخدم هذا الإجراء خيوطا لإغلاق الرحم لتجنب إدخال استجابات الأجسام الغريبة كمتغير إضافي. ومع ذلك ، فإن خياطة الرحم هي بديل مقبول لهذا الإجراء.
  5. أعد قرن الرحم المصاب برفق إلى تجويف الجسم باستخدام ملقط (الشكل 6 أ ، ب).
  6. خياطة43 اللفافة مغلقة بحجم 4-0 خياطة وإزالة أي خيط زائد (الشكل 6C-E).
    ملاحظة: عادة ما تكون خياطة واحدة كافية لإغلاق الشق في اللفافة.
  7. أغلق شق الجلد بمشابك باستخدام قضيب مشبك الجلد (الشكل 6F).
    ملاحظة: من الضروري إجراء مقطع أو مقطعين لإغلاق الشق.
  8. حقنتحت الجلد 41 10 ملغم/كغ من الكاربروفين كمسكن للأسكان و0.5 مل من المحلول الملحي (0.9٪ كلوريد الصوديوم) للرعاية الداعمة بعد الجراحة. انظر الشكل 7 أ.
  9. استخدم لكمة الأذن أو علامات الأذن المعدنية المرقمة للتعرف على44.
  10. ضع في قفص ساخن للتعافي بعد الجراحة (الشكل 7 ب).
    ملاحظة: بمجرد أن يتمكن من رفع رأسه ، أعده إلى قفص سكني عادي مع الفراش. انظر الخطوة 2.12 أدناه.
  11. في حالة إجراء عمليات جراحية إضافية بنفس الأدوات الجراحية ، فقم بتنفيذ الخطوات التالية:
    1. أولا ، نظف باستخدام 70٪ من الإيثانول والمناشف الورقية.
    2. بعد ذلك ، قم بإعادة تعقيم الأدوات عن طريق وضعها في معقم حبة زجاجية جافة لمدة 30 ثانية.
    3. اترك الأدوات لتبرد إلى درجة حرارة الغرفة قبل الاستخدام مرة أخرى.
  12. إعادة () ليتم إيوائها في منشأة بعد استئناف الحركة ، ~ 1-2 ساعة بعد التعافي من الجراحة إذا تم استخدام الكيتامين / الزيلازين أو ~ 5 دقائق بعد التخدير بالأيزوفلوران.
  13. مراقبة () يوميا بحثا عن علامات الألم والضيق وتقديم حقن يومية من 10 مجم / كجم من الكاربروفين حسب الحاجة لمدة تصل إلى 3 أيام بعد الجراحة.
    ملاحظة: مقياس الكشر45 وحالة الجسم التي تسجل46 هي تقييمات بيطرية قياسية لرفاهية.

3. تزاوج وتشريح الفئران الحامل لتقييم عواقب إصابة الرحم

ملاحظة: اعتمادا على سؤال البحث المحدد ، يمكن إجراء تحليلات مختلفة لنقطة النهاية بعد إصابة الرحم. على سبيل المثال ، يمكن تشريح غير الحوامل في نقاط زمنية مختلفة بعد الإصابة لفحص حركية التئام الجروح27. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن تشريب المصابة عن طريق التزاوج الطبيعي أو نقل الأجنة لفحص تأثير الإصابة على حالات الحمل اللاحقة27. تصف هذه الخطوة تقييم التطور الجنيني والمشيمة في بيئة الرحم التالفة. على وجه الخصوص ، توفر هذه الخطوة تفاصيل حول إعداد التزاوج الموقوت وتشريح في اليوم الجنيني 12.5 من الحمل (E12.5 ، مع تعريف صباح السدادة المهبلية على أنها E0.5 ؛ مزيد من المعلومات حول تحديد السدادات المهبلية في الخطوة 3.2 أدناه). إجمالا ، تقدم الخطوة 3 مثالا على التحليلات النهائية التي يمكن إجراؤها بعد الإصابة لفحص مجموعة محددة من الأسئلة التجريبية.

  1. بعد التعافي بعد الجراحة ، قم بإجراء التزاوج الموقوت47 من خلال مشاركة الأنثى المصابة مع ذكر مسمار يبلغ من العمر 11 أسبوعا أو أكبر.
    ملاحظة: سيتم تحديد مدة التعافي بعد الإصابة من خلال سؤال البحث المحدد. تسمح الدراسات التي تستخدم هذا البروتوكول عادة ب 30 يوما من التعافي (مع اختبار نطاق يتراوح بين 5 و105 أيام) قبل بدء التزاوج في الوقت المحدد. يقلل التزاوج الثلاثي أو الحريم من تكلفة السكن ويزيد من كفاءة هذا النهج التجريبي. ومع ذلك، يرجى ملاحظة أن تكوينات التزاوج هذه تتطلب موافقة مؤسسية ومخصصة فقط لأغراض التشريح أثناء الحمل. تسبب المواليد الحي من التزاوج الثلاثي أو الحريم إجهادا للحيوانات ولا ينصح بها أو يسمح بها بشكل عام.
  2. قم بإجراء فحوصات السدادة المهبلية كل صباح حتى يتم تحديد سدادة (انظر الشكل 8) ، وعند هذه النقطة يمكن إيواء الأنثى بشكل منفصل عن ذكر المسمار.
    ملاحظة: ستظهر السدادات إما ككتلة بيضاء في القناة المهبلية (الشكل 8 أ) أو انتفاخ في منطقة المهبل بأكملها. إذا لم تكن هناك علامة على وجود سدادة مرئية خارجيا ، فقد يتم إدخال باحث مسبار ببطء في القناة المهبلية (الشكل 8 ج ، د). أي مقاومة قبل الإدخال الكامل للطرف حتى الانحناء في باحث المسبار هي مؤشر على وجود سدادة. يجب إجراء فحوصات القابس في ~ 7 صباحا أو في أقرب وقت ممكن في الصباح لأن المقابس تسقط على مدار اليوم. لمزيد من التفاصيل حول فحص السدادات المهبلية ، انظر Behringer et al.48. للحصول على تأكيد إضافي وأكثر موثوقية للحمل ، يمكن استخدام الموجات فوق الصوتية عالية التردد49,50. إذا كانت الموجات فوق الصوتية غير متوفرة أو غير مرغوب فيها ، فقد ثبت أن زيادة الوزن تتنبأ بالحمل بدقة معقولة بحلول E7.7551.
  3. التضحية بالحيوان (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا) في سن الحمل المطلوب. انظر الملاحظة أدناه للحصول على تفاصيل حول كيفية إجراء القتل الرحيم للحيوانات وكيفية تحديد عمر الحمل للتشريح.
    ملاحظة: تم تعيين تاريخ التوصيل على أنه E0.5. اختر عمر الحمل في وقت التضحية بناء على السؤال التجريبي الذي يتم تناوله. على سبيل المثال ، E4.5-E5.5 مناسب للتحقيق في بيولوجيا ما قبل الزرع. ينصح باستخدام E11.5-E14.5 للتحقق من عيوب المشيمة في منتصف الحمل، بما في ذلك وجود المشيمة الملتهرة. اتبع الإرشادات المؤسسية للقتل الرحيم للحيوانات. الإجراء المقبول هو فترة حضانة ثاني أكسيد الكربون لمدة 8 دقائق ، تليها فترة انتظار ومراقبة مدتها دقيقتان ، وأخيرا ، التأكيد الثانوي للقتل الرحيم عن طريق خلع عنق الرحم.
  4. بعد القتل الرحيم ، استعد للتشريح على النحو التالي (انظر الشكل 9 أ):
    1. ضع في وضع ضعيف على سطح التشريح.
    2. احصل على أدوات التشريح اللازمة (ملقط ، مقص) ، جنبا إلى جنب مع أطباق بتري مليئة ب 1× PBS.
    3. لمنع خيوط الفراء السائبة من الالتصاق بموقع التشريح ، قم أولا بترطيب فرو البطن إما بنسبة 70٪ من الإيثانول أو الماء أو 1× PBS قبل التشريح.
  5. قم بعمل شق في أسفل البطن عن طريق إمساك جلد البطن بالملقط وقطع شكل V على طول البطن بالمقص حتى الوصول إلى قاع القفص الصدري (~ 2 سم شق لكل ضربة من الحرف "V"). انظر الشكل 9B-D.
  6. قم بإنشاء شق على شكل حرف V في جدار عضلة البطن الأساسي (~ 2 سم لكل ضربة من الحرف "V") أثناء إمساكه بالملقط والقطع على شكل V حتى يصبح تجويف البطن مرئيا. انظر الشكل 9 هاء، واو.
  7. كشف الرحم عن طريق تحريك الأمعاء ومحتويات البطن الأخرى برفق. اسحب الرحم الذي يحتوي على أجنة من تجويف البطن إلى العرض. انظر الشكل 9 ز.
  8. قم بإزالة الرحم مع الأجنة المغلقة من تجويف البطن. ضع الرحم في طبق بتري مملوء مسبقا ب 1× PBS. انظر الشكل 9H.
    ملاحظة: استخدم الملقط لالتقاط وسادة دهون المبيض أولا. بعد ذلك ، استخدم المقص لفصل الرحم عن باقي تجويف الجسم عن طريق قطع دهون المبيض أولا ، تليها الشرايين المحايدة المتوسطة ، والمهبل ، والشرايين المتوسطة على طول قرن الرحم الآخر ، وأخيرا ، وسادة دهون المبيض الثانية. يمكن إجراء مزيد من التشريح حسب الحاجة للتحليل النهائي المطلوب ، مثل الفحص المجهري أو الأنسجة. انظر الشكل 10 للاطلاع على البيانات على سبيل المثال.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

بعد الجراحة باستخدام الكيتامين / الزيلازين كمخدر ، عادة ما تكون متحركة جزئيا في غضون ~ 1 ساعة ومتحركة بالكامل في غضون ~ 4-6 ساعات. عادة ما يحدث التعافي من تخدير الأيزوفلوران في غضون دقائق. عادة ما تكون أي مضاعفات قد تنشأ ، مثل تفرز الجرح أو الألم ، واضحة في غضون 1-3 أيام بعد الجراحة. قم بإجراء فحوصات الرعاية اليومية لمراقبة الألم أو المضاعفات حتى يلتئم شق الجلد وتصبح مشابك الجلد جاهزة للإزالة.

يمكن التضحية بالحيوانات في نقاط زمنية مختلفة بعد الجراحة لتقييم التئام جروح الرحم. على سبيل المثال ، ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تمثل الولادة القيصرية ~ 33٪ من الولادات في الولايات المتحدة ، وما يصل إلى 55٪ -65٪ من الولادات في دول مثل البرازيل ومصر12،52 ، ومع ذلك لا يعرف سوى القليل عن كيفية شفاء الرحم بعد الإصابة أو كيف تؤثر هذه الإصابات على حالات الحمل اللاحقة. في حين أن الولادة القيصرية السابقة هي عامل خطر رئيسي لاضطرابات الحمل مثل طيف المشيمة الملتصقة (PAS) والمشيمة المنزاحة ، فإن الآليات التي تنشأ بها غير واضحة3،

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإعلان عنه.

شكر وتقدير

نشكر خدمات رعاية في جامعة كاليفورنيا في ديفيس للتعليم والبحوث (TRACS) على دعمها المستمر في مجال التربية والإجراءات واللوجستيات. نشكر النموذج الحيواني الأساسي والمدير الأساسي لمعهد أبحاث القلب والأوعية الدموية بجامعة كاليفورنيا في ديفيس (CVRI) الدكتور يي جي (جاي) تشين ، دكتوراه في الطب ، دكتوراه على التوجيه والدعم الفني بالإضافة إلى استخدام الجناح الجراحي للتصوير. نشكر جميع أعضاء مختبر تشانغ على دعمهم لهذا العمل. تم إنشاء الشكل 5 أ باستخدام BioRender.com (https://BioRender.com/ig9sfon).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
0.9٪ كلوريد الصوديوم للحقن ، معقمفريسينيوس كابي63323-186-10
25 جم × 5/8 بوصة. BD PrecisionGlide & إِبْرَةدينار بحريني305122
70٪ إيثانولفيشر العلميةBP82031GAL
خياطة 4-0 فيكريل قابلة للامتصاصإيثيكونجي 214
أقفاصVWR10712-110 و 10715-323الأقفاص التي توفرها منشأة التابعة للباحث مقبولة
لكمة أذنفيشر العلمية13-812-201
نظام إغلاق الجرح AutoClipأدوات العلوم الجميلة12020-00
حقنة الأنسولين U-100فيشر العلمية14-826-79ماركة BD
مسحات البيتادينميدلاينMDS093901
بوبرينورفين ممتد الإصدار ، 1.3 مجم / مل (Ethiqa XR)فيديليز للأدوية والصناعات الدوائية099114البوبرينورفين البديل الممتد المفروم أو البوبرينورفين هيدروكلورايد مقبول
كاربروفين (ريماديل) 50 مجم / مل   ؛زويتيسريم-00284R1
مقص القزحية المنحنيالأدوات الدقيقة العالمية501759 جرام
معقم أداة جراحية حبة زجاجية جافةVWR الدولية75999-324
عبوة حبة زجاجية جافةVWR الدولية75999-332
إناث الفئران ، عادة ما تتراوح أعمارها بين 8 و 12 أسبوعا ، على سبيل المثال ، سلالة C3Hنهر تشارلز025
مقص ناعم - منحني 10.5 سمأدوات العلوم الجميلة14370-23
ماكينة تشذيب الفراءفيشر العلمية50-195-4544
صحافة سعيدة ' ن الختمفيشر العلميةNC1089054
قفازات ، نتريلفيشر العلمية19-130-1597 ج
H2O ، مقطر معقمأدوات العلوم الجميلة15230170
مصباح للعمليات الجراحيةأمسكوبHL150-AY
كيتامين، 100 ملغم/مل (زيتامين)دشرة501072
معطف المختبريولينإس-15376 دبليو -50
مجهر ضوئيفيشر العلميةط13039
أسطوانة الوبرفيشر العلمية17-018-329
كريم ناير لإزالة الشعرهدف049-06-3304
حامل إبرةأدوات العلوم الجميلة12500-12
مناشف ورقيةسكوت1804
طبق بتريفيشر العلمية08-757-100
محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS)ثيرمو فيشر العلمي10010023
دورق بلاستيكيثيرمو فيشر العلمي12010250
باحث مسبار مع نهاية منحنيةفيشر العلمية08-995
فيشربراند والتجارة. أكياس التعقيم السريعة 9 سم (عرض) × 13.3 سم (ارتفاع)فيشر العلمية181250
فيشربراند والتجارة. أكياس التعقيم المانعة للتسرب الفورية 9 سم (عرض) × 23 سم (ارتفاع)فيشر العلمية181251
ملقط ، غرامة ، # 5أدوات العلوم الجميلة11254-20
ملقط ، غرامة ، # 55  ؛أدوات العلوم الجميلة11295-51
مِيزَانفيشر العلميةS93805
مقص جراحيأدوات العلوم الجميلة14060-09
زجاجة رذاذفيشر العلميةS413505P
ضمادات تحضير الكحول المعقمةفيشر العلمية22-363-750
مرهم بيطري معقم للعينبورالوبPH-PURALUBE-VET
مسحات معقمة لتطبيق مرهم العينفيشر العلمية18-366-472
أكياس التعقيمفيشر العلمية19-910-673
الستارة الجراحيةفيشر العلمية50-209-1792
غطاء الشعر الجراحييولينإس-10480BLU
أقنعة جراحيةفيشر العلمية18-048-010
وسادة سفلية ماصة من توماس ساينتفيك، وسادات مقاعد بدلاء، 16.5 × 23 بوصة/42 × 58 سمفيشر العلميةNC1588452
غرفة الاحترار / الحث مع تسخين كامل للأرضيةفيشر العلمية14-370-302
عبوات مشبك الجرحأدوات العلوم الجميلة12022-09
100 مجم / مل زيلازيندشرةرومبون 100 مجم / مل زيلازين

المراجع

  1. Bowman, Z. S., et al. Risk factors for placenta accreta: A large prospective cohort. Am J Perinatol. 31 (9), 799-804 (2014).
  2. Miller, D. A., Chollet, J. A., Goodwin, T. M. Clinical risk factors for placenta previa-placenta accreta. Am J Obstet Gynecol. 177 (1), 210-214 (1997).
  3. Solheim, K. N., et al. The effect of cesarean delivery rates on the future incidence of placenta previa, placenta accreta, and maternal mortality. J Matern Fetal Neonatal Med. 24 (11), 1341-1346 (2011).
  4. Biswas, R., Sawhney, H., Dass, R., Saran, R. K., Vasishta, K. Histopathological study of placental bed biopsy in placenta previa. Acta Obstet Gynecol Scand. 78 (3), 173-179 (1999).
  5. Cramer, S. F., Heller, D. s Placenta accreta and placenta increta: An approach to pathogenesis based on the trophoblastic differentiation pathway. Pediatr Dev Pathol. 19 (4), 320-333 (2016).
  6. Khong, T. Y., Robertson, W. B. Placenta creta and placenta praevia creta. Placenta. 8 (4), 399-409 (1987).
  7. Khong, T. Y., Cramer, S. F., Heller, D. S. Chorion laeve accreta - Another manifestation of morbid adherence. Placenta. 74, 32-35 (2018).
  8. Silver, R. M., Barbour, K. D. Placenta accreta spectrum: Accreta, increta, and percreta. Obstet Gynecol Clin North Am. 42 (2), 381-402 (2015).
  9. Stanek, J., Drummond, Z. Occult placenta accreta: The missing link in the diagnosis of abnormal placentation. Pediatr Dev Pathol. 10 (4), 266-273 (2007).
  10. Tantbirojn, P., Crum, C. P., Parast, M. M. Pathophysiology of placenta creta: The role of decidua and extravillous trophoblast. Placenta. 29 (7), 639-645 (2008).
  11. Zhang, E. T., et al. PRG2 and AQPEP are misexpressed in fetal membranes in placenta previa and percretadagger. Biol Reprod. 105 (1), 244-257 (2021).
  12. Wortman, A. C., Alexander, J. M. Placenta accreta, increta, and percreta. Obstet Gynecol Clin North Am. 40 (1), 137-154 (2013).
  13. Wu, S., Kocherginsky, M., Hibbard, J. U. Abnormal placentation: Twenty-year analysis. Am J Obstet Gynecol. 192 (5), 1458-1461 (2005).
  14. Chazotte, C., Cohen, W. R. Catastrophic complications of previous cesarean section. Am J Obstet Gynecol. 163 (3), 738-742 (1990).
  15. Jurkovic, D., et al. First-trimester diagnosis and management of pregnancies implanted into the lower uterine segment cesarean section scar. Ultrasound Obstet Gynecol. 21 (3), 220-227 (2003).
  16. Fitzpatrick, K. E., et al. Incidence and risk factors for placenta accreta/increta/percreta in the UK: A national case-control study. PLoS One. 7 (12), e52893(2012).
  17. Jauniaux, E., Gronbeck, L., Bunce, C., Langhoff-Roos, J., Collins, S. L. Epidemiology of placenta previa accreta: A systematic review and meta-analysis. BMJ Open. 9 (11), e031193(2019).
  18. Silva, B., Viana Pinto, P., Costa, M. A. Cesarean scar pregnancy: A systematic review on expectant management. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 288, 36-43 (2023).
  19. Kaelin Agten, A., et al. First-trimester cesarean scar pregnancy: A comparative analysis of treatment options from the international registry. Am J Obstet Gynecol. 230 (6), 669.e1-669.e9 (2024).
  20. Gilman, A. R., Dewar, K. M., Rhone, S. A., Fluker, M. R. Intrauterine adhesions following miscarriage: Look and learn. J Obstet Gynaecol Can. 38 (5), 453-457 (2016).
  21. Smikle, C., Yarrarapu, S. N. S., Khetarpal, S. Statpearls. , Treasure Island (FL). (2024).
  22. Dreisler, E., Kjer, J. J. Asherman's syndrome: Current perspectives on diagnosis and management. Int J Womens Health. 11, 191-198 (2019).
  23. Hanuman, S., Pande, G., Nune, M. Current status and challenges in uterine myometrial tissue engineering. Bioengineered. 14 (1), 2251847(2023).
  24. Hanuman, S., B, H. K., Pai, K. S. R., Nune, M. Surface-conjugated galactose on electrospun polycaprolactone nanofibers: An innovative scaffold for uterine tissue engineering. ACS Omega. 9 (32), 34314-34328 (2024).
  25. Buhimschi, C. S., Zhao, G., Sora, N., Madri, J. A., Buhimschi, I. A. Myometrial wound healing post-cesarean delivery in the MRL/MPJ mouse model of uterine scarring. Am J Pathol. 177 (1), 197-207 (2010).
  26. Cowell, T. P. Implantation and development of mouse eggs transferred to the uteri of non-progestational mice. J Reprod Fertil. 19 (2), 239-245 (1969).
  27. Zhang, E. T., et al. Uterine injury during diestrus leads to placental and embryonic defects in future pregnancies in mice. Biol Reprod. , (2024).
  28. Zhang, E. T. Mouse surgical model of mechanical uterine injury and subsequent embryo defects. Curr Protoc. 4 (4), e1044(2024).
  29. Freedman, M. F., Schlaff, W. D. Avoiding Asherman's syndrome: Refining our approach to uterine evacuation. Fertil Steril. 116 (4), 961-962 (2021).
  30. Jensen, P. A., Stromme, W. B. Amenorrhea secondary to puerperal curettage (Asherman's syndrome). Am J Obstet Gynecol. 113 (2), 150-157 (1972).
  31. Li, Z., et al. Uterine scarring leads to adverse pregnant consequences by impairing the endometrium response to steroids. Endocrinology. 161 (11), bqaa174(2020).
  32. Burke, S. D., Zsengeller, Z. K., Karumanchi, S. A., Shainker, S. A. A mouse model of placenta accreta spectrum. Placenta. 99, 8-15 (2020).
  33. Anderson, J. M., Rodriguez, A., Chang, D. T. Foreign body reaction to biomaterials. Semin Immunol. 20 (2), 86-100 (2008).
  34. Carnicer-Lombarte, A., Chen, S. T., Malliaras, G. G., Barone, D. G. Foreign body reaction to implanted biomaterials and its impact in nerve neuroprosthetics. Front Bioeng Biotechnol. 9, 622524(2021).
  35. Klopfleisch, R., Jung, F. The pathology of the foreign body reaction against biomaterials. J Biomed Mater Res A. 105 (3), 927-940 (2017).
  36. Itoga, R., et al. Delayed onset of infectious foreign body granuloma for nonabsorbable sutures after open Achilles tendon repair: A case report. J Foot Ankle Surg. 60 (6), 1297-1300 (2021).
  37. Bowers, D., Mckenzie, D., Dutta, D., Wheeless, C. R., Cohen, W. R. Growth hormone treatment after cesarean delivery in rats increases the strength of the uterine scar. Am J Obstet Gynecol. 185 (3), 614-617 (2001).
  38. Kuramoto, G., et al. Human mesenchymal stem cell sheets improve uterine incision repair in a rodent hysterotomy model. Am J Perinatol. 39 (11), 1212-1222 (2022).
  39. Lin, N., et al. The effect of collagen-binding vascular endothelial growth factor on the remodeling of scarred rat uterus following full-thickness injury. Biomaterials. 33 (6), 1801-1807 (2012).
  40. Oh, S. S., Narver, H. L. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc. 4 (2), e995(2024).
  41. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: Routes of administration and factors to consider. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (5), 600-613 (2011).
  42. Navarro, K. L., et al. Mouse anesthesia: The art and science. Ilar Journal. 62 (1-2), 238-273 (2021).
  43. Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Curr Protoc Immunol. Chapter 1 (Unit 1), 12-14 (2008).
  44. Stewart, K., Schroeder, V. A. Rodent identification I. J Vis Exp. , e10189(2023).
  45. Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat Methods. 7 (6), 447-449 (2010).
  46. Ullman-Cullere, M. H., Foltz, C. J. Body condition scoring: A rapid and accurate method for assessing health status in mice. Lab Anim Sci. 49 (3), 319-323 (1999).
  47. Stewart, K., Schroeder, V. A. Fundamentals of breeding and weaning. J Vis Exp. , e10293(2023).
  48. Behringer, R., Gertsenstein, M., Nagy, K. V., Nagy, A. Selecting female mice in estrus and checking plugs. Cold Spring Harb Protoc. 2016 (8), prot092387(2016).
  49. Phoon, C. K. L., Ren, M. Is my mouse pregnant? High-frequency ultrasound assessment. J Vis Exp. (169), e61893(2021).
  50. Greco, A., et al. High-frequency ultrasound for in vivo pregnancy diagnosis and staging of placental and fetal development in mice. PLoS One. 8 (10), e77205(2013).
  51. Heyne, G. W., et al. A simple and reliable method for early pregnancy detection in inbred mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (4), 368-371 (2015).
  52. Boerma, T., Ronsmans, C. Global epidemiology of use of and disparities in cesarean sections - Authors' reply. Lancet. 394 (10192), 25(2019).
  53. Alawadhi, F., Du, H., Cakmak, H., Taylor, H. S. Bone marrow-derived stem cell (BMDSC) transplantation improves fertility in a murine model of Asherman's syndrome. PLoS One. 9 (5), e96662(2014).
  54. Park, M., et al. Perivascular stem cell-derived cyclophilin A improves uterine environment with Asherman's syndrome via hif1alpha-dependent angiogenesis. Mol Ther. 28 (8), 1818-1832 (2020).
  55. Kim, J. H., et al. Intrauterine infusion of human platelet-rich plasma improves endometrial regeneration and pregnancy outcomes in a murine model of Asherman's syndrome. Front Physiol. 11, 105(2020).
  56. Feng, Q., et al. Establishment of an animal model of intrauterine adhesions after surgical abortion and curettage in pregnant rats. Ann Transl Med. 8 (4), 56(2020).
  57. Mansouri-Kivaj, N., et al. Homogenous subpopulation of human mesenchymal stem cells and their extracellular vesicles restore function of endometrium in an experimental rat model of Asherman syndrome. Stem Cell Res Ther. 14 (1), 61(2023).
  58. Gan, L., et al. Human amniotic mesenchymal stromal cell transplantation improves endometrial regeneration in rodent models of intrauterine adhesions. Cytotherapy. 19 (5), 603-616 (2017).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

العملية القيصريةالمشيمة الملتصقةالمشيمة المنزاحةالتئام جروح الرحمانغراس الجنينإجراء جراحيتندب الرحم
نموذج الفأر لإصابة الرحم الجراحية ونتائج الحمل اللاحقة
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.