مقالة منهجية

نموذج الفئران لتسلخ الأبهر الصدري الناجم عن التسريب الأنجيوتنسين الثاني β-aminopropionitrile عن طريق الفم وتحت الجلد

DOI:

10.3791/68232

⸱

مايو 16, 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiovascular Surgery, Tianjin Medical University General Hospital, 2Department of Biopharmaceutics, Tianjin Key Laboratory of Technologies Enabling Development of Clinical Therapeutics and Diagnostics, School of Pharmacy, Tianjin Medical University, 3Department of Physical and Rehabilitation Medicine, Tianjin Medical University General Hospital

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يوفر هذا البروتوكول إجراء مفصلا خطوة بخطوة لتحريض تسلخ الأبهر الصدري في الفئران. على وجه التحديد ، يتضمن الحساب الدقيق للجرعات المطلوبة من β-أمينوبروبيونيتريل وأنجيوتنسين II ، وإجراء ملء المضخة التناضحية ، وتقنية زرع المضخة التناضحية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تسلخ الأبهر الصدري (TAD) هو مرض قلبي وعائي مميت للغاية يفتقر إلى العلاج الطبي الفعال. يعد تكرار النماذج الحيوانية للفيزيولوجيا المرضية TAD أمرا ضروريا لدراسة الآليات الجوهرية ل TAD. نموذج TAD المستخدم على نطاق واسع الناجم عن β-aminopropionitrile (BAPN ، مثبط ليسيل أوكسيديز لا رجعة فيه ونشط عن طريق الفم) في الفئران لديه حدود لمعدل نجاح غير متسق. يصف هذا البروتوكول بالتفصيل نموذج الفئران المعدل المبلغ عنه من TAD الناجم عن BAPN عن طريق الفم جنبا إلى جنب مع تسريب الأنجيوتنسين II تحت الجلد (Ang II). بعد أربعة أسابيع من إعطاء BAPN متبوعا ب 24 ساعة من تسريب Ang II ، تم تحفيز نموذج الفئران بخصائص مشابهة ل TAD البشري بشكل موثوق ، وتم تحسين معدل نجاح بناء نموذج TAD بشكل كبير. يمنع BAPN عن طريق الفم الارتباط المتقاطع للإيلاستين والكولاجين ، مما يؤدي إلى تدمير بنية جدار الأبهر ويؤدي إلى تمدد الأبهر وتشكيل التشريح إلى حد ما. يؤدي الحث اللاحق ل Ang II إلى تفاقم تنكس جدار الأبهر ، مما يعزز حدوث TAD. وبالتالي ، فإن الجمع بين BAPN و Ang II يمثل نهجا مصقولا لبناء نموذج TAD للفئران ، مما يوفر أداة قيمة لاستكشاف التسبب في المرض والأساليب العلاجية المحتملة ل TAD.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تسلخ الأبهر الصدري (TAD) هو مرض خطير في الأبهر ناتج عن تمزق حميف بسبب نزيف داخل جدار الشريان الأورطي الصدري ، مما يؤدي إلى انفصال طبقات جدار الأبهر ، ودخول الدم إلى وسط جدار الأبهر ، وتشكيل تجويف كاذب ، ويسبب ضغطا على التجويف الحقيقي1،2،3. تشير الدراسات الوبائية إلى أن معدل الإصابة ب TAD يتراوح بين 7 و 9 حالات لكل 100,000 شخص في السنة4. في الوقت الحاضر ، يعتقد أن التسبب في TAD ناتج عن البنية غير الطبيعية وديناميكا الدم في وسط الأبهر ، وعوامل مثل ارتفاع ضغط الدم وعسر شحميات الدم وأمراض الأوعية الدموية الوراثية تزيد من خطر الإصابة ب TAD5. يظل التدخل الجراحي هو الخيار العلاجي الأساسي ل TAD. ومع ذلك ، نظرا للمخاطر العالية في الفترة المحيطة بالجراحة ، فإن استكشاف التسبب في TAD وطرق التدخل المبكر لتأخير تطوره له أهمية كبيرة لتحسين تشخيص TAD. نظرا لأنه من الصعب جدا الحصول على عينات بشرية وإجراء التجارب مباشرة على البشر ، فمن الضروري إنشاء نماذج حيوانية ل TAD تحاكي خصائص TAD البشري.

على مدى العقود القليلة الماضية ، تم الإبلاغ على نطاق واسع عن العديد من النماذج الحيوانية لتمدد الأوعية الدموية الأبهري (AA). ومع ذلك، لا يزال هناك عدد قليل من الدراسات حول إنشاء نماذج TAD؛ حتى أن بعض الباحثين اعتبروا TAD منتجا ثانويا للنموذج الحيوانيAA 6. في الواقع ، بالنظر إلى أن TAD ينتج عن تمزق حميمي أولي للشريان الأورطي الصدري متبوعا بالتمدد السريع للتجويف الكاذب ، فإن هذا الاختلاف الكبير في الآلية يميز TAD عن تمدد الأوعية الدموية الأبهري7. حتى الآن ، يعد تسلخ الأبهر القوارض الناجم عن β-aminopropionitrile (BAPN) هو النموذج الأكثر استخداما ل TAD. BAPN ، وهو مثبط محدد لا رجعة فيه ليوليل أوكسيديز ، يمنع الارتباط المتقاطع للألياف المرنة وألياف الكولاجين في جدار الأبهر ، ويستخدم على نطاق واسع في النماذج الحيوانية لتسلخ الأبهر8،9،10. في معظم الحالات ، تمت إضافة BAPN إلى مياه الشرب للفئران لبناء نماذج TAD ، وتم الإبلاغ عن مزيج من BAPN و angiotensin II (Ang II) عبر المضخة التناضحية لبناء نماذج TAD11،12. ومع ذلك ، لم يتم وصف هذه الطرق لبناء نماذج TAD بالتفصيل. بسبب الاختلافات في سلالات الفئران ، وإدارة BAPN ، وتركيز ومدة Ang II ، كان حدوث ومدى آفات TAD غير مستقر عبر التجارب المختلفة. لذلك ، هناك حاجة ملحة لطريقة مستقرة لإنشاء نماذج TAD للماوس.

هنا ، يصف هذا البروتوكول بالتفصيل ، خطوة بخطوة ، طريقة بسيطة وناجحة للغاية باستخدام مزيج من المياه المكملة ب BAPN ومضخة التناضح Ang II لبناء نموذج TAD للفأر. ينطبق هذا البروتوكول على معظم المختبرات ويسهل تعلمه ، مما يسمح حتى للباحثين الذين ليس لديهم خبرة في بناء نموذج الفأر بتنفيذه باستمرار.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمت الموافقة على بروتوكولات من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامه بجامعة تيانجين الطبية (رقم الموافقة TMUaMEC 2022036). تم استخدام ذكور الفئران C57BL / 6J البالغة من العمر ثلاثة أسابيع في هذه الدراسة. تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة مدرجة في جدول المواد.

1. صيانة وتجميعها

  1. قم بتربية الفئران على طعام الصيانة القياسي. استخدم الفئران البالغة من العمر ثلاثة أسابيع لهذه الدراسة.
  2. قم بتعيين الفئران بشكل عشوائي إلى المجموعة الضابطة (التحكم) ، ومجموعة BAPN الفموية (BAPN) ، ومجموعة BAPN الفموية ومجموعة التسريب الملحي (BAPN + Saline) ، ومجموعة التسريب عن طريق الفم BAPN و Ang II (BAPN + Ang II) (الشكل 1). تزويد الفئران من المجموعة الضابطة بمياه الشرب العادية.
  3. تزويد الفئران من مجموعة BAPN بمياه الشرب المكملة ب BAPN بجرعة 1 مجم / جم / يوم لمدة 4 أسابيع. غرس الفئران في مجموعة BAPN + Ang II مع Ang II (1 نانوغرام / جم / دقيقة) والفئران في مجموعة BAPN + المحلول الملحي بكمية مكافئة من المحلول الملحي لمدة 24 ساعة بعد 4 أسابيع من إعطاء BAPN عن طريق الفم.

2. التحضير لمياه الشرب المكملة ب BAPN

  1. تزويد الفئران بمياه الشرب المكملة ب BAPN لمدة 4 أسابيع متتالية بعد 3 أيام من التغذية التكيفية ، مع تحديد يوم واحد كدورة تحريضية.
  2. قم بوزن الفئران في كل قفص لحساب كمية BAPN المطلوبة في مياه الشرب.
  3. سجل حجم الماء (المجلد) لكل قفص خلال اليوم الماضي.
  4. لضمان تناول كمية كافية من الماء ، استخدم 1.3 ضعف حجم الماء اليومي (1.3 × حجم) ككمية من الماء لدورة الحث. وفقا لذلك ، قم بإذابة 1.3 ضعف الوزن المطلوب ل BAPN في الحجم المحسوب لمياه الشرب. ويبين الجدول 1 طريقة الحساب التفصيلية ومثال.
    ملاحظة: لا تزال الفئران في هذا العمر في فترة نمو سريع. يوصى بتسجيل حجم كمية المياه المكتسبة للفئران يوميا طوال فترة الحث النموذجية وأن يتم تغيير مياه الشرب المكملة ب BAPN في القفص كل يوم. لمنع تحلل BAPN ، لف الزجاجة بورق الألمنيوم لحمايتها من الضوء.

3. حساب كتلة Ang II

  1. قم بوزن كل فأر واحسب كتلة Ang II المطلوبة للتجربة بناء على الحد الأقصى لوزن الجسم.
  2. استخدم قالب الحساب (الجدول 2) لحساب كتلة Ang II اللازمة للتجربة.
  3. احسب كتلة Ang II المطلوبة ل 130 ميكرولتر من محلول Ang II لكل فأر ، لأن كل مضخة تتطلب حوالي 100 ميكرولتر.
  4. استخدم قالب الحساب (الجدول 3) لحساب حجم تعبئة محلول Ang II والمحلول الملحي اللازم للتجربة.

4. حل Ang II

  1. قم بتخزين مسحوق Ang II المجفف بالتجميد في قارورة محكمة الغلق عند -80 درجة مئوية. لمنع تكثيف الرطوبة ، اسمح ل Ang II بالتوازن مع درجة حرارة الغرفة ثم قم بطرده قبل الفتح.
  2. قم بوزن الكمية المحسوبة من Ang II في أنبوب دقيق معقم باستخدام ميزان تحليلي.
  3. أضف الحجم المحسوب للمحلول الملحي العادي إلى الأنبوب الدقيق الذي يحتوي على Ang II المجفف بالتجميد والدوامة جيدا حتى يذوب تماما.
  4. قم بإعداد محلول Ang II المطلوب بشكل منفصل لكل فأرة على مقعد نظيف بناء على وزن الجسم. اقلب الأنبوب الدقيق رأسا على عقب للتأكد من خلط المحلول جيدا.

5. تعبئة المضخة التناضحية

  1. احصل على جزأين من المضخة التناضحية من العبوة وقم بإعداد المضخة باستخدام أدوات معقمة لتجنب خطر العدوى.
  2. قم بوزن كل مضخة، بما في ذلك جسم المضخة ووسيط التدفق، باستخدام ميزان تحليلي. سجل البيانات واستخدمها لحساب نسبة التعبئة.
  3. قم بتوصيل أنبوب التعبئة بحقنة معقمة مفتوحة حديثا سعة 1 مل واستنشق بعناية محلول Ang II المحضر الموضح أعلاه ، مع الحرص على عدم استنشاق فقاعات الهواء.
  4. أمسك أنبوب التعبئة في الوضع التصاعدي وقم بإزالة أي فقاعات هواء بعناية من المحقنة. حافظ على هذا الوضع لمنع فقاعات الهواء من دخول أنبوب التعبئة.
  5. أدخل نهاية أنبوب التعبئة برفق في الفتحة الموجودة أعلى المضخة التناضحية حتى لا يمكن إدخالها أكثر من ذلك.
  6. أمسك المضخة التناضحية في وضع مستقيم واضغط ببطء على مكبس المحقنة. بمجرد ظهور محلول Ang II عند المخرج ، توقف على الفور وقم بإزالة أنبوب التعبئة بعناية.
  7. أدخل وسيط التدفق بحذر وببطء في فتحة المضخة التناضحية حتى لا تظهر فجوة بين وسيط التدفق وأعلى المضخة. امسح أي محلول Ang II زائد بورق ماص معقم.
  8. قم بوزن المضخة المحملة على ميزان تحليلي وقم بتسجيلها. الفرق في وزن المضخة قبل وبعد التسريب هو كتلة محلول Ang II المحمل.
  9. احسب معدل التعبئة باستخدام الصيغة التالية:
    معدل التعبئة = (كتلة المضخة المملوءة - كتلة المضخة الفارغة) / (الحجم القياسي) × 100٪
    ملاحظة: يجب أن يكون حجم التعبئة أكثر من 90٪ من الحجم القياسي الموضح في ورقة التعليمات. إذا كان الأمر كذلك، فهذا يعني أن التعبئة ناجحة. إذا لم يكن الأمر كذلك ، فيجب تصريف المضخة وإعادة تعبئتها.
  10. ضع المضخات المملوءة في محلول ملحي معقم عند 37 درجة مئوية مع رفع رأس الوسيط لمدة 6 ساعات على الأقل حتى الزرع.

6. إجراء جراحي لزرع المضخة

  1. الأوتوكلاف جميع الأدوات الجراحية, بما في ذلك المقص, مرقئ, ملاقط, ملقط الإبرة, وإبر الخياطة, 24 ساعة قبل زرع المضخة.
  2. ضع الماوس في غرفة تحريض مخدر مع 1.5٪ -2٪ إيزوفلوران بمعدل تدفق 2 لتر / دقيقة وقم بتثبيت الماوس لمدة دقيقتين. احلق شعر الفأر في مساحة حوالي 2 سم × 1 سم على منتصف الجلد الكتفي.
    ملاحظة: نظرا لأن استجابة الفأر للأيزوفلوران متغيرة ، فقد يحتاج التركيز إلى التعديل للحفاظ على التخدير المستقر.
  3. ضع الفأر في وضع الانبطاح مع توصيل الأنف في مخروط الأنف بجهاز تخدير الأيزوفلوران. ضع مرهما بيطري على العينين لمنع الجفاف أثناء التخدير. تأكد من أن الفأر لا يستجيب للمنبهات المؤلمة قبل وأثناء زرع المضخة.
  4. تطهير الجلد الظهري ثلاث مرات باستخدام اليودوفور الطبي.
  5. قم بعمل شق عرضي بعناية يبلغ طوله حوالي 1 سم على الجلد باستخدام مشرط.
  6. أمسك الهامش البرقي برفق باستخدام ملقط منحني وقم بتشريح الأنسجة تحت الجلد بصراحة باستخدام زوج آخر من الملقط المنحني لإنشاء جيب للمضخة. تأكد من أن الجيب كبير بما يكفي للسماح للمضخة بالتحرك بحرية.
  7. أدخل المضخة المملوءة في الجيب تحت الجلد مع وضع رأس وسيط التدفق باتجاه الطرف الذيلي للماوس. اترك مساحة كافية لإغلاق الشق وتجنب تمدد الجلد بشكل مفرط.
  8. بمجرد زرع المضخة ، قم بمحاذاة هامش الشق بدقة وأغلق الجلد ب 6-0 خيوط غير قابلة للامتصاص.
    ملاحظة: افحص موقع الشق بعناية للتأكد من أن الجرح مغلق تماما وأن المضخة لا تضغط مباشرة على الشق.
  9. نظف الشق مرة أخرى باستخدام اليودوفور واستخدم جل مخدر ليدوكائين بنسبة 5٪ موضعيا باستخدام قطعة قطن معقمة. قم بإيقاف تشغيل الأيزوفلوران (0٪).

7. رعاية بعد الجراحة

  1. راقب الفئران عن كثب بعد زرع المضخة وضعها في قفص التعافي مع بطانية كهربائية ساخنة.
  2. اسمح للفئران بالتعافي بمفردها في قفص دافئ لمدة 20 دقيقة على الأقل حتى تستيقظ ، ثم أعيدها إلى قفص السكن الأصلي.
  3. راقب الفئران كل ساعة لأول 6 ساعات بعد الجراحة. خلال ال 18 ساعة التالية ، راقب الفئران على فترات 6 ساعات. اجمع العينات على الفور إذا كانت الفئران في حالة احتضار أو ماتت أثناء إعطاء Ang II.

8. حصاد الشريان الأورطي وتثبيته وتنظيفه وتصويره

  1. تخدير الفئران من جميع المجموعات التجريبية بالأيزوفلوران ثم التضحية بها عن طريق خلع عنق الرحم في نهاية الدراسة.
  2. ضع الفئران في وضع ضعيف وثبتها على لوحة الماوس. قم بعمل شق أسفل البطن ومده عبر جدار الصدر حتى تتعرض تجاويف الصدر والبطن بالكامل.
    1. قم بعمل شق صغير على الفور في الأذين الأيمن ، وأدخل حقنة معقمة في البطين الأيسر ، وقم بحقن ما يقرب من 10 مل من محلول ملحي مخزن بالفوسفات المثلج (PBS) ببطء من خلال البطين الأيسر حتى تتحول الرئتان والكبد إلى اللون الأبيض.
  3. بعد ذلك ، قم بإجراء استئصال الرئتين والكبد والطحال والأمعاء. قم بتعريض الشريان الأورطي بالكامل وقياس الحد الأقصى لقطر الشريان الأورطي الصدري باستخدام الفرجار الرقمي. قم بتشريح الشريان الأورطي من القلب وقم بتقطيع جميع الفروع الشريانية والشرايين الحرقفية المشتركة لحصاد الشريان الأورطي بأكمله.
  4. قم بتصوير الشريان الأورطي بكاميرا رقمية ، واحتفظ به في 4٪ بارافورمالدهيد لمدة 24-48 ساعة ، وقم بتضمينه في البارافين للتقسيم.
    ملاحظة: احرص على تجنب إصابة الأمعاء ، لأنها قد تتداخل مع تحليل الأنسجة.
  5. قم بقص أقسام البارافين الأبهري بسمك 3-5 ميكرومتر باستخدام ميكروتوم ، ثم قم بإزالة الشمع والترطيب. قم بتلطيخ الأقسام بالهيماتوكسيلين والأيوزين (H & E) و Elastic-Van Gieson (EVG) باستخدام مجموعات التلوين الخاصة بها وفقا لتعليمات الشركة المصنعة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تضمين ما مجموعه 70 من ذكور الفئران C57BL / 6J ، الذين تتراوح أعمارهم بين 3 أسابيع ، في هذه الدراسة وتم تخصيصهم عشوائيا إلى أربع مجموعات: المراقبة (ن = 10) ، BAPN (ن = 20) ، BAPN + محلول ملحي (ن = 20) ، و BAPN + Ang II (ن = 20). في مجموعة BAPN ، أصيب 11 من كل 20 فأرا بتسلخ الأبهر الصدري (TAD) بعد 28 يوما من إعطاء BAPN ، مع وفاة 4 فئران من تمزق الأبهر. في مجموعة BAPN + Saline ، أصيب 12 من كل 20 فأرا ب TAD ، مع 4 وفيات بسبب التمزق. والجدير بالذكر أنه في مجموعة BAPN + Ang II ، أصيبت جميع ا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نظرا للفهم المحدود لتسلخ الأبهر الصدري الذي يهدد الحياة (TAD) ، فإن إنشاء نماذج حيوانية مستقرة أمر ضروري لاستكشاف الآليات الجزيئية الكامنة وراء ظهور TAD وتقدمه. يستخدم β-Aminopropionitrile (BAPN) ، وهو مثبط ليزيل أوكسيديز ، على نطاق واسع في نماذج القوارض من TAD لأنه يعطل الارتباط المتقاطع بين الكولاجين والإيلاستين ، وبالتالي يضعف جدار الأبهر ويزيد من قابليته للإجهاد الميكانيكي13. ومع ذلك ، فإن إدارة BAPN وحدها غالبا ما تؤدي إلى حدوث TAD غير متسق عبر الدراسات.

...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

مؤلفو هذه المخطوطة ليس لديهم تضارب في المصالح للإعلان عنها.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذا العمل بمنحة من المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (82370299) ومشروع بناء تخصص تيانجين الطبي الرئيسي (TJYXZDXK-060B).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
3-ملح أمينوبروبيونيتريل فوماراتسيجما ألدريتشأ 3134
الميزان التحليليرادواجمثل 220.R2
آلة التخديرشنغهاي ريني التكنولوجيا البيولوجية المحدودة[م.س-3]
أنجيوتنسين الثانيMCEHY-13948
C57BL / 6J ذكور الفئرانجيم فارماتيكN000013
تشاو دايتسيبيفو بكين للتكنولوجيا الحيوية المحدودةSPF-F02-002
خزان مياه بدرجة حرارة ثابتة كهروحراريةYiheng التقنية المحدودةDK-8D
طقم تلطيخ EVGسولاربيوجي 1590
GraphPad المنشورلوحة الرسم البيانيالإصدار 10.0.2
إتش & طقم تلطيخ Eسيرفيسبيوجي 1076
هيموساتشركة شينفا للأدوات الطبية المحدودةZH240RN
إيزوفلورانRWD510-22-10
الأنبوب الدقيقشركة أكسيجن العلميةMCT-150-C
ملقط إبرةشركة شينفا للأدوات الطبية المحدودةZM234R / RN / RB
مضخة التناضحالزيت1003د
بارافورمالدهيدسيرفيسبيوجي 1101
برنامج تلفزيوني ، 1xسيرفيسبيوجي 4202
ملحسيرفيسبيوجي 4702
مشرطشركة شينفا للأدوات الطبية المحدودةZB084R / RN
مقصشركة شينفا للأدوات الطبية المحدودةZC480RN / RB / RNj / RNh
مجهر ستيريولايكاإيز4
خياطهشركة Jinhuan لللوازم الطبية المحدودةإف 604
ملاقطشركة شينفا للأدوات الطبية المحدودةZO022RB

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Erbel, R., et al. 2014 ESC guidelines on the diagnosis and treatment of aortic diseases:Document covering acute and chronic aortic diseases of the thoracic and abdominal aorta of the adult. Eur Heart J. 35 (41), 2873-2926 (2014).
  2. Bossone, E., Eagle, K. A. Epidemiology and management of aortic disease: Aortic aneurysms and acute aortic syndromes. Nat Rev Cardiol. 18 (5), 331-348 (2021).
  3. Carrel, T., Sundt, T. M., Von Kodolitsch, Y., Czerny, M. Acute aortic dissection. Lancet. 401 (10378), 773-788 (2023).
  4. Goldfinger, J. Z., et al. Thoracic aortic aneurysm and dissection. J Am Coll Cardiol. 64 (16), 1725-1739 (2014).
  5. Zhou, Z., Cecchi, A. C., Prakash, S. K., Milewicz, D. M. Risk factors for thoracic aortic dissection. Genes. 13 (10), 1814(2022).
  6. Saraff, K., Babamusta, F., Cassis, L. A., Daugherty, A. Aortic dissection precedes formation of aneurysms and atherosclerosis in angiotensin II-infused, apolipoprotein E-deficient mice. Arterioscler. Thromb Vasc Biol. 23 (9), 1621-1626 (2003).
  7. Hameed, I., Cifu, A. S., Vallabhajosyula, P. Management of thoracic aortic dissection. JAMA. 329 (9), 756-757 (2023).
  8. Liu, X., et al. Single-cell RNA sequencing identifies an IL1RN(+)/TREM1(+) macrophage subpopulation as a cellular target for mitigating the progression of thoracic aortic aneurysm and dissection. Cell Discov. 8 (1), 11(2022).
  9. Kanematsu, Y., et al. Pharmacologically induced thoracic and abdominal aortic aneurysms in mice. Hypertension. 55 (5), 1267-1274 (2010).
  10. Zheng, H. Q., et al. Induction of thoracic aortic dissection: A mini-review of β-aminopropionitrile-related mouse models. J Zhejiang Univ Sci B. 21 (8), 603-610 (2020).
  11. Hatipoglu, O. F., et al. Deficiency of CD44 prevents thoracic aortic dissection in a murine model. Sci Rep. 10 (1), 6869(2020).
  12. Ren, W., et al. β-aminopropionitrile monofumarate induces thoracic aortic dissection in C57BL/6 mice. Sci Rep. 6, 28149(2016).
  13. Wawzonek, S., Ponseti, I. V., Shepard, R. S., Wiedenmann, L. G. Epiphyseal plate lesions, degenerative arthritis, and dissecting aneurysm of the aorta produced by aminonitriles. Science. 121 (3133), 63-65 (1955).
  14. Fyfe, F. W., Gillman, T., Oneson, I. B. A combined quantitative chemical, light, and electron microscope study of aortic development in normal and nitrile-treated mice. Ann N Y Acad Sci. 149 (2), 591-627 (1968).
  15. Zhang, Y., et al. S-nitrosylation of septin2 exacerbates aortic aneurysm and dissection by coupling the TIAM1-RAC1 axis in macrophages. Circulation. 149 (24), 1903-1920 (2024).
  16. Pan, L., et al. Legumain is an endogenous modulator of integrin αvβ3 triggering vascular degeneration, dissection, and rupture. Circulation. 145 (9), 659-674 (2022).
  17. Groth, K. A., et al. Aortic events in a nationwide Marfan syndrome cohort. Clin Res Cardiol. 106 (2), 105-112 (2017).
  18. Eagleton, M. J. Arterial complications of vascular Ehlers-Danlos syndrome. J Vasc Surg. 64 (6), 1869-1880 (2016).
  19. Sawada, H., Beckner, Z. A., Ito, S., Daugherty, A., Lu, H. S. β-aminopropionitrile-induced aortic aneurysm and dissection in mice. JVS Vasc Sci. 3, 64-72 (2022).
  20. Franklin, M. K., et al. β-aminopropionitrile induces distinct pathologies in the ascending and descending thoracic aortic regions of mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 44 (7), 1555-1569 (2024).
  21. Izawa-Ishizawa, Y., et al. Development of a novel aortic dissection mouse model and evaluation of drug efficacy using in-vivo assays and database analyses. J Hypertens. 37 (1), 73-83 (2019).
  22. Anzai, A., et al. Adventitial CXCL1/G-CSF expression in response to acute aortic dissection triggers local neutrophil recruitment and activation leading to aortic rupture. Circ Res. 116 (4), 612-623 (2015).
  23. Nishida, N., et al. High salt intake worsens aortic dissection in mice: Involvement of IL-17A-dependent ECM metabolism. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 40 (1), 189-205 (2020).
  24. Chen, J. Y., et al. Increased aortic stiffness and attenuated lysyl oxidase activity in obesity. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 33 (4), 839-846 (2013).
  25. Lu, H., et al. Subcutaneous angiotensin II infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice. J Vis Exp. (103), e53191(2015).
  26. Qi, X., et al. A validated mouse model capable of recapitulating the protective effects of female sex hormones on ascending aortic aneurysms and dissections. Physiol Rep. 8 (22), e14631(2020).
  27. Obama, T., et al. Epidermal growth factor receptor inhibitor protects against abdominal aortic aneurysm in a mouse model. Clin Sci (Lond. 128 (9), 559-565 (2015).
  28. Aicher, B. O., et al. Moderate aerobic exercise prevents matrix degradation and death in a mouse model of aortic dissection and aneurysm). Am J Physiol Heart Circ Physiol. 320 (5), H1786-H1801 (2021).
  29. Aicher, B. O., et al. Quantitative micro-CT analysis of aortopathy in a mouse model of β-aminopropionitrile-induced aortic aneurysm and dissection. J Vis Exp. (137), e57589(2018).
  30. Ohno-Urabe, S., et al. Authentication of in situ measurements for thoracic aortic aneurysms in mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 41 (6), 2117-2119 (2021).
  31. Sawada, H., et al. Ultrasound monitoring of descending aortic aneurysms and dissections in mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 40 (10), 2557-2559 (2020).
  32. Deery, S. E., et al. Female sex independently predicts mortality after thoracic endovascular aortic repair for intact descending thoracic aortic aneurysms. J Vasc Surg. 66 (1), 2-8 (2017).
  33. Rylski, B., et al. Gender-related differences in patients with acute aortic dissection type A. J Thorac Cardiovasc Surg. 162 (2), 528-535.e1 (2021).
  34. Fashandi, A. Z., et al. Female mice exhibit abdominal aortic aneurysm protection in an established rupture model. J Surg Res. 247, 387-396 (2020).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة