يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

تقييم تأثير الكادميوم على حالة الأكسدة والاختزال والمظهر الأيضي لقنفذ البحر Paracentrotus lividus

761 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/68300

⸱

يوليو 29, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Higher Institute of Biotechnology - Sidi Thabet, Laboratory of Biotechnology and Valorization of Bio-Geo-Resources, University Manouba, 2Faculty of Sciences of Tunis, Laboratory of Ecology, Biology and Physiology of Aquatic Organisms LR, University Tunis El Manar, 3Laboratory of Mass Spectrometry, National Institute of Research and Physical-Chemical Analysis (INRAP) Biotechpole Sidi Thabet, 4Department of Chemistry, College of Sciences at Bisha, University of Bisha, 5Department of Applied Medical Sciences, Applied College at Bisha, University of Bisha

في هذه المقالة

ملخص

يسلط هذا البروتوكول الضوء على طرق استخراج وتوصيف المركبات النشطة بيولوجيا من قنفذ البحر Paracentrotus lividus (شوكيات الأدم) بالإضافة إلى تحديد معلمات الإجهاد التأكسدي بعد التعرض للكادميوم.

الملخص

الكادميوم (Cd) هو أحد أكثر المعادن الثقيلة ضررا بالكائنات المائية وملوث واسع الانتشار في الكائنات الحية البحرية. نظرا لتوافره البيولوجي العالي وثباته وقدرته على التراكم الحيوي ، يعد الكادميوم (Cd) ، وهو معدن ثقيل سام يتم تصريفه عن طريق جريان التعدين والتصريف الصناعي والمدخلات الزراعية ، أحد أكثر الملوثات ضررا للكائنات المائية وملوثا شائعا في الكائنات الحية البحرية. قيمت الدراسة الحالية التأثيرات السامة المحتملة للكادميوم على المؤشرات الحيوية للإجهاد التأكسدي وملامح المستقلب في الغدد التناسلية Paracentrotuslividus المعرضة لمجموعة من التركيزات (0.0183 و 0.183 و 1.83 مجم / لتر) على مدى 96 ساعة. أظهرت النتائج أن الكادميوم يسبب في الإجهاد التأكسدي عن طريق زيادة مستويات المالوند ديالديهايد وبيروكسيد الهيدروجين وهيدروبيروكسيد الدهون مقارنة بالمجموعة الضابطة ، بالإضافة إلى زيادة الأنشطة المضادة للأكسدة (انخفاض الجلوتاثيون والكاتالاز). بالإضافة إلى ذلك ، بناء على تحليل الكروماتوغرافيا الغازية وقياس الطيف الكتلي ، تم تحديد 74 مستقلبا في مستخلصات الغدد التناسلية لكل من قنافذ البحر المعالجة والسيطرة. كشف التحليل التمييزي للمربعات الصغرى الجزئية عن فصل واضح بين الفئات وتمييز تسعة مستقلبات ذات صلة من خلال درجات VIP. سلط تحليل الخريطة الحرارية التي تم إجراؤها الضوء على اضطراب في مستويات الستيرولات ومركبات الأحماض الدهنية مثل Cholest-5-en-3-ol (3.beta.)- ، ديموستيرول ، و (23S) -ethylcholest-5-en-3.beta.-ol وحمض إيكوسابنتانويك (EPA) ، بالإضافة إلى الدفاعات المضادة للأكسدة مثل حمض الريتينويك ، وتنظيم الستيرويد مثل Pregna-5-en-20-one ، 3-hydroxy- ، (3β). بشكل عام ، كشفت بياناتنا عن الحساسية العالية للغدد التناسلية للقرص الصغاري ، حتى عند التركيزات المنخفضة نسبيا.

المقدمة

يمكن أيضا اعتبار البيئة البحرية بالوعة مهمة للعديد من المواد الكيميائية السامة ، مثل المعادن الثقيلة. نظرا لمحبة الدهون ، تميل هذه العناصر إلى الارتباط بالجسيمات العالقة وتتراكم تدريجيا في الرواسب البحرية ، حيث تظهر انخفاضا في الحركة والتوافر البيولوجي. نتيجة لذلك ، تعمل الرواسب البحرية كحوض رئيسي للمعادنالثقيلة 1. من بين هذه الملوثات ، تم الاعتراف بالكادميوم (Cd) منذ فترة طويلة كملوث عالمي رئيسي للمياه يهدد النظم البيئية والكائنات الحيةالمرتبطة بها 2. يأتي ثلث الكادميوم الموجود في النظم البيئية المائية من تصنيع واستخدام الأسمدة الفوسفاتية2. تشمل المصادر الأخرى لإطلاق الكادميوم في البيئة قطاع التعدين وشركات الطلاء الكهربائي والعمليات الطبيعية لقشرة الأرض3. هذا الملوث واسع الانتشار للغاية بسبب قدرته على النقل بسهولة عبر الوسائط المائية ، وحركته الكبيرة نسبيا على عكس المعادن الثقيلةالأخرى 2. ووفقا للأدبيات، تتراوح تركيزات الكادميوم بين 12 و16 × 10-3 ميكروغرام/لتر في بحر البلطيق4، وبين 13.4 × 10-3 و1.49 ميكروغرام/لتر في موقع شديد التلوث على طول سواحل غاليكا (شمال غرب شبه الجزيرة الأيبيرية)5. وسجلت مستويات أعلى بكثير من الكادميوم في بعض المناطق الملوثة في البحر الأبيض المتوسط، حيث قد تصل التركيزات إلى 80.4 × 10-3 ميكروغرام/لتر بالقرب من جزيرة صقلية (إيطاليا)6، و48 ميكروغرام/لتر في خليج قابس (تونس)7. يعرف هذا المعدن الانتقالي المستمر والمتراكم بيولوجيا وغير الضروري بقدرته على التسبب في مشاكل صحية خطيرة لكل من الكائنات البشرية والمائية8. يمكن أن يمارس الكادميوم سميته بشكل مباشر عن طريق الارتباط بالبروتينات ، وتثبيط أنشطة الإنزيم ، والتدخل في توازن الكالسيوم9. يمكن أن يعمل أيضا بشكل غير مباشر من خلال توليد أنواع الأكسجين التفاعلية (ROS) ، مما يؤدي إلى تلف التأكسدي للجزيئات الحيوية مثل الدهون والبروتينات والحمض النووي10. أفادت العديد من الدراسات العلمية أن تلوث الكادميوم قد يؤدي إلى اضطرابات هيكلية ووظيفية في الكائنات المائية11.

كما هو الحال مع اللافقاريات القاعية البحرية الأخرى ، تتعرض قنافذ البحر بشكل خاص للتلوث البحري. على الرغم من قدرتها على تراكم مستويات عالية من المعادن الثقيلة ، يمكن لقنافذ البحر التعامل مع التلوث المعدني وتحمل في البيئات الملوثة12. وبالتالي ، يتم التعرف عليها بشكل عام على أنها كائنات خافرة وتستخدم على نطاق واسع كنماذج للدراسات السمية البيئيةوالبيئية 13. بحثت العديد من الدراسات في تأثير التعرض للكادميوم على العديد من أنواع قنفذ البحر في مراحل الحياة المختلفة ، بما في ذلك الكائنات الحية البالغة والأجنة واليرقات13. وجد أن التعرض للكادميوم قد يؤدي إلى مجموعة متنوعة من الآثار الضارة التي تتراوح من انخفاض معدل إخصاب البويضات ، والتشوهات في نمو الأجنة واليرقات ، والإجهاد التأكسدي ، إلى موت الخلايا المبرمج والالتهام الذاتي13. تركز معظم الأدبيات المتاحة على تأثير الكادميوم على قنفذ البحر النامية الأجنة13،14. ومع ذلك ، تم إجراء عدد قليل فقط من الدراسات15لفهم تأثيرات هذا المعدن على المظهر الأيضي لقنافذ البحر البالغة ، ولا تتوفر معلومات عن استقلاب الدهون.

يؤدي التعرض المستمر لأجنة Paracentrotus lividus (Lamarck ، 1816) لتركيزات الكادميوم تحت الحادة / شبه المميتة إلى تطور غير طبيعي مع عيوب في استطالة الهيكل العظمي والزخرفة ، إلى جانب انخفاض عام في تخليق البروتين ، وتعبير الميتالوثيونين التفاضلي16.

تعمل الطريقة المقترحة على تحسين تقييم سمية الكادميوم (Cd) والإجهاد التأكسدي في الكائنات البحرية من خلال الجمع بين المقايسات الكيميائية الحيوية والتنميط الأيضي المستهدف وغير المستهدف باستخدام كروماتوغرافيا الغاز - قياس الطيف الكتلي (GC-MS). بالمقارنة مع الأساليب التقليدية التي تعتمد فقط على المؤشرات الحيوية المفردة مثل بيروكسيد الدهون أو أنشطة الإنزيم المضاد للأكسدة (على سبيل المثال ، SOD ، CAT) ، فإن إضافة فحص المستقلب القائم على GC-MS يوفر بصمة كيميائية حيوية شاملة للحالة الفسيولوجيةللكائن الحي 17. يتيح هذا التكامل اكتشافا أكثر حساسية ومنهجية للتأثيرات شبه المميتة ، حتى عند تركيزات الكادميوم المنخفضة ، ويمكنه اكتشاف الاضطرابات المبكرة في استقلاب الطاقة ، ودوران الأحماض الأمينية ، ومسارات التأكسدة التي تحدث قبل الضرر السمي الملحوظ. الأهم من ذلك ، أن هذه الطريقة تكمل التقييمات السمية الحالية من خلال توفير بيانات عالية الدقة والسماح بتحديد المؤشرات الحيوية الجديدة التي قد تفوتها المقايسات التقليدية18. كما أنه يعزز الفهم الميكانيكي من خلال تحليل مستوى المسار ، مما يعزز نماذج السموم البيئيةالتنبؤية 19. تكتشف هذه الطريقة التعرض للكادميوم في نطاق 1-100 ميكروغرام / لتر ، وهو أمر مناسب للأنظمة الساحلية ومصبات الأنهارالملوثة 20. هذا النهج هو الأنسب للتعرضات المختبرية الخاضعة للرقابة أو الدراسات الميدانية المعقدة إلى حد ما. ومع ذلك ، قد يكون التفسير صعبا في المصفوفات شديدة التلوث حيث تتفاعل الضغوطات المتعددة (مثل المعادن الثقيلة ، والهيدروكربكرات العطرية متعددة الحلقات ، والملوثات الناشئة) ويحتمل أن تربك خصوصية المؤشرات الحيوية. على الرغم من ذلك ، عند تصميمها بشكل صحيح ، فإن متانة GC-MS وخصوصيتها ، جنبا إلى جنب مع تحليل البيانات متعددة المتغيرات (على سبيل المثال ، PCA و PLS-DA) ، توفر قوة تمييزية قوية لحل التأثيرات المتداخلة.

هذه المنصة الأيضية الكيميائية الحيوية المتكاملة مفيدة بشكل خاص لرصد الأنواع الخافرة وتقييمات المخاطر البيئية في إطار عمل مثل التوجيه الإطاري للاستراتيجية البحرية (MSFD) وتتسق مع الجهود الحالية لتعزيز الرصد البيئي القائم على omics21.

في الدراسة الحالية ، استخدمنا قنفذ البحر الأرجواني P. lividus ، وهو أحد أكثر الأنواع استغلالا وأهمية اقتصادية في جميع أنحاء ساحل المحيط الأطلسي والبحر الأبيض المتوسط22 ، لتقييم تأثير تلوث الكادميوم على حالة الأكسدة والاختزال والمظهر التمثيلي للغدد التناسلية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

1. العينات والتصميم التجريبي

  1. جمع ما مجموعه 40 قنافذ البحر البالغة عينة P. lividus (20 ذكرا و 20 أنثى ، متوسط الطول: 45 ± 4 مم ، متوسط العمر: 2.0 ± 0.5 سنة ، متوسط الوزن: 22.54 ± 2.50 جم) بواسطة الغواصين في نطاق عمق 5-7 أمتار في مايو 2023 من سواحل بنزرت (البحر الأبيض المتوسط ، تونس).
  2. نقل قنافذ البحر التي تم جمعها P. lividus من الجنس المختلط ، والعمر المقدر حوالي 12-18 شهرا بناء على الحجم إلى المختبر والاحتفاظ بها في مياه البحر الطبيعية المهواة 16 ± 1 درجة مئوية مع ملوحة طبيعية ~ 38 PSU ، ودرجة حموضة 7.8-8.0 وفترة ضوئية 12:12. راقب المعلمات يوميا طوال فترة التعرض لضمان الاستقرار البيئي وتقليل التباين الخارجي.
  3. حقن 1 مل من KCl 0.5 M في المنطقة التمعجية للحث على التفريخ والتعرف بصريا على الأمشاج. اشطف الأفراد بمياه البحر المفلترة وتأقلمهم لمدة 3 أيام في ظروف خاضعة للرقابة دون توفير الطعام.
  4. قسم قنافذ البحر بشكل عشوائي إلى أربع مجموعات من تسعة أفراد (ثلاثة أفراد لكل خزان في ثلاث نسخ) وقم بتخصيصها في أحواض مائية زجاجية سعة 50 لترا. حدد حجم العينة بناء على الدراسات المنشورة سابقا23،24 التي قيمت المؤشرات الحيوية للإجهاد التأكسدي والاستجابات الأيضية في اللافقاريات البحرية واستخدام مكررات بيولوجية قابلة للمقارنة أو أقل.
    ملاحظة: يضمن هذا المستوى من النسخ المتماثل تمثيلا بيولوجيا قويا ونتائج ذات دلالة إحصائية.
  5. تعريض بعد التأقلم ، لمدة 96 ساعة لمجموعة من تركيزات كلوريد الكادميوم (CdCl2) على النحو التالي: المجموعة الأولى (Ctrl): قنافذ البحر المحفوظة في ماء غير CdCl2؛ المجموعة الثانية (Tr1): قنافذ البحر المعرضة لتركيز CdCl2البالغ 0.0183 مغ/لتر؛ المجموعة الثالثة (Tr2): قنافذ البحر المعرضة لتركيز CdCl2قدره 0.183 مغ/لتر؛ المجموعة الرابعة (Tr3): قنافذ البحر المعرضة لتركيز CdCl2البالغ 1.83 ملغم/لتر.
  6. للحفاظ على استقرار الماء أثناء التجربة ، قم بتغيير 50٪ من الماء كل 24 ساعة ، وقم بإزالة الماء بعناية باستخدام السيفون ، واستبدله بالماء الطازج مع الحفاظ على تركيزات CdCl2.

2. تحضير الأنسجة

  1. قم بإجراء ، باستخدام البروتوكول الموصوف من قبل Telahigue et al.23 ، تحضير أنسجة قنفذ البحر المتجانسة.
  2. قم بتشريح قنافذ البحر الجليدية من كل مجموعة في نهاية التجربة. استخدم مقصا معقما لعمل قطع دائري حول الفم لفتح الاختبار.
  3. قم بإزالة الغدد التناسلية الخمسة بعناية باستخدام ملعقة واحتفظ بها لمزيد من التحليل. يغسل بالماء المقطر البارد لإزالة الحطام والملوثات السطحية
  4. تجانس باستخدام مسبار صوتي ضبط على 40٪ سعة ، في 3 رشقات نارية من 10 ثوان لكل منها 20 ثانية بين رشقات نارية ، 300 ملغ من كسور الغدد التناسلية مع عازلة Tris-HCl (20 ملي مولار ، درجة الحموضة 7.4) في ظل الظروف الباردة.
  5. قسم كل عينة من الغدد التناسلية إلى جزأين: أحدهما للتحليل الكيميائي الحيوي (الطازج) والآخر للتحليل الأيضي (المجفف بالتجميد).
  6. جهاز طرد مركزي عند 10,000 × جم لمدة 20 دقيقة. قم بتخزين المواد الطافية عند - 80 درجة مئوية لتحليل المعلمات البيوكيميائية.
  7. قم بتجميد كسور الغدد التناسلية الأخرى باستخدام مجفف التجميد قبل تحليل GC-MS. يحفظ لمدة 48 ساعة عند -50 درجة مئوية مع فراغ أقل من 0.1 ملي بار حتى يتم التجفيف الكامل.
  8. استخدم طريقة Lowry لتحديد محتوى البروتين الكلي لكل عينة باستخدام BSA كمعيار. حدد مستوى LOOH عند 560 نانومتر وعبر عنه كمليمول / مجم من البروتين.
    ملاحظة: تم إجراء هذا القياس الكمي قبل جميع المقايسات الكيميائية الحيوية لتطبيع مستويات المؤشرات الحيوية.

3. انخفاض فحص الجلوتاثيون

  1. تقدير محتوى الجلوتاثيون المخفض (GSH) وفقا لطريقة Ellman25 ، بناء على امتصاص حمض 2-nitro-5-mercapturic الناتج عن تقليل حمض النيتروبنزويك 5-50-dithio-bis-2-nitrobenzoic (DTNB) بواسطة مجموعة الثيول (SH) من الجلوتاثيون.
  2. جهاز طرد مركزي عند 1600 × جم لمدة 15 دقيقة خليط من متجانسات الأنسجة في عازلة الفوسفات وحمض السلفوساليسيليك (4٪).
  3. خذ حجما قدره 500 ميكرولتر من المادة الطافية التي تم الحصول عليها وأضفها إلى كاشف إلمان (DNTB) بمقدار 0.025 مل. اقرأ عند 412 نانومتر امتصاص الخليط الناتج.
  4. يقيم محتوى GSH على أنه ملغ لكل غرام من الأنسجة. التعبير عن إجمالي محتوى GSH على شكل ميكروغرام / مجم من الأنسجة. احسب مستويات GSH باستخدام منحنى معايرة قياسي بناء على تركيزات معروفة من الجلوتاثيون المختزل.
    ملاحظة: الهدف هو تحديد كمية الجلوتاثيون المنخفض (GSH) في متجانسات الغدد التناسلية كعلامة إجهاد تأكسدي بعد التعرض للكادميوم.

4. نشاط الكاتلاز

  1. قم بإجراء إعداد التفاعل وفقا لطريقة Aebi26. تحضير وسط التفاعل الذي يتكون من 2.9 مل من محلول الفوسفات 100 ملي مولار (الرقم الهيدروجيني 7.4) و 20 ميكرولتر من طاف أنسجة الغدد التناسلية. قم بتوازن وسط التفاعل مسبقا مع درجة حرارة الغرفة.
  2. ابدأ التفاعل بإضافة 80 ميكرولتر من محلول بيروكسيد الهيدروجين 0.5 M (H2O2) المحضر حديثا إلى الكوفيت. امزج المحتويات جيدا على الفور وسجل الانخفاض في الامتصاص عند 240 نانومتر لمدة 1 ميل على فترات 10 ثوان باستخدام مقياس الطيف الضوئي للأشعة فوق البنفسجية.
  3. احسب نشاط الترجمة بمساعدة المقاييس بناء على معدل تحلل H2O2 ، الذي يتم تحديده من خلال مراقبة الانخفاض في الامتصاص عند 240 نانومتر بمرور الوقت. استخدم الصيغة التالية: نشاط CAT = (ΔA / دقيقة × V) / (ε × l x C)
    حيث: ΔA / min = التغير في الامتصاص في الدقيقة عند 240 نانومتر ، V = الحجم الكلي للمقايسة (في L) ، ε = معامل الانقراض المولي H2O2 (43.6 M-1 / cm) ، l = طول مسار الكوفيت (عادة 1 سم) ، C = تركيز البروتين بالملغ / مل.
  4. استخدم معامل الانقراض المولي البالغ 43.6 م / سم. عبر عن نشاط CAT مثل nmol H2O2 يتحلل في الدقيقة لكل مجم بروتين (nmol H2O2 / دقيقة / مجم بروتين).
    ملاحظة: الهدف هو تحديد نشاط الكاتلاز في متجانسات الغدد التناسلية من P. lividus كمقياس لاستجابة الإنزيم المضاد للأكسدة للتعرض للكادميوم.

5. قياس توليد بيروكسيد الهيدروجين

  1. قم بقياس مستويات بيروكسيد الهيدروجين (H2O2) في P. lividus الغدد التناسلية باستخدام مقايسة برتقالية أكسدة الحديد - زيلينول وفقا للطريقة التي وصفها Ou و Wolff27.
  2. حدد تركيز H2O2في المادة الطافية باستخدام مقياس الطيف الضوئي عند 560 نانومتر. عبر عن النتائج على أنها نانومول / ملغ من البروتين.

6. فحص مالوند الديهايد

  1. تحضير العينات كما هو موضح في طريقة Draper and Hadley28. امزج 500 ميكرولتر من تجانس الغدد التناسلية مع 1 مل من حمض ثلاثي كلورو أسيتيك 10٪ (TCA). جهاز طرد مركزي عند 2500 × جم لمدة 10 دقائق عند 4 درجات مئوية.
  2. انقل 1 مل من المادة الطافية الناتجة إلى أنبوب جديد وأضف 1 مل من محلول TBA بنسبة 0.67٪. يحتضن الخليط في حمام مائي على حرارة 100 درجة مئوية لمدة 15 دقيقة.
  3. قم بتبريد العينات إلى درجة حرارة الغرفة. قم بقياس الامتصاص عند 532 نانومتر باستخدام مقياس الطيف الضوئي.
  4. اطرح امتصاص الخلفية باستخدام كاشف فارغ (TBA + TCA بدون مستخلص الأنسجة). قم بإعداد منحنى قياسي باستخدام 1،1،3،3-رباعي إيثوكسي بروبان (TEP) وعبر عن تركيز MDA كبروتين نانومول / ملغ.

7. قياس هيدروبيروكسيد الدهون

  1. قم بقياس هيدروبيروكسيد الدهون (LOOH) في أنسجة الغدد التناسلية باستخدام الأكسدة الحديدية في مقايسة الزيلينول البرتقالي ، كما هو موضح بطريقة Jiang et al.29.
    ملاحظة: الهدف هو تقييم مستويات بيروكسيد الدهون في أنسجة الغدد التناسلية عن طريق تحديد المالوند ديالديهايد (MDA) ، وهو منتج ثانوي لتلف الغشاء التأكسدي.

8. استخراج المركبات النشطة بيولوجيا من الغدد التناسلية والفحص التحليلي

  1. قم بإجراء استخراج الميثانول للمركبات المحبة للدهون بثلاث نسخ من أنسجة الغدد التناسلية المجففة لكل مجموعة في ثلاث نسخ عن طريق نقع المادة في الميثانول من الدرجة التحليلية (≥99.8٪ ؛ 1: 25 وزن / حجم) على شاكر دوار عند 150 دورة / دقيقة في درجة الحرارة المحيطة.
  2. أجهزة الطرد المركزي جميع المستخلصات لمدة 15 دقيقة عند 700 × جم ، 4 درجات مئوية ، بعد تبخر كسور MeOH عن طريق التبخر الدوار عند درجة حرارة حمام مائي تبلغ 40 درجة مئوية وضبط سرعة الدوران على 100 دورة في الدقيقة. أعد تعليق المستخلص الخام في 1 مل من MeOH ، ثم قم بتخزينه في قوارير محكمة الغلق عند 4 درجات مئوية.

9. تحليل الكروماتوغرافيا الغازية - قياس الطيف الكتلي لمستخلصات الغدد التناسلية

  1. اصنع 500 ميكرولتر في قارورة باستخدام مستخلص الميثانول الذي تم تخزينه.
  2. إجراء التحليل بواسطة قياس الطيف الكتلي الكروماتوغرافيا الغازية (GC-MS) على كروماتوجراف الغاز المقترن بمطياف الكتلة. كان عمود GC 5٪ - فينيل ميثيل سيلوكسان: 30 م × 0.25 مم × 0.25 ميكرومتر سمك الفيلم.
  3. استخدم الهيليوم كغاز ناقل بمعدل تدفق ثابت يبلغ 1 مل / دقيقة. اضبط حجم الحقن على 1 ميكرولتر في وضع الانقسام بنسبة 100: 1. قم ببرمجة درجة حرارة الفرن من 4-280 درجة مئوية عند 5 درجات مئوية / دقيقة.
  4. قم بتشغيل مقياس الطيف في وضع تأثير الإلكترون (EI) ، وكانت طاقة التأين 72 فولت ، ودرجة حرارة مصدر الأيونات 250 درجة مئوية ، ووقت المسح 1 ثانية ، ونطاق الكتلة 45-550 أمو.
  5. قم بتحديد المركبات من خلال مقارنة أطياف كتلتها مع تلك الموجودة في مكتبة NIST98MS وقاعدة بيانات مكتبة ويلي275.

10. التحليل الإحصائي

  1. قم بتقييم مجموعة البيانات أولا للتأكد من أنها طبيعية باستخدام اختبار Shapiro-Wilk وتجانس التباينات باستخدام اختبار Levene.
  2. قم بالمعالجة المسبقة للبيانات باستخدام MetaboAnalyst 6.030 ، باستخدام إجراءات التسوية القياسية ، وتحويل السجل ، وقياس Pareto لتلبية افتراضات ANOVA مثل التوزيع الطبيعي وتجانس التباين.
  3. قم بإجراء تحليل إحصائي متعدد المتغيرات باستخدام Metaboanalyst ، واستخدم طريقة معدل الاكتشاف الخاطئ Benjamini-Hochberg (FDR) لتصحيح الاختبارات المتعددة لحساب أخطاء النوع الأول المتعلقة بالعديد من المقارنات الكيميائية الحيوية ، وضمان المتانة الإحصائية.
  4. استخدم تحليل التباين أحادي الاتجاه (ANOVA) لمقارنة النتائج بين المجموعات. اعتبرت الفروق بين الوسائل ذات دلالة إحصائية عندما <0.05 p
  5. استخدم التحليل التمييزي للمربعات الصغرى الجزئية (PLS-DA) للتمييز بين المجموعات المماثلة. تحديد الأهمية المتغيرة في الإسقاط (VIP) لجميع المركبات.
  6. احسب قيم p باستخدام اختبار t للطالب المقترن للتحليل الإحصائي أحادي البعد للمتغيرات الموحدة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

تم ضمان صلاحية وفعالية أساليبنا من خلال استخدام التكرارات البيولوجية والتقنية ، مما مكن من إجراء قياسات متسقة وموثوقة. أظهرت المقايسات تباينا منخفضا ، مع انحرافات معيارية عادة أقل من 10٪ ، مما يشير إلى قابلية تكرار عالية. لضمان القياس الكمي الدقيق للمستقلب ، تضمنت تحليلات GC-MS منحنيات المعايرة والمعايير الداخلية. تستند جميع التقنيات المستخدمة إلى بروتوكولات مقبولة على نطاق واسع تم التحقق من صحتها سابقا في علم السموم البيئية البحرية والتمثيل الغذائي البيئي ، كما هو مذكور في المخطوطة.

...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تم التخطيط لهذه الدراسة لتقييم التأثير السام للكادميوم على قنفذ البحر P. lividus الغدد التناسلية من خلال تحليل المؤشرات الحيوية الكيميائية الحيوية والمستقلبات النشطة. أدى تعرض المتصورة الليفيدوس لتركيزات مختلفة من الكادميوم إلى استجابة الإجهاد التأكسدي. وتتشابه هذه النتائج مع التقارير السابقة التي تشير إلى وجود ارتباطات وثيقة بين زيادة مستويات مضادات الأكسدة في أراضي قنفذ البحر ومستوياتالملوثات 13.

كشفت نتائجنا عن زياد...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

يعرب المؤلفون عن شكرهم لعمادة الدراسات العليا والبحث العلمي في جامعة بيشة على دعمها لهذا العمل من خلال برنامج دعم المسار البحثي السريع.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
مجفف التجميدBiobaseBK-FD12PT مجفف التجميد
غاز كروماتوجرافAgilent TechnologiesHP 6890 كاشف تأين اللهب كروماتوجراف الغاز HP 6890(FID) عمود
GCAgilent TechnologiesHP-5 (5٪ -Phenyl) -ميثيل سيلوكسان عمودغير قطبي   ؛ column  التي توفر أداء رائعا في مجموعة واسعة من التطبيقات
مطياف الكتلةAgilent TechnologiesHP 5973 مطياف الكتلةرباعي الأقطاب
تجفيد

المراجع

  1. Patchaiyappan, A., et al. Bioaccumulation of heavy metals in commercially important marine species from Puducherry coast, Southeast India. Region Studies Marine Sci. 65, 103080(2023).
  2. Satarug, S., Garrett, S. H., Sens, M. A., Sens, D. A. Cadmium, Environmental Exposure, and Health Outcomes. Environ Health Persp. 118 (2), 182-190 (2010).
  3. Le Croizier, G., et al. Significance of metallothioneins in differential cadmium accumulation kinetics between two marine fish species. Environ Poll. 236, 462-476 (2018).
  4. Pohl, C., Hennings, U. The coupling of long-term trace metal trends to internal trace metal fluxes at the oxic-anoxic interface in the Gotland Basin (57°19,20′N; 20°03,00′E) Baltic Sea. J Marine Syst. 56 (1-2), 207-225 (2005).
  5. Beiras, R., Bellas, J., Fernández, N., Lorenzo, J. I., Cobelo-Garcıa, A. Assessment of coastal marine pollution in Galicia (NW Iberian Peninsula); metal concentrations in seawater, sediments and mussels (Mytilus galloprovincialis) versus embryo-larval bioassays using Paracentrotus lividus and Ciona intestinalis. Marine Enviro Res. 56 (4), 531-553 (2003).
  6. Censi, P., et al. Trace element distributions in the Strait of Sicily (Central Mediterranean Sea). I. Evidence of rock-water interactions. Period Miner. 71 (3), 255-272 (2002).
  7. Annabi-Trabelsi, N., et al. Concentrations of trace metals in phytoplankton and zooplankton in the Gulf of Gabès, Tunisia. Marine Poll Bull. 168, 112392(2021).
  8. Kumar, P., Singh, A. Cadmium toxicity in fish: An overview. GERF Bull Biosci. , (2010).
  9. Klein, R. D., et al. Effects of sublethal Cd, Zn, and mixture exposures on antioxidant defense and oxidative stress parameters in early life stages of the purple sea urchin Strongylocentrotus purpuratus. Aquatic Toxicol. 217, 105338(2019).
  10. Rani, A., Kumar, A., Lal, A., Pant, M. Cellular mechanisms of cadmium-induced toxicity: a review. Int J Environ Health Res. 24 (4), 378-399 (2014).
  11. Wang, W. X., Rainbow, P. S. Subcellular Partitioning and the Prediction of Cadmium Toxicity to Aquatic Organisms. Environ Chem. 3 (6), 395(2006).
  12. Sarly, M. S., et al. Use of the gonadal tissue of the sea urchin Paracentrotus lividus as a target for environmental contamination by trace metals. Environ Sci Poll Res. 30 (38), 89559-89580 (2023).
  13. Chiarelli, R., Martino, C., Roccheri, M. C. Cadmium stress effects indicating marine pollution in different species of sea urchin employed as environmental bioindicators. Cell Stress Chaperones. 24 (4), 675-687 (2019).
  14. Gharred, T., Jebali, J., Belgacem, M., Mannai, R., Achour, S. Assessment of the individual and mixture toxicity of cadmium, copper and oxytetracycline, on the embryo-larval development of the sea urchin Paracentrotus lividus. Environmen Sci Poll Res. 23 (18), 18064-18072 (2016).
  15. Migliaccio, O., Castellano, I., Cirino, P., Romano, G., Palumbo, A. Maternal Exposure to Cadmium and Manganese Impairs Reproduction and Progeny Fitness in the Sea Urchin Paracentrotus lividus. PLoS ONE. 10 (6), e0131815(2015).
  16. Ragusa, M., Nicosia, A., Costa, S., Cuttitta, A., Gianguzza, F. Metallothionein Gene Family in the Sea Urchin Paracentrotus lividus: Gene Structure, Differential Expression and Phylogenetic Analysis. Int J Mol Sci. 18 (4), 812(2017).
  17. Cappello, T., et al. Neurotoxicological effects of trace metals in fish: molecular and biochemical biomarkers. Environ Toxicol Pharmacol. 41, 94-105 (2016).
  18. Viant, M. R., Rosenblum, E. S., Tjeerdema, R. S. NMR-based metabolomics: a powerful approach for characterizing the effects of environmental stressors on organism health. Environ Sci Technol. 37 (21), 4982-4989 (2003).
  19. Nicholson, J. K., Lindon, J. C., Holmes, E. Metabonomics': understanding the metabolic responses of living systems to pathophysiological stimuli via multivariate statistical analysis of biological NMR data. Xenobiotica. 29 (11), 1181-1189 (2002).
  20. Chen, Q., et al. Environmental levels of cadmium exposure induce developmental toxicity and oxidative stress in zebrafish embryos. Sci Rep. 9, 15085(2019).
  21. Taylor, N. S., Gavin, A., Viant, M. R. Metabolomics Discovers Early-Response Metabolic Biomarkers That Can Predict Chronic Reproductive Fitness in Daphnia magna. Environ Sci Technol. 54 (16), 10186-10195 (2020).
  22. Gibson, R. N., Atkinson, R. J. A., Gordon, J. D. M. Oceanography and marine biology: an annual review. , CRC Press. Boca Raton, FL. (2009).
  23. Telahigue, K., et al. Effects of acute mercury exposure on fatty acid composition and oxidative stress biomarkers in Holothuria forskali body wall. Ecotoxicol Environ Safety. 169, 516-522 (2019).
  24. Mhadhbi, L., et al. Exposure to tebufenpyrad interrupts histo-architecture and fatty acid compositions of carpet shell clam Ruditapes decussatus. Int J Environ Health Res. , 1-12 (2025).
  25. Ellman, G. L. Tissue sulfhydryl groups. Arch. Biochem Biophys. (82), 70-77 (1959).
  26. Aebi, H. Catalase in vitro. Method Enzymol. 105, 121-126 (1984).
  27. Ou, P., Wolff, S. P. A discontinuous method for catalase determination at 'near physiological' concentrations of H2O2and its application to the study of H2O2fluxes within cells. J Biochem Biophys Methods. 31 (1-2), 59-67 (1996).
  28. Draper, H. H., Hadley, M. Malondialdehyde determination as index of lipid Peroxidation. Method Enzymol. 186, 421-431 (1990).
  29. Jiang, Z. Y., Hunt, J. V., Wolff, S. P. Ferrous ion oxidation in the presence of xylenol orange for detection of lipid hydroperoxide in low density lipoprotein. Anal Biochem. 202 (2), 384-389 (1992).
  30. Pang, Z., et al. MetaboAnalyst 6.0: towards a unified platform for metabolomics data processing, analysis and interpretation. Nucl Acids Res. 52 (W1), W398-W406 (2024).
  31. Das, D., Moniruzzaman, M., Sarbajna, A., Chakraborty, S. B. Effect of heavy metals on tissue-specific antioxidant response in Indian major carps. Environ Sci Poll Res. 24 (22), 18010-18024 (2017).
  32. El Idrissi, O., et al. Assessment of trace element contamination and effects on Paracentrotus lividus using several approaches: Pollution indices, accumulation factors and biochemical tools. Sci Tot Environ. 869, 161686(2023).
  33. Howcroft, C. F., Amorim, M. J. B., Gravato, C., Guilhermino, L., Soares, A. M. V. M. Effects of natural and chemical stressors on Enchytraeus albidus: Can oxidative stress parameters be used as fast screening tools for the assessment of different stress impacts in soils. Environ Int. 35 (2), 318-324 (2009).
  34. Fouzai, C., et al. Dual oxidative stress and fatty acid profile impacts in Paracentrotus lividus exposed to lambda-cyhalothrin: biochemical and histopathological responses. Toxicol Res. 39 (3), 429-441 (2023).
  35. Mansoor, S., et al. Heavy Metal Induced Oxidative Stress Mitigation and ROS Scavenging in Plants. Plants. 12 (16), 3003(2023).
  36. Allen, T., Singhal, R., Rana, S. V. S. Resistance to Oxidative Stress in a Freshwater Fish Channa punctatus After Exposure to Inorganic Arsenic. Biol Trace Element Res. 98 (1), 63-72 (2004).
  37. Pagano, G., et al. Comparative toxicities of selected rare earth elements: Sea urchin embryogenesis and fertilization damage with redox and cytogenetic effects. Environ Res. 147, 453-460 (2016).
  38. Chaâbane, M., et al. The potential toxic effects of hexavalent chromium on oxidative stress biomarkers and fatty acids profile in soft tissues of Venus verrucosa. Ecotoxicol Environ Safety. 196, 110562(2020).
  39. Balakrishnan, M., Kenworthy, A. K. Lipid Peroxidation Drives Liquid-Liquid Phase Separation and Disrupts Raft Protein Partitioning in Biological Membranes. J Am Chem Soc. 146 (2), 1374-1387 (2024).
  40. Cano-Rocabayera, O., Monroy, M., Moncaleano-Niño, ÁM., Gómez-Cubillos, M. C., Ahrens, M. J. An integrated biomarker approach: Non-monotonic responses to cadmium exposure in the suckermouth catfish Hypostomus plecostomus. Aquatic Toxicol. 248, 106193(2022).
  41. Zhan, J., Sun, T., Wang, X., Wu, H., Yu, J. Meta-analysis reveals the species-, dose- and duration-dependent effects of cadmium toxicities in marine bivalves. Sci Tot Environ. 859, 160164(2023).
  42. Wu, H., Wang, W. Tissue-specific toxicological effects of cadmium in green mussels ( Perna viridis ): Nuclear magnetic resonance-based metabolomics study. Environ Toxicol Chem. 30 (4), 806-812 (2011).
  43. Warnau, M., Ledent, G., Temara, A., Jangoux, M., Dubois, P. Experimental cadmium contamination of the echinoid Paracentrotus lividus: influence of exposure mode and distribution of the metal in the organism. Marine Ecol Prog Series. 116, 117-124 (1995).
  44. Capitão, A., et al. The Echinodermata PPAR: Functional characterization and exploitation by the model lipid homeostasis regulator tributyltin. Environ Poll. 263, 114467(2020).
  45. Zhou, L., et al. Biochemical and metabolic responses of the deep-sea mussel Bathymodiolus platifrons to cadmium and copper exposure. Aquatic Toxicol. 236, 105845(2021).
  46. Geret, F., Serafim, A., Barreira, L., João Bebianno, M. Response of antioxidant systems to copper in the gills of the clam Ruditapes decussatus. Marine Environ Res. 54 (3-5), 413-417 (2002).
  47. Fokina, N., Vasil'eva, O., Ruokolainen, T., Nemova, N. Changes in lipid composition and lipid peroxidation products content in the freshwater mussel Anodonta cygnea L. under cadmium effect. Limnol Freshw. Biol. (5), 286-296 (2019).
  48. Kim, S. K., Van Ta, Q. Potential Beneficial Effects of Marine Algal Sterols on Human Health. Adv Food Nutri Res. 64, 191-198 (2011).
  49. Payne, A. H., Hales, D. B. Overview of Steroidogenic Enzymes in the Pathway from Cholesterol to Active Steroid Hormones. Endocrine Rev. 25 (6), 947-970 (2004).
  50. Voogt, P. A., Den Besten, P. J., Kusters, G. C. M., Messing, M. W. J. Effects of cadmium and zinc on steroid metabolism and steroid level in the sea star Asterias rubens L. Comparat Biochem Physiol C Comparat Pharmacol. 86 (1), 83-89 (1987).
  51. Pino-Lagos, K., Benson, M. J., Noelle, R. J. Retinoic Acid in the Immune System. Ann New York Acad Sci. 1143 (1), 170-187 (2008).
  52. Lu, L., et al. Integrative proteomics and metabolomics reveal the stress response of semicarbazide in the sea cucumber Apostichopus japonicus. Front Marine Sci. 9, 992753(2022).
  53. Cuypers, A., et al. Cadmium stress: an oxidative challenge. BioMetals. 23 (5), 927-940 (2010).
  54. Wang, X., et al. Sex-Specific Differences in the Toxic Effects of Heavy Fuel Oil on Sea Urchin (Strongylocentrotus intermedius). Int J Environ Res Public Health. 18 (2), 499(2021).
  55. McCarty, L. S. Ecotoxicology dilemmas: issues with dose, causality, response, mixtures, andmodifying factors. Environ Toxicol Chem. 44 (1), 45-58 (2025).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

التعرض للكادميومالإجهاد التأكسدينشاط مضادات الأكسدةكروماتوغرافيا الغازمطياف الكتلةسمية المعادن الثقيلة

تم نشر هذه المقالة

الفيديو قريباً

تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.