يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

إدارة ما بعد زراعة الكبد وجمع العينات في السناجب الأرضية الدورية لتسلسل الحمض النووي الريبي أحادي الخلية

579 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/68443

⸱

سبتمبر 16, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Hepatic Surgery and Liver Transplantation Center of the Third Affiliated Hospital, Organ Transplantation Institute, Sun Yat-sen University; Organ Transplantation Research Center of Guangdong Province, Guangdong Province Engineering Laboratory for Transplantation Medicine, 2Guangdong Key Laboratory of Liver Disease Research, the Third Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 3Collage of Life Science, Shenyang Normal University, 4Institute of Organ Transplantation, Tongji Hospital, Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology; Key Laboratory of Organ Transplantation, Ministry of Education, Chinese Academy of Medical Sciences, NHC Key Laboratory of Organ Transplantation, 5The School of Life Science, Peking University

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

يصف هذا البروتوكول إجراءات التخزين البارد الممتد للكبد وزرع تقويم العظام في السنجاب الأرضي الدوريان (DGS; Spermophilus dauricus) ، سبات موسمي نموذجي. ويشمل طرقا لحصاد ترقيع الكبد وعينات الدم لإجراء تقييمات تنبؤية ومعالجتها للدراسات القائمة على الخلية الواحدة.

الملخص

يمثل التعافي الوظيفي للطعم والتوافق المناعي للمضيف مخاوف تنبؤية رئيسية بعد زراعة الكبد. بشكل حاسم ، تقدم نماذج القوارض التقليدية التي تستخدم الفئران أو الفئران نظرة ثاقبة محدودة لآليات إصابات الكسب غير المشروع الناجمة عن انخفاض حرارة الجسم أثناء الحفظ. وتؤكد هذه الفجوة الحاجة إلى نماذج بديلة. منذ ترقيع الكبد من السنجاب الأرضي Daurian المتكيف على البارد (DGS; Spermophilus dauricus) يمكن أن يحافظ على الحفاظ على البرد لفترات طويلة وبالتالي يدعم القدرة العالية على البقاء على قيد الحياة في DGSs بعد الزرع ، وبالتالي ، فإن هذا البروتوكول يوضح بالتفصيل رعاية الأساسية بعد الجراحة والمراقبة الفسيولوجية المطلوبة لموضوعات DGS المزروعة. علاوة على ذلك ، فإنه يوفر إجراءات موحدة لإعداد عينات ترقيع الكبد عالية الجودة للتقنيات التحليلية النهائية ، بما في ذلك تسلسل الحمض النووي الريبي أحادي الخلية (scRNA-seq) للتنميط النسخي والفحص النسيجي المرضي. يعد توليد عينات ترقيع DGS المعدة جيدا بنجاح الخطوة الأولى الحاسمة في تطبيق كل من المنهجيات التقليدية والمتطورة لدراسة هذا النموذج غير التقليدي ولكنه وثيق الصلة. يعالج هذا البروتوكول المعلومات متعددة الأوميك ل DGS ، وبالتالي تسهيل البحث المستقبلي حول التدخلات الجراحية ونمذجة الأمراض ليس فقط في القوارض السبات ولكن أيضا في الكائنات الحية المتخصصة الأخرى.

المقدمة

في العقدين الماضيين ، أدرك المزيد والمزيد من الباحثين أن القدرات التكيفية الفائقة للأنواع في حالة السبات توفر فرصا لا تقدر بثمن للكشف عن آليات جديدة في التكيف البيولوجي ، ويمكن أن تلهم اختراقات في مختلف المجالات الطبية مثل الحفاظ على الأعضاء وإعادة التأهيل الأيضي1،2،3،4،5،6،7،8. أول بروتوكول جراحي شامل للحفاظ على البرد لفترات طويلة للكبد وزرع تقويم العظام في السبات ، السنجاب الأرضي Daurian (DGS ؛ Spermophilus dauricus) ، وقد تم إنشاؤه مؤخرا. على ما يبدو ، تتيح الطبيعة التكيفية للبرودة ل DGS التخزين البارد الممتد للطعوم المانحة وبقاء المتلقية بعد الزرع بشكل عال. وبالتالي ، هناك حاجة إلى بروتوكول متابعة لمراقبة تعافي بعد الجراحة وإعداد عينات لمختلف الدراسات النسيجية المرضية والسرطانية.

بالنظر إلى الاختلافات الفسيولوجية الكبيرة بين DGSs ونماذج القوارض القياسية ، والتغيرات الفسيولوجية المعقدة والديناميكية بعد زرع الكبد في المتلقية ، فإن الحصول على عينات عالية الجودة منها أمر بالغ الأهمية للتحليلات النهائية وبالتالي فهم فسيولوجيا مضيف الكسب غير المشروع بعد الزرع. بخلاف شراء عينات الدم وأنسجة الكبد ومعالجتها وفحصها بالطرق التقليدية ، فإن التفكك الناجح لخلايا الكبد المتني التي هي خلايا الكبد ، والخلايا غير المتني (NPCs) التي تشمل الخلايا البطانية ، والخلايا النجمية ، وخلايا كوبفر ، والخلايا المناعية الأخرى من شأنه أن يمكن من توضيح التفاعلات الخلوية والجزيئية المعقدة بعد الجراحة مع الأوميكس المتعددة القائمة على الخلية المفردة سريعة التطور. تحقيقا لهذه الغاية ، تم تطوير الطريقة الكلاسيكية القائمة على تروية الكولاجيناز منذ أوائل الخمسينيات من القرن العشرين وصقلهاباستمرار 9،10،11. ومع ذلك ، فإن التركيب التشريحي المميز لكبد DGS ، والالتصاقات بعد الجراحة الناجمة عن إعادة بناء الأوعية الدموية ، والتغيرات الفسيولوجية التي تسببها الجراحة في ترقيع الكبد تتطلب جميعها ضبطا دقيقا لظروف الاستخراج.

يوفر هذا البروتوكول إرشادات مفصلة للإدارة بعد الجراحة وجمع العينات في DGSs بعد زراعة الكبد. على وجه التحديد ، يتيح هذا البروتوكول عزل خلايا الكبد من ترقيع الكبد ذات الإنتاجية العالية وقابلية الخلايا للبقاء ، ويفصل المعالجة اللاحقة لخلايا الكبد المعزولة لتسلسل الحمض النووي الريبي أحادي الخلية (scRNA-seq).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على جميع التجارب على من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامه بجامعة بكين (LSC-WangSQ-2). تم إنتاج DGS المستخدمة في هذه الدراسة في المختبر بواسطة الإناث الحوامل DGS التي تم التقاطها في الأراضي العشبية في مدينة Zhangjiakou. كان عمر حوالي 1-2 سنة وقت التجربة. تم استخدام DGS ، من الذكور والإناث ، والتي يتراوح وزنها بين 180 و 400 جم ، كمتبرعين ومتلقين. كان وزن المتلقي أكبر قليلا من وزن المتبرع ، بفارق أقل من 50 جم. يتم سرد الكواشف والمعدات المستخدمة في جدول المواد.

1. رعاية ما بعد الزرع

  1. ضع DGSs بعد زراعة الكبد في بيئة دافئة ونظيفة تحت دورة ضوئية / داكنة 12:12 ، مع توفير الطعام القياسي للمياه في المختبر وتوفير المادة.
  2. راقب وزن الجسم يوميا ، وقم بتقييم شق البطن بحثا عن النزيف ، وراقب الحالة العقلية للمتلقي ومستويات نشاطه.
  3. بعد العملية مباشرة، يتم تطبيق الحقن تحت الجلد من سيفوروكسيم (16 ملغ/كغ) وبوبرينورفين (0.05 ملغ/كغ) كل 12 ساعة ولمدة 3 أيام.
  4. حقن تاكروليموس عن طريق الحقن العضلي (1 ملغ/كغ) يوميا حتى 24 ساعة قبل حصاد الأنسجة.
    ملاحظة: نظرا لأن DGSs مشتقة بشكل أساسي من الصيد البري ، فإن العوامل المناعية للزرع تظل لا يستهان بها. يعتبر الزرع بين DGSs زرعا خيفيا (وليس الزرع المتزامن). إذا كانت الدراسة بحاجة إلى استبعاد العوامل المناعية ، مثل الرفض ، فتأكد من توحيد تاكروليموس في فترة ما بعد الجراحة.

2. تحضير عينة الكسب غير المشروع

  1. إعداد الحلول والأدوات
    1. تحضير 50 مل من HBSS مع 500 ميكرومتر EGTA (Ca2+- و Mg2+ خالية ؛ درجة الحموضة 7.4). يسخن مسبقا في حمام مائي 40 درجة مئوية قبل الاستخدام.
    2. قم بإذابة الكولاجيناز الوريدي (0.4 مجم / مل) في 50 مل من HBSS (مع Ca2+ و Mg2+) واحتضان في حمام مائي 40 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة.
    3. محلول بيركول: امزج بيركول مع 10× PBS بنسبة 9: 1 (حجم / حجم) ، وقم بتخفيفه ب 1× PBS بنسبة 9: 1 (حجم / حجم) في أنبوب 15 مل. احتفظ بالمحلول على الثلج.
      ملاحظة: 5 مل 90٪ محلول Percoll يكفي لكل DGS.
    4. اغمر الأدوات الجراحية في 70٪ إيثانول لمدة 30 دقيقة قبل الاستخدام.
    5. قم بتجميع نظام التروية الذي يشتمل على مضخة تمعجية بسرعة قابلة للتعديل وأنابيب سيلاستية وحمام مائي. اغسل الأنبوب بمحلول ملحي دافئ لتطهير فقاعات الهواء ، وقم بتوصيل مرشح معقم 0.22 ميكرومتر بمخرج الأنبوب.
      ملاحظة: قبل تطهير فقاعات الهواء ، من الضروري شطف الأنبوب المعاد استخدامه عن طريق تشغيل 70٪ من الإيثانول جيدا لمدة 15 دقيقة ، متبوعا بالشطف الكامل باستخدام ddH2O لمدة 15 دقيقة للتخلص من الإيثانول المتبقي.
  2. إجراء
    1. قم بتخدير DGS بعد الزرع عن طريق الحقن داخل الصفاق بنسبة 2.5٪ ثلاثي برومو إيثانول بجرعة 1 مل / 100 جم من وزن الجسم. قم بإجراء اختبارات لفقدان ردود الفعل ، مثل رد الفعل على قرص إصبع القدم ، لضمان التخدير الكامل.
    2. احلق فرو البطن وكبح جماح DGS على اللوح الجراحي بحيث يكون الجانب البطني متجها لأعلى.
    3. رش 70٪ إيثانول على منطقة بطن ثم افتح تجويف البطن عن طريق عمل شق صليبي كبير في الجلد والصفاق بمقص حاد وملقط مسنن.
    4. حرك الأمعاء برفق إلى اليمين خارج تجويف البطن باستخدام قطعة قطن حتى يتم الكشف بوضوح عن طعم الكبد والوريد البابي (PV) والوريد الأجوف السفلي (IVC) (الشكل 1 أ).
      ملاحظة: بسبب التصاقات ما بعد الجراحة في تجويف البطن بعد زراعة الكبد ، قم بتشريح الالتصاقات برفق باستخدام قطعة قطن رطبة.
    5. أدخل حقنة سعة 5 مل في IVC أسفل الفغرة المفاغرة لجمع 1-2 مل من الدم ، وقم على الفور بالضغط الخفيف على موقع الثقب باستخدام قطعة قطن جافة لتحقيق الإرقاء بعد سحب الإبرة من الوعاء (الشكل 1 ب).
      ملاحظة: لتقليل النزيف ، يمكن استبدال الإبرة بإبرة من حقنة سعة 1 مل ، أي حوالي 30 جم.
    6. مع الاتجاه المشطب، قم بثقب الكهروضوئية برفق باستخدام قسطرة 22 جيجا بزاوية 15 درجة بالنسبة لسطح الوعاء الدموي، متبوعا بسحب إبرة القسطرة. بمجرد تأكيد الثقب الناجح ، قم بتقدم القنية برفق بمقدار 1-1.5 سم إضافي عبر الوعاء. قم بتأمين موضع القنية باستخدام مشبك وعائي (الشكل 1 ج).
      ملاحظة: إذا تم وضع القنية بشكل صحيح ، فسيكون التدفق العكسي للدم مرئيا. إذا فشلت القنية الكهروضوئية أو واجهت تحديات فنية ، فانتقل إلى قنية IVC تحت الكبد وقم بتعيين PV كمسار تدفق النفاذ.
    7. ابدأ تشغيل مضخة التروية بمحلول ملحي دافئ عند 6-8 مل / دقيقة ، ثم قم بتوصيل مرشح 0.22 ميكرومتر المذكور أعلاه بالقنية.
    8. بمجرد بدء التروية عبر PV ، قم بعمل شق في IVC للسماح بتصريف الدم. مطلوب 50-80 مل من المحلول الملحي للتروية الكافية (الشكل 1 د).
      ملاحظة: يتم تأكيد التروية الناجحة عندما ينتقل الكبد المزروع إلى اللون الأصفر والأبيض الباهت خلال هذه العملية. قد تبقى بعض مناطق الاحتقان ذات اللون الأحمر الداكن على سطح الكبد ولا يمكن إزالتها تماما ، ومن المحتمل أن تكون ناتجة عن صدمة كبدية أثناء الجراحة مثل إصابة نقص تروية التروية.
    9. بعد التروية الكافية مع 50-80 مل من المحلول الملحي الدافئ ، أوقف المضخة مؤقتا.
    10. قم بربط الفص الجانبي الأيسر في قاعدته باستخدام خياطة حريرية 2-0 ، متبوعا باستئصال الفص البعيد إلى موقع الربط. وبالمثل ، يتم ربط الفص المتوسط في قاعدته واستئصاله باستخدام نفس الطريقة (الشكل 1E ، F).
      ملاحظة: يتم إجراء استئصال الكبد الجزئي لتعظيم استخدام الكبد المزروع لأغراض تجريبية متعددة ولتقليل استهلاك محلول الكولاجيناز مع تسهيل الهضم الشامل للكبد.
    11. قسم أنسجة الكبد المقطوعة إلى عدة قطع: يتم استخدام جزء واحد لعزل NPC متبوعا ب scRNA-seq ، والأجزاء الأخرى مثبتة في 4٪ بارافورمالديهايد للتقسيم النسيجي ، أو مجمدة في النيتروجين السائل لتجارب أخرى.
      ملاحظة: يمكن تنفيذ الخطوة 2.2.11 من قبل شخص آخر بالتزامن مع الخطوات التالية لتوفير الوقت.
    12. عزل الشخصيات غير القابلة للعب (NPCs). قم بتقطيع الأنسجة إلى حوالي 1-2 مم3 قطع في وسط RPMI-1640 ، وهضمها إنزيميا باستخدام gentMACS وفقا لتعليمات الشركة المصنعة (انظر جدول المواد). تم تحديد صلاحية الخلية وتركيز الخلية باستخدام عداد الخلايا الآلي.
      ملاحظة: تمضي الخطوة 12.2.2 والخطوات 13.2.2-5.3.2 بشكل متزامن.
    13. قطع الحجاب الحاجز وتثبيت IVC فوق الكبدي (الشكل 1G).
    14. انقل أنبوب المدخل إلى مخزن مؤقت EGTA المسخن مسبقا. أعد تشغيل المضخة بمعدل 6-8 مل / دقيقة.
    15. قم بتثبيت IVC بشكل دوري لمدة 5-10 ثوان لتسهيل توزيع محلول التروية المنتظم في جميع أنحاء الحمة الكبدية. يتضخم الكبد بشكل واضح أثناء التثبيت ويسترخي عند الإفراج.
      ملاحظة: من الأهمية بمكان تجنب انقطاع التصريف لفترات طويلة ، حيث يؤدي الانسداد الممتد إلى تمزق النسيج الضام الرقيق المحيط بالكبد ، مما يؤدي إلى تعطيل التروية أو ديناميكيات السوائل في القاع الشعري الكبدي. علاوة على ذلك ، قد يؤدي الانسداد المستمر إلى الإضرار ببقاء الخلايا وتقليل الإنتاجية بسبب حساسية خلايا الكبد للقوى الميكانيكية.
    16. بعد التروية ب 40-50 مل من محلول EGTA ، ابدأ التروية العازلة للكولاجيناز بمعدل 4-6 مل / دقيقة لمدة 8-10 دقائق. قم بتثبيت الأوعية الدموية السائلة لفترة وجيزة كما في الخطوات أعلاه (الشكل 1H).
      ملاحظة: بعد 5-6 دقائق من تروية الكولاجيناز ، يصبح الكبد أكثر نعومة بشكل ملحوظ ، وتظهر شقوق سطحية. إذا كانت هذه التغييرات المورفولوجية غائبة ، قلل سرعة التروية إلى 3-4 مل / دقيقة وقم بتمديد إجمالي وقت الهضم إلى 12-13 دقيقة. عند الانتهاء من 50 مل من تروية الكولاجيناز ، يظهر الكبد تناسقا قابلا للتفتيت يشبه التوفو ، وهو مؤشر على الهضم الكافي (الشكل 11).
    17. أوقف المضخة وقم بإزالة القنية. اقطع الكبد عن الجسم ، ضعه في طبق 5 سم مع 10 مل من وسط DMEM / F12 مثلج.
  3. تنقية خلايا الكبد
    1. قم بتمزيق الكبد لتحرير الخلايا ونقل محلول الخلية إلى مخروطي 50 مل مع وضع مرشح 70 ميكرومتر فوقه.
    2. بعد طرد معلق الخلية عند 50 × جم لمدة 3 دقائق عند 4 درجات مئوية ، تخلص من المادة الطافية وأعد تعليق الحبيبات ب 20 مل 1× PBS. كرر هذه الخطوة 3 مرات. أعد تعليق حبيبات الخلية بوسط 5 مل DMEM / F12 بعد آخر عملية طرد مركزي.
    3. امزج معلق الخلية برفق بحجم متساو من محلول Percoll بنسبة 90٪ في أنبوب سعة 15 مل. جهاز طرد مركزي عند 200 × جم لمدة 10 دقائق عند 4 درجات مئوية.
      ملاحظة: بعد الطرد المركزي Percoll ، ينقسم الخليط إلى ثلاث طبقات متميزة: تحتوي الطبقة العليا (حوالي 0.5-1 مل) على خلايا ميتة ، بينما تتركز خلايا الكبد القابلة للحياة في الطبقة السفلية (حوالي 0.5-0.8 مل) (الشكل 2). عادة ما يتم الحصول على عائد من 5-8 × 107 خلايا كبدية قابلة للحياة مع قابلية البقاء بنسبة >80٪ باستخدام هذا البروتوكول. (الشكل 3 أ ، ب).
    4. استنشق الخلايا الميتة والمادة الطافية بعناية ، وتجنب الاضطراب الشديد للطبقات ، وأعد تعليق الخلايا القابلة للحياة باستخدام 10 مل DMEM / F12 وسط. جهاز طرد مركزي عند 50 × جم لمدة 5 دقائق عند 4 درجات مئوية.
    5. تخلص من المادة الطافية وأعد تعليق خلايا الكبد المنقاة ب 1-5 مل 1× PBS مكمل ب 2٪ مصل أبقار الجنين إلى تركيز نهائي من 500-1200 خلية / ميكرولتر.
    6. امزج خلايا الكبد والخلايا غير القابلة للعب بنسبة 1: 1 من الكمية ، أي تم تحضير معلق الخلية عن طريق خلط 10,000 خلية كبد و 10,000 من الخلايا غير القابلة للعب
  4. سلسلة ScRNA
    ملاحظة: تم تنفيذ الخطوات 2.4.1-2.4.3 وفقا لدليل المستخدم الخاص بمجموعة إعداد مكتبة التعبير الجيني أحادية الخلية 3 القائمة على القطيرات12. تم استخدام منصة التقسيم والترميز الشريطي أحادية الخلية القائمة على الموائع الدقيقة القائمة على القطرات ، والتي تشمل الخطوات الحاسمة لتوليد مستحلبات حبة الهلام (GEM) ، وبناء مكتبة (كدنا) ، وتسلسل Illumina باتباع البروتوكولات القياسية.
    1. لإجراء توليد GEM والترميز الشريطي ، استخدم معلقا للخلية يحتوي على 20,000 خلية كبد و NPCs. كفاءة التقاط الخلية لا تقل عن 60٪.
    2. لتضخيم (كدنا) ، قم بتنظيف عينات ما بعد GEM-RT وفقا لدليل المستخدم12.
    3. بناء المكتبة
    4. تسلسل مكتبات الحمض النووي الريبي أحادية الخلية باستخدام منصة تسلسل لتحقيق عمق 150 جيجابايت لكل عينة ؛ إلغاء تعدد ملفات المكالمات الأساسية الأولية في ملفات FASTQ باستخدام Cell Ranger (v8.0.0).
    5. قم بمحاذاة ملفات FASTQ مع جينوم Ictidomys tridecemlineatus (انضمام NCBI: GCF_016881025.1) لقياس كمية التعبير ، واستكمال سير العمل التجريبي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

كشف الفحص النسيجي للطعوم المخزنة عند 4 درجات مئوية لمدة 24 ساعة وزرعها في DGS عن بنية فصيصات الكبد الطبيعية مع الحد الأدنى من علامات الالتهاب أو النخر أو ركود صفراوي في يومي ما بعد الجراحة 3 و 6 ، مقارنة بالمجموعة التي يتم تشغيلها بواسطة الوهم (الشكل 4A-C).

يستغرق عزل خلايا الكبد الأولية من DGS بعد الجراحة حوالي ساعة واحدة. باستخدام البروتوكول الموصوف ، يمكن الحصول على أكثر من 5 × 107 خلايا كبدية ، مع بقاء الخلية بحوالي...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

باتباع البروتوكول الذي يصف حفظ الكبد البارد من المتبرع وزرعها في DGSs ، فإن الإجراءات الموضحة هنا توضح بالتفصيل المراقبة بعد الجراحة والإدارة الدوائية المصممة خصيصا ل DGSs المزروعة بكبد مخزنة على البارد لمدة 24 ساعة على الأقل. يتيح هذا البروتوكول بقاء المتلقي على قيد الحياة بعد 7 أيام بعد الزرع ، مما يدل على مزايا واضحة للسبات كنماذج بحثية للحفاظ على الأعضاء13،14 والزرع على نماذج القوارض القياسية.

هنا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى أصحاب البلاغ تضارب في المصالح للإعلان.

شكر وتقدير

تم دعم هذه الدراسة من قبل المشروع الرئيسي للأمراض المزمنة غير المعدية - العلوم والتكنولوجيا الوطنية (2023ZD0507600) ، ومنح المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (82170671 ، 92254301 ، 32230048 ، 82371794 ، 32301306) ، البرنامج الوطني للبحث والتطوير (2024YFA0916804) ، والأكاديمي لمؤسسة التعليم بجامعة تشجيانغ مؤسسة Shusen Lanjuan Talent Foundation.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
1&مرات ؛ برنامج تلفزيونيسيرفيسبيوجي 4202
10× برنامج تلفزيونيسيرفيسبيوجي 4207
4٪ بارافورمالديهايدبيوشاربBL539 أ
بوبرينورفينشافعيH12020276
قنية (22 جم)براون4254090 ب
سيفوروكسيمسيليكE4838
طبق زراعة الخلايا (60 مم)عش705001
الكولاجيناز الرابعسيجما ألدريتشج 5138
أنبوب مخروطي (15 مل)عش601052
أنبوب مخروطي (50 مل)عش602052
مسحة قطنيةمتجر مستلزمات المنزل
Countstar عدد الخلايا الآليرويوالكونت ستار ريجل S2
دي إم إيم / إف 12جيبيكوC11330500BT
إيجا تي إي تي إيسيجما ألدريتشE4378
FBSجيبكو10099-141
مرشح (0.22 μ m)ميرك ميليبورSLGP033RB
فلتر (70 μ m)بيولوجيكس15-1070
جنتل ماكسميلتيني130-093-235
HBSS (مع Ca2+ و Mg2+)سيرفيسبيوجي 4204
HBSS (بدون Ca2+ و Mg2+)سيرفيسبيوجي 4203
طقم تفكيك الشخصيات غير القابلة للعبميلتيني130-096-730
بيركولسيتيفا17-0891-09
مضخة تمعجيةيويانبي تي 100
RPMI-1640جيبيكوC11875500BT
ملحSRBريال سعودي009
المنظمIllumina نوفاسيك اكس بلس
أنابيب سيلاستيكتيجونE-3603
خياطة الحريرإيثيكونSA845G
حقنة (1 مل)ليج ساينسإل جي 05-124ستكون هناك حاجة فقط إلى إبرة من المحقنة
حقنة (2 مل)ليج ساينسإل جي 05-124ستكون هناك حاجة فقط إلى برميل من الحقنة
تاكروليموسسيليكS5003
نقل الماصةبيولوجيكس30-0138 أ1
كحول ثلاثي البرومويثيلسيجما ألدريتشتي 48402
حمام مائيوهبساب 2

المراجع

  1. Ou, J., et al. IPSCs from a hibernator provide a platform for studying cold adaptation and its potential medical applications. Cell. 173 (4), 851-863 (2018).
  2. Zhang, X., et al. 5-aminolevulinate improves metabolic recovery and cell survival of the liver following cold preservation. Theranostics. 12 (6), 2908-2927 (2022).
  3. Zhang, X., et al. Cold-induced Foxo1 nuclear transport aids cold survival and tissue storage. Nat Commun. 15 (1), 2859(2024).
  4. Zhang, L., et al. Cross-species metabolomic profiling reveals phosphocholine-mediated liver protection from cold and ischemia/reperfusion. Am J Transplant. 24 (11), 1979-1993 (2024).
  5. Chen, L., et al. Synergy of 5-aminolevulinate supplement and cx3cr1 suppression promotes liver regeneration via elevated igf-1 signaling. Cell Rep. 42 (8), 112984(2023).
  6. Arnold, C. Hibernation science harnessed to treat obesity and modify metabolism. Nat Med. 30 (10), 2700-2703 (2024).
  7. Bao, Z., et al. Fatty acid metabolization and insulin regulation prevent liver injury from lipid accumulation in Himalayan marmots. Cell Rep. 42 (7), 112718(2023).
  8. Carey, H. V., Andrews, M. T., Martin, S. L. Mammalian hibernation: Cellular and molecular responses to depressed metabolism and low temperature. Physiol Rev. 83 (4), 1153-1181 (2003).
  9. Miller, L. L., Bly, C. G., Watson, M. L., Bale, W. F. The dominant role of the liver in plasma protein synthesis; a direct study of the isolated perfused rat liver with the aid of lysine-epsilon-c14. J Exp Med. 94 (5), 431-453 (1951).
  10. Shen, L., Hillebrand, A., Wang, D. Q., Liu, M. Isolation and primary culture of rat hepatic Cells. J Vis Exp. (64), e3917(2012).
  11. Breuer, E., Humar, B. Isolation of regenerating hepatocytes after partial hepatectomy in mice. J Vis Exp. (190), e64493(2022).
  12. User guides. , X Genomics. https://cdn.10xgenomics.com/image/upload/v1725314293/support-documents/CG000731_ChromiumGEM-X_SingleCell3v4_UserGuide_RevB.pdf (2024).
  13. Hadj-Moussa, H., Storey, K. B. Bringing nature back: Using hibernation to reboot organ preservation. FEBS J. 286 (6), 1094-1100 (2019).
  14. Ratigan, E. D., McKay, D. B. Exploring principles of hibernation for organ preservation. Transplant Rev (Orlando). 30 (1), 13-19 (2016).
  15. Merriman, D. K., Lahvis, G., Jooss, M., Gesicki, J. A., Schill, K. Current practices in a captive breeding colony of 13-lined ground squirrels (Ictidomys tridecemlineatus). Lab Anim (NY). 41 (11), 315-325 (2012).
  16. Vaughan, D. K., Gruber, A. R., Michalski, M. L., Seidling, J., Schlink, S. Capture, care, and captive breeding of 13-lined ground squirrels, Spermophilus tridecemlineatus. Lab Anim (NY). 35 (4), 33-40 (2006).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

تم نشر هذه المقالة

الفيديو قريباً

تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.