مقالة منهجية

نمذجة عدوى الزائفة الزائفة المستمرة في يرقات أسماك الزرد المصابحة

DOI:

10.3791/68464

⸱

يونيو 13, 2025

 , 
1Laboratory of Pathogens and Host Immunity (LPHI), CNRS, Inserm, Université de Montpellier

في هذه المقالة

إشعار تصحيح

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يوجد حاليا نقص في نماذج في الجسم الحي قابلة للفحص الدوائي ضد الالتهابات البكتيرية المزمنة. هنا ، نصف بروتوكولا لعدوى الجرح بواسطة عزلة سريرية Pseudomonas aeruginosa لتوليد عدوى مستمرة في يرقات الزرد.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الزائفة الزنجارية هي مسببات الأمراض البشرية الرئيسية ، لا سيما في التهابات الجروح المزمنة والالتهابات الرئوية المزمنة (خاصة في مرضى التليف الكيسي (CF)). الالتهابات البكتيرية المزمنة مقاومة للعلاجات بالمضادات الحيوية وهناك حاجة ملحة لنماذج العدوى المزمنة في الجسم الحي قابلة للفحص الدوائي لتطوير علاجات فعالة. هنا ، نصف بروتوكول العدوى بواسطة P. aeruginosa عزل سريري من مريض التليف الكيسي ، معبرا بشكل أساسي عن البروتين الفلوري الأخضر (GFP) ، لتوليد عدوى الجرح المستمرة في يرقات سمك الزرد. يتم غمر الأجنة المصابة بزعنفة الذيل في معلق بكتيري لمدة 1.5 ساعة ، وغسلها ، ومراقبتها بحثا عن الحمل البكتيري لمدة 3 أيام. تم قياس العبء البكتيري يوميا عن طريق حساب وحدات تشكيل مستعمرة الفلورسنت (CFU) من اليرقات المصابة المحللة ، مما سمح بعدوى مستمرة. علاوة على ذلك ، كانت بكتيريا المتصورة الزنجارية الثابتة مقاومة للعلاج بالمضادات الحيوية. يوفر هذا النموذج الجديد في الجسم الحي لعدوى المتصورة الزنجارية المستمرة فرصا لتقييم فعالية العلاجات المبتكرة ضد الالتهابات المزمنة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pseudomonas aeruginosa هي بكتيريا مسببة للأمراض سالبة الجرام مسؤولة عن الاستعمار المزمن في مرضى التليف الكيسي (CF) والجروح1،2. ينتمي المتصورة الزنجارية إلى مجموعة مسببات الأمراض ESKAPEE وتعترف بها منظمة الصحة العالمية كأولوية حاسمة للعلاجاتالجديدة 3. يصعب علاج الالتهابات البكتيرية المزمنة بالمضادات الحيوية بسبب مقاومة الأدوية التكيفية ، والتي ترتبط بعوامل متعددة ، بما في ذلك نمط حياة الأغشية الحيوية ، وانخفاض النمو ، وانخفاض نشاط التمثيل الغذائي4 ، وكذلك دورة الحياة داخلالخلايا 5. تعتبر النماذج في الجسم الحي ضرورية لفهم وعلاج العدوى المزمنة المتصورة الزنجارية بشكل أفضل.

في حين تم استخدام العديد من النماذج في الجسم الحي لتقييم ضراوة المتصورة الزنجارية ، سمح عدد قليل جدا من النماذج بتقليد الاستعمار المستمر واختبار فعالية العلاجات على العدوىالمزمنة 6. تعتمد النماذج الحيوانية لدراسة P. aeruginosa التسبب المزمن بشكل أساسي على إدارة البكتيريا المضمنة في حبات الأجار في الرئتين7. كما تم تطوير نموذج العدوى الجلدية المزمنةللفئران 8. أسماك الزرد (Danio rerio) ، التي تتمتع بمزايا عديدة (قضايا أخلاقية معتدلة ، تكلفة منخفضة ، إنتاج بيض مرتفع) ، هي نموذج فقاريات جذاب في الجسم الحي لاختبار المخدرات ، والذي يسمح أيضا بالتصور في الوقت الفعلي عالي الدقة ل P. aeruginosa والخلايا المضيفة بفضل شفافية الجنين9.

كما ورد في مراجعة ، في الدراسات السابقة استخدمت السلالات المختبرية المتصورة الزائفة الزنجارية (PAO1 و PA14 و PAK) بشكل أساسي في نموذج عدوى أسماك الزرد ، حيث تسببت في عدوىحادة 9. لقد طورنا مؤخرا بروتوكول عدوى الجرح يعتمد على غمر الأجنة المبتورة بزعانف الذيل مع P. aeruginosa سلالة PAO1 ، والتي تسببت في عدوى حادة10. العدوى عن طريق غمر الأجنة المصابة ، والتي تعكس وضع العدوى الطبيعية ل P. aeruginosa ، هي طريقة من العدوى قابلة للتكرار وأسهل من الحقن المجهري.

كان هدفنا هو وضع بروتوكول لعدوى المتصورة الزنجارية المستمرة في أسماك الزرد. لهذا الغرض ، كانت استراتيجيتنا هي استخدام P. aeruginosa السلالات السريرية ، والتي نادرا ما تم أخذها في الاعتبار في نموذج سمك الزرد11،12 ، جنبا إلى جنب مع مسار الجرح للعدوى. هنا ، نصف البروتوكول الذي طورناه لنمذجة الاستعمار المستمر لأجنة أسماك الزرد بناء على عدوى الجرح بواسطة P. aeruginosa CF العزلات السريرية. يلبي هذا النموذج الجديد في الجسم الحي توقعاتنا ويوفر فرصا جديدة لتقييم فعالية العلاجات في سياق الاستعمار المستمر ، كما هو موضح هنا وفي المادةالمصاحبة 13.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أجريت جميع تجارب أسماك الزرد الموصوفة في هذه الدراسة في جامعة مونبلييه باتباع مبادئ 3Rs - الاستبدال والاختزال والتنقيح - وفقا لإرشادات الاتحاد الأوروبي للتعامل مع المختبر وتمت الموافقة عليها من قبل Direction Sanitaire et Vétérinaire de l'Hérault و Comité d'Ethique pour l'utilisation d'animaux à des fins scientifiques تحت المرجع CEEA-LR-B4-172-37. تم إجراء جميع تجارب العدوى على الأجنة حتى 5 أيام بعد الإخصاب. التزم تربية أسماك الزرد البالغة (Danio rerio) من أسماك AB أو Golden Lines بالمبادئ التوجيهية الدولية المحددة في توجيه الاتحاد الأوروبي لحماية 2010/63 / EU. منشأة أسماك الزرد التابعة لجامعة مونبلييه مع الشروط القياسية المحددة على أنها 12 ساعة: 12 ساعة من الضوء: دورة مظلمة ، خزان من البولي كربونات سعة 3.5 لتر (بحد أقصى 22 سمكة لكل حوض) متصل بنظام إعادة تدوير بملوحة 4٪ / 400 ميكرو ثانية ودرجة حرارة الماء 28 درجة مئوية. تم إطعام الأسماك 2x يوميا بأغذية الأسماك.

1. إعداد الحلول

  1. قم بإعداد محلول عمل 1x لمياه الأسماك مع أو بدون الميثيلين الأزرق لزراعة أجنة الزرد (انظر الجدول 1).
  2. قم بإعداد 20 ضعفا من المخزون (0.4٪) و 1x محلول مخدر للتريكايين كما هو موضح في الجدول 1. لتجنب التجميد المتكرر وذوبان محلول المرق ، قم بإعداد 10 مل من 20x Tricaine وتخزينها عند -20 درجة مئوية.
  3. تحضير محلول تريتون 2٪ مخفف في محلول ملحي مخزن بالفوسفات 1x (PBS; الجدول 1).

2. تحضير لقاح  المتصورة الفلورية الزنجارية التي تعبر عن GFP بشكل أساسي

ملاحظة: يتم تنفيذ جميع الأعمال مع P. aeruginosa مع احتياطات BSL-2 في خزانة السلامة البيولوجية. P. aeruginosa يجب تعديل سلالات وراثيا للتعبير بشكل أساسي عن مراسل الفلورسنت ، مثل GFP (كما هو مستخدم هنا والموصف في13). يوصى بشدة باستخدام السلالات مع مراسل الفلورسنت المشفر بالكروموسومات لتجنب فقدان البلازميد في حالة مراسل الفلورسنت المشفر بالبلازميد.

  1. قبل يومين من الإصابة ، قم بإخراج مخزون من -80 درجة مئوية من المتصورة الزنجارية المعدلة وراثيا التي تعبر عن GFP على ألواح أجار LB (الجدول 1) واحتضانها طوال الليل عند 37 درجة مئوية.
  2. تحقق من تألق المستعمرات باستخدام مجهر فلوري (تكبير 6x) لتلقيح مستعمرة GFP + P. aeruginosa في 1 مل من مرق LB (الجدول 1) وتنمو بين عشية وضحاها عند 37 درجة مئوية مع الاهتزاز (180 دورة في الدقيقة).
  3. في يوم الإصابة ، قم بتخفيف المزرعة الليلية المذكورة أعلاه من P. aeruginosa عند 1:20 إلى 5 مل من مرق LB الطازج. تنمو البكتيريا عند 37 درجة مئوية مع الاهتزاز (180 دورة في الدقيقة) حتى تصل الثقافة إلى OD600 = 0.8. يجب أن يستغرق هذا حوالي 2-3 ساعات.
  4. جهاز الطرد المركزي للثقافة البكتيرية لمدة 10 دقائق في درجة حرارة الغرفة (RT) عند 3584 × جم. قم بإزالة المادة الطافية وأعد تعليق الحبيبات في 4 مل من ماء السمك بدون الميثيلين الأزرق.
  5. قم بتكييف حجم الاستزراع بماء السمك ليكون 7 × 107 إلى 1 × 108 CFU/mL. هذا يتوافق مع OD600 بحوالي 0.15 (يتم تكييفه لكل سلالة).
  6. لتحديد اللقاح ، قم بإجراء تخفيف تسلسلي للتعليق البكتيري ، لوحة 20 ميكرولتر من التخفيف 10-4 على لوحة أجار LB ، واحتضانها طوال الليل عند 37 درجة مئوية.
  7. عد مستعمرات GFP + تحت المجهر الفلوري لتحديد CFUs لللقاح.

3. جمع وتحضير أجنة الزرد

  1. قبل 3 أيام من تجربة الغمر البكتيري ، قم بإعداد أزواج تربية أسماك الزرد. ضع ذكرا وأنثى متكاثرين في خزان تهجين.
  2. في صباح اليوم التالي ، اجمع البيض بعد الإخصاب باستخدام مصفاة شبكية دقيقة. ضع البيض الذي تم جمعه في طبق بتري يحتوي على ماء السمك مع الميثيلين الأزرق.
  3. لتجنب التلوث ، أضف قطرة واحدة من المبيض إلى طبق بتري. بعد 5 دقائق ، قم بتغيير ماء السمك باللون الأزرق الميثيلين لإزالة المبيض.
  4. تخلص من البويضات ذات النمو غير الطبيعي للجنين (البويضات غير المخصبة تشبه مرحلة البويضة المكونة من خلية واحدة) أو البويضات الميتة (المظهر الأبيض).
  5. في صباح يوم الإصابة (عند 2 dpf) ، قم بإزالة الأجنة بملقطين رفيعين جدا تحت المجهر المجسم (التكبير 11x). قم بتمزيق المشيمة باستخدام ملقط دون الضغط على الجنين من أجل تحريره.
  6. ضع الأجنة المفككة في طبق بتري يحتوي على سمك باللون الأزرق الميثيلين. احتضان الأطباق عند 28 درجة مئوية حتى الإصابة.

4. إصابة الجنين

  1. تخدير أجنة الزرد في ماء السمك بدون الميثيلين الأزرق ، الذي يحتوي على 0.02٪ تريكايين ، قبل حوالي 5 دقائق من الإصابة في طبق زراعة الخلايا (35 مم × 10 مم). لم تعد الأجنة تتحرك ولا تستجيب للمنبهات.
  2. ضع إبر 25 جرام فوق عيدان تناول الطعام لتسهيل التعامل مع الإبر.
  3. تحت المجهر الاستريو ، تخلص من الأجنة ذات النمو غير الطبيعي أو الميتة. باستخدام حركة دائرية للطبق ، اجمع كل الأجنة في الوسط.
  4. اعزل الأجنة واحدة تلو الأخرى باستخدام إبرتين في وضع رأسي (الرأس لأسفل - الذيل لأعلى) وضع الإبرة اليسرى عند الذيل لإبقائها مستقيمة. قطع الزعنفة على حافة الحبل الظهري بالإبرة اليمنى. قم بإجراء القطع دفعة واحدة. لا تتجاوز 10 دقائق بين القطع والغمر في المحلول البكتيري.

5. إصابة الأجنة المصابة

  1. تحت خزانة السلامة البيولوجية من النوع الثاني ، دوامة وإضافة P. aeruginosa محلول بحوالي 1 × 107 CFU / مل إلى صفيحة 6 آبار.
  2. اجمع الأجنة المصابة بماصة زجاجية من باستور يمكن التخلص منها وأضفها إلى المحلول البكتيري أسفل مركز السلامة الميكروبيولوجي. احتضان اللوحة عند 28 درجة مئوية لمدة 1.5 ساعة.
    ملاحظة: إذا كانت هناك حاجة إلى عدد كبير من اليرقات المصابة ، فقم بعمل مجموعات من حوالي 50 يرقة ، وقم بعمل الجرح ، واغمرها ، وكرر ذلك للمجموعة التالية.
  3. بعد الإصابة ، اغسل الأجنة تحت مركز السلامة الميكروبيولوجي كما هو موضح أدناه.
    1. انقل الأجنة بماصة زجاجية للغسيل إلى 10 مل من ماء السمك بدون أزرق الميثيلين ، مع إضافة أقل قدر ممكن من السائل ، لمدة 30 دقيقة في درجة حرارة الغرفة.
    2. انقل الأجنة المصابة مرة أخرى باستخدام ماصة زجاجية لغسل ثان إلى 4 مل من ماء السمك بدون الميثيلين الأزرق لبضع دقائق.
    3. انقل 24 جنينا مصابا بشكل فردي إلى صفيحة متعددة الآبار مع 1 مل من ماء السمك بدون الميثيلين الأزرق.
  4. ضع الأطباق في صندوق بلاستيكي في الحاضنة على حرارة 28 درجة مئوية. قم بترطيب الصندوق (باستخدام مناشف ورقية مبللة ، على سبيل المثال) للحد من التبخر.

6. بقاء الأجنة المصابة

  1. بالنسبة لدراسات بقاء الجنين ، تحقق من الجدوى تحت مجهر مجسم بعد 18 ساعة و 24 ساعة و 48 ساعة بعد الإصابة (hpi). يعتبر الجنين ميتا عندما يتوقف القلب والدورة الدموية.
  2. تمثيل معدلات الوفيات / البقاء على قيد الحياة باستخدام تمثيلات رسومية لدرج كابلان ماير (GraphPad Prism 8.3.0) وتحليل البيانات باستخدام رتبة سجل أو اختبارات إحصائية أخرى مناسبة.

7. عد العبء البكتيري في الأجنة المصابة (الشكل 1)

  1. قم بإجراء تحديد CFU من الأجنة المصابة في أربع نقاط زمنية مختلفة: 1.5 hpi ، أي مباشرة بعد الإصابة ، وبعد كل غسل عند 24 و 48 و 72 hpi مع 5 أجنة / نقطة زمنية. قم بتنفيذ جميع الخطوات تحت مركز السلامة الميكروبيولوجية.
  2. استعد لكل يرقات مصابة 1.5 مل من أنابيب الطرد المركزي الدقيقة التي تحتوي على 95 ميكرولتر من 1x PBS. حجم اليرقات حوالي 5 ميكرولتر.
  3. انقل اليرقات إلى صفيحة من 6 آبار مع 4 مل من ماء السمك بدون الميثيلين الأزرق لإجراء غسيل والقضاء على بكتيريا العوالق.
  4. ضع كل جنين في أنبوب طرد مركزي دقيق يحتوي على PBS ، مع إضافة أقل قدر ممكن من السائل. ما عليك سوى لمس الماصة الزجاجية التي تحتوي على اليرقات على سطح PBS للسماح لليرقات بالغرق في أنبوب الطرد المركزي الدقيق دون إضافة سائل.
  5. سحق الأجنة بشكل فردي باستخدام مدقة على جانب أنبوب الطرد المركزي الدقيق. احتفظ بالمدقة داخل الأنبوب. حدد نقطة النهاية عندما لا يتبقى جنين سليم.
  6. ارفع المدقة وأضف 100 ميكرولتر من PBS-Triton 2٪ لشطف أي بكتيريا متبقية من المدقة (التركيز النهائي هو 1٪). دوامة وانتظر 10 دقائق. لا تعالج أكثر من خمسة أجنة في نفس الوقت.
  7. قم بإسقاط 3x ، 10 ميكرولتر من المحللات غير المخففة على ألواح LB أجار لكل جنين. قم بإجراء تخفيف تسلسلي للمحللات في صفيحة سعة 96 بئرا حتى يتم الوصول إلى تخفيف 10-3 باستخدام ماصة متعددة القنوات. قم بإسقاط 3x و 10 ميكرولتر من التخفيف 10-1 و 10-2 و 10-3 بجوار الألواح غير المخففة على ألواح LB أجار واحتضان الألواح طوال الليل عند 37 درجة مئوية.
  8. عد مستعمرات الفلورسنت لكل تخفيف تحت المجهر واحسب CFU لكل جنين مصاب.

figure-protocol-1
الشكل 1: الجدول الزمني التجريبي لتقييم الفوعة البكتيرية والثبات في جنين الزرد. الاختصارات: CFU = وحدات تشكيل المستعمرة ، HPI = ساعات بعد الإصابة. تم إنشاء الرسم باستخدام BioRender.com. تم تعديل الرقم من13. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

8. اختبار العلاج ضد العدوى المستمرة (الشكل 2)

  1. تحضير محاليل المضادات الحيوية بمعدل 40 ضعفا من الحد الأدنى للتركيز المثبط (MIC) لسلالة المتصورة الزائفة الزنجارية . قبل التجربة ، تأكد من أن التركيز المختار للمضاد الحيوي ليس ساما للجنين.
  2. اتبع الخطوتين 7.1 و 7.2. ضع 1 مل من ماء السمك مع المضادات الحيوية في طبق مكون من 24 بئرا وقم بالتحكم بدون مضادات حيوية.
  3. انقل خمسة أجنة من خطوة الغسيل لكل معالجة إلى اللوحة المكونة من 24 بئرا ، مع إضافة أقل قدر ممكن من السائل.
  4. احتضن مع المضادات الحيوية لمدة 30 دقيقة في درجة حرارة الغرفة. ارجع إلى الخطوة 7.3. لتحديد الحمل البكتيري بعد العلاج.

figure-protocol-2
الشكل 2: الإجراء التجريبي المستخدم لتقييم فعالية العلاجات بالمضادات الحيوية على الأجنة المصابة. الاختصارات: ATB 30 '= العلاج بالمضادات الحيوية لمدة 30 دقيقة ، CFU = وحدات تشكيل المستعمرة ، HPI = ساعات بعد الإصابة. تم إنشاء الرسم باستخدام BioRender.com. تم تعديل الرقم من13. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعتبر جنين أسماك الزرد نموذجا مناسبا لمراقبة العدوى المستمرة بعزلات المتصورة الزنجارية الكيسي
استخدمنا وضع غمر الأجنة المصابة لتقييم ضراوة ثلاث عزلات CF (A6520 و B6513 و C6490) في الجسم الحي قمنا أيضا بتقييم سلوك عزلة التليف الكيسي المتأخرة المميزة جيدا ، RP73 ، والمعروفة بالاستعمار طويل الأمد في الشعب الهوائية للفأر14،15. كانت جميع عزلات التليف الكيسي الأربعة ضعيفة لل...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تعد نمذجة العدوى البكتيرية المزمنة في الجسم الحي أمرا ضروريا لفهم التسبب في العلاج وتقييم فعالية العلاج. هنا ، أنشأنا نموذجا لعدوى الجروح المستمرة في أسماك الزرد مناسب لاختبار الأدوية ضد المتصورة الزنجارية. هذا يملأ فجوة المنهجية الحالية بعدم وجود نماذج في الجسم الحي قابلة للفحص الدوائي ضد الالتهابات البكتيرية المزمنة. والجدير بالذكر أن هذا النموذج يحاكي سمة رئيسية للمزمنة ، أي مقاومة المضادات الحيوية التكيفية ، ويسمح بالبحث عن المركبات / المضادات الحيوية المحس...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ويعلن أصحاب البلاغ عدم وجود مصالح متضاربة.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نشكر ستيفان بونت (LPHI ، مونبلييه) ، الذي ساهم إلى حد كبير في وضع المنهجية وحقق النتائج الموضحة في الشكل 3 ، كما هو موضح في المقالةالمصاحبة 13. نشكر P. Plésiat (المركز المرجعي الوطني الفرنسي لمقاومة مضادات الميكروبات ، Besançon ، فرنسا) على توفير السلالات السريرية A6520 و B6513 و C6490 و A. Bragonzi (ميلانو ، إيطاليا) لتوفير سلالة RP73. نشكر C. Gonzalez و V. Goulian على مرفق النموذج المائي ZEFIX من LPHI. تم دعم هذا العمل من قبل Vaincre La Mucoviscidose (RF20200502703 و RF20210502864 و RF20220503060) وجمعية غريغوري ليمارشال. يتم دعم المرفق المائي من قبل برنامج H2020 التابع للجماعة الأوروبية [شبكة ماري كوري للتدريب المبتكر: اتفاقية المنحة رقم 955576].

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
إيثيل 3-أمينوبنزوات ميثان سلفوناتسيغماE50521
بيليه المكبسإيبندورف ، دوتشر33522
أملاح البحرالمحيطات الفورية ، أنظمة أحواض السمك    218035
تريتونيوروميدكس2000-ب

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Garcia-Clemente, M., et al. Impact of Pseudomonas aeruginosa Infection on Patients with Chronic Inflammatory Airway Diseases. J Clin Med. 9 (12), 3800(2020).
  2. Serra, R., et al. Chronic wound infections: the role of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus. Expert Rev Anti-Infect. 13 (5), 605-613 (2015).
  3. Tacconelli, E., et al. Discovery, research, and development of new antibiotics: the WHO priority list of antibiotic-resistant bacteria and tuberculosis. Lancet Infect Dis. 18, 318-327 (2018).
  4. La Rosa, R., Johansen, H. K., Molin, S. Persistent Bacterial Infections, Antibiotic Treatment Failure, and Microbial Adaptive Evolution. Antibiotics. 11 (3), 419(2022).
  5. Kember, M., Grandy, S., Raudonis, R., Cheng, Z. Y. Non-Canonical Host Intracellular Niche Links to New Antimicrobial Resistance Mechanism. Pathogens. 11 (2), 220(2022).
  6. Lorenz, A., Pawar, V., Häussler, S., Weiss, S. Insights into host-pathogen interactions from state-of-the-art animal models of respiratory Pseudomonas aeruginosa infections. FEBS Lett. 590, 3941-3959 (2016).
  7. Reyne, N., McCarron, A., Cmielewski, P., Parsons, D., Donnelley, M. To bead or not to bead: A review of Pseudomonas aeruginosa lung infection models for cystic fibrosis. Front Physiol. 14, 1104856(2023).
  8. Pletzer, D., Mansour, S. C., Wuerth, K., Rahanjam, N., Hancock, R. E. W. New Mouse Model for Chronic Infections by Gram-Negative Bacteria Enabling the Study of Anti-Infective Efficacy and Host-Microbe Interactions. mBio. 8, e00140-e00217 (2017).
  9. Pont, S., Blanc-Potard, A. B. Zebrafish Embryo Infection Model to Investigate Pseudomonas aeruginosa Interaction With Innate Immunity and Validate New Therapeutics. Front Cell Infect Microbiol. 11, 745851(2021).
  10. Nogaret, P., El Garah, F., Blanc-Potard, A. B. A Novel Infection Protocol in Zebrafish Embryo to Assess Pseudomonas aeruginosa Virulence and Validate Efficacy of a Quorum Sensing Inhibitor In Vivo. Pathogens. 10 (4), 401(2021).
  11. Phennicie, R. T., Sullivan, M. J., Singer, J. T., Yoder, J. A., Kim, C. H. Specific resistance to Pseudomonas aeruginosa infection in zebrafish is mediated by the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator. Infect Immunity. 78 (11), 4542-4550 (2010).
  12. Kumar, S. S., et al. Dual Transcriptomics of Host-Pathogen Interaction of Cystic Fibrosis Isolate Pseudomonas aeruginosa PASS1 With Zebrafish. Front Cell Infect Microbiol. 8, 406(2018).
  13. Pont, S., et al. Intracellular Pseudomonas aeruginosa persist and evade antibiotic treatment in a wound infection model. PLoS Pathogens. 21 (2), e1012922(2025).
  14. Facchini, M., De Fino, I., Riva, C., Bragonzi, A. Long Term Chronic Pseudomonas aeruginosa Airway Infection in Mice. J Vis Exp. (85), e51019(2014).
  15. Bianconi, I., et al. Comparative genomics and biological characterization of sequential Pseudomonas aeruginosa isolates from persistent airways infection. BMC Genom. 16, 1105(2015).
  16. Buyck, J. M., Tulkens, P. M., Van Bambeke, F. Pharmacodynamic evaluation of the intracellular activity of antibiotics towards Pseudomonas aeruginosa PAO1 in a model of THP-1 human monocytes. Antimicro Agents Chemother. 57 (5), 2310-2318 (2013).
  17. Volpe, D. A. Permeability classification of representative fluoroquinolones by a cell culture method. Aaps Pharmsci. 6 (2), 1-6 (2004).
  18. Pang, Z., Raudonis, R., Glick, B. R., Lin, T. J., Cheng, Z. Y. Antibiotic resistance in Pseudomonas aeruginosa: mechanisms and alternative therapeutic strategies. Biotechnol Adv. 37 (1), 177-192 (2019).
  19. Lamberti, Y., Surmann, K. The intracellular phase of extracellular respiratory tract bacterial pathogens and its role on pathogen-host interactions during infection. Curr Opin Infect Dis. 34 (3), 197-205 (2021).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

تصحيح

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Formal Correction: Erratum: Modeling Persistent Pseudomonas aeruginosa Infection in Wounded Zebrafish Larvae
Posted by JoVE Editors on 7/21/2025. Citeable Link.

This corrects the article 10.3791/68464

الوسوم

مقالات ذات صلة