مقالة منهجية

نموذج فأر لإعطاء ضغط مجرى الهواء الإيجابي المستمر لحديثي الولادة وطريقة قطع الرئة الدقيقة لقياس انقباض مجرى الهواء

DOI:

10.3791/68643

⸱

مارس 13, 2026

 ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, UH Rainbow Babies & Children's Hospital, 2Department of Pediatrics, Case Western Reserve University School of Medicin, 3Department of Anesthesiology & Perioperative Medicine, Mayo Clinic, 4Department of Physiology and Biomedical Engineering, Mayo Clinic

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نعرض طريقة غير جراحية لتوصيل مستويات متفاوتة من جهاز CPAP للفئران حديثة الولادة غير المخدرة. تهدف التقنية جزئيا إلى تقليد إعطاء جهاز CPAP للعديد من الأطفال الخدج لتقييم تأثيره على تطور الرئة. كما نظهر تأثيرات جهاز CPAP على انقباض مجرى الهواء باستخدام طريقة تقطيع الرئة الدقيقة.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

القوى الميكانيكية المرتبطة بدعم الجهاز التنفسي بالضغط الإيجابي المستخدم في العناية المركزة للأطفال الخدج يمكن أن يكون لها عواقب إيجابية وغير مقصودة على تطور الرئة. الدعم الإيجابي للضغط يحسن تبادل الغازات الرئوية، ويحد من التنخي، ويحسن الأكسجة الجهازية، لكن الآثار الضارة للوسائل الغازية، مثل التهوية الميكانيكية، على تطور الرئة معروفة أيضا. ومع ذلك، هناك فجوات كبيرة في فهمنا للآثار السلبية لأشكال التهوية الأقل توغلا. هنا، يعد ضغط مجرى الهواء الموجب المستمر (CPAP) من أكثر وسائل دعم التنفس شيوعا، ويمثل الأقل توغلا في طيف الضغط الإيجابي. أحد القيود الرئيسية في دراسة تطور مجرى الهواء البشري هو نقص النماذج المناسبة للعمر والقدرة على إعطاء جهاز CPAP للحيوانات الصغيرة حديثي الولادة. حللنا هذه المشكلة من خلال تطوير نموذج فأر لجهاز CPAP حديثي الولادة يعطى يوميا للفئران حديثة الولادة المستيقظة وغير المخدرة — وهو نموذج يستخدم مستويات CPAP ذات صلة سريرية في مرحلة من تطور رئة الفأر تتوافق مع الرضع الخدج عندما من المرجح أن يتلقوا CPAP في وحدة العناية المركزة. هنا، نعرض نموذج جهاز CPAP، الذي يتضمن نظاما مخصصا ومريحا يمكنه توصيل CPAP بشكل غير جراحي للمولود الجديد غير المخدر مع مستويات يمكن تعديلها بسهولة. نقدم أيضا عرضا لطريقة قطع الرئة الدقيقة لقياس فرط التفاعل في مجرى الهواء خارج الجسم الحي. يوصف PCLS هنا لأنه يوفر قراءة وظيفية مريحة للجهاز الرئوي، وهو ما قد يكون تحديا تقنيا في نماذج الحيوانات الصغيرة (حديثي الولادة)، كما أن له قابلية تطبيق واسعة على نماذج أخرى غير مرتبطة بجهاز CPAP. نعرض بيانات تظهر أن جهاز CPAP يثير فرط تفاعل مجرى الهواء، مما قد يكون له آثار سريرية مهمة على اختيار طريقة دعم التنفس في العناية المكثفة للرضع الخدج.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

المشاكل المتعلقة بالجهاز التنفسي، مثل انقطاع التنفس وضيق التنفس، تتطلب العديد من الأطفال الخدج وسائل دعم تنفسي منقذة للحياة، والتي للأسف تساهم في مراضة الرضع وإقامتهم في المستشفيات لفترة طويلة. الأكسجين2 الإضافي ودعم الجهاز التنفسي بالضغط الإيجابي، بما في ذلك التهوية الميكانيكية (MV) وجهاز CPAP الأقل توغلا، هما من وسائل الدعم التنفسي الشائعة. ومع ذلك، فإن المشكلة الرئيسية قصيرة وطويلة الأمد للناجين من فترة الولادة الحرجة لا تزال تظل مرض مجرى الشعب الهوائية المزمن 1,2,3,4، والذي يظهر في صفير الربو طوال الحياة، وضعف الوظائف الرئوية، وانخفاض القدرة على ممارسة الرياضة. على الرغم من أن التأثيرات الضارة للأكسجين2 والالتهاب الطبي الإضافي قد تم الارتباط بها على نطاق واسع في سبب خلل التنسج الشعبي الرئوي (BPD) وأمراض الجهاز التنفسي طويل الأمد لعقود 5,6,7,8، تشير بعض الأدلة إلى أن أشكال الدعم التنفسي غير الجراحية، مثل CPAP، قد يكون لها أيضا تأثيرات غير مقصودة على الرئة النامية 6,9,10,11، 12. ومع ذلك، لا يعرف الكثير عن الآثار الجانبية ل CPAP، ويرجع ذلك إلى حد كبير إلى التحديات التقنية المرتبطة بإعطائه بشكل غير جراحي للحيوانات حديثة الولادة.

نظرا لارتفاع معدل الربو لدى الأطفال13، وزيادة معدلات البقاء على قيد الحياة للرضع الخدج بعد فترة الإقامة في وحدة العناية المركزة لحديثي الولادة، فهم الآليات التي تبدأ التغيرات الهيكلية والوظيفية السلبية في الممرات الهوائية القصبية القصبية غير الناضجة وكيف تساهم في اضطرابات الرئة المزمنة مدى الحياة بشكل مستقل عن الأكسجينالإضافي هو حاجة سريرية وبحثية مهمة غير ملباة. تشير الأدلة الناشئة إلى أن CPAP لحديثي الولادة قد يكون له آثار جانبية طويلة الأمد على وظيفة مجرى الهواء ويساهم في اضطرابات الصفير، وهو أمر مهم لأن CPAP أصبح وسيلة دعم تنفسية مفضل في الجهود لتجنب سمية أكسجين2 من الأكسجين الإضافي. لقد أعاقت التحديات التقنية المرتبطة بإعطاء جهاز CPAP للحيوانات الصغيرة والملائمة للعمر التقدم في فهمنا لتأثيرات جهاز CPAP (سواء كانت مفيدة أو ضارة) على تطور الرئة. حللنا هذه المشكلة من خلال تطوير أول نموذج فأر حديثي الولادة لجهاز CPAP 10,11,12,14,15 يتم توصيله يوميا (مع مستويات متفاوتة من CPAP لمدة 3 ساعات يوميا) للفئران المستيقظة وغير المخدرة منذ الولادة، مما سمح بدراسة مستويات ذات صلة سريرية من CPAP في مرحلة تطور الرئة مماثلة للرضع الخدج جدا (~24-28 أسبوعا) الذين من المرجح أن يتلقوا CPAP 16. 17. أجرينا فحوصات بالرنين المغناطيسي في نموذج الفأر حديثي الولادة وأكدنا أن جهاز CPAP يؤدي إلى انتفاخ الرئة11 وأن جهاز CPAP في الأسبوع الأول بعد الولادة يسبب زيادة طويلة الأمد (3 أسابيع) في تفاعل مجرى الهواء (أي بعد أسبوعين من CPAP)10،11،12،14، وهو ما يتوافق مع الصفير لدى الأطفال الصغار (3-4 سنوات). هنا، نقدم عرضا مفصلا لنظام CPAP المصمم خصيصا للفئران حديثة الولادة وشرح طريقة مناسبة لتقييم انقباض مجرى الهواء باستخدام طريقة قطع الرئة الدقيقة خارج الجسم الحي.

يوفر PCLS فرصة ممتازة ومريحة لدراسة آليات فرط تفاعل مجرى الهواء ومساراتها. باستخدام طريقة PCLS، يتم تصوير الممرات الهوائية الفردية في الوقت الحقيقي لقياس تضيق مجرى الهواء استجابة لضيق القصبات مثل الميثاكولين بعد معالجة الممرات الهوائية بمثبطات مستقبل/قنوات محددة. تعد هذه الدراسات مهمة لفهم العواقب الفسيولوجية المرضية لجهاز CPAP في مرحلة الولادة المبكرة لتوفير تدخلات مستهدفة وقابلة للتنفيذ تسمح بتحسين الرعاية السريرية الضرورية مع التخفيف من العواقب المحتملة مدى الحياة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تجرى تجارب على فئران حامل من الزمن، ويتم مراقبتها يوميا لتحديد يوم الولادة. تعالج الفئران مع أو بدون جهاز CPAP بنسبة 21٪ من الدرجةالثانية خلال الأسبوع الأول من الحياة بعد الولادة. عادة ما تزال الرئتان استعدادا لقياس تفاعل الرئة المبكر باستخدام طريقة قطع الرئة الدقيقة (PCLS) بعد أسبوعين من استخدام جهاز CPAP، رغم أن هذه القياسات ممكنة في سن مبكرة تصل إلى P8 أيام (مباشرة بعد جهاز CPAP) أو حتى مرحلة البلوغ. تم تنفيذ جميع الإجراءات وفقا لإرشادات المعهد الوطني للصحة (NIH) لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية، وتمت الموافقة عليها من قبل لجنة العناية واستخدام الحيوانات في جامعة كيس ويسترن ريزيرف.

1. تركيب قناع CPAP

  1. قم ببناء قناع فردي من الطرف المقطوع لحقنة 5 مل تحتوي على قسم قفل لوير لتوصيل الأنابيب لتمكين توصيل تدفق الهواء والضغط الإيجابي إلى ممرات الهواء للفأر (الشكل 1A).
  2. قم بحفر مكون الحقنة في القناع مسبقا لاستيعاب لوور-لوك ملولب متصل بكوع، وتركيب لوير مع خرطوم الشوك، وأنبوب أحواض السمك القياسية (قطر 3/8 بوصة).
  3. استخدم أنبوب المنفذ الجانبي للسماح بمرور تدفق الهواء عبر تسرب قابل للتعديل في الأسفل لضبط الضغط العكسي إلى رئتي الفأرة، ومقياس ضغط مخصص لمراقبة مستوى جهاز CPAP في الوقت الحقيقي.

2. تصميم الطوق

  1. اصنع الطوق من أجزاء مقطوعة بأطراف الأصابع من قفازات مختبر صغيرة الحجم قياسية. استخدمها لتوصيل الفأرة بوحدة القناع.
  2. استخدم ثقب ثقب (1/4 بوصة) لإنشاء فتحة في قمة طرف الإصبع المقطوع، مما يشكل فتحة متجانسة وثابتة الحجم لاستيعاب وجه ورأس الفأرة.
    ملاحظة: ثقب الثقب يضمن حجم قناع ثابت، لكن هناك حاجة إلى ثقوب أكبر حول P4 لاستيعاب نمو الفأرة.

3. بناء المانومتر

  1. قم ببناء مقياس من مابيتين مصليين قابلتين للاستخدام مرة واحدة متصلتين عبر أنابيب أحواض منحنية (الشكل 1A). تأكد من أن جهاز قياس المنقل مملوء نصفه بماء يحتوي على قطرة صبغة ملونة للمساعدة في تصور مستوى جهاز CPAP.
  2. قم بتوصيل المانومتر على التوالي مع وحدة تحكم تدفق (معدل تدفق ~600-700 مل/دقيقة) والقناع في التسلسل وبعدها.

4. تركيب الطوق والقناع على الفأرة

  1. لوضع الطوق على الفأر (عمره يوم واحد)، ضعه أولا على الطرف المفتوح من القناع، والذي يجب تمديده بحذر بحيث يمكنه استيعاب وجه ورأس الفأر.
  2. أدخل وجه الفأرة من خلال فتحة الطوق، التي تكون مسترخية بلطف من وضعية التمدد فوق الوجه/الرأس. عند عمر ~4 أيام، قم بقطع شقوق صغيرة في فتحة الطوق لاستيعاب النمو ورأس الفأر الأكبر، رغم أن استخدام ثقب كامل أكبر ينصح أيضا.

5. إعطاء جهاز CPAP لعدة فئران في نفس الوقت

  1. اصنع نظاما قادرا على توصيل جهاز CPAP إلى عدة فئران حديثة الولادة (حتى 10) باستخدام سلسلة من وحدات التحكم في التدفق والمنيومترات (الشكل 1B). توفير تدفق الهواء للأعلى بواسطة خزان هواء عادي مع منظم قياسي ومرره عبر وحدة تحكم تدفق توفر التدفق الكلي لجميع أجهزة CPAP ووحدات الكمامة/الطوق.
  2. قم بفقاعات الهواء في خزان ماء للترطيب قبل تمريره مباشرة إلى وحدات CPAP، وأعط كل حيوان جهاز CPAP بشكل مستقل.
    ملاحظة: فأرة التحكم تستقبل قناعا بنفس تدفق الهواء، ولكن بدون أي ضغط عكسي أو جهاز CPAP.
  3. إجراء جميع التجارب على وسادة تسخين مع ماء معاد تدويره عند ~38 درجةمئوية للحفاظ على درجة حرارة الجسم المستقرة.

6. الجدول الزمني

  1. راقب الفئران الحوامل يوميا لتحديد تاريخ الميلاد ثم إجراء جلسة CPAP الأولية في اليوم التالي (P1 في عمر الشخص) لمدة ساعتين (الشكل 2) لتقليل مدة بقاء الجراء بعيدا عن السد المرضع.
  2. في الأيام التالية (P2-P7)، قم بإجراء كل جلسة CPAP لمدة 3 ساعات. قم بإجراء جهاز CPAP لأكثر من 7 أيام إذا لزم الأمر، وعلى أي مستوى معين، رغم أن 7 أيام من CPAP عند 6 سم.H 2O يستخدم بشكل روتيني.
  3. ثم تقييم الحيوانات لتأثيرات CPAP على تفاعل مجرى الهواء إما مباشرة بعد (P8) نهاية CPAP (P7) أو تأثيرات طويلة الأمد (مثل P21 أو مرحلة البلوغ) باستخدام تحضير قطع الرئة الدقيق (القسم 8).

7. حصاد الأنسجة وانقباض مجرى الهواء

  1. احصاد الرئتين لأغراض جزيئية أو فسيولوجية (مثل تفاعل بوليميراز المتسلسل (PCR)، البقع الغربية، الكيمياء المناعية، RNASeq، البروتيوميات، علم الأيض، وغيرها).
    ملاحظة: التركيز الأساسي هو على تأثيرات جهاز CPAP على انقباض مجرى الهواء، والتي يمكن تقييمها في الجسم الحي (مخدر وتهوية ميكانيكية، P21 يوما أو أكثر) لآليات الجهاز التنفسي أو خارج الجسم باستخدام PCLS (P8 أيام أو أكثر). الأخير له مزايا كبيرة لدراسة المركبات أو العوامل التي تستهدف مسارات محددة قد لا تكون مناسبة للاستخدام في الدراسات الحية .

8. الاستخلاص/التحضير من الرئة الكاملة لطريقة قطع الرئة الدقيقة (PCLS)

  1. قتل الفأر بجرعة زائدة من التخدير (حقن داخل الصفاق بمزيج كيتامين/زيلازين؛ 100 ملغ/كغ/10 ملغ/كجم على التوالي) لتحضير الرئتين لقياسات خارج الجسم الحي لتفاعل مجرى الهواء مع الميثاكولين المطبق في الحمام.
  2. ضع الفأر على ظهر القنبلة باستخدام حقنة مملوءة بالأغاروز. أدخل القنية عبر شق صغير في الرقبة البطني وقدمها ~3 مم قبل تثبيتها بالخياطة.
  3. حقن الأجاروز المسال بلطف (40 درجة مئوية) لنفخ الرئتين (0.4 مل لفئران P8؛ 0.8 مل لفئران P21) وضع الفأر في الثلاجة لمدة 30 دقيقة للسماح للأجاروز بالتبريد والتجل.

9. تقسيم الرئة لطريقة PCLS

  1. بعد أن يبرد الأغاروز، قم بإدخال فص رئة (المفضل) في 2٪ أغاروز، وضعه على هزاز الجسم، وقطعه إلى أقسام بحجم 300 ميكرومتر، واغمره في محلول DMEM + Pen/Strep للحضانة الليلية (5٪ ثاني أكسيد الكربون2، 37°C).
  2. في اليوم التالي، شطف شرائح الرئة في HBSS وركبها في غرفة تسجيل لتصوير مباشر لاستجابات مجرى الهواء لتحدي الميثاكولين.
    ملاحظة: النتائج المقدمة تمثل ساذجة (أي عدم استخدام CPAP) وعلاج CPAP فقط، ولا تستخدم أي منبهات أو مضادات أو مثبطات.
    1. قم بإجراء تصوير مجرى الهواء.
      1. ضع شرائح الرئة في غرفة تدفئة مخصصة وغطها بطبقة رقيقة وخفيفة من الشبك وغطاء داخلي، يتم تثبيتها بشحم السيليكون.
      2. ثم تركيب غرفة التسجيل التي تحتوي على الشريحة على المجهر وقم بالتدفق المستمر (7 مل/دقيقة) باستخدام HBSS في درجة حرارة الغرفة باستخدام مضخة تروية.
      3. استخدم مجهر مركب مع كاميرا لتحديد الممرات الهوائية الفردية. بعد فترة تسجيل أساسية مدتها 3 دقائق في البداية، قم بترويض الحجرة بتركيزات متزايدة من الميثاكولين (دقيقتان لكل تركيز) وسجل التغيرات في منطقة تجويف مجرى الهواء بشكل مستمر.
    2. قم بقياس حجم مجرى الهواء.
      1. حدد صورة واحدة (برنامج ImageJ) لمجرى هوائي لتركيز معين من الميثاكولين (وخط الأساس) وقياس مساحة التموه باختيار عتبة التعديل لضمان التقاط منطقة التلومين بالكامل (الشكل 3A).
      2. ثم قم بتطبيق هذه الإعدادات على صور لاحقة لنفس مجرى الهواء بتركيزات مختلفة (أي أن نفس العتبة تستخدم لمجرى هواء معين).
      3. ثم اختر منطقة التلومين للقياس باستخدام أداة تتبع العصا (الشكل 3B)، واضغط Ctrl + M (الشكل 3C) لقياس مساحة التلومين تلقائيا بالبكسل. كرر ذلك لكل تركيز ميثاكولين؛ البيانات متاحة عدديا للتمثيل الرسومي مع تفاعل مجرى الهواء يعبر عنه كجزء من حجم التلومن الأساسي (الشكل 3).
    3. حجم العينة
      1. اختر الممرات الهوائية عشوائيا، وقم بإجراء الاستجابة للميثاكولين على قسم واحد من الانقراض النفسي/الرئة، رغم أنه عادة ما يمكن تقييم عدة أقسام لكل حيوان. لذا، يمكن أن تتكون مجموعات العلاج من عدة مجاري هوائية أو حيوانات من عدة ولادات مختلفة.
      2. صنف الممرات الهوائية إلى كبيرة (>0.05 مم2) أو صغيرة (<0.05 مم2)، حيث تم تحديد مسبقا أن جهاز CPAP يؤثر على المجاري الهوائية بأحجام مختلفة.

10. توصيل المخدرات

  1. تحليل باستخدام مقاطع معرضة (أو حضنة) لمسارات محددة من siRNA لمدة 48 ساعة بعد الاستئصال والقطع.
    ملاحظة: يمكن أيضا تطبيق المنشطات والمضادات الخاصة بمستقبلات مختلفة بشكل حاد على أقسام الرئة، وهو ميزة إذا لم تكن هذه المركبات مناسبة أو آمنة للإعطاء في الجسم الحي .
  2. بدلا من ذلك، يمكن تثبيت الرئتين بالنفخ (الفورمالين) عند ضغوط انتفاخ موحدة (25 سم ساعة2أو) وحفظهما، وتحضيرهما للكيمياء المناعية النسيجية والتلوين للتحليل لاحقا باستخدام المجهر الكونفوكلي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تحليل الرنين المغناطيسي لحجم الرئة أثناء جهاز CPAP لحديثي الولادة
تم استخدام تحليل الرنين المغناطيسي لرؤية التغيرات في حجم الرئة في فئران عمرها 3 أيام، غير مخدرة، وتتنفس تلقائيا (n = 4 فئران). زاد حجم الرئة مع زيادة ضغوط التضخم (أي جهاز CPAP) حتى 9 سم هرسون2O (الشكل 4A). كما تعرض صور تمثيلية لفأر عمره 3 أيام عند جهاز CPAP 2 O بقياس 0 و6 سميميماثين (الشكل 4B,C). كان هدف ه...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعد جهاز CPAP وسيلة دعم تنفسية ضرورية للرضع الخدج الذين يعانون من ضيق تنفسي. يتم تركيب جهاز CPAP على التنفس التلقائي ويعمل على تحسين الأكسجة الجهازية من خلال الحفاظ على ارتفاع حجم الرئة ومنع انهيار السنخات الهويخية والانخماس. لذا، هناك فوائد كبيرة لإنقاذ الحياة ل CPAP، وقد ثبت أنه يحسن تطور الحويصلات، رغم أن الفوائد قد تعتمد على شدة ومدة CPAP 6,18,19,20. ومع ذل...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تمويل الدراسات من خلال منح من المعهد الوطني للصحة R01 HL177837 وR01 HL056470.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
حقنة 5 ملفيشر ساينتيفك149556458
حقنة 1 ملفيشر ساينتيفك309659لحقن الأغاروز عبر القنية
ثقب ثقب 1/4"ماكماستر كار3427A57
قوالب تضمين 22 × 22 × 20فيشر ساينتيفك22-19
إبر 23 Gفيشر ساينتيفك305193لتثبيت القنية على المحقنة، ستكون هناك حاجة لأحجام أخرى لأعمار غير P21 
2 مل من الماصات المصليةفيشر ساينتيفك13-678-12cلصنع الموانومتر
صمامات تسرب قابلة للتعديلأي متجر حيوانات أليفةhttps://www.petco.com/shop/
EN/Petcostore/Product/Imagi
صمام التحكم في الهواء تاريوم
أنابيب الأحواضأي متجر حيوانات أليفةhttps://www.petsmart.com/fish/
الفلاتر-والمضخات/الهواء-والماء
-المضخات/الزعانف-العلوية-الحوض-الطيران
-tubing-5291863.html
الكاميراأمسكوبMU300
أنابيب القنيةفيشر ساينتيفك427411لفئران P21. ستكون هناك حاجة إلى أحجام أخرى لأعمار أخرى. يجب أن تناسب الأنابيب بإحكام القصبة الهوائية
الغطاء المغلقفيشر ساينتيفك12-541-01418 مم × 18 مم
DMEM:F12إنفيتروجين11039-021
وحدات التحكم في التدفقالآلات الرئيسيةGS10510AVBلتدفق الهواء إلى الفئران الفردية
عداد التدفقأفانتورMFLX68560-04لتدفق الهواء إلى النظام بأكمله
مضخة غايمار تيبرينتري ساينتيفكTP-700لقياس درجة حرارة الجسم أثناء استخدام جهاز CPAP
محلول هانكس المتوازن للملحفيشر ساينتيفكMT-20023cvقم بتخفيفه إلى 1x للاستخدام
ImageJالمعاهد الوطنية للصحةتحميل مجانيhttps://imagej.net/ij/download.html
قفازات لاتكس مقاس صغيرفيشر ساينتيفكMF-300-Sلصنع أقنعة CPAP
أغاروز بنقطة القياس المنخفضةإنفيتروجين165200-100
الشبكةأمازونhttps://www.amazon.com/Top-
تشذيب-بوليستر-شعر حصان
-بائع/dp/B01AC93LJ0/ref=sr
_1_fkmr2_1?keywords=dritz٪2
Bpolyester٪2Bشعر الحصان٪2Bbr
aid& qid=1562072725& S=Gatew
ay& SR=8-1-FKMR2& th=1
الميثاكولينميليبورA2251
المجهرلايكاDMLFS
القلم / التهاب الحلقإنفيتروجين15140-148
مضخة الترويةجهاز هارفارد70-2027
غرفة التسجيلأدوات وارنرRC-27أو ما شابه
وسادة تسخين قابلة لإعادة الاستخدامبرينتري ساينتيفكTP-Rللاستخدام مع مضخة T Gaymar
شحم السيليكون (Molykote111)أمازونhttps://www.amazon.com/Molykote
-مكونات التشحيم-مقاومة-
التقلب/dp/B0DYDFLXGZ/ref=sr_1
_1_sspa?crid=2D4LQC7SRX07P&
dib=eyJ2IjoiMSJ9.HcWWXlt8ThxcB
eGCZ6iH5jwumyClyFGkW141klcjnn
OH3hc60r0hy53Ji-9HDW0TtH33nJ-
7UmalEzJGg59qB2gzsGNzFMelwG< br/> aBpsTElSrogzwQv27amBxERmXW
P3eedvi9rAYS1oy_HNesZTAxjTbqku
6PxkC7t24srDUq8mHRpDFor4I0iiRM
j6Ij2TWdlQf07ccTIMJ1l4n90nHxPop
9Nwh77ufMeWY2vu5B3to.. 0mfWIF
3_PrmciPZhO1EAE6RGiNj16v7l-v
CH1cqec1Y& dib_tag=se& كلمة مفتاحية
s=molykote+111& qid=1743607899
& sprefix=molykote+111٪2Caps٪2
C102& sr=8-1-spons& sp_csd=d2lkZ
2V0TmFtZT1zcF9hdGY& PSC=1
ألواح الستة المعقمةفيشر ساينتيفك3516لزراعة الشرائح
خيط الغرز 3-0فيشر ساينتيفكSP117ربط القنية بالقصبة الهوائية
تجهيزات الأنابيبجهاز هارفارد72-1406
الاهتزاز (مهيأ بيلكو)تيد بيلا11000أو ما يعادلها

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hibbs, A. M., et al. One-year respiratory outcomes of preterm infants enrolled in the nitric oxide (to prevent) chronic lung disease trial. J Pediatr. 153 (4), 525-529 (2008).
  2. Holditch-Davis, D., Merrill, P., Schwartz, T., Scher, M. Predictors of wheezing in prematurely born children. J Obstet Gynecol Neonatal Nurs. 37 (3), 262-273 (2008).
  3. Kwinta, P., Pietrzyk, J. J. Preterm birth and respiratory disease in later life. Expert Rev Respir Med. 4 (5), 593-604 (2010).
  4. Martin, R. J., Fanaroff, A. A. The preterm lung and airway: Past, present, and future. Pediatr Neonatol. 54 (4), 228-234 (2013).
  5. Attar, M. A., Donn, S. M. Mechanisms of ventilator-induced lung injury in premature infants. Semin Neonatol. 7 (5), 353-360 (2002).
  6. Doyle, L. W., et al. Ventilation in extremely preterm infants and respiratory function at 8 years. N Engl J Med. 377 (4), 329-337 (2017).
  7. Sahni, M., Bhandari, V. Invasive and noninvasive ventilatory strategies for early and evolving bronchopulmonary dysplasia. Semin Perinatol. 47 (6), 151815(2023).
  8. Williams, E. E., Greenough, A. Lung protection during mechanical ventilation in the premature infant. Clin Perinatol. 48 (4), 869-880 (2021).
  9. Gustafson, B., Britt, R. D. Jr, Eisner, M., Narayanan, D., Grayson, M. H. Predictors of recurrent wheezing in late preterm infants. Pediatr Pulmonol. 59 (1), 181-188 (2024).
  10. Macfarlane, P. M., et al. Cpap protects against hyperoxia-induced increase in airway reactivity in neonatal mice. Pediatr Res. 90 (1), 52-57 (2021).
  11. Mayer, C. A., et al. CPAP-induced airway hyper-reactivity in mice is modulated by hyaluronan synthase-3. Pediatr Res. 92 (3), 685-693 (2022).
  12. Mayer, C. A., Martin, R. J., Macfarlane, P. M. Increased airway reactivity in a neonatal mouse model of continuous positive airway pressure. Pediatr Res. 78 (2), 145-151 (2015).
  13. Loftus, P. A., Wise, S. K. Epidemiology and economic burden of asthma. Int Forum Allergy Rhinol. 5 Suppl 1, S7-S10 (2015).
  14. Mayer, C. A., et al. Calcium-sensing receptor and CPAP-induced neonatal airway hyperreactivity in mice. Pediatr Res. 91 (6), 1391-1398 (2021).
  15. Reyburn, B., et al. The effect of continuous positive airway pressure in a mouse model of hyperoxic neonatal lung injury. Neonatology. 109 (1), 6-13 (2016).
  16. Amy, R. W., Bowes, D., Burri, P. H., Haines, J., Thurlbeck, W. M. Postnatal growth of the mouse lung. J Anat. 124 (Pt 1), 131-151 (1977).
  17. Berger, J., Bhandari, V. Animal models of bronchopulmonary dysplasia. The term mouse models. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 307 (12), L936-L947 (2014).
  18. Mamidi, R. R., Mcevoy, C. T. Extending CPAP in stable preterm infants to increase lung growth and development as measured by pulmonary function testing. Semin Perinatol. 49 (5), 152059(2025).
  19. Mcevoy, C. T., et al. Extended continuous positive airway pressure in preterm infants increases lung growth at 6 months: A randomized controlled trial. Am J Respir Crit Care Med. 211 (4), 610-618 (2025).
  20. Mcevoy, C. T., et al. Nasal CPAP increases alveolar number in a rhesus monkey model of moderate prematurity. Eur Respir J. 65 (4), 2400727(2025).
  21. Kollareth, D. J. M., Sharma, A. K. Precision cut lung slices: An innovative tool for lung transplant research. Front Immunol. 15, 1504421(2024).
  22. Koziol-White, C., Gebski, E., Cao, G., Panettieri, R. A. Jr Precision cut lung slices: An integrated ex vivo model for studying lung physiology, pharmacology, disease pathogenesis and drug discovery. Respir Res. 25 (1), 231(2024).
  23. Studley, W. R., Lamanna, E., Nold-Petry, C. A., Qin, C. X., Bourke, J. E. Insights from precision-cut lung slices-investigating mechanisms and therapeutics for pulmonary hypertension. Respir Res. 26 (1), 220(2025).
  24. Belik, J., Jankov, R. P., Pan, J., Tanswell, A. K. Chronic O2 exposure enhances vascular and airway smooth muscle contraction in the newborn but not adult rat. J Appl Physiol (1985). 94 (6), 2303-2312 (2003).
  25. Kuper-Sassé, M. E., et al. Prenatal maternal lipopolysaccharide and mild newborn hyperoxia increase intrapulmonary airway but not vessel reactivity in a mouse model. Children (Basel). 8 (3), 195(2021).
  26. Wang, H., et al. Severity of neonatal hyperoxia determines structural and functional changes in developing mouse airway. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 307 (4), L295-L301 (2014).
  27. Onugha, H., et al. Airway hyperreactivity is delayed after mild neonatal hyperoxic exposure. Neonatology. 108 (1), 65-72 (2015).
  28. Ragionieri, L., et al. Preterm rabbit-derived precision cut lung slices as alternative model of bronchopulmonary dysplasia in preclinical study: A morphological fine-tuning approach. Ann Anat. 246, 152039(2023).
  29. Ressmeyer, A. R., et al. Characterisation of guinea pig precision-cut lung slices: Comparison with human tissues. Eur Respir J. 28 (3), 603-611 (2006).
  30. Lambermont, V. A., et al. Comparison of airway responses in sheep of different age in precision-cut lung slices (pcls). PLoS One. 9 (9), e97610(2014).
  31. Barton, A. K., Niedorf, F., Gruber, A. D., Kietzmann, M., Ohnesorge, B. Pharmacological studies of bronchial constriction inhibited by parasympatholytics and cilomilast using equine precision-cut lung slices. Berl Munch Tierarztl Wochenschr. 123 (5-6), 229-235 (2010).
  32. Vietmeier, J., et al. Reactivity of equine airways--a study on precision-cut lung slices. Vet Res Commun. 31 (5), 611-619 (2007).
  33. Seehase, S., et al. LPS-induced lung inflammation in marmoset monkeys - an acute model for anti-inflammatory drug testing. PLoS One. 7 (8), e43709(2012).
  34. Seehase, S., et al. Bronchoconstriction in nonhuman primates: A species comparison. J Appl Physiol (1985). 111 (3), 791-798 (2011).
  35. Wohlsen, A., et al. The early allergic response in small airways of human precision-cut lung slices. Eur Respir J. 21 (6), 1024-1032 (2003).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

الفيديو قريباً

مقالات ذات صلة