مقالة منهجية

مراقبة امتصاص وتوطين المركبات العضوية في الأنسجة النباتية باستخدام مقايسة الزراعة المائية 14C-Radioling وتصوير الفوسفور

DOI:

10.3791/68735

⸱

أكتوبر 10, 2025

 ,  , 
1Department of Biological Sciences, University of Calgary

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

توضح هذه المقالة طريقة لدراسة المعالجة بوساطة النبات باستخدام 14ملوثا عضويا تحمل علامة C. يصف تحضير النبات المائي ، وامتصاص الملصقات الراديوية ، وتصوير الفوسفور لتتبع امتصاص الملوثات ونقلها وعملية التمثيل الغذائي. توفر هذه التقنية أداة قيمة لتقييم إمكانات المعالجة النباتية عبر مختلف أنواع النباتات والملوثات البيئية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

توفر المعالجة النباتية ، استخدام النباتات للتخفيف من الملوثات البيئية ، نهجا مستداما وفعالا من حيث التكلفة لتنظيف المواقع الملوثة. يعد تطوير طرق تساعد في توضيح الآليات الكامنة وراء امتصاص النبات واستقلاب الملوثات أمرا بالغ الأهمية لتحسين ممارسات المعالجة النباتية. تصف هذه المقالة طريقة لتقييم امتصاص وتحويل الملوثات العضوية من قبل النباتات باستخدام المركبات ذات العلامات الإشعاعية. 14تستخدم المركبات العضوية التي تحمل علامة C ، مثل الموديل 14أحماض C-naphthenic ، لتتبع امتصاصها ونقلها وتوطينها واستقلابها في أنسجة النبات. لقد استخدمنا هذه الطريقة سابقا مع العديد من الأنواع النباتية ، بما في ذلك Elymus trachycaulus و Salix interior. يتم تأكيد هذه الملاحظات هنا مع النبات النموذجي ، نبات الأرابيدوبسيس ثاليانا، الذي يزرع في الماء في محاليل Hoagland المعدلة. تمت مراقبة امتصاص الملصقات الراديوية عن طريق عد التلألأ السائل وتصوير الفوسفور ، مما يسمح بتصور وقياس المركبات ذات العلامات الإشعاعية داخل الأنسجة النباتية. توضح هذه الطريقة بالتفصيل تحضير المواد النباتية ، واستخدام المركبات ذات العلامات الراديوية ، وعملية تحليل توزيع ومصير الملوثات داخل النباتات. تتضمن الطريقة أيضا استراتيجيات لتقييم النضح المركب وتسمح بتقييم كل من امتصاص النبات ونقل الملوثات البيئية. يوفر هذا النهج نظرة ثاقبة لعمليات المعالجة بوساطة النبات ويمكن تطبيقه على دراسة مجموعة واسعة من الملوثات البيئية والأنواع النباتية.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

المعالجة الحيوية هي تقنية معالجة بوساطة كيانات بيولوجية ، مثل النباتات والكائنات الحية الدقيقة. يمكن أن تكمل المعالجة النباتية ، التي تستخدم النباتات أو المنتجات النباتية لإزالة الملوثات من البيئة ، أو تعمل كبديل للمعالجة الميكروبية ، والتغلب على بعض قيود استخدام الكائنات الحية الدقيقة وحدها1،2،3،4. تعتبر المعالجة النباتية فعالة من حيث التكلفة بسبب العمليات التي تعمل بالطاقة الشمسية للنباتات ، حيث يتم امتصاص الملوثات من خلال جذورها أو براعمها ونقلها بين الخلايا والأنسجة حيث يمكن استقلابها أو عزلها أو تطيرها5. عادة ما تكون النباتات الأكثر فعالية في المعالجة النباتية هي الأنواع المرنة والمتحملة للإجهاد مع معدلات النتح العالية ، وإنتاج الكتلة الحيوية السريعة ، وأنظمة الجذر العميقة ، مثل تلك الموجودة في أجناس Populus و Salix 6. ككائنات حية لاطئة ، طورت النباتات مسارات استقلابية متنوعة للتعامل مع المركبات السامة في بيئتها1. هذا يمنحهم مجموعة واسعة من الجينات والعمليات الكيميائية الحيوية التي تعزز قدرتهم على إدارة الملوثات.

إطار التحلل النباتي ، الذي اقترحه Sandermann et al. (1977) 7 ، يحدد عملية ثلاثية المراحل لإزالة السموم من الملوثات بوساطة النبات: التحول والاقتران والتجزئة. في كل مرحلة ، تخضع الملوثات لتعديلات إنزيمية تزيد من محبة الماء ، وتقلل من سميتها ، وتجعلها أكثر قابلية للعزل أو المزيد من التمعدن4. ومع ذلك ، نظرا لأن النباتات تعتمد بشكل أساسي على ثاني أكسيد الكربون في الغلاف الجوي لتثبيت الكربون ، فمن المحتمل أن تكون قدرتها على تمعدن الملوثات العضوية بالكامل محدودة. بدلا من ذلك ، يمكن عزل الملوثات في فجوات أو جدران الخلايا (العزل النباتي) أو تطايرها في الغلاف الجوي (التطاير النباتي) 1.

يتمثل التحدي الرئيسي في أبحاث المعالجة النباتية في اكتشاف ما إذا كان بإمكان النباتات امتصاص الملوثات العضوية وتحويلها من بيئتها1. غالبا ما تفشل طرق الكشف التقليدية في تتبع مسارات امتصاص الملوثات ونقلها بدقة ، مما يجعل من الصعب تقييم قدرة المصنع على معالجة ملوثات معينة1،5. توفر المركبات العضوية الكربونية 14 (14درجة مئوية) ذات العلامات الإشعاعية حلا قويا لهذه المشكلة. من خلال تعريض النباتات ل 14ملوثا تحمل علامة C ، يمكن للباحثين تتبع دمج الكربون المسمى إشعاعيا في الأنسجة النباتية ، مما يوفر نظرة ثاقبة دقيقة لامتصاص الملوثات ونقلها وتحويلها. تتيح هذه التقنية تحديد الأنواع النباتية القادرة على معالجة ملوثات عضوية معينة وتوفر طريقة موثوقة لتقييم المسارات الفسيولوجية المعنية. في النهاية ، يعمل استخدام 14مركبا تحمل علامة C على تعزيز فهمنا لإمكانات المعالجة النباتية ، مما يدعم تطوير استراتيجيات أكثر فعالية واستهدافا للمعالجة البيئية.

توضح هذه المقالة طريقة تستخدم 14ملوثا عضويا مسمى ب C لمراقبة امتصاص هذه الملوثات ونقلها ومصيرها من محلول مائي بواسطة النباتات. وصف منشور حديث طريقة مماثلة لتتبع مصير 14مبيدا للأعشاب تحمل علامة C عند التطبيق الورقي8. ومع ذلك ، فإن الطريقة الموضحة هنا توضح كيفية تقييم إزالة ونقل الملوثات ذات العلامات الإشعاعية من محلول الزراعة المائية ، مع تعليقات حول كيفية تكييف هذه الطريقة مع استخدام التربة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ملاحظة: قبل الشروع في هذا البروتوكول، من المهم الرجوع إلى المبادئ التوجيهية واللوائح المؤسسية والوطنية ذات الصلة لسلامة النظائر المشعة. باختصار ، تعامل مع جميع المواد المشعة ، أو أي شيء قد يكون قد لامس النظائر المشعة ، أثناء ارتداء قفازات مزدوجة ومعطف مختبر ونظارات واقية للسلامة. تم تنفيذ الإجراء في مساحة مخصصة في المختبر بشريط لاصق لتمييز الأقسام التي تحتوي على نظائر مشعة. أيضا ، بعد كل الإجراءات ، قم بتنظيف الأواني الزجاجية والأدوات على الفور ، ثم قم بمسحها واختبرها بحثا عن وجود نظائر مشعة ملوثة عن طريق عدد الوميض. كما تم التخلص من جميع المواد والسوائل المستخدمة في هذه المقايسات في حاويات نفايات مشعة مخصصة والتخلص منها بشكل صحيح وفقا لمبادئ توجيهية جامعة كالجاري ولجنة السلامة النووية الكندية.

1. تحضير محلول Hoagland

  1. قم بإعداد محلول Hoagland 0.5x (نصف القوة) من خليط تجاري أو اصنع الوسائط من الصفر ، تتكون من 0.5 ملي مولار NH4H2PO4 ، 3 ملي مولار KNO3 ، 2 ملي مولار Ca (NO3) 2 ، 1 ملي مولار MgSO4 ، 23 ميكرومتر H3BO3 ، 5 ميكرومتر MnCl2 • 4H2O ، 400 نانومتر ZnSO4 • 7H2O ، 200 نانومتر CuSO4 • 5H2O ، 70 نانومتر H2MnO4 • 1H2O ، 45 ميكرومتر FeSO4 • 7H2O.
  2. أضف MES أو أي مخزن مؤقت مناسب آخر لتحقيق تركيز نهائي يبلغ 10 ملليمتر.
  3. اضبط الرقم الهيدروجيني على القيمة المطلوبة (هنا ، كان الرقم الهيدروجيني 5.0).

2. تحضير محلول الملصقات الراديوية

  1. انقل الحجم المطلوب من محلول Hoagland 0.5x (50 مل لكل تكرار) إلى قارورة نظيفة.
  2. أضف 0.1-0.26 كيلو بيكيو/مل من المركب ذي العلامات الإشعاعية إلى محلول هوغلاند.
    ملاحظة: في هذه الدراسة ، تم استخدام 14C-AdCA (حمض أدامانتان -1-كربوكسيل) مذاب في الميثانول.
  3. امزج جيدا عن طريق تحريك القارورة لمدة 2-3 دقائق.
  4. أليكوت 50 مل من محلول الملصقات الراديوية في 125 مل قوارير إرلينماير لكل تكرار.

3. نبات الأرابيدوبسيس ( نبات الأرابيدوبسيس ثاليانا (L.) هينه.) تحضير النبات

ملاحظة: بروتوكول نبات الأرابيدوبسيس ثاليانا للزراعة المائية مفصل في Conn et al. (2013) 9.

  1. لكل نبات ، قم بإزالة غطاء من أنبوب ميكروفوج قياسي سعة 1.7 مل بمقص واخترق ثقبا قطره 3 مم في وسط الغطاء باستخدام ثقب جلدي.
  2. أغلق قمم الأغطية مؤقتا بشريط لاصق واملأ الأغطية بوسائط Hoagland منصهرة 0.5x تحتوي على 0.8٪ أجار ، ثم ضعها في غطاء صندوق طرف معدل (خزان الإنبات) (الشكل 1 أ).
  3. قم بتعقيم بذور نبات الأرابيدوبسيس عن طريق الغسيل المتتالي بنسبة 70٪ من الإيثانول لمدة 10 دقائق ، ثم 5 دقائق ، وجففها في غطاء التدفق على ورق ترشيح معقم.
  4. زرع البذور في وسط أجار من خلال الفتحة المثقوبة في الجزء العلوي من غطاء جهاز الطرد المركزي الدقيق.
  5. قم بتقسيم البذور إلى طبقات في رف الطرف عند 4 درجات مئوية لمدة 2-4 أيام.
  6. انقل خزان الإنبات إلى غرفة النمو في ظل ظروف اليوم الطويل (16 ساعة ضوء ، 8 ساعات داكنة عند ~ 150 ميكرولتر / م2ثانية من الضوء و 22 درجة مئوية).
  7. املأ رفوف الأطراف بمحلول 0.5x Hoagland.
    ملاحظة: تأكد من أن المحلول يلامس الأجار لمنع الجفاف.
  8. ازرع النباتات لمدة 2-3 أسابيع ، مع تعبئة المحلول حسب الحاجة (كل 3-4 أيام) حتى يظل الأجار على اتصال بمحلول الزراعة المائية.
  9. ازرع الأغطية والشتلات في فتحة قطرها 10 مم مقطوعة من خلال وسط غطاء أنبوب فالكون سعة 50 مل باستخدام مثقاب ومنشار حفر (الشكل 1 ب).
  10. قم بحفر 12 حفرة في غطاء حمل بلاستيكي سعة 10 لتر مع مثقاب منشار بقطر 30 مم (خزان النضج).
  11. ضع أغطية أنبوب Falcon فوق الفتحات الموجودة في الجزء العلوي من الحمل بحيث تمر الجذور إلى الحمل أدناه.
  12. قم بتوصيل أحجار الهواء بقاع خزان النضج واملأها بمحلول Hoagland حتى تغمر الجذور في الغالب.
  13. أعد النباتات إلى غرفة النمو وتنمو لمدة 6-8 أسابيع أخرى (16 ساعة ضوء ، 8 ساعات داكنة عند ~ 150 ميكرولتر / م2ثانية من الضوء و 22 درجة مئوية) ، حتى يبلغ قطر الوريدات حوالي 10 سم.

figure-protocol-1
الشكل 1: خزانات الزراعة المائية الإنبات والنضج نبات الأرابيدوبسيس ووعاء المعالجة 14C-AdCA. (أ) خزان الإنبات المستخدم لإنبات بذور نبات الأرابيدوبسيس للنمو المائي. (ب) نباتات نبات الأرابيدوبسيس في خزان النضج جاهزة للتجريب. (ج) نبات نبات الأرابيدوبسيس مع جذور مغمورة في محلول 14C-AdCA أثناء التجريب. عادة ما يتم تغطية القوارير سعة 50 مل (وعاء المعالجة 14درجة مئوية) بورق الألمنيوم (غير معروض) أثناء التعرض لمنع نمو الطحالب. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

4. اندفاع البلطيق (Juncus balticus Willd. ) تحضير النبات

  1. قم بتقطيع البذور إلى طبقات بين قطعتين مبللتين من ورق الترشيح في طبق بتري عند 4 درجات مئوية لمدة 1-2 أسابيع.
  2. قم بإزالة ورق الترشيح العلوي وضع الطبق في غرفة النمو في ظل ظروف اليوم الطويل (16 ساعة ضوء ، 8 ساعات داكنة عند ~ 150 ميكرولتر / م2ثانية من الضوء و 22 درجة مئوية) لمدة أسبوع واحد.
  3. زرع الشتلات في رفوف الأطراف المعدلة كما هو موضح ل نبات الأرابيدوبسيس (الخطوة 3.1-3.4).
  4. ازرع النباتات لمدة 2-3 أسابيع (16 ساعة ضوء ، 8 ساعات داكنة عند ~ 150 ميكرولتر / م2ثانية من الضوء و 22 درجة مئوية) ، أو حتى يصل طول الجذور إلى 3-4 سم.
  5. زرع النباتات في حمل 10 لتر معدلة بأحجار الهواء ، واملأها بمحلول Hoagland حتى تغمر الجذور في الغالب ، وتنمو لمدة 6-8 أسابيع إضافية (16 ساعة ضوء ، 8 ساعات داكنة عند ~ 150 ميكرولتر / م2ثانية من الضوء و 22 درجة مئوية).

5. تحضير نبات الصفصاف الرملي (Salix Rowlee الداخلي)

ملاحظة: تم وصف بروتوكول زراعة نباتات الصفصاف الرملية في Alberts et al. (2021) 10.

  1. قم بقص قصاصات جذعية مقاس 10 سم (قطرها 5 مم) واغمرها طوال الليل في درجة حرارة الغرفة بدرجةحرارة 2درجة مئوية لترطيب وتحفيز التجذير.
  2. انقل القصاصات المائية إلى خزانات الزراعة المائية الخلوية مع 10 لتر من محلول Hoagland 0.5x وتنمو لمدة شهر واحد (16 ساعة ضوء ، 8 ساعات داكنة عند ~ 150 ميكرولتر / م2ثانية من الضوء و 22 درجة مئوية) لتأسيس نمو الجذور والنبتة.
    ملاحظة: قم بتحديث محلول Hoagland كل أسبوعين لمنع نقص المغذيات أثناء نمو النبتة.

6. وضع العلامات على النظائر المشعة

  1. بعد عمل محلول الملصقات الراديوية ، اجمع كمية 100 ميكرولتر من محلول عد تلألؤ السائل لتحديد تركيز النظائر الأولي.
  2. امسح جذور النبات برفق وانقل مجموعة غطاء أنبوب Falcon إلى قوارير Erlenmeyer سعة 125 مل (وعاء المعالجة 14درجة مئوية) التي تحتوي على محلول 0.5x Hoagland مع 14مركبا عضويا تحمل علامة C من الخطوة 2.4.
  3. ضع علامة على مستوى المحلول على القارورة للتأكد من إمكانية تعبئتها إلى حجم البداية أثناء التجربة ، مع مراعاة التبخر والتبخر.
  4. لف القوارير بورق الألمنيوم ورجها عند 40-60 دورة في الدقيقة تحت أضواء النمو طوال مدة الفحص أو حتى يتم نقل النباتات الملصقة إلى محلول Hoagland 0.5x بدون ملصق راديو لفترة مطاردة.
  5. قم بتعبئة مستوى الصوت في القارورة كل 1-2 ساعة إلى الخط المصنوع في الخطوة 6.3 باستخدام محلول Hoagland بدون الملصق الراديوي قبل جمع 100 ميكرولتر من الاقتباسات. تأكد من قياس حجم Hoagland المضافة إلى كل قارورة لمقارنة معدل التبخر من كل محلول. بعد أول 6-8 ساعات ، يمكن أن تزيد أوقات أخذ العينات إلى كل 12-24 ساعة.
    ملاحظة: يمكن أن تستمر هذه الخطوة لعدة أيام إذا لزم الأمر ، ولكن تأكد من مراقبة النشاط الإشعاعي في الحصص يوميا مع تقدم التجربة.
  6. اختياري: لمراقبة النضح خلال فترة المطاردة ، انقل النبات ومجموعة غطاء أنبوب فالكون إلى قارورة بها 50 مل من محلول هوغلاند الطازج (لا يحتوي على مركب 14يحمل علامة C) وقم بإزالة كمية 100 ميكرولتر كل ساعتين لأول 6-8 ساعات ، ثم على فترات 24 ساعة من بداية التجربة.
    ملاحظة: للتمييز بين النضح السلبي والنضح النشط للمركب من جذور النبات ، يمكن إضافة مثبط نقل نشط مثل السيكلوسبورين أ بتركيز 20 ميكرومتر.
  7. قم بقياس التعداد المشع لكل حصة تم جمعها بين الخطوات 6.1-6.6 باستخدام عداد تلألؤ السائل.

7. تصوير الفوسفور للنباتات

  1. اشطف الجذور لمدة 15 دقيقة في محلول هوغلاند 0.5x بدون الملصق الراديوي لإزالة النظائر المشعة غير المرتبطة.
  2. اجمع 100 ميكرولتر من محلول الشطف لعدد التلألؤ السائل.
  3. قم بوزن النباتات أو المواد النباتية غير الخشبية لتحديد الكتلة الطازجة.
  4. جفف المادة النباتية بمجفف جل على قطعة من ورق الترشيح الملصق عند 50 درجة مئوية تحت الفراغ لمدة ساعتين ، ثم اتركها لتجف طوال الليل في درجة حرارة الغرفة.
    ملاحظة: بمجرد تجفيفها ، يمكن تخزين النباتات لفترات طويلة (4-6 أشهر) ويمكن أن يتم التصوير في وقت لاحق مع الحد الأدنى من الانخفاض في الإشارة المشعة.
  5. امسح شاشة الفوسفور عن طريق تعريضها للضوء العالي على ممحاة الفوسفور لمدة 15 دقيقة.
  6. قم بتوزيع 2-10 ميكرولتر من محلول الملصقات الراديوية مع النشاط الإشعاعي المعروف على قطعة من ورق الترشيح واتركه يجف في درجة حرارة الغرفة طوال الليل.
    ملاحظة: هنا ، يتم استخدام معايير الأنشطة الإشعاعية: 67 و 33 و 17 و 8 و 4 و 2 Bq ، ولكن يمكن تغيير ذلك لاستيعاب شدة الإشارة من عينات المصنع.
  7. ضع شاشة الفوسفور فوق عينات النباتات المجففة والمعايير المشعة في الظلام أو في وعاء مغلق غير شفاف وقم بتعريضها لمدة 24 ساعة على الأقل.
    ملاحظة: إذا كانت الصورة منخفضة التعريض الضوئي أو الزائدة، فاضبط وقت التعريض الضوئي وفقا لذلك.
  8. قم بتصوير الشاشات باستخدام نظام تصوير الفوسفور بالليزر بدقة 50 ميكرومتر.
  9. تحليل شدة إشارة الصورة الفوسفورية وتوزيعاتها باستخدام برنامج ImageJ11.
    1. خطوات ImageJ: افتح الصورة عن طريق تحديد ملف > تحليل > تعيين القياسات ... حدد المنطقة ومتوسط القيمة الرمادية > موافق. اختر أداة تحديد الشكل التي تناسب الأنسجة. انقر واسحب الصورة لتمييز منطقة الاهتمام. اضغط على Ctrl + M. انسخ المنطقة ومتوسط القيمة الرمادية في جدول بيانات.
  10. قم بتحويل متوسط القيم الرمادية إلى Bq باستخدام المعايير المشعة في منحنى قياسي.
  11. احسب النشاط الكلي في الأنسجة النباتية (الكثافة المتكاملة) بالمعادلة التالية:
    الكثافة المتكاملة (Bq) = (متوسط Bq للأنسجة (Bq / cm2) - الخلفية (Bq / cm2)) * المساحة (سم2)
    1. اختياري: قم بتحويل الصورة ذات التدرج الرمادي إلى مقياس كثافة اللون باستخدام برنامج ImageJ11.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ينطبق إجراء امتصاص الملصق 14C على مجموعة متنوعة من الأنواع النباتية بخلاف نبات الأرابيدوبسيس ، بما في ذلك Salix الداخلية ، و Elymus trachycaulus (Link) Gould ex Shinners ، وأنواع الأراضي الرطبة مثل Juncus balticus10،12. ومع ذلك ، لأغراض تمثيلية ، نقدم نتائج من نبات الأرابيدوبسيس البيئي كولومبيا -7 (كول -7). في السابق ، أظهرنا أن الملوثات البيئية ، مثل أحماض النفثينيك (NAs) ، يتم امتصاصها واستق...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

اكتسبت المعالجة النباتية اهتماما في العقود الأخيرة كطريقة سلبية واقتصادية وصديقة للبيئة لتنظيف النفايات الصناعية والمواقع الملوثة1. يمكن أن يؤدي تحديد الأنواع النباتية ذات امتصاص الملوثات المعزز وفهم العمليات الجزيئية التي تحكم امتصاص الجزيئات العضوية إلى تحسين استراتيجيات المعالجة النباتية. على عكس الطرق غير المباشرة الأخرى ، يمكن استخدام تقنية امتصاص الملصقات الراديوية وتصوير الفوسفور الموضحة هنا على نطاق واسع لتتبع امتصاص ونقل الكائنات الغريبة الحيوية المستهدفة...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعلن المؤلفون أنه لا يوجد تضارب في المصالح.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذا العمل من قبل Genome Canada من خلال منحة مشروع أبحاث تطبيقية واسعة النطاق (LSARP) (# 18207) بالشراكة مع Genome Alberta و Genome Quebec. وقدمت حكومة ألبرتا التمويل المشترك من خلال شركة ألبرتا للابتكار ووزارة العمل والاقتصاد والتجارة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
خليط الملح القاعدي المعدل من Hoaglandمختبرات فيتو تكنولوجيإتش 353يحتوي على كبريتات الحديدوز
اجاربيوشوبأجي ر001
MES (2- (N-morpholino) حمض السلفونيك الإيثاني)بيوشوب555 م
مقياس الأس الهيدروجينيميتلر توليدوفايف إيزي
ميثانولبيوشوبمط302
12< / sup>C-Adamantane حمض الكربوكسيلسيجما ألدريتش106399
حمض الكربوكسيل 14< / sup>C-Adamantaneفيتراكسالتوليف المخصص
125 مل قوارير ErlenmeyerVWR30623-174
50 مل أنابيب فالكونVWRCA21008-940
أنابيب MicrocentifugeVWR87003-294
غرف نمو النباتكونفيرون
صناديق النصائحديا ميدDIATEC530-8376
Rubbermaid Roughneck 3 Gal ToteالامازونB0B3345MYH
ورق الترشيحVWRCA28320-020
طبق بتريVWR11019-566
شاكر مع حاملات قارورةفورما العلميةنموذج 4516
كوكتيل متلألئمنتجات البحوث الدولية111195
قوارير متلألئةVWR10014-296
عداد التلألؤبيكمان كولترال إس 6000ICستعتمد القوارير المستخدمة على عداد التلألؤ الخاص بك
مجفف جلبيو رادنموذج 583
جهاز تصوير الفوسفور بالليزربيو رادالتصوير الجزيئي FX

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kafle, A., et al. Phytoremediation: mechanisms, plant selection and enhancement by natural and synthetic agents. Environ Adv. 8, 100203(2022).
  2. Reis, P. C. J., et al. Microbial degradation of naphthenic acids using constructed wetland treatment systems: metabolic and genomic insights for improved bioremediation of process-affected water. FEMS Microbiol Ecol. 99 (12), fiad153(2023).
  3. Saleem, M. H., Zhu, H., Liu, L. Synergistic and sustainable impact of reducing nitrogen fertilizer on growth, yield, and quality of ramie (Boehmeria nivea L.). Plant Prod Sci. 25 (3), 289-297 (2022).
  4. Kamal, A., et al. Ball-milled synthesis of maize biochar-ZnO nanocomposite (MB-ZnO) and estimation of its photocatalytic ability against different organic and inorganic pollutants. J Saudi Chem Soc. 26 (3), 101445(2022).
  5. Abhilash, P. C., Jamil, S., Singh, N. Transgenic plants for enhanced biodegradation and phytoremediation of organic xenobiotics. Biotechnol Adv. 27 (4), 474-488 (2009).
  6. Isebrands, J. G., Richardson, J. Poplars and willows: trees for society and the environment. , CAB International and FAO. Boston, USA. (2014).
  7. Sandermann, H., Diesperger, H., Scheel, D. Metabolism of xenobiotics by plant cell cultures. Plant tissue culture and its biotechnological application. , (1977).
  8. Mendes, K. F., Martins, B. A. B., Reis, F. C., Dias, A. C. R., Tornisielo, V. L. Methodologies to study the behavior of herbicides on plants and the soil using radioisotopes. Planta Daninha. 35, e017154232(2017).
  9. Conn, S. J., et al. Protocol: optimising hydroponic growth systems for nutritional and physiological analysis of Arabidopsis thaliana and other plants. Plant Methods. 9 (1), 4(2013).
  10. Alberts, M. E., et al. Detection of naphthenic acid uptake into root and shoot tissues indicates a direct role for plants in the remediation of oil sands process-affected water. Sci Total Environ. 795, 148857(2021).
  11. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  12. Alberts, M. E., et al. The effect of rhizosphere pH on removal of naphthenic acid fraction compounds from oil sands process-affected water in a willow hydroponic system. Sci Total Environ. 948, 174720(2024).
  13. Leishman, C., et al. The effect of oil sands process-affected water and naphthenic acids on the germination and development of Arabidopsis. Chemosphere. 93 (2), 380-387 (2013).
  14. Widdup, E. E., et al. Identification of detoxification pathways in plants that are regulated in response to treatment with organic compounds isolated from oil sands process-affected water. Chemosphere. 139, 47-53 (2015).
  15. Alberts, M. E., Chua, G., Muench, D. G. Exposure to naphthenic acids and the acid extractable organic fraction from oil sands process-affected water alters the subcellular structure and dynamics of plant cells. Sci Total Environ. 651, 2830-2844 (2019).
  16. Martinière, A., et al. Uncovering pH at both sides of the root plasma membrane interface using noninvasive imaging. Proc Natl Acad Sci U S A. 115 (25), 6488-6493 (2018).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

PhytoremediationPlant UptakeOrganic ContaminantsRadiolabeled CompoundsHydroponic AssayPhosphor ImagingLiquid ScintillationPlant MetabolismCompound TranslocationEnvironmental Remediation
الفيديو قريباً

مقالات ذات صلة