مقالة منهجية

طرق كهربائية فسيولوجية لتقييم حجب الألم المحيطي في فأر مخدر

505 مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/68740

⸱

نوفمبر 21, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Physical Medicine and Rehabiliation, The MetroHealth System, 2Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Case Western Reserve University School of Medicine

في هذه المقالة

ملخص

هنا، نقدم طريقة لتقييم تنشيط وكتلة المحاور الحسية في الأعصاب الطرفية في تجارب الفئران الحادة المخدرة في الجسم الحي باستخدام نوعين من القياسات الكهربائية الفيزيولوجية للعمود الفقري التي يمكن تمييز نشاط الأنواع الفرعية من ألياف الأعصاب: جهود المجال المحلية وتسجيلات الخلايا العصبية ذات النطاق الديناميكي الواسع.

الملخص

يمكن استخدام التسجيلات الكهربائية الفيزيولوجية في الجسم الحي من المنطقة القطنية في عمود الفقرات الفأرية لدراسة تنشيط الإشارات العصبية الحسية في الأطراف الخلفية، بالإضافة إلى فعالية التدخلات العلاجية التي تقطع إشارات الألم الصاعدة.

هنا، نصف الإجراءات الجراحية (استئصال الصفيحة والتعرض للعصب الوركي)، وجمع البيانات، وتحليل إشارتين كهروضوئية مكملين: تسجيلات جهد المجال المحلي وتسجيلات الخلايا العصبية الفردية ذات النطاق الديناميكي الواسع. كلاهما يميز تنشيط الفئات الفرعية من ألياف الأعصاب بناء على سرعة التوصيل بالنسبة لنبضة التحفيز الكهربائي.

يمكن لجهود المجال المحلية (LFP) التمييز بين ألياف الأعصاب A α/β وC لكنها لا تستطيع اكتشاف نشاط Aδ. توفر معلومات حول التنشيط العالمي للعصب الوركي بالكامل. بعد التحفيز الكهربائي المباشر للعصب الوركي باستخدام قطب ثنائي القطب على نمط J-cuff، يتم حساب قياسات المساحة تحت المنحنى للمنخفضين المعنيين بكل مكون.

تقيم تسجيلات الخلايا العصبية الفردية ذات النطاق الديناميكي الواسع (WDR) نشاط مجموعة فرعية من تنشيط الخلايا الوركية، ويمكنها التمييز بين أنواع ألياف Aα/β وAδ وC. يمكن تطبيق التحفيز الكهربائي مباشرة على العصب الوركي كما هو الحال مع LFP، أو عبر أقطاب الإبرة الموضوعة في سطح الأخمص للكف الخلفي. هذه الإشارة ذات التردد الأعلى تنتج ارتفاعات عالية في جهد فعل الإشارة إلى الضوضاء. تعكس عداد الأشواك داخل نوافذ الكمون المحددة مسبقا مستوى نشاط أنواع الألياف المختلفة.

حتى الآن، تم استخدام هذه التقنيات لتقييم الخصائص الزمنية لثلاث أنماط مختلفة لحجب الألم: كتلة العصب الكهربائية بالتيار المباشر باستخدام قطب رابط الأعصاب المفصول بالكربون (CSINE) المخصص، والتيار المتردد بتردد كيلوهرتز، والتعديل الضوئي الحيوي باستخدام ليزر 830 نانومتر. تم استخدام هذا التحضير الجراحي لتدخلات حجب الأعصاب لمدة تصل إلى 5 ساعات.

المقدمة

حجب إشارات الألم مباشرة في الأعصاب الطرفية قبل وصولها إلى الحبل الشوكي لديه إمكانية لعدة تطبيقات لعلاج الألم، مثل التهاب المفاصل العظمي للركبة ومتلازمة الطرف الوهمي بعد البتر 1,2,3,4. بشكل عام، فإن مثل هذه التدخلات العلاجية للألم ستقلل أو تلغي الآثار الجانبية الجهازية المذكورة في الأدوية الدوائيةوالمسكنات الحالية 1,2.

يمكن تسجيل نوعين من القياسات الكهربائية الفسيولوجية التكميلية من الحبل الشوكي القطني لتقييم تنشيط الحواس الطرفية: جهود المجال المحلية (LFP)3,4 ونطاق ديناميكي واسع (WDR)5,6,7 تسجيلات الخلايا العصبية الفردية. يمكن تسجيل LFP من الأعمدة الظهرية الشوكية. تستخدم لقياس تنشيط العصب الوركي بالكامل؛ يمثل LFP استجابات العديد من الخلايا، بما في ذلك الجهود التحفيزية بعد المشبكية في التغصنات والجهود الآلية المسجلة من أطراف السوما والمحور. وقد تم استخدامها لدراسة اللدونة العصبيةللحبل الشوكي 3 والتأثيرات المخففة للألم للتحفيز الكهربائيللحبل الشوكي 8. من إشارات LFP، يمكن قياس سعة Aα/β الكبيرة المائلية بالإضافة إلى سعة ألياف C غير الميليلين3. توجد خلايا WDR في القرن الظهري للحبل الشوكي L4 وL5. هذه الخلايا العصبية متعددة الاستقبال؛ تستقبل وتنقل بأمانة مدخلات من جميع فئات الخلايا الحسية: ألياف Aδ و C الحسية، وألياف Aα/β غير الحسفية 7,9,10,11. لذلك، وبناء على الكمون بالنسبة للمحفز الحسي، يوفر نشاط خلايا WDR معلومات مفصلة عن النشاط الحسي المحيطي5. وقد تم استخدام مثل هذه التسجيلات سابقا لتقييم الحجب الحسي باستخدام التيار المستمر (DC)9 والتيار المتردد بتردد كيلوهرتز (KHFAC)10. تستخدم كلتا التقنيتين زمن استجابة الإشارات المسجلة للتمييز بين الفئات الفرعية المختلفة من ألياف الأعصاب الطرفية الحسية؛ ويرجع ذلك إلى اختلاف سرعات التوصيل بين الأصناف الفرعية من ألياف الأعصاب12. الإشارات مكملة لأن تسجيلات LFP تعكس نشاط العصب الوركي بأكمله لكنها لا تميز إلا Aα/β عن ألياف C ولا تكتشف Aδ13,14. في الوقت نفسه، تعكس تسجيلات WDR نشاط مجموعة فرعية من ألياف الأعصاب الوركي لكنها يمكنها التمييز بين ألياف Aα/β وAδ وC 7,9,10,11. يمكن التغلب على هذا العيب بواسطة مصفوفات أقطاب متعددة التلامس لتسجيل عدة خلايا عصبية WDR في نفسالوقت.

تنقل أنواع الألياف العصبية الطرفية المختلفة أنواعا مختلفة من الإشارات الحسية أو الحركية. على سبيل المثال، الألياف الحسية الكبيرة المغطاة بالميالين تنقل إشارات لمسية، بينما الألياف الصغيرة غير المائلينية تنقل إشارات الألم 16,17,18. عند تقييم تقنيات حجب الأعصاب، من المهم فهم أي الأنواع الفرعية من الألياف تتأثر بشكل أساسي لأن حجب إشارات الألم مع الحفاظ على الإحساس اللمسي سيكون مفيدا سريريا. علاوة على ذلك، لوحظت خصائص زمنية معقدة للكتلة العصبية الطرفية. على سبيل المثال، يقوم الليدوكائين المخدر الموضعي في البداية بحجب ألياف C غير الميالينية فقط، ثم ينتقل إلى حجب الألياف الميالينيةلاحقا. بعد الكتلة الكاملة لجميع ألياف الأعصاب باستخدام الليدوكائين، لوحظت أيضا اختلافات في نوع الألياف في التعافي من الكتلة20. تسمح التقنية الكهربائية الفيزيولوجية الموضحة هنا للباحثين بتوضيح الخصائص الزمنية لمنهجيات حجب الأعصاب الطرفية على مختلف التجمعات الفرعية من ألياف الأعصاب الحسية. حتى الآن، استخدمنا هذه الطريقة لتقييم الكتلة باستخدام كتلة كهربائية التيار المستمر21,22، والكتلة الكهربائية23 بتردد التيار المتردد بتردد كيلوهرتز، والتعديل الضوئي الحيوي باستخدام أطوال موجية قريبة من الأشعة تحت الحمراء24,25. هذه التقنيات مناسبة أيضا لدراسة تدخلات أخرى تؤثر محليا على العصب الطرفي، مثل حقن البرد والحرارة والمواد الكيميائية 26,27,28.

غالبا ما يستخدم تقييم علاجات الأعصاب الطرفية نماذج مرضية مثل الألم الالتهابي29 أو الألم العصبي30 مع اختبارات سلوكية للحساسية الميكانيكية والحرارية31. يمكن للطرق الفيزيولوجية الكهربائية الموضحة هنا أن تقيس التغيرات في النشاط العصبي التي تساهم في تقليل الإحساس بالألم. علاوة على ذلك، يمكنها توفير بيانات مفيدة حول أي تأثيرات غير مرغوبة لحجب الأعصاب الطرفية، مثل انسداد الألياف الحسية الكبيرة المشاركة في الإحساس اللمسي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على هذا البروتوكول الذي يتضمن تجارب من قبل لجنة رعاية واستخدام المؤسسية (IACUC) في جامعة كيس ويسترن ريزيرف (CWRU). جامعة كيس ويسترن ريزيرف هي مؤسسة معتمدة من AAALAC وتلتزم بالقوانين والأنظمة الفيدرالية والولائية والمحلية المناسبة، بالإضافة إلى السياسات المؤسسية. تم تدريب واعتماد مجموعتنا البحثية من قبل موظفي CWRU. عند العمل على بروتوكولات معتمدة من IACUC، نلتزم بسياسة خدمة الصحة العامة ودليل العناية واستخدام المخبرية (الطبعة الثامنة)32.

ملاحظة: تم استخدام معايير التهوية والتخدير وإعطاء الأدوية الأخرى الموضحة هنا بنجاح للفئران البالغة من كلا الجنسين في نطاق وزن 350-500 جرام.

1. التخدير والتهوية

  1. تحفز التخدير في صندوق أكريليك مغلق يحتوي على 5٪ إيزوفلوران. بمجرد أن يفقد الفأر وعيه تماما، انتقل إلى مخروط أنف للحلق. باستخدام مقص كهربائي، قم بإزالة الفراء من الخلف والساق الخلفية اليسرى من القمة الحرقفية إلى مفصل الركبة.
    ملاحظة: يكون الفأر جاهزا للتنبيب عندما يحدث التنفس التلقائي بمعدل 15-30 نفسا في الدقيقة.
  2. قم بتنبيبه الفأر في وضعية الاستلقاء على الظهر باستخدام الغمد من قسطرة IV بوزن 14 G (قد تكون قسطرة 16G أكثر ملاءمة للحيوانات الصغيرة) ومنظار الحنجرة بشفرة بحجم ميلر 0 أو 00.
  3. لتحسين رؤية الأحبال الصوتية، ارفع اللسان بلطف باستخدام ملقط غير سحق. تحقق من صحة التنبيب من خلال الخروج من الصدر ومعدل التنفس، الذي يتزامن مع معدل رفع الصدر.
  4. استخدم تهوية بضغط إيجابي بمعدل ضربة 60/دقيقة وحجم ضربة 3-5 سم مكعب/ضربة، مع الحفاظ على تركيز الإيزوفلوران عند 1٪-3٪.
  5. قم بقسطرة وريد ذيلي جانبي باستخدام قسطرة وريدية بوزن 22 جيلا. لتحسين الرؤية، نظف وريد الذيل على الجانب الجانبي من الذيل بماء فاتر وكحول إيزوبروبيل بنسبة 70٪.
  6. حقن حوالي 1 مل من محلول ملحي معقم مع مراقبة تدفق المحلول الملحي بعناية عبر القسطرة. أي وذمة تشير إلى وضع غير صحيح للقسطرة.
  7. باستخدام أنابيب البولي إيثيلين، يتم توصيل القسطرة المدخلة بحقنة من محلول الروكورونيوم (2 ملغ/مل) مركبة في مشغل الحقنة. لا تبدأ التسريب حتى تكون جاهزا لإجراء تسجيلات العمود الفقري.

2. الجراحة

ملاحظة: يجب إجراء جميع الإجراءات الجراحية على قاعدة جهاز الصغير المجسم. يمكن تجميع بقية معدات الستيريوتاكسيك على مراحل مع تقدم الجراحة.

  1. جراحة العمود الفقري
    1. بالنسبة للجراح الأيمن، ضع الفأر بحيث يكون الذيل إلى اليمين والرأس إلى اليسار. قد يفضل الجراح الأعسر وضع الفأر بحيث يكون الرأس على اليمين.
    2. اتحسس الضلع الذنبي الأقصى على الجانب الأيسر للجرذ واتبعه حتى العمود الفقري. باستخدام المشرط، قم بعمل شق في منتصف المنتصف بحوالي 60 مم في هذه النقطة.
    3. استخدم المشرط لكشط الأنسجة من العضلات الشوكية. استخدم المقص لكشف الأضلاع وتحديد مكان الضلع الذيلي.
    4. باستخدام تقنية التشريح العريض (إدخال المقص مغلقا، ثم فتح المقص لفصل الأنسجة)، تأكد من وجود الضلع الذيلي بصريا ولمسيا. استخدم مجهره جراحي في هذه الخطوة (تكبير 3.5x-45x). ينضم الضلع الذيلي إلى الجانب الخلفي من الفقرة T13. حدد عملية T13 الشوكية باستخدام قلم دائم.
    5. ثبت العمود الفقري باستخدام مشابك العمود الفقري عند الفقرة T11 وL4. للقيام بذلك، استخدم التشريح العريض لإنشاء جيب على جانبي كل فقرة.
    6. قم بتحريك العمودين الرأسيين مع قواعد القاعدة في مسار T في منصة الستيريوتاكس، واصطف مع فقرات T11 وL4، لكن لا تشد. أدخل الأعمدة الأسطوانية لمشابك الفقرات في مشابك الأعمدة، لكن لا تشد.
    7. بدءا من T11، ثبت العمود الفقري باستخدام ملقط مسنن، وأدخل فكوك مشابك العمود الفقري على جانبي الفقرات، على زاوية تقارب 45° من الفقرة T13، وشد فكوك مشبك العمود الفقري. ثم شد عمود مشبك العمود الفقري في مشبك العمود. كرر هذه العملية مع الفقرة الرابعة.
    8. ارفع كلا المشابك الخلفية لرفع العمود الفقري بحيث يدعم جذع الجرذ عبر مشابك العمود الفقري (الشكل 1A). وهذا يقلل من التشوهات الحركية المرتبطة بالتنفس في التسجيلات الفيزيولوجية الكهربائية.
    9. حدد موقع الروسترو-ذيل للنسيتين الشوكية T13 وL1 باستخدام غرز فردية في سطح العضلة الجانبي للعمود الفقري.
      ملاحظة: سيتم إزالة علامات العملية الشوكية أثناء استئصال الصفيحة.
  2. استئصال الصعوبة
    1. ضع مؤقتا الإطار المجسم على شكل حرف U بحيث يمكن استخدام السكة الأفقية لإراحة كعبي اليدين أثناء تنفيذ هذه العملية الدقيقة (الشكل 1B). يجب إزالته قبل جراحة العصب الوركي.
    2. تنظيف العضلات والأنسجة الضامة من سطح الصفائح الفقرية بين T12 وL3 باستخدام الملقط المسنن، والمقص، والكشط بالمشرط. تحت المجهر الجراحي، استخدم أجهزة فريدمان-بيرسون رونجرز لإزالة الصفائح الفقرية من L2 إلى T13.
    3. للبدء، ضع الرونجورات بالقرب من الأفق وخذ عضات صغيرة من الجزء الذيلي من L2 حيث تتداخل مع L3. قم بتمديد استئصال الصفيحة من الأمام لكشف خط منتصف الحبل الشوكي، مع الحرص على تقليل الضغط على الحبل الشوكي، وإزالة شظايا العظام من الحراس بانتظام.
    4. وأخيرا، قم بتمديد استئصال الصفيحة جانبيا 2 مم على كل جانب من خط الوسط. أزل الجاف الأم من الحبل الشوكي المكشوف باستخدام ملقط ناعم ومقص زنبضي.
    5. قم بتخميم الجافة قبل إجراء أي قطع. كمية صغيرة من السائل الدماغي الشوكي تتدفق من الجافة بعد أول قطع. امتص هذا بلطف مع قطعة ملتوية من النسيج الخالي من الوبر قبل إزالة الجزء المتبقي من الجورا ماتر.
    6. غط عملية استئصال الصفيحة بقطعة من النسيج المبلل بالمحلول الملحي حتى فترة تسجيل الفيزيولوجيا الكهربائية.
  3. جراحة العصب الوركي
    1. أزل الإطار المجسم على شكل حرف U للوصول إلى ساق. كشف العصب الوركي عند منتصف الفخذ عن طريق عمل شق بالمشرط (الشكل 1C). تنظيف الأنسجة الضامة من العصب باستخدام تشريح غير مباشر. كمية العصب المكشوف تعتمد على ما إذا كان العصب يتم تحفيزه كهربائيا.
    2. ضع جهاز كتلة العصب بجانب العصب المكشوف. تأكد من أن قطب التحفيز وجهاز الكتلة العصبية قريبان من نقطة الفرع التي ينقسم عندها العصب الوركي إلى الأعصاب الظنبوبية والسطحية والشمعية33. استبدال إطار الستيريوتاكس وإضافة ذراع الستيريوتاكس للتحضير للتسجيلات الكهروفيزيولوجية (الشكل 1D).
    3. إجراء التحفيز لتسجيلات الخلايا العصبية WDR إما على السطح الأخمصي للكف الخلفي أو عبر تحفيز مباشر للورك باستخدام قطب الكفة العصبي. في تسجيلات LFP، قم بالتحفيز عبر تحفيز مباشر للعصب لأن التنشيط عبر تحفيز القدم يجعل شق ألياف C يصبح غير واضح جدا للكشف.
    4. إذا كان التحفيز الحسي يطبق مباشرة على العصب الوركي، ضع قطبا كهربائيا ثنائي القطب من نوع J-cuff ثنائي القطب حول العصب34، بحجم التلامس المكشوف 1 مم × 3 مم (يمكن تصنيع أقطاب الكفة المماثلة خصيصا بواسطة MicroProbes for Life Science في غايثرسبرغ ماريلاند أو World Precision Instruments في ساراسوتا، فلوريدا).
    5. للحصول على أكثر تحفيز مباشر للعصب فعالا، تأكد من وضع القطب الكهربائي بالقرب من نقطة الفرع التي ينقسم عندها العصب الوركي إلى الأعصاب الظنبوبية والسطحية والشظنية33.
    6. للتحفيز الأخمصي، أدخل قطبين إبريين من الفولاذ المقاوم للصدأ بقطر 13 مم،داخل الإصبع الخامسوخارج الأصابع الرابعة، بالقرب من سطح الأخمص.

3. التحفيز الكهربائي

  1. إذا استخدمت تحفيز الكفة العصبية، ابدأ بحقن محلول روكورونيوم جهازي (2 ملغ/مل بمعدل 1-1.4 مل/ساعة). يجب أن يبدأ الحقن الجهازي للروكورونيوم خلال 30-60 ثانية. ابحث عن حركة مرتبطة بالتحفيز في الكف الخلفي واضبط معدل التسريب حسب الحاجة لضمان إزالة كل الحركة.
  2. تطبيق التحفيز الكهربائي المتحكم به التيار على سطح القدم الأخمصي أو العصب الوركي باستخدام محفز نبضي مستطيل ثنائي المرحلة، باستخدام معايير التحفيز: عرض النبضة 1-5 مللي ثانية، معدل النبض 0.1-0.2 هرتز، السعة 1-10 مللي أمبير من الذروة إلى الذروة.
  3. ضبط معايير التحفيز أثناء التسجيلات الفيزيولوجية الكهربائية، الموضحة في القسم التالي، لضمان أقصى تحفيز لجميع الأنواع الفرعية للألياف.
  4. يحتوي المحفز على إشارة إخراج محفز، منفصلة عن نبضة التحفيز التي يتم التحكم بها بواسطة التيار. قم بتوصيل هذا الجهاز بجهاز جمع البيانات لمزامنة البيانات الفيزيولوجية الكهربائية مع نبضة التحفيز. راجع القسم التالي لمزيد من التفاصيل.

4. التسجيلات الكهربائية الفيزيولوجية

  1. أدخل إبر تحت الجلد (21 جرم، 1 ونصف بوصة) في العضلة على جانبي العمود الفقري، موازية للعمود الفقري. اربط إبرة التأريض بالهيكل المعدني لكل مرحلة من مراحل الرأس.
  2. قم بتوصيل الإبرة المرجعية بكل من المدخلات المرجعية على مراحل الرأس. كل من القنوات الثمانية على المضخم لها منفذ إخراج BNC خاص بها، متصل بقناة منفصلة من التناظرية إلى الرقمية على جهاز جمع البيانات.
  3. رقمنة الإشارات بشكل مستمر (تردد أخذ عينات 20 كيلوهرتز) وعرضها (برنامج Spike2). باستخدام كابل BNC، قم بتوصيل نبضة الزناد (المسماة 'TRIG OUT') من محفز النبضة المعزول بأحد قنوات الإدخال الرقمية على جهاز جمع البيانات.
  4. في البرنامج، قم بإعداد قناة المشغلات لتسجيل الأحداث. سيسمح ذلك بتحليل إشارات LFP أو WDR بالنسبة لوقت كل تحفيز كهربائي.
    ملاحظة: يمكن إجراء تسجيلات LFP وWDR باستخدام نفس مصفوفة الإلكترودات الدقيقة المخصصة (مصفوفة 1 × 8 أقطاب متعددة، تباعد 500 ميكرومتر بين الأعمدة ومقاومة 1 ميغاأوم، مصممة خصيصا). تعد إعدادات عمق الاختراق وإعدادات مرشح تمرير النطاق الترددي للمضخم هي الفروقات الرئيسية بين أنواع الإشارات. تم تثبيت المصفوفة وتوصيلها بجهاز الستيريوتاكس باستخدام موصل مطبوع ثلاثي الأبعاد مخصص (الشكل 2A). ومع ذلك، هناك بديل تجاري متوفر (الشكل 2B، حامل الأقطاب القياسي [جدول المواد]).
  5. بالنسبة لأنابيب اللواء المنخفضة، أدخل المصفوفة موجهة في اتجاه الروستروذيل، بحيث يكون القطب في أقصى القطب المستقيم مع تحديد الغرز على النتوء الشوكي T13، قريبا من الخط الأوسط دون إتلاف الوعاء الدموي في منتصف الخط. أقوى الإشارات تقع بين سطح الحبل وعمق 300 ميكرومتر.
  6. اضبط مرشحات تمرير النطاق على المضخم على 10-100 هرتز، مع كسب 1000x. أضف فلتر نتش 60 هرتز (أو 50 هرتز، حسب الموقع الجغرافي) لإزالة ضوضاء التيار الكهربائي. جودة قوة الإشارة تختلف بين المصفوفة. اختر أفضل إشارة لاستخدامها لمزيد من التحليل.
  7. توزع خلايا WDR في طول التضخم القطني للحبل الشوكي، في القرن الظهري من عمق 600-1200 ميكرومتر ومن الجانب إلى الخط الأوسط من 200-800 ميكرومتر، في نفس الجانب من التحفيز. اضبط مرشحات تمرير النطاق على المضخم على 300-10,000 هرتز، مع كسب 10,000 مرة. استخدم فلتر نتش لهذه التسجيلات أيضا، رغم أن ضوضاء التيار الرئيسي عادة ما تزال بواسطة مرشح تمرير النطاق.
  8. ضبط معايير التحفيز أثناء مراقبة الإشارة الفيزيولوجية الكهربائية. قم بضبط سعة التحفيز وعرض النبضة لضمان أقصى تنشيط لجميع أنواع الألياف العصبية.
    ملاحظة: الألياف الكبيرة ذات الميالين (Aα/β) لها أدنى عتبات التنشيط، تليها الألياف الصغيرة ذات الميالين (Aδ). تتطلب ألياف C غير الميالينية عرض وسعة نبضات تحفيز أعلى لتوليد جهود فعل عبر التحفيز الكهربائي.
  9. بدءا من عرض نبضة 1 مللي ثانية، زد السعة حتى يتم رؤية جميع مكونات الإشارة. إذا لم يكن بالإمكان رؤية ألياف C ذات العتبة الأعلى، قم بزيادة عرض نبضة التحفيز.
  10. لتسجيل LFP، لاحظ التأخير القصير، واستجابة ألياف A منخفضة العتبة بين 40-100 مللي ثانية، والاستجابة الطويلة وعالية الكمون بين 150-350 مللي ثانية (الشكل 3B)3,8.
  11. لتسجيلات WDR، استخدم زمن الاستجابة بعد التحفيز التالي لتحديد الأنواع الفرعية لألياف الأعصاب: Aα/β: 0 - 25 مللي ثانية، Aδ: 25 - 100 مللي ثانية، وج: 100-500 مللي ثانية (الشكل 3C) 5، 6، 7.

5. انسداد العصب الطرفي

  1. باستخدام قطب واجهة عصب مفصول بالكربون (CSINE)21، قم بتطبيق تيار مباشر كاثودي بقدرة 0.1-5 مللي أمبير على العصب الوركي، بالقرب من الكفة المحفزة (إذا كان ذلك مناسبا). تظهر أمثلة تجارب الكتل لتسجيلات LFP وWDR في الشكل 4 والشكل 5.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

تسمح البيانات التي يتم إنتاجها باستخدام هذا البروتوكول بتقييم مقدار الحجب النسبي للفئات الفرعية من ألياف الأعصاب الحسية. كما يسمح بتقييم الخصائص الزمنية للكتلة؛ كل من معدل الانسداد، ومعدل التعافي بعد توقف المنبه الحاجب35. بالنسبة لقياسات LFP، يتم تحديد تنشيط الألياف بحساب المساحة تحت المنحنى للفترة الزمنية المحددة التي تتوافق مع نوع الألياف المعني. في الشكل 4، تم تطبيق تيار مستمر على العصب الوركي لمدة 32 ثانية لمنع توصيل الأعصاب. يتم ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تصف هذه الطريقة تجمع إشارتين كهروفسيولوجيتين مكملتين يمكن استخدامهما لقياس فعالية التدخلات العلاجية المحتملة لحجب الإشارات الحسية في الأعصاب الطرفية.

يمكن تسجيل جهود المجال المحلية (LFP) من الأعمدة الظهرية الشوكية باستخدام أقطاب كهربائية دقيقة عالية المقاومة (1 MΩ). تستخدم لقياس تنشيط العصب الوركي بالكامل؛ يمثل LFP استجابات العديد من الخلايا، بما في ذلك الجهود التحفيزية بعد المشبكية في التغصنات وجهود العمل المسجلة من أطراف السوما والمحورالمحو...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

وقد دعم هذا العمل من قبل NIH NINDS R01NS116009.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
مصفوفة متعددة الأقطاب 1 × 8، 500 وميكرو؛ M المسافة بين الأعمدة  المجسات الدقيقةمنتج مخصصمصفوفة الإلكترودات الدقيقة المخصصة 
قسطرة 14 G من القسطرة الوعائيةبنكتون ديكنسونSKU: 381164، GTIN: 382903811649
مضخم حيوي ذو 8 قنواتوورلد بريسيجن إنسترومنتسISO-DAM8Aالمسرح الرئيسي
ميكروسكوب ستيريو ثلاثي العين من سلسلة AmScope SM-6T بتقنية التكبير 3.5-45x مع ذراع مفصلية مع ضوء حلقيأمسكوبSM-8TW2-144Sالمجهر الجراحي
جهاز جمع البيانات تصميم كامبريدج الإلكترونيPower1401-3A
ملقط دومونت #5أدوات العلوم الدقيقة11251-20
فريدمان-بيرسون رونجر (حجم كوب 1 مم)أدوات العلوم الدقيقة16021-14
جهاز التنفس الهوائي في هارفاردهارفارد أبريتوس الطراز 683
إيزوفلوران، USPبيراميل للرعاية الحرجة66794-017-25
منظار الحنجرةسارنوفا HC301-B802
شفرة ميلر 00 لمنظار الحنجرةسارنوفا HC301-B5100-20
الإبر تحت الجلد المزدوجةريذم لينكRLSND121-1.0أقطاب إبرة فولاذية مقاوم للصدأ بقياس 13 مم  
روكورونيوم بروميوم، USPسولكو43547-530-10
سبايك2تصميم كامبريدج الإلكتروني
محفز نبضي معزول بموجة مربعة &nb;أنظمة AMموديل 2100محفز نبض مستطيل معزول ثنائي الطور
منصة ستيريوتاكسيك  مع  قواعد قابلة للتعديل   مع عمود ومشبكديفيد كوبف إنسترومنتسالطراز 982
قسطرة الأمان SureSite IV بحجم 22G × 1"  ميدلاينDYNA22100قسطرة وريدية 22 جيج  
سائق الحقنةكول بارمرالطراز 74900
معالج دقيق فائق الدقة
دقة 10 ميكرون		ديفيد كوبف إنسترومنتسالطراز 961
حامل اليونيفرسالديفيد كوبف إنسترومنتسالطراز 1772 موصل بديل مطبوع ثلاثي الأبعاد  
إطار ستيريوتاكسي على شكل حرف U ديفيد كوبف إنسترومنتسالطراز 1430
مقص زنبركي فاناس - حافة قطع 2 ممأدوات العلوم الدقيقة15000-03 
مشابك الفقرات ديفيد كوبف إنسترومنتسالطراز 986C 

المراجع

  1. Paul, A. K., et al. Opioid analgesia and opioid-induced adverse effects:a review. Pharmaceuticals (Basel). 14 (11), 1091(2021).
  2. Guichard, L., et al. Opioid-induced hyperalgesia in patients with chronic pain:a systematic review of published cases. Clin J Pain. 38 (1), 49-57 (2022).
  3. Hu, N. W., et al. Protein synthesis inhibition blocks the late-phase LTP of C-fiber evoked field potentials in rat spinal dorsal horn. J Neurophysiol. 89 (5), 2354-2359 (2003).
  4. Gozariu, M., et al. Temporal summation of C-fiber afferent inputs:competition between facilitatory and inhibitory effects on C-fiber reflex in the rat. J Neurophysiol. 78 (6), 3165-3179 (1997).
  5. Zhang, Z., et al. Understanding of spinal wide dynamic range neurons and their modulation on pathological pain. J Pain Res. 17, 441-457 (2024).
  6. Duan-Mu, C. L., et al. Electroacupuncture-induced muscular inflammatory pain relief was associated with activation of low-threshold mechanoreceptor neurons and inhibition of wide dynamic range neurons in spinal dorsal horn. Front Neurosci. 15, 687173(2021).
  7. Wallin, J., et al. Spinal cord stimulation inhibits long-term potentiation of spinal wide dynamic range neurons. Brain Res. 973 (1), 39-43 (2003).
  8. Yang, F., et al. Activation of cannabinoid CB1 receptor contributes to suppression of spinal nociceptive transmission and inhibition of mechanical hypersensitivity by Aβ-fiber stimulation. Pain. 157 (11), 2582-2593 (2016).
  9. Yang, F., et al. Differential expression of voltage-gated sodium channels in afferent neurons renders selective neural block by ionic direct current. Sci Adv. 4 (4), eaaq1438(2018).
  10. Cuellar, J. M., et al. Effect of high-frequency alternating current on spinal afferent nociceptive transmission. Neuromodulation. 16 (4), 318-327 (2013).
  11. Omori, Y., et al. A mouse model of sural nerve injury-induced neuropathy:gabapentin inhibits pain-related behaviors and the hyperactivity of wide-dynamic range neurons in the dorsal horn. J Pharmacol Sci. 2009, 532-539 (2009).
  12. Vande Perre, L., et al. Differences in conduction velocities of nerve fibers excited by infrared and electrical stimulation. J Neurosci Methods. 418, 110427(2025).
  13. Paquette, T., et al. Spinal neurovascular coupling is preserved despite time-dependent alterations of spinal cord blood flow responses in a rat model of chronic back pain:implications for functional spinal cord imaging. Pain. 164 (4), 758-770 (2023).
  14. Yang, C. -T., et al. Novel pulsed ultrahigh-frequency spinal cord stimulation inhibits mechanical hypersensitivity and brain neuronal activity in rats after nerve injury. Anesthesiology. 139 (5), 646-663 (2023).
  15. Nierula, B., et al. A multichannel electrophysiological approach to noninvasively and precisely record human spinal cord activity. PLoS Biol. 22 (10), e3002828(2024).
  16. Arcourt, A., et al. Touch receptor-derived sensory information alleviates acute pain signaling and fine-tunes nociceptive reflex coordination. Neuron. 93 (1), 179-193 (2017).
  17. Zimmerman, A., Bai, L., Ginty, D. D. The gentle touch receptors of mammalian skin. Science. 346 (6212), 950-954 (2014).
  18. Wellnitz, S. A., et al. The regularity of sustained firing reveals two populations of slowly adapting touch receptors in mouse hairy skin. J Neurophysiol. 103 (6), 3378-3384 (2010).
  19. Falinower, S., et al. A C-fiber reflex modulated by heterotopic noxious somatic stimuli in the rat. J Neurophysiol. 72 (1), 194-213 (1994).
  20. Jones, M. G., et al. Neuromodulation using ultra low frequency current waveform reversibly blocks axonal conduction and chronic pain. Sci Transl Med. 13 (608), (2021).
  21. Vrabec, T. L., et al. A carbon slurry separated interface nerve electrode for electrical block of nerve conduction. IEEE Trans Neural Syst Rehabil Eng. 27 (5), 836-845 (2019).
  22. Bender, S. A., et al. Effects on heart rate from direct current block of the stimulated rat vagus nerve. J Neural Eng. 20 (1), (2023).
  23. Green, D. B., et al. Effects of waveform shape and electrode material on kilohertz frequency alternating current block of mammalian peripheral nerve. Bioelectron Med. 8 (1), 11(2022).
  24. Buzza, A. S., et al. Direct photobiomodulation therapy on the sciatic nerve significantly attenuates acute nociceptive sensitivity without affecting motor output. Neuromodulation. 27 (8), 1338-1346 (2024).
  25. Buzza, A., et al. Selective neural inhibition via photobiomodulation alleviates behavioral hypersensitivity associated with small sensory fiber activation. Lasers Surg Med. 56 (3), 305-314 (2024).
  26. Lothet, E. H., et al. Alternating current and infrared produce an onset-free reversible nerve block. Neurophotonics. 1 (1), 011010(2014).
  27. Fishman, M. A., et al. Temperature-mediated nerve blocks in the treatment of pain. Curr Pain Headache Rep. 25 (9), 60(2021).
  28. Wang, F., et al. Nociceptor-localized cGMP-dependent protein kinase I is a critical generator for central sensitization and neuropathic pain. Pain. 162 (1), 135-151 (2021).
  29. Shi, C. Y., et al. Luteoloside exerts analgesic effect in a complete Freund's adjuvant-induced inflammatory model via inhibiting interleukin-1β expression and macrophage/microglia activation. Front Pharmacol. 11, 1158(2020).
  30. Leong, M. L., Speltz, R., Wessendorf, M. Effects of chronic constriction injury and spared nerve injury, two models of neuropathic pain, on the numbers of neurons and glia in the rostral ventromedial medulla. Neurosci Lett. 2016, 82-87 (2016).
  31. Zhao, X. H., Zhang, T., Li, Y. Q. The up-regulation of spinal Toll-like receptor 4 in rats with inflammatory pain induced by complete Freund's adjuvant. Brain Res Bull. 111, 97-103 (2015).
  32. Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , U.S. Department of Health and Human Services, Public Health Service, National Institutes of Health. (1986).
  33. Greene, E. C. Anatomy of the Rat. , American Philosophical Society. Philadelphia. (1935).
  34. Foldes, E. L., et al. fabrication and evaluation of a conforming circumpolar peripheral nerve cuff electrode for acute experimental use. J Neurosci Methods. 196 (1), 31-37 (2011).
  35. Green, D. B., et al. Temporal properties of transcutaneous direct current motor conduction block. J Neural Eng. 22 (1), (2025).
  36. Sandkühler, J., Gruber-Schoffnegger, D. Hyperalgesia by synaptic long-term potentiation (LTP):an update. Curr Opin Pharmacol. 12 (1), 18-27 (2012).
  37. Drdla-Schutting, R., et al. Erasure of a spinal memory trace of pain by a brief, high-dose opioid administration. Science. 335 (6065), 235-238 (2012).
  38. Guan, Y., et al. Windup in dorsal horn neurons is modulated by endogenous spinal µ-opioid mechanisms. J Neurosci. 26 (1), 4298-4307 (2006).
  39. Morgan, M. M. Paradoxical inhibition of nociceptive neurons in the dorsal horn of the rat spinal cord during a nociceptive hindlimb reflex. Neuroscience. 88 (2), 489-498 (1999).
  40. Deng, W., et al. Paravertebrally-injected multifunctional hydrogel for sustained anti-inflammation and pain relief in lumbar disc herniation. Adv Healthc Mater. 13 (27), 2401227(2024).
  41. Jones, A. F., et al. Sex and age effects on chronic inflammatory pain development, maintenance, and resolution in Wistar rats. J Pain. 28, 104789(2025).
  42. Goo, B., et al. Bee venom alleviated edema and pain in monosodium urate crystals-induced gouty arthritis in rat by inhibiting inflammation. Toxins (Basel). 13 (9), 661(2021).
  43. Thibault, K., et al. Antinociceptive and anti-allodynic effects of oral PL37, a complete inhibitor of enkephalin-catabolizing enzymes, in a rat model of peripheral neuropathic pain induced by vincristine. Eur J Pharmacol. 600 (1-3), 71-77 (2008).
  44. Henschke, N., Kamper, S. J., Maher, C. G. The epidemiology and economic consequences of pain. Mayo Clin Proc. 90 (1), 430-437 (2015).
  45. Dorner, T. E. Pain and chronic pain epidemiology:implications for clinical and public health fields. Wien Klin Wochenschr. 130 (1), 1-3 (2018).
  46. Memtsoudis, S. G., et al. Peripheral nerve block anesthesia/analgesia for patients undergoing primary hip and knee arthroplasty:recommendations from the International Consensus on Anesthesia-Related Outcomes after Surgery (ICAROS) group based on a systematic review and meta-analysis of current literature. Reg Anesth Pain Med. 46 (11), 971-985 (2021).
  47. Irajian, M., Fattahi, V. Rebound pain after peripheral nerve block for ankle surgery and postoperative analgesic:systematic review. Eurasian J Chem Med Pet Res. 2 (3), 43-52 (2023).
  48. Su, T. F., et al. Peripheral direct current reduces naturally evoked nociceptive activity at the spinal cord in rodent models of pain. J Neural Eng. 21 (2), 026044(2024).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة