هنا ، نقدم بروتوكولا للحفاظ على بنية الشرايين البشرية عن طريق ضخ هلام مثبت للأنسجة في تجويف الوعاء الدموي قبل التقسيم للتحليل الجزيئي أو النسيجي المرضي.
يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية
مقالة منهجية
في المختبر تسريب الجل داخل اللمعة: نهج متقدم للتحليل المجهري لشرايين المقاومة البشرية
في هذه المقالة
ملخص
الملخص
تلعب الشرايين المقاومة، التي تشمل الشرايين الصغيرة والشرايين، أدوارا أساسية في تنظيم ضغط الدم وتروية الأنسجة. يمكن أن يؤدي الخلل الوظيفي في هذه الشرايين إلى أمراض القلب والأوعية الدموية المختلفة مثل ارتفاع ضغط الدم وتصلب الشرايين وفشل القلب ، فضلا عن أمراض الأوعية الدموية العصبية. يعد فحص شرايين المقاومة البشرية أمرا بالغ الأهمية لفهم آليات أمراض القلب والأوعية الدموية وتطوير استراتيجيات علاجية مستهدفة. تقدم هذه الدراسة طريقة مبتكرة لإعداد شرايين مقاومة بشرية معزولة عن طريق ضخ هلام مثبت للأنسجة في التجويف ، مع الحفاظ على بنيتها الأصلية وسلامتها الخلوية. تم الحصول على الأنسجة العقلية البشرية من المرضى الذين يخضعون لعمليات جراحية في البطن ، وتم عزل شرايين المقاومة الصغيرة (قطرها 100-300 ميكرومتر) عن طريق التشريح الدقيق الدقيق. ثم تم تشكليف الشرايين وضغطها في غرفة عضل مزرعة وتثبيتها بالفورمالين المحايد بنسبة 10٪. تم غرس جل مثبت للأنسجة في تجويف الشريان المقنن ، والذي سمح له بالتصلب للحفاظ على الهيكل ثلاثي الأبعاد. تم إجراء تحليلات نسيجية وكيميائية مناعية وتعبير جيني لتقييم الحفاظ على الشرايين. كشفت الأقسام النسيجية عن السلامة الهيكلية المحفوظة جيدا والهندسة المعمارية الطبيعية للشرايين ، مما يحافظ على طبقات البطانية والعضلات الملساء المحددة جيدا. أظهر التلوين الكيميائي المناعي توطين مميزا للعلامات مثل CD31 وأكتين العضلات الملساء α. كشف التهجين في الموقع عن أنماط تعبير جينية محددة ، مما يوفر نظرة ثاقبة للآليات الجزيئية. توفر هذه الطريقة المتقدمة لتسريب الجل داخل اللمعة مزايا كبيرة ، مما يتيح التصوير المتقدم والتحليل الشامل لبنية الشرايين وإعادة التشكيل والتفاعلات الخلوية في كل من الحالات الصحية والمريضة. هذه الطريقة لديها القدرة على تحسين التشخيص السريري والاستراتيجيات العلاجية لأمراض الأوعية الدموية ، وبالتالي توفير أداة قيمة للنهوض بأبحاث بيولوجيا الأوعية الدموية.
المقدمة
تنظم شرايين المقاومة تدفق الدم والضغط وتخضع لتغيرات كبيرة في حالات مثل ارتفاع ضغط الدم والسكري وتصلب الشرايين1،2،3،4،5. يعد فحص شرايين المقاومة البشرية أمرا ضروريا لفهم أمراض القلب والأوعية الدموية وتطوير العلاجات المستهدفة6،7،8،9،10. غالبا ما أدت الطرق التقليدية للتحقيق في الأوعية الدموية إلى القطع الأثرية وفقدان السلامة ثلاثية الأبعاد10،11،12،13،14،15. لمعالجة هذه القيود ، نقدم طريقة مبتكرة لإعداد شرايين المقاومة البشرية المعزولة عن طريق حقن هلام في التجويف ، وبالتالي الحفاظ على هيكلها التقريبي خارج الجسم الحي و / أو في الجسم الحي .
تحافظ تقنية ضخ الجل داخل اللمعة هذه على البنية الطبيعية للشرايين ، مما يسمح بتمثيل أكثر دقة لحالتها الفسيولوجية. من خلال تثبيت بنية الوعاء الدموي ، تسهل هذه الطريقة الفحص التفصيلي لإعادة تشكيل الشرايين ، والبنية الخلوية ، والمجالات الدقيقة ، والوصلات الخلوية غير المتجانسة ، والتعبير الجيني / البروتيني عبر طبقات الخلايا المختلفة. هذه التقنية مفيدة بشكل خاص لدراسة المكونات الخاصة بنوع الخلية في كل من الحالات الصحية والمريضة.
تم تطبيق هذه التقنية بنجاح في دراستنا الأخيرة16 ، مما يدل على فعاليتها في الحفاظ على السلامة الهيكلية والجزيئية لشرايين المقاومة البشرية ، مما يسهل التصوير المتقدم والتحليل الشامل. ألهمنا نجاح هذا التطبيق لتوثيق هذا البروتوكول التفصيلي ليستخدمه الآخرون.
في ورقة الطريقة هذه ، نصف بروتوكول تحضير شرايين المقاومة البشرية المعزولة وغرسها بهلام متوافق حيويا لتثبيت الأنسجة (جل واقي الأنسجة). هنا ، نصف الطريقة التجريبية ونوضح تطبيقاتها لتقييم بنية الشرايين والتحقيق في أنماط التعبير الجيني والبروتيني في طبقات الخلايا المختلفة. من خلال توفير تقنية شاملة وقابلة للتكرار لإعداد شرايين المقاومة البشرية ، نهدف إلى تطوير أبحاث بيولوجيا القلب والأوعية الدموية ، وتحسين قابلية تكرار النتائج ، والمساهمة في الأساليب التشخيصية والعلاجية الجديدة لأمراض القلب والأوعية الدموية.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
البروتوكول
قبل إجراء التجارب التالية ، تأكد من الموافقة على استخدام الأنسجة البشرية والإجراءات التالية من قبل مجلس المراجعة المؤسسية (IRB). تم جمع الأنسجة العقلية من المرضى الذين يخضعون لعمليات البطن المشار إليها سريريا في المركز السريري للمعاهد الوطنية للصحة (NIH) بموافقة مجلس المراجعة المؤسسية للمعاهد الوطنية للصحة (NCT01915225). قدم جميع المشاركين موافقة خطية مستنيرة.
1. المواد والمعدات
- راجع جدول المواد للحصول على معلومات حول جميع الكواشف والمواد المطلوبة لهذا البروتوكول. للحصول على تفاصيل إضافية ، يمكن الرجوع إلى الكتيبات والمواقع المرتبطة بالبائعين المعنيين حسب الحاجة.
2. جمع الأنسجة العقلية البشرية
- جمع الأنسجة العقلية البشرية من الفريق الجراحي.
- ضع الأنسجة على الفور في حاوية عينة مبردة مسبقا تحتوي على عازلة باردة من Krebs Henseleit (KH) (التركيب: 118 ملي كلوريد الصوديوم ، 4.7 ملي كلوريد الرأس ، 1.2 ملي ملي كلوريدالصوديوم 4 ، 1.2 ملي هيلوسنة2PO4 ، 25 ملي مولار NaHCO3 ، 10 ملي هيبس ، 2.0 ملي كلوريدالكالسيوم 2 ، و 11.1 ملي جلوكوز) على الثلج.
- تأكد من غمر المناديل بالكامل في المخزن المؤقت ثم أغلق الغطاء بإحكام.
- انقل الأنسجة الموجودة في الحاوية المغلقة على الجليد إلى المختبر في غضون 30 دقيقة من جمعها لضمان بقاء الأنسجة.
ملاحظة: تأكد من ضبط الأس الهيدروجيني إلى 7.4 باستخدام هيدروكسيد الصوديوم أثناء تحضير المخزن المؤقت.
3. التشريح المجهري لشرايين المقاومة البشرية الصغيرة
- عند الوصول إلى المختبر ، اشطف الأنسجة العقلية بمحلول KH البارد لإزالة الدم الزائد.
- حدد قطعة من المنطقة الوعائية من الأنسجة للتشريح في عازلة باردة في طبق بتري على الجليد.
- تحت مجهر التشريح ، حدد شرايين المقاومة الصغيرة (قطرها 100-300 ميكرومتر) بناء على موقعها ونمط التفرع.
- اعزل الشرايين المحددة بعناية عن الأنسجة الدهنية والضامة المحيطة. باستخدام ملقط دقيق ومقص دقيق ، قم بقص وإزالة الأنسجة المحيطة دون الإضرار بالشريان.
- احتفظ بالشرايين المعزولة في عازلة باردة طوال عملية التشريح للحفاظ على قابليتها للحياة ومنع أي تدهور إنزيمي.
ملاحظة: قبل التشريح ، تأكد من نظافة منطقة التشريح. تحقق من معايرة مقياس أهداف المجهر و/أو برنامج الكاميرا بشكل صحيح لقياس القطر بدقة عند التكبيرات المختلفة. عادة ما تكون الأوردة مرئية بوضوح ، وتقع الشرايين بجوار الأوردة أو حولها. جدران الشرايين أكثر سمكا من جدران الأوردة. عند عزلها عن الأنسجة المحيطة ، تحافظ الشرايين على هيكلها كأنابيب أوعية سليمة. في المقابل ، فإن الأوردة لها جدران أرق ، وغالبا ما تبدو أكثر إشراقا بسبب الدم في تجويفها ، وتميل إلى أن تكون أكثر هشاشة بمجرد فصلها عن الأنسجة.
4. تحضير غرفة التصوير المعضلي للثقافة
- قم بإعداد غرفة عضل عضلي مزرعة مع قنيتين زجاجيتين للقنية والضغط على الشرايين المقطوعة.
- قم بإعداد حقنة سعة 5 مل بأنابيب شعرية نظيفة واملأها بمخزن KH جديد. قم بتوصيل الأنبوب بأحد طرفي القنية واملأه ب KH ، دون ترك فقاعات هواء.
- املأ الغرفة بمحلول بارد وضعها على الجليد للحفاظ على درجة حرارة منخفضة.
ملاحظة: يمكن استخدام طبق صغير مصنوع خصيصا مع قنقتين ، مصمم لتقليد غرفة العضل.
5. قنية وضغط الشرايين
- انقل الشريان المقطوع بعناية إلى حجرة التصوير العضلي باستخدام ملقط رفيع أو ماصة نقل بقطر أكبر من قطر الشريان.
- قم بإعداد أربع عقدة مفتوحة بخيطة النايلون (خياطة 11/0 ، 7 طبقات) وضع عقدتين منها على كل قنية قبل قنية الشريان.
- قم بتدوير الطرف القريب من الشريان عن طريق تحريكه على قنية زجاجية باستخدام ملقط دقيق وتثبيته بخيطتي نايلون.
- استخدم المخزن المؤقت KH في المحقنة لشطف الشريان المقنن برفق لإزالة أي دم متبقي.
- قم بتدوير الطرف البعيد للشريان وتثبيته بالمثل.
- ضع الغرفة على وحدة التصوير العضلي المتصلة بوحدة التحكم في الضغط ودرجة الحرارة.
- اضبط درجة الحرارة على 37 درجة مئوية.
- اضبط الضغط الأولي داخل اللمعة على 10 مم زئبق.
- قم بزيادة الضغط داخل اللمعة بزيادات قدرها 10 مم زئبق كل 10 دقائق حتى تصل إلى 60 مم زئبق. تأكد من الحفاظ على الضغط باستمرار باستخدام منظم الضغط المتصل بنظام التصوير المزروى للثقافة.
- استخدم جهاز تحديد المواقع الدقيقة لتصويب الشريان المضغوط طوليا حسب الحاجة لرفع الطول إلى مستواه الفسيولوجي تقريبا.
- قم بتشغيل MyoVIEW أو أي برنامج مناسب آخر على شاشة الكمبيوتر لتتبع أقطار الشرايين الداخلية والخارجية باستخدام الفرجار الرقمي.
- اسمح للشريان بالتوازن لمدة 45 دقيقة لتحقيق قطر ثابت ، مما يضمن الحفاظ على أبعاده الفسيولوجية ونغمه.
- اختبر صلاحية الشريان باستخدام مضيق للأوعية (على سبيل المثال ، 60 ملي مولار KCl أو فينيلي إيفرين) أو موسع للأوعية الدموية (على سبيل المثال ، أستيل كولين) وسجل التغيرات في قطر الشريان.
ملاحظة: يمكن أن يؤدي الضغط المفرط باستخدام حقنة إلى تلف الشريان ، لذلك من المهم توخي الحذر عند شطفه. استخدم الحد الأدنى من المخزن المؤقت واستمر برفق. بدلا من ذلك ، يمكن طرد الدم الشرياني باستخدام محلول التروية أثناء الضغط على الشريان. يمكن ضغط الشرايين عند 80 مم زئبق ، ويمكن أن يصل وقت التوازن إلى 1 ساعة.
6. تثبيت الشريان
- بعد التوازن ، قم بإصلاح الشرايين ضوئيا وبين عشية وضحاها باستخدام 10٪ من الفورمالين المحايد. حافظ على ضغط ثابت يبلغ 60 مم زئبق لضمان أن عملية التثبيت تحافظ على السلامة الهيكلية لجدار الشرايين والمكونات الخلوية.
- بعد التثبيت ، اشطف الشرايين بشكل ضميري وبرميمي باستخدام PBS لإزالة أي مثبت متبقي من الشريان والحجرة.
ملاحظة: اعتمادا على هدف الدراسة ومنطقة الاهتمام للتحليل ، يمكن تثبيت الوعاء المركب في وجود عوامل دوائية مثل موسع الأوعية الدموية أو مضيق الأوعية. في هذه المرحلة ، يمكن تخزين الشريان في PBS عند 4 درجات مئوية لمدة تصل إلى 48 ساعة.
7. تحضير جل تثبيت الأنسجة
- قم بتسييل الجل المثبت للأنسجة في أنبوبه عن طريق تسخينه إلى 60 ± 5 درجات مئوية قبل الاستخدام.
- ضع الأنبوب في درجة حرارة الغرفة (RT) لمدة 3-5 دقائق حتى يخفض الجل السائل درجة الحرارة ، ثم ضعه على كتلة تسخين عند 40 درجة مئوية للحفاظ على الجل السائل لمدة 10-15 دقيقة.
- استخدم حقنة معقمة سعة 3 مل متصلة بأنبوب شعري بطول 10-15 بوصة لسحب الجل السائل. انتقل على الفور إلى خطوات التسريب أدناه.
ملاحظة: يمكن تسييل الجل بطرق مختلفة. من الضروري اتباع تعليمات الشركة المصنعة.
8. ضخ هلام داخل اللمعة وتضمينها
- حافظ على الشرايين الثابتة مقنية في الغرفة مع PBS عند 37 درجة مئوية.
- قم بتوصيل الطرف البعيد للأنبوب الشعري المملوء بالهلام السائل بالقنية القريبة.
- لتجنب مرور فقاعات الهواء عبر التجويف أثناء نقع الجل ، انزع الطرف القريب من الشريان من القنية الأولى للسماح لأي فقاعات هواء بالخروج والسماح للهلام بملء القنية.
- قم بتركيب الشريان مرة أخرى على القنية وقم بنقع الجل برفق في تجويف الشريان حتى يخرج من القنية البعيدة.
- استبدل PBS على الفور في الغرفة بحجم متساو من الجل السائل لملء الغرفة إلى المستوى الأعلى.
- اسمح للغرفة مع الشرايين بالراحة عند RT عن طريق فصل الوحدة عن وحدة التحكم في درجة الحرارة لمدة 10 دقائق تقريبا للسماح للهلام بالتصلب داخل التجويف وكذلك خارج التجويف في الغرفة. هذا يضمن أن الشريان مضغ بالكامل في الجل ، مع الحفاظ على هيكله ثلاثي الأبعاد.
- باستخدام ملقط ناعم ، قم بفك خيوط النايلون واسحب القنيات برفق من الغرفة.
- انقل الجل المتصلب بالكامل الذي يحتوي على الشريان من الغرفة إلى وعاء مملوء بنسبة 70٪ من الإيثانول. يعمل الإيثانول كحل احتجاز للحفاظ على العينة حتى مزيد من المعالجة.
ملاحظة: يمكن للصمام ثلاثي الاتجاهات أن يسهل إزالة فقاعات الهواء قبل نقع الجل. يمكن تأكيد تصلب الجل عن طريق لمس الجل برفق في الغرفة باستخدام طرف ماصة نظيف.
9. علم الأنسجة المرضية
- اقطع الشريان بشكل عرضي بينما لا يزال في الجل وضع هذه العينات في آلة معالجة الأنسجة للمعالجة وفقا لتعليمات الشركة المصنعة.
- بعد ذلك ، قم بتضمين الأنسجة لعمل كتلة البارافين. تأكد من أن العينات مضمنة "في النهاية" بحيث تكون المقاطع العرضية متجهة لأسفل على الكتلة.
- قطع المقاطع المحورية بسمك 5 ميكرومتر باستخدام ميكروتوم. انقل الأقسام المقطوعة إلى شرائح لاصقة.
- اخبزي الأقسام على حرارة 60 درجة مئوية لمدة ساعة واحدة ، ثم أزيلي الشمع بالزيلين ، متبوعا بإعادة الترطيب بغسول الكحول المتدرج.
- تلطيخ الأقسام بالهيماتوكسيلين واليوزين (HE) لعلم الأنسجة المرضي الروتيني والتمييز في الكحول الحمضي 1٪. افحص الأقسام تحت المجهر الضوئي باستخدام مجهر مناسب واحصل على صور فوتوغرافية باستخدام كاميرا متوافقة.
10. الكيمياء المناعية
- احصل على تلطيخ باستخدام نظام آلي مع نظام الكشف عن تكرير البوليمر وفقا لبروتوكول الشركة المصنعة.
- قم بإزالة الشمع من أقسام الأنسجة عند 72 درجة مئوية لمدة 30 ثانية بمحلول إزالة الشمع ، ثم أعد ترطيب الأقسام بمحلول غسيل وغسيل كحولي متدرج.
- قم بإجراء استرجاع الحاتمة الناجمة عن الحرارة عن طريق تسخين الأقسام إلى 100 درجة مئوية لمدة 20 دقيقة في محلول استرجاع الحاتمة 1 وتطبيق كتلة بيروكسيد لمدة 5 دقائق لإخماد نشاط البيروكسيديز الداخلي.
- تطبيق الأجسام المضادة الأولية (على سبيل المثال ، مضاد CD31 أو الأكتين المضاد للعضلات الملساء) بتركيزات مناسبة مخففة في مخفف الأجسام المضادة لتقليل الخلفية. احتضان الأقسام ببوليمر بيروكسيداز الفجل الحار لمدة 8 دقائق وقم بتلوين الأقسام بمحلول كروموجين لمدة 10 دقائق. قم بتلطيخ الشرائح باستخدام الهيماتوكسيلين لمدة 5 دقائق.
11. RNAScopa التهجين الكروموجيني في الموقع
- قم بإجراء تلطيخ باستخدام نظام آلي مع مجموعة مناسبة ومجموعة الكشف عن البوليمر لتنقية اللون الأحمر وفقا لبروتوكول الشركة المصنعة.
- اخبزي الأقسام لمدة 30 دقيقة عند 60 درجة مئوية ، ثم أزيلي الشمع من الأقسام لمدة 30 ثانية في محلول مزيل الشمع مسخن إلى 72 درجة مئوية.
- أعد ترطيب الأنسجة بمحلول غسيل وغسيل الإيثانول المطلق.
- عالج الأقسام بمحلول استرجاع الحاتمة 2 لمدة 15 دقيقة عند 95 درجة مئوية واحتضان الأقسام بمحلول إنزيم لمدة 15 دقيقة عند 40 درجة مئوية.
- قم بتهجين العينات باستخدام مجسات RNAScope المناسبة للجينات المستهدفة.
- استخدم مسبارا جينيا للتدبير المنزلي متوسط التعبير (على سبيل المثال ، ببتيديل بروليل إيزوميراز B) لتأكيد وفرة الحمض النووي الريبي وسلامته الكافية.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
النتائج
تم الحصول على الأنسجة العقلية البشرية من المرضى الذين يخضعون لعمليات جراحية في البطن محددة سريريا. تم عزل شرايين المقاومة الصغيرة (قطرها 100-300 ميكرومتر) بدقة عن الأنسجة الدهنية والضامة المحيطة تحت مجهر تشريح (الشكل 1A-C). تم تنظيف الشرايين المعزولة ، وتعبئتها بنجاح ، وتركيبها على القنيات الزجاجية في غرفة التصوير العضلي للضغط (الشكل 1D-F). حافظت الشرايين على أبعادها الفسيولوجية ونغمتها عند الضغ...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المناقشة
أدت التطورات في التصوير الطبي والتقنيات الجراحية ومنهجيات البحث إلى تحسين فهمنا لهندسة الأوعية الدموية ثلاثية الأبعاد ، وإحداث ثورة في التشخيص والتخطيط الجراحي والبحث17،18،19،20. على الرغم من هذه الابتكارات ، لا يزال الحفاظ على الهيكل ثلاثي الأبعاد لشرايين المقاومة البشرية المعزولة يمثل تحديا بسبب طبيعتها الدقيقة والمعقدة ، مما يعقد العزلة والتصوير ، مما يحد من...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
الإفصاحات
تم استخدام NIAID GenAI لإنشاء مخطط أولي ومسودة للمخطوطة ، والتي تمت كتابتها ومراجعتها وتحريرها بدقة من قبل المؤلفين البشريين لضمان الدقة والتماسك.
شكر وتقدير
تم تمويل هذا البحث من قبل قسم البحوث الداخلية في المعهد الوطني للحساسية والأمراض المعدية ، المشروع رقم AI001150 إلى HCA. نشكر عضو المختبر السابق لدينا ، الدكتور ستيفن بروكس ، وكذلك أعضاء المختبر الحاليين لدينا ، محمد إبراهيم وماري جاكسون وجيان وو من قسم الجينوم الوظيفي للملاريا ، على مساعدتهم في التقاط الصور أثناء العملية.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المواد
| الاسم | الشركة | رقم فهرسي | التعليقات |
|---|---|---|---|
| تركيز 1٪ كحول حمضي | مختبر الإحصاء | SL89-1 | |
| 10٪ NBS | لايكا بيوسيستمز | 3800598 | |
| كاميرا HDMI مجهرية 4K | شركة هايتيك إنسترومنتس، إنك. | HT-XP4K8MA | |
| مخفف الأجسام المضادة - تقليل الخلفية | داكو | S3022 | |
| معالجة الأنسجة الآلية | لايكا بيوسيستمز | بيغاسوس النسيجي/القط# 14048858005 | |
| محلول إزالة الشمع الرابطة | لايكا بيوسيستمز | AR9222 | |
| حل استرجاع الحذاء الرابطي 1 | لايكا بيوسيستمز | AR9961 | |
| حل استرجاع الحواصم الرابطي 2 | لايكا بيوسيستمز | AR9640 | |
| كشف تنقية البوليمر الرابطي | لايكا بيوسيستمز | DS9800 | |
| كشف الأحمر بتنقية البوليمر الرابطي | لايكا بيوسيستمز | DS9390 | |
| محلول غسيل الروابط (10x) | لايكا بيوسيستمز | AR9590 | |
| عبوة كانيولا (كأس)، 80&20; 100 μ m | دايميثيل | رمز المنتج: 300407 | |
| CD31 | أبكام | ab28364 | |
| أطباق التشريح، كبيرة (زجاج بايركس)، 93 مم | أجهزة أنظمة العيش | وحدة الصورة: DD-90 | |
| أطباق التشريح، صغيرة | أجهزة أنظمة العيش | SKU: DD-50 | |
| مجهر التشريح | شركة هايتيك إنسترومنتس، إنك. | زيس ستيريو ديسكفري.V8 | |
| دومونت #5 ملقط | أدوات العلوم الدقيقة | البند رقم 11295-10 | |
| دومونت #5SF الملقط | أدوات العلوم الدقيقة | العنصر رقم 11252-00 | |
| إيكوماونت | بيوكير ميدكال | EM897L | |
| إيوسين | عالم IHC | IW-3100B | |
| الهيماتوكسيلين | بيوكير ميدكال | كاثي-إم إم | |
| الكاميرا تنقل | أوليومبوس | DP28 | |
| المجهر التصويري | أوليومبوس | BX51 | |
| مخزن كريبس هينسليت (مع 2 ملليموتر كلوريد الكالسيوم) | شركة بوسطن بيوبرودكتس، إنك. | الوحدة التخزينية: C-10625N-200mL | |
| مخزن كريبس-هينسليت (بدون كالسيوم) | شركة بوسطن بيوبرودكتس، إنك. | وحدة تخزين المحرك (SKU): C-9906W-200 مل | |
| وسائط التركيب | ثيرموفيشر ساينتيفيك | 4111 | |
| غرفة الميوغراف والوحدة | دايميثيل | 202/204 سم | |
| PBS (محلول ملحي مخزن بالفوسفات) | ثيرموفيشر ساينتيفيك | 10010023 | |
| PPIB | ACDBio | 313908 | |
| مجموعة RNAscope 2.5 LS React-RED | ACDBio | 322150 | |
| الملطخ | لايكا | نظام لايكا بوند RX الآلي | |
| دبابيس التشريح المصنوعة من الفولاذ المقاوم للصدأ | أجهزة أنظمة العيش | رمز الصورة: PIN-0.1MM | PIN-0.2مم | رمز السرد-#3 | PIN-VP-1 | |
| البارابلاست الجراحي | لايكا بيوسيستمز | 39601006 | |
| جل حماية الأنسجة | مختبر الإحصاء | TissueGuard/SKU: TG12 | |
| مقص زنبريك فاناس - حافة قطع بقطر 2 مم | أدوات العلوم الدقيقة | البند رقم 15000-03 | |
| مقص زنبرك فاناس - حافة قطع 2.5 مم | أدوات العلوم الدقيقة | العنصر رقم 15000-08 | |
| مقص زنبرك فاناس - حافة قطع 3 مم | أدوات العلوم الدقيقة | البند رقم 15000-00 | |
| α-SMA | أبكام | AB5694 |
المراجع
- Intengan, H. D., Schiffrin, E. L. Vascular remodeling in hypertension: Roles of apoptosis, inflammation, and fibrosis. Hypertension. 38 (3 Pt 2), 581-587 (2001).
- Mulvany, M. J. Small artery remodelling in hypertension. Basic Clin Pharmacol Toxicol. 110 (1), 49-55 (2012).
- Petrie, J. R., Guzik, T. J., Touyz, R. M. Diabetes, hypertension, and cardiovascular disease: Clinical insights and vascular mechanisms. Can J Cardiol. 34 (5), 575-584 (2018).
- Schiffrin, E. L. Vascular remodeling in hypertension: Mechanisms and treatment. Hypertension. 59 (2), 367-374 (2012).
- Zieman, S. J., Melenovsky, V., Kass, D. A. Mechanisms, pathophysiology, and therapy of arterial stiffness. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 25 (5), 932-943 (2005).
- Bell, J. S., et al. Microstructure and mechanics of human resistance arteries. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 311 (6), H1560-H1568 (2016).
- Intengan, H. D., Schiffrin, E. L. Structure and mechanical properties of resistance arteries in hypertension: Role of adhesion molecules and extracellular matrix determinants. Hypertension. 36 (3), 312-318 (2000).
- Rajendran, P., et al. The vascular endothelium and human diseases. Int J Biol Sci. 9 (10), 1057-1069 (2013).
- Chistiakov, D. A., Orekhov, A. N., Bobryshev, Y. V. Endothelial barrier and its abnormalities in cardiovascular disease. Front Physiol. 6, 365(2015).
- Gurina, T. S., Simms, L. Histology, Staining. , Statpearls Publishing. Treasure Island, FL. (2025).
- Hillman, H. Limitations of clinical and biological histology. Med Hypotheses. 54 (4), 553-564 (2000).
- Taylor, A. M., Bordoni, B. Histology, Blood Vascular System. , Statpearls Publishing. Treasure Island, FL. (2025).
- Nolte, P., et al. Spatial correlation of 2D hard-tissue histology with 3D microCT scans through 3C printed phantoms. Sci Rep. 13 (1), 18479(2023).
- Taqi, S. A., Sami, S. A., Sami, L. B., Zaki, S. A. A review of artifacts in histopathology. J Oral Maxillofac Pathol. 22 (2), 279(2018).
- Torii, S., et al. Histopathologic characterization of peripheral arteries in subjects with abundant risk factors: Correlating imaging with pathology. JACC Cardiovasc Imaging. 12 (8 Pt 1), 1501-1513 (2019).
- Brooks, S. D., et al. Sickle trait and alpha thalassemia increase nos-dependent vasodilation of human arteries through disruption of endothelial hemoglobin-enos interactions. Circulation. 151 (1), 8-30 (2025).
- Chatzizisis, Y. S., et al. Role of endothelial shear stress in the natural history of coronary atherosclerosis and vascular remodeling: Molecular, cellular, and vascular behavior. J Am Coll Cardiol. 49 (25), 2379-2393 (2007).
- Li, S., Liu, S., Wang, X. Advances of 3D printing in vascularized organ construction. Int J Bioprint. 8 (3), 588(2022).
- Rengier, F., et al. 3D printing based on imaging data: Review of medical applications. Int J Comput Assist Radiol Surg. 5 (4), 335-341 (2010).
- Solanki, R., et al. The importance of three dimensional coronary artery reconstruction accuracy when computing virtual fractional flow reserve from invasive angiography. Sci Rep. 11 (1), 19694(2021).
- Tucker, W. D., Arora, Y., Mahajan, K. Anatomy, Blood Vessels. , Statpearls Publishing. Treasure Island, FL. (2025).
- Choi, J., Lee, E. J., Jang, W. B., Kwon, S. M. Development of biocompatible 3D-printed artificial blood vessels through multidimensional approaches. J Funct Biomater. 14 (10), 497(2023).
- De Graaf, M. N. S., et al. Multiplexed fluidic circuit board for controlled perfusion of 3D blood vessels-on-a-chip. Lab Chip. 23 (1), 168-181 (2022).
- Lapierre-Landry, M., Liu, Y., Bayat, M., Wilson, D. L., Jenkins, M. W. Digital labeling for 3D histology: Segmenting blood vessels without a vascular contrast agent using deep learning. Biomed Opt Express. 14 (6), 2416-2431 (2023).
- Abdul Sisak, M. A., et al. A near-infrared organic fluorescent probe for broad applications for blood vessel imaging by high-throughput screening via 3D-blood vessel models. Small Methods. 5 (8), e2100338(2021).
- Yu, T., Yang, Q., Peng, B., Gu, Z., Zhu, D. Vascularized organoid-on-a-chip: Design, imaging, and analysis. Angiogenesis. 27 (2), 147-172 (2024).
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
إعادة الطباعة والأذونات
