Method Article

القياس الكمي ثلاثي الأبعاد لمخاط الأمعاء باستخدام تصوير الأنسجة الكاملة

DOI:

10.3791/68789

⸱

September 12th, 2025

 ,  ,  , 
1Laboratory of Host-Microbe Interactions and Cell Dynamics, Department of Medical Biotechnology and Laboratory Science, College of Medicine, Chang Gung University, 2Institute of Microbiology and Immunology, National Yang Ming Chiao Tung University, 3Program in Molecular Medicine, National Yang Ming Chiao Tung University and Academia Sinica, 4Graduate Institute of Biomedical Sciences, College of Medicine, Chang Gung University, 5Center for Molecular and Clinical Immunology, Chang Gung University, 6Division of General Surgery, Department of Surgery, Chang Gung Memorial Hospital

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تقدم هذه الدراسة طريقة تصوير ثلاثية الأبعاد باستخدام أنسجة الأمعاء الكاملة والفحص المجهري متعدد الفوتون لتحديد المخاط المفرز ، مما يتيح التحليل الحجمي الدقيق وتصور ديناميكيات المخاط استجابة للمنبهات مثل كلوريد كاربامويل كولين.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يلعب المخاط دورا مهما في الحفاظ على التوازن المعوي عن طريق تسهيل الهضم وتشكيل حاجز ضد الميكروبات وتنظيم الاستجابات المناعية داخل الأمعاء. يتم تعديل إفرازه بواسطة عوامل جوهرية وخارجية مختلفة ، بما في ذلك الالتهابات الميكروبية والالتهابات. بينما تعتمد الطرق التقليدية لتحليل المخاط على القياس الكمي النسبي ، مثل قياس سمك المخاط في الأقسام النسيجية ، فإن هذه الأساليب توفر رؤية محدودة للحجم الفعلي والتوزيع المكاني للمخاط المفرز داخل تجويف الأمعاء. هنا ، نقدم منهجية مفصلة للقياس الكمي المطلق ثلاثي الأبعاد للمخاط باستخدام أنسجة الأمعاء الكاملة والفحص المجهري متعدد الفوتون. يتضمن هذا البروتوكول تحضير الحلقات المعوية المربوطة ، والعلاج بكلوريد كاربامويل كولين كحافز لتنشيط خلايا الكأس ، وتثبيت الأنسجة ، وتلوين التصوير. باستخدام الفحص المجهري متعدد الفوتونات ، نحصل على صور مكدسة على شكل حرف Z للسطح اللمني. تتم معالجتها في برنامج Imaris لتحديد حجم المخاط المفرز وتوزيعه المكاني. نوضح أن كلوريد كاربامويل كولين يحفز بقوة إفراز المخاط في كل من الأنسجة اللفائفية والقولون في غضون 30 دقيقة. يظهر المخاط المفرز بطريقة متقطعة ومتقطعة في جميع أنحاء التجويف ، مما يؤكد أهمية التحليل الحجمي على الأساليب التقليدية ثنائية الأبعاد. يمكن هذا البروتوكول الباحثين من الحصول على بيانات كمية مطلقة وتصور توزيع المخاط في الموقع ، مما يوفر أداة قوية لدراسة ديناميكيات مخاط الأمعاء في ظل الظروف الفسيولوجية والمرضية.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

البيئة المخاطية للجهاز الهضمي للثدييات ديناميكية للغاية ، مما يدعم استعمار مجتمع ميكروبي متنوع. تتكون ظهارة الأمعاء من خلايا متخصصة مختلفة تتعاون لامتصاص العناصر الغذائية والحفاظ على سلامة الحاجز والتواصل مع جهاز المناعة1. من بين هذه ، تخزن خلايا الكأس حبيبات الميوسين وتفرز المخاط في التجويف في ظل ظروف الحالة المستقرة. يشكل هذا المخاط حاجزا ماديا حرجا ، يمنع الاتصال الميكروبي المباشر بالطبقة الظهارية ، ويعدل التهاب الأنسجة ، ويحافظ على التوازن المعوي2،3. يؤدي عدم تنظيم إفراز المخاط إلى الإضرار بوظيفة الحاجز الواقي وقد ارتبط بالالتهاب وتكوين الأورام4،5،6،7.

يمكن أن يحدث إفراز المخاط المعوي بسبب عوامل جوهرية ، مثل الناقل العصبي أستيل كولين ، والمكونات الميكروبية من التعايش8،9. نظرا لتعقيد بيئة الأمعاء ، لا تزال العديد من العوامل التي تؤثر على إفراز مخاط خلايا الكأس غير مستكشفة. لذلك ، فإن الطريقة الدقيقة لقياس المخاط اللامعي ضرورية للتحقيق في كيفية تأثير المحفزات المختلفة على ديناميكيات الإفراز. تعتمد الأساليب التقليدية بشكل أساسي على القياس الكمي النسبي: على سبيل المثال ، قياس سمك المخاط باستخدام جزيئات الفلورسنت أو الفحم في أنظمة الزرع المعوي خارج الجسم الحي 10،11 ، أو تقييم المسافة بين الميكروبات اللمعة والظهارة في أقسام الأنسجة الملطخة12،13. في حين أن هذه الطرق ملائمة للمقارنات النسبية ، إلا أنها قد لا تلتقط التوزيع الكامل أو البنية ثلاثية الأبعاد للمخاط المفرز ، خاصة وأن المخاط المفرز لا يغطي الظهارة دائما بشكل موحد.

في هذه الدراسة ، نقدم طريقة للتصور ثلاثي الأبعاد والقياس الكمي المطلق للمخاط اللامع باستخدام أنسجة الأمعاء الكاملة. يتطلب هذا النهج تثبيت الأنسجة الطازجة مع مثبت مناسب للحفاظ على السلامة الهيكلية والتشكل ، متبوعا بتلطيخ الفلورسنت والتصوير باستخدام مجهر متحد البؤر أو متعدد الفوتون. من خلال إعطاء عوامل الاختبار مباشرة في حلقات الأمعاء المربوطة للفئران المخدرة بعمق ، متبوعا بالتثبيت الفوري ، تحافظ الطريقة على بنية المخاط الأصلية وتسمح بتحليل حركية الإفراز. بالمقارنة مع الأنسجة المقسمة ، حيث يكون عمق التصوير محدودا بشكل أساسي بسمك الأنسجة ، يصل عمق التصوير للأنسجة الكاملة (بدون إزالة الدهون) إلى حوالي 200-300 ميكرومتر ، مقيدا بتشتت الضوء وعتامة الأنسجة. باستخدام هذه التقنية ، نوضح أن كلوريد كاربامويل كولين (CCh) ، وهو نظير أسيتيل كولين يتم التعبير عن مستقبلاته على خلايا الكأس14 ، يحفز بقوة إفراز سريع للمخاط. والجدير بالذكر أن المخاط المفرز يشكل طبقة مستمرة على طول الظهارة وهياكل متقطعة داخل التجويف ، وهي ميزات يصعب اكتشافها في أقسام الأنسجة التقليدية. يوفر هذا البروتوكول منصة قوية لقياس التوزيع ثلاثي الأبعاد للمخاط المعوي ولمقارنة الإمكانات المسببة للمخاط للمنبهات المختلفة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمت الموافقة على جميع التجارب على من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام (IACUC) بجامعة تشانغ جونغ. تم اعتماد منشأة في جامعة تشانغ غونغ من قبل جمعية تقييم واعتماد رعاية المختبر (AAALAC). لم يلاحظ أي مخاوف تتعلق بصحة في هذه الدراسات.

1. إعداد قاعدة التثبيت

  1. اخلطي مسحوق الاغاروز مع ddH2O بتركيز 4٪ (وزن / حجم) في قارورة قابلة للميكروويف. الميكروويف لمدة 2-3 دقائق حتى يصل إلى درجة الغليان بدون فقاعات صغيرة.
    ملاحظة: يعتمد الحجم على عدد العينات. حوالي 10 مل لطبق 6 سم.
  2. دع محلول الاغاروز يبرد إلى ~ 60 درجة مئوية في ~ 3 دقائق. يسكب الاغاروز في طبق بحجم 6 سم بعناية حتى يصل ارتفاع السائل إلى نصف الطبق (حوالي 10 مل لطبق 6 سم).
  3. ضع الطبق مع الغطاء في منطقة مغلقة لمدة 20-30 دقيقة ، حتى يتماسك الاغاروز تماما.

2. تحضير مواد التثبيت

  1. قم بإعداد أسلاك نحاسية جديدة وقطعها إلى أطوال 5 مم. تتطلب كل قطعة من الأنسجة 6-8 قطع من الأسلاك.

3. تحضير محلول CCh

  1. قم بإذابة CCh البلورية في مخزن مؤقت معقم PBS إلى تركيز نهائي يبلغ 10 ميكرومتر (200 ميكرولتر لحلقة معوية واحدة).

4. تحضير التخدير عن طريق الحقن

  1. لتحضير محلول المخزون للتخدير ، قم بإذابة 2،2،2-ثلاثي بروموإيثانول في 2-ميثيل -2-بيوتانول.
  2. استخدم PBS المعقم لتخفيف محلول المخزون ، بحيث يحتوي محلول العمل النهائي على 30 مجم / مل 2،2،2-ثلاثي بروموإيثانول و 3٪ (v / v) 2-methyl-2-butanol.
  3. دوامة تماما لمدة ~ 1 دقيقة حتى لا تبقى حبيبات في المحلول (الحد الأقصى للمعدل: 8).
  4. قم بتخزين محلول المخزون في الظلام عند 4 درجات مئوية لتجنب التدهور ؛ تخلص من المخزون بعد 1 شهر من التحضير.
  5. قبل التخدير ، اسحب محلول المخزون إلى PBS معقم واخلطه جيدا لضمان تشتت متساو ، وتحقيق جرعة نهائية تبلغ 250 مجم / كجم لكل فأر.
    تنبيه: 2،2،2-ثلاثي بروموإيثانول له سمية عصبية ، و 2-ميثيل-2-بيوتانول متطاير وله رائحة مزعجة. يجب استخدام معدات الحماية المناسبة. للتخلص من النفايات ، اجمع النفايات في حاوية محكمة الغلق واتبع إجراءات المؤسسة للتخلص من النفايات الكيميائية الخطرة.

5. تلقيح الأمعاء عن طريق حقن الحلقة

  1. قم بتخدير فأر يبلغ من العمر 6-8 أسابيع بحقن داخل الصفاق بمقدار 200 ميكرولتر من 2،2،2-ثلاثي بروموإيثانول (250 مجم / كجم لكل فأر) ، وضع الماوس على وسادة تسخين للحفاظ على درجة حرارة جسمه.
  2. بعد تعقيم سطح الجلد بالكحول ، قم بعمل شق في أسفل البطن الأيسر للفأر باستخدام مقص التشغيل وفضح الأعور تحت التخدير.
  3. حدد الدقاق أو القولون القريب ، ضع الحلقة المعوية على شاش معقم ، واستخدم المشابك الشريانية لتأمين كلا الطرفين ، مما يؤدي إلى إنشاء حلقة مغلقة بطول 3 سم.
  4. شطف العضو على الشاش مع PBS معقمة.
  5. حقن كاشف PBS أو CCh المعقم بحجم لا يزيد عن 200 ميكرولتر في الحلقة المعوية المربوطة تحت التخدير.

6. حصاد الأنسجة وتثبيتها وتلوينها

  1. بعد 30 دقيقة من العلاج ، قم بالقتل الرحيم للفأر عن طريق خلع عنق الرحم ، وحصاد الحلقة المعوية.
  2. استخدم الملقط لتثبيت الحلقة المعوية وشطفها برفق في PBS معقم.
  3. اقطع الحلقة المعوية برفق طوليا واشطف الأنسجة في PBS معقم.
  4. افرد الأنسجة واستخدم شرائح الأسلاك النحاسية لتثبيتها على الاغاروز في طبق 6 سم.
  5. ثبت الأنسجة مع 10 مل من 4 ٪ محلول بارافورمالديهايد لمدة 12-24 ساعة في الطبق.
  6. اغسل الأنسجة باستخدام PBS 3x على الأقل لإزالة البارافورمالديهايد المتبقية.
  7. اغمر الأنسجة في 10 مل من المخزن المؤقت للحجب (PBS مكمل ب 0.4٪ Triton X-100 و 3٪ ألبومين مصل البقر [BSA]) عند 4 درجات مئوية لمدة 12-24 ساعة في الطبق.
  8. تلطيخ الأنسجة باستخدام جرثومة القمح Agglutinin (WGA ، 1: 200) و Phalloidin (1: 500) في المخزن المؤقت للحجب ، واهتز عند 120 دورة في الدقيقة عند 4 درجات مئوية لمدة 12-24 ساعة في الطبق.
    ملاحظة: لتقليل استهلاك الصبغة ، يمكن تثبيت الأنسجة على الاغاروز المتصلب في طبق 3 سم مغمور في 2 مل من المخزن المؤقت للصبغة للتلطيخ.
    تنبيه: يشكل بارافورمالديهايد خطرا على الاستنشاق. يجب استخدام معدات الحماية المناسبة أثناء المناولة ، مثل التشغيل في غطاء الدخان. للتخلص من النفايات ، اجمع النفايات في حاوية محكمة الغلق واتبع إجراءات المؤسسة للتخلص من النفايات الكيميائية الخطرة.

7. التقاط الصور عن طريق الفحص المجهري متعدد الفوتون

  1. اغسل المخزن المؤقت المتبقي للتلوين 3x على الأقل باستخدام PBS.
  2. قم بتثبيت الأنسجة على الاغاروز بأسلاك نحاسية في طبق 6 سم في 10 مل من PBS.
  3. احصل على 100 قسم بصري (يغطي عمق 99 ميكرومتر) من أنسجة الأمعاء والمخاط المفرز المرتبط بها باستخدام مجهر متعدد الفوتون مزود بعدسة موضوعية عالية NA لتصوير الأنسجة العميقة. استخدم مصدر إثارة للفحص المجهري متعدد الفوتون مضبوطا على طول موجي 750 نانومتر. اجمع إشارات الانبعاث باستخدام مرشحات ممر النطاق BP500-550 نانومتر و BP565-610 نانومتر. اضبط سرعة المسح الضوئي على 8.
    ملاحظة: بالنسبة للفحص المجهري متعدد الفوتون، تكون سرعة المسح القصوى 9، مع قيم أعلى تشير إلى اكتساب أسرع. يعتمد إعداد السرعة على سعة المجهر. عند استخدام منصة التصوير المستخدمة للحصول على مكدسات ثلاثية الأبعاد ، نوصي بسرعة مسح ضوئي تبلغ 8 لتحقيق التوازن بين وقت الاستحواذ وجودة الصورة.

8. تحليل الصور وقياس كمية المخاط (الشكل 1)

  1. لقياس حجم كل جسيم مخاطي (في قناة WGA) ، افتح مكدس الصور في Imaris عن طريق سحب الملف وإفلاته في صفحة Arena. انقر فوق أيقونة Surface لبدء سير عمل إنشاء Surface. اتبع الخطوات القياسية لتقسيم أحجام الجسيمات وتحديدها كميا داخل z-stack. يتم تفصيل المعلمات المحددة وخطوات المعالجة في الشكل 1.
  2. استبعاد جزيئات المخاط الأصغر من 1,000 ميكرومتر3 ، والتي تكون في الغالب خلايا كأس (الشكل 2 أ ، ب).
  3. لخص حجم المخاط المفرز لكل مجموعة.

9. التحليل الإحصائي

  1. تحليل ومقارنة الحجم الإجمالي لكل مجموعة. أدخل قيمة حجم المخاط في العمود وقم بتحليله باستخدام اختبار مان ويتني غير البارامتري.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

في هذه الطريقة ، قمنا بتحديد حجم مخاط الأمعاء من الصور المكدسة للأنسجة الكاملة المكتسبة عبر الفحص المجهري متعدد الفوتون. تم تلطيخ أنسجة الأمعاء بالفالويدين الفلوري وجنين القمح agglutinin (WGA) لتصور F-actin الخلوي والمخاط ، على التوالي15،16. في كل من الأنسجة اللفائفية والقولون المعالجة ب PBS ، تم اكتشاف مخاط WGA + بشكل أساسي داخل خلايا الكأس على السطح الظهاري. بعد إدارة كلوريد كاربامويل كولين (CCh) ، لوحظت زيادة كمية المخاط في تجويف الأمعاء لكلا الأنسج...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هنا ، نقدم طريقة للقياس الكمي ثلاثي الأبعاد لمخاط الأمعاء باستخدام تلطيخ الأنسجة بالكامل ، والفحص المجهري متعدد الفوتون ، والتحليل باستخدام برنامج Imaris. يسمح هذا الإجراء بمراقبة التوزيع المتقطع للمخاط داخل تجويف الأمعاء ويوفر قياسا مطلقا لحجم المخاط.

كما لوحظ توزيع المخاط المتقطع عند التحفيز في أنظمة زراعة الأنسجة النباتية8. في الدراسات السابقة باستخدام مزارع النباتات خارج الجسم الحي ، استند القياس الكمي للمخاط على قياس المسا...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين تضارب في المصالح للإفصاح عنها.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نشكر مختبر الفحص المجهري الأساسي ، مستشفى تشانغ غونغ التذكاري ، لينكو ، على المساعدة الفنية. نود أيضا أن نعرب عن تقديرنا للمساعدة التي قدمتها مرفق التصوير الأساسي التابع لجامعة يانغ مينغ تشياو تونغ الوطنية لخدمة مجهر Zeiss LSM 7 MP متعدد الفوتون ، وخاصة السيدة Pei-jun Chen و Yung-yu Lu لدعمهم الفني. يرغب المؤلفون في الشكر بالدعم المقدم من NSTC 110-2320-B-A49A-544-MY3 و 113-2628-B-182-002-MY3 (إلى YHT).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
2,2,2-تريبروموإيثانولسيغما-ألدرتشT48402
2-ميثيل-2-بوتانولسيغما-ألدرتش240486
طبق 6 سم  ألفا بلس16021-1
أغاروز هيسباناغارA02599
جيش صرب البوسنهبيوشوبALB001
كلوريد كاربامويل كولين ≥ 98٪ (معايرة)، بلوريةسيغماSI-C4382-1G
سلك نحاسي (جديد)أفضل تقنية الأسلاك والخدمات صناعة الكابلIW00125سلك نحاسي بدون طبقة عزل
ملقطشينتهST-M110
شاش، معقمGMTHمايو-40
جراف باد بريزم 8 برنامج جراف باد
وسادة التدفئةكونفورتSY-666
IMARIS 10.0.0أوكسفورد إنسترومنتس
بارافورمالدهيدبيوفاسBL0415-1000
برنامج تلفزيونيجينستارBL0180-1000
مجسات وسم الفالويدينإنفيتروجينA12379
مقصشينته02-1250.18
ترايتون X-100ميرك1.08603.1000
مرافق أغلوتينين بجرثوم القمح (WGA)البيوتيوم29027
Zeiss 7MP مع هدف غمر ماء W Plan-Apochromat 20 x/1.0 DIC III (NA 1.0)، ليزر Spectra-Physics Mai Tai HP ti sapphire femtosecond (بدون وحدة DeepSee) مع كواشف BP500 نانومتر-550 نانومتر وBP565 نانومتر-610 نانومتر، وطول موجة ليزر 750 نانومترمنصة التصوير المستخدمة للحصول على مجموعات ثلاثية الأبعاد بعدسة موضوعية عالية NA لتصوير الأنسجة العميقة؛ مصدر إثارة للمجهر متعدد الفوتونات مضبوط على طول موجي 750 نانومتر

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Haber, A. L., et al. A single-cell survey of the small intestinal epithelium. Nature. 551 (7680), 333-339 (2017).
  2. Bergstrom, K., et al. Proximal colon-derived O-glycosylated mucus encapsulates and modulates the microbiota. Science. 370 (6515), 467-472 (2020).
  3. Johansson, M. E., et al. The inner of the two muc2 mucin-dependent mucus layers in colon is devoid of bacteria. Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (39), 15064-15069 (2008).
  4. Nyström, E. E., et al. An intercrypt subpopulation of goblet cells is essential for colonic mucus barrier function. Science. 372 (6539), eabb1590(2021).
  5. Van Der Post, S., et al. Structural weakening of the colonic mucus barrier is an early event in ulcerative colitis pathogenesis. Gut. 68 (12), 2142-2151 (2019).
  6. Van Der Sluis, M., et al. Muc2-deficient mice spontaneously develop colitis, indicating that muc2 is critical for colonic protection. Gastroenterology. 131 (1), 117-129 (2006).
  7. Velcich, A., et al. Colorectal cancer in mice genetically deficient in the mucin muc2. Science. 295 (5560), 1726-1729 (2002).
  8. Birchenough, G. M., Nyström, E. E., Johansson, M. E., Hansson, G. C. A sentinel goblet cell guards the colonic crypt by triggering NLRP6-dependent Muc2 secretion. Science. 352 (6293), 1535-1542 (2016).
  9. Dolan, B., Ermund, A., Martinez-Abad, B., Johansson, M. E., Hansson, G. C. Clearance of small intestinal crypts involves goblet cell mucus secretion by intracellular granule rupture and enterocyte ion transport. Sci Signal. 15 (752), eabl5848(2022).
  10. Gustafsson, J. K., et al. An ex vivo method for studying mucus formation, properties, and thickness in human colonic biopsies and mouse small and large intestinal explants. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 302 (4), G430-G438 (2012).
  11. Sawaed, J., et al. Antibiotics damage the colonic mucus barrier in a microbiota-independent manner. Sci Adv. 10 (37), eadp4119(2024).
  12. Bergstrom, K., et al. Core 1-and 3-derived o-glycans collectively maintain the colonic mucus barrier and protect against spontaneous colitis in mice. Mucosal Immunol. 10 (1), 91-103 (2017).
  13. Cortez, V., et al. Astrovirus infects actively secreting goblet cells and alters the gut mucus barrier. Nat Commun. 11 (1), 2097(2020).
  14. Knoop, K. A., Mcdonald, K. G., Mccrate, S., Mcdole, J. R., Newberry, R. D. Microbial sensing by goblet cells controls immune surveillance of luminal antigens in the colon. Mucosal Immunol. 8 (1), 198-210 (2015).
  15. Nikitas, G., et al. Transcytosis of Listeria monocytogenes across the intestinal barrier upon specific targeting of goblet cell accessible E-cadherin. J Exp Med. 208 (11), 2263-2277 (2011).
  16. Tsai, Y. H., Disson, O., Bierne, H., Lecuit, M. Murinization of internalin extends its receptor repertoire, altering Listeria monocytogenes cell tropism and host responses. PLoS Pathog. 9 (5), e1003381(2013).
  17. Birchenough, G. M., Johansson, M. E., Gustafsson, J. K., Bergstrom, J. H., Hansson, G. C. New developments in goblet cell mucus secretion and function. Mucosal Immunol. 8 (4), 712-719 (2015).
  18. Maheras, K. J., Gow, A. Increased anesthesia time using 2,2,2-tribromoethanol-chloral hydrate with low impact on mouse psychoacoustics. J Neurosci Methods. 219 (1), 61-69 (2013).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Intestinal MucusThree Dimensional QuantificationWhole Mount ImagingMulti Photon MicroscopyGoblet Cell SecretionMucus VolumeCarbamoylcholine ChlorideIntestinal Loop PreparationMucus DistributionTissue Staining

Related Articles