مقالة منهجية

إنتاج فقاعات دقيقة مستقرة أحادية التشتت مطلية بالفوسفوليبيد في درجة حرارة الغرفة باستخدام جهاز تركيز تدفق الموائع الدقيقة

DOI:

10.3791/68796

⸱

أكتوبر 10, 2025

 ,  , 
1Biomedical Engineering, Department of Cardiology, Cardiovascular Institute, Erasmus MC, 2Molecular and Nanoscale Physics Group, School of Physics and Astronomy, University of Leeds

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

توضح هذه المقالة طريقة لإنتاج فقاعات دقيقة أحادية التشتت مغلفة بالفوسفوليبيد باستخدام جهاز تركيز تدفق الموائع الدقيقة في درجة حرارة الغرفة ، بما في ذلك كيفية تحضير تركيبة طلاء الفوسفوليبيد.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أظهرت الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت إمكانات كبيرة في تعزيز فعالية عوامل التباين بالموجات فوق الصوتية لكل من التصوير والتطبيقات العلاجية. يمكن إنتاج هذه الفقاعات الدقيقة مباشرة باستخدام طريقة تركيز تدفق الموائع الدقيقة ، والتي تسمح بالتحكم الدقيق في حجمها. ومع ذلك ، لا يزال منع الاندماج أثناء الإنتاج يمثل تحديا حاسما. في حين أن درجات حرارة الإنتاج المرتفعة (على سبيل المثال ، 55 درجة مئوية) يمكن أن تمنع الاندماج ، فإن مثل هذه الظروف تعقد تصميم جهاز الموائع الدقيقة وقد تكون غير متوافقة مع عوامل الاستهداف واقترانات الأدوية. يحدد هذا البروتوكول طريقة لإنتاج فقاعات دقيقة أحادية التشتت مغلفة بالفوسفوليبيد في درجة حرارة الغرفة ، مع الحفاظ على ثبات الفقاعات الدقيقة والتشتت الأحادي لمدة 7 أيام على الأقل. يصف البروتوكول أيضا تصنيع رقائق الموائع الدقيقة PDMS القابلة لإعادة الاستخدام وإعداد تركيبة طلاء الفوسفوليبيد التي تحتوي على الفاعل بالسطح Pluronic F68. تظهر النتائج التي توصلنا إليها أن الفقاعات الدقيقة المنتجة باستخدام هذه الطريقة تحافظ على حجمها واستقرارها على مدار 7 أيام ، مما يدعم قابليتها للتطبيق في المستقبل في البيئات السريرية حيث تكون عوامل التباين بالموجات فوق الصوتية المستقرة والتي يمكن التحكم فيها ضرورية.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تستخدم عوامل التباين بالموجات فوق الصوتية (UCA) على نطاق واسع في تخطيط صدى الصدى السريري والتطبيقات العلاجية1،2،3. تعطى هذه الفقاعات الدقيقة عن طريق الوريد ، وتظل محصورة في نظام الأوعية الدموية ، وتعمل كعوامل تجمع الدم4،5. يغطي غلاف التثبيت الفقاعات الدقيقة ويقلل من انتشار الغاز المدفوع بضغط لابلاس ، وبالتالي يطيل عمر الفقاعة الدقيقة3،6. عند التعرض للموجات فوق الصوتية ، تبدأ الفقاعات الدقيقة في التذبذب وتنتج أصداء قوية بسبب قابلية انضغاط قلب الغاز7،8. يكون التذبذب أكثر وضوحا عند تردد رنين الفقاعة الدقيقة ، والذي يتأثر بحجم الفقاعة الدقيقة وخصائص القشرة9،10،11. تتكون UCA المعتمدة سريريا بشكل عام من فقاعات دقيقة متعددة التشتت ذات توزيع واسع الحجم ، يتراوح عادة من حوالي 0.5-10 ميكرومتر في القطر12،13،14. يؤدي هذا التوزيع الواسع الحجم إلى مجموعة واسعة من الترددات التي تكون فيها هذه الفقاعات الدقيقة رنين. بالنظر إلى أن مجسات الموجات فوق الصوتية السريرية تعمل عادة في عرض نطاق ترددي ضيق ، فإن مجموعة فرعية فقط من سكان UCA لها صدى فعال15. ثبت أن الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت ، التي لها توزيع ضيق الحجم (على سبيل المثال ، PDI 3 ~ 10٪ 16،17) ، تزيد من التشخيص والعلاج مقارنة بالفقاعات الدقيقة متعددة التشتت. بالنسبة للتصوير بالموجات فوق الصوتية المعزز بالتباين ، زادت الشدة بمقدار مرتين إلى ثلاثة أوامر من القدر18 ، في حين تضاعفت حساسية استشعار الضغط غير الجراحي من خلال الإشارات دون التوافقية تقريبا19،20،21 ، وزادت كفاءة توصيل الدواء بمقدار22 تقريبا. وبالتالي ، فإن إنتاج فقاعات دقيقة أحادية التشتت ذات توزيع ضيق الحجم وبالتالي الاستجابة الصوتية هو المفتاح لتعظيم إمكاناتها للتصوير بالموجات فوق الصوتية والتطبيقات العلاجية ، حيث تكون تذبذبات الفقاعات الدقيقة التي يتم التحكم فيها أمرا بالغ الأهمية.

يمكن إنتاج الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت من خلال طرق مختلفة ، مثل الصب23 ، والترشيح الميكانيكي24 ، والطرد المركزي لعامل الفقاعات الدقيقة متعدد التشتت25. ومع ذلك ، فإن تحقيق التحكم الدقيق في الحجم والتشتت الأحادي العالي لا يزال يمثل تحديا باستخدام هذه التقنيات26. نهج بديل وأكثر تحكما هو الإنتاج المباشر للفقاعات الدقيقة أحادية التشتت باستخدام جهاز تركيز تدفق الموائع الدقيقة. في هذه العملية ، يتم تركيز خيط الغاز بين تيارين من الجسيمات الشحمية المائية على شريحة موائع دقيقة ، مما يؤدي إلى قرص قابل للتكرار من خيط الغاز ، مما يسمح بإنتاج فقاعات دقيقة أحادية التشتت بسرعة عالية بالحجمالمطلوب 27. على الرغم من استخدام طرق تركيز التدفق على نطاق واسع لإنتاج قطرات أحادية التشتت28،29 ، إلا أن تطبيقها في إنتاج الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت أقل شيوعا بسبب صعوبة منع الاندماج والحفاظ بشكل صحيح على الاستقرار طويل الأجل من حيث الحجم والتشتت الأحادي والتركيز30. يؤثر الاندماج ، حيث تندمج فقاعات دقيقة متعددة في فقاعات أكبر ، على التشتت الأحادي. ثبت أن درجات حرارة الإنتاج المرتفعة تقلل من الاندماج31 ، لكن هذا يعقد تصميم نظام الموائع الدقيقة وقد لا يكون مناسبا للتركيبات التي تتضمن عوامل استهداف أو اقترانات دوائية. لذلك ، فإن إنتاج فقاعات دقيقة أحادية التشتت في درجة حرارة الغرفة سيكون مفيدا. بنفس القدر من الأهمية هي طريقة تخزين هذه الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت ، حيث تميل الفقاعات الدقيقة المطلية بالفوسفوليبيد إلى الانكماش والانهيار وفقدان تشتتها الأحادية بمرور الوقت32. يعد ضمان الاستقرار على المدى الطويل، على مدى عدة أيام، أثناء التخزين أمرا بالغ الأهمية لترجمة تقنية الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت إلى تطبيقات سريرية.

في هذا البروتوكول ، نصف طريقة لإنتاج الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت المطلية بالفوسفوليبيد باستخدام منصة موائع دقيقة تركز على التدفق في درجة حرارة الغرفة. هذه الطريقة متوافقة مع معدلات تدفق الدهون التي تتراوح من 13-42 ميكرولتر / دقيقة وهي مصممة للاستخدام في درجة حرارة الغرفة ، مما يجعلها مناسبة للمختبرات التي تفتقر إلى التحكم في درجة الحرارة على نظام الموائع الدقيقة الخاصة بها. يستخدم البروتوكول تركيبة فوسفوليبيد تتكون من 1،2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DSPC) ، 1،2-dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N- [carbonyl-methoxypolyethylene glycol] (DPPE-PEG5000) ، و Pluronic F68 ، مما يضمن الاستقرار والاستنساخ. يوفر البروتوكول إرشادات خطوة بخطوة حول تصنيع رقائق الموائع الدقيقة PDMS القابلة لإعادة الاستخدام ، وإعداد محاليل طلاء الدهون الفوسفورية ، ودمج الفاعل بالسطح Pluronic F68 لمنع اندماج الفقاعات الدقيقة أثناء الإنتاج في درجة حرارة الغرفة. كما أنه يوضح بالتفصيل إجراءات تنظيف نظام الموائع الدقيقة لمنع انسداد الفوهة ، وضبط ضغط الغاز ومعدل تدفق السائل للتحكم في حجم الفقاعات الدقيقة ، وجمع الفقاعات الدقيقة المنتجة وتخزينها لتحقيق الاستقرار على المدى الطويل. تقدم هذه الطريقة نهجا عمليا لتوليد فقاعات دقيقة أحادية التشتت مستقرة مع تحكم دقيق في الحجم في درجة حرارة الغرفة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. صنع أفلام الدهون

ملاحظة: يتكون خليط الدهون لإنتاج الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت بمزيج ثنائي من DSPC و DPPE-PEG5000 بنسبة مولية تبلغ 90: 10. تم اختيار DSPC كدهون رئيسية لأنه ثبت أنه يوفر ثباتا فائقا ضد ذوبان الغاز في كل من الفقاعات الدقيقة متعددة التشتت33،34 والفقاعات الدقيقة أحادية التشتت31. يفترض أن هذا الاستقرار المعزز ناتج عن درجة حرارة انتقال الطور البلوري المرتفعة نسبيا من الهلام إلى السائل البالغة 55 درجة مئوية35 ، وهي أعلى من تلك الموجودة في الدهون الأخرى شائعة الاستخدام مثل DPPC (~ 41 درجة مئوية) 35 ، مما يؤدي إلى غلاف دهني أكثر صلابة وغير منفذة في درجة حرارة الغرفة36. هنا ، يتم توضيح مثال على تحضير محلول طلاء فوسفوليبيد 3 مل. لتحقيق تركيز نهائي من الدهون الفوسفورية يبلغ 20 مجم / مل ، وهو تركيز نموذجي لإنتاج الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت16،17 ، مطلوب 60 مجم من الدهون الفوسفورية. يتم إعطاء الكمية المطلوبة من كل مكون فوسفوليبيد في الجدول 1.

  1. قم بإزالة مسحوق الفوسفوليبيد من الفريزر -20 درجة مئوية واتركه يذوب في درجة حرارة الغرفة لمدة 1 ساعة.
  2. قم بوزن مسحوق الدهون المطلوب في قوارير حجمية منفصلة سعة 2 مل.
  3. قم بإعداد 100 مل من خليط 90: 10 فولت / فولت من الكلوروفورم: مذيب الميثانول في غطاء دخانعن طريق قياس 90 مل من الكلوروفورم باستخدام أسطوانة قياس زجاجية 100 مل ثم نقلها إلى زجاج 250 مل من Erlenmeyer. ثم قم بقياس 10 مل من الميثانول باستخدام أسطوانة قياس زجاجية سعة 100 مل واسكبها في زجاج إرلينماير سعة 250 مل الذي يحتوي بالفعل على الكلوروفورم. أغلق زجاج Erlenmeyer بسدادة زجاجية واخلط المذيبين عن طريق تحريك Erlenmeyer برفق حتى يصبح المحلول واضحا.
    تنبيه: الكلوروفورم والميثانول من المواد الكيميائية السامة. الكلوروفورم مادة مسرطنة محتملة ويمكن أن تسبب تهيج الجهاز التنفسي والجلد والعين. الميثانول شديد الاشتعال وسام إذا تم استنشاقه أو تناوله أو امتصاصه من خلال الجلد ، ويمكن أن يسبب العمى إذا تم تناوله. اعمل دائما مع مخاليط الكلوروفورم / الميثانول في غطاء دخان جيد التهوية لتجنب استنشاق الأبخرة. ارتد معدات الحماية الشخصية المناسبة ، بما في ذلك القفازات ونظارات السلامة ومعطف المختبر. تأكد من عدم وجود لهب مكشوف أو مصادر اشتعال عند التعامل مع الميثانول. التخلص من النفايات المذيبة وفقا لبروتوكولات النفايات الخطرة الخاصة بالمؤسسة.
  4. لإذابة مساحيق الدهون التي تم وزنها في الخطوة 1.2 تماما ، أضف مل من خليط الكلوروفورم / الميثانول إلى كل قارورة زجاجية حجمية سعة 2 مل وأغلق الغطاء الزجاجي بسرعة لمنع التبخر.
    ملاحظة: تأكد من إذابة مسحوق الدهون بالكامل. إذا لزم الأمر ، قم بتدوير القارورة برفق لتسهيل الذوبان.
  5. امزج محاليل الدهون المذابة في قارورة زجاجية سعة 30 مل عن طريق صب كل محلول بالتتابع.
  6. تبخر المذيب تحت تدفق مستمر لغاز الأرجون ، وقم بتدوير القارورة لضمان التوزيع المتساوي للغشاء الدهني على السطح الزجاجي.
    ملاحظة: قد يكون من الصعب تبخر الآثار النهائية للمذيب باستخدام غاز الأرجون وحده. اترك القارورة في غطاء الدخان لمدة 2 ساعة للسماح بمزيد من التجفيف. في حالة عدم توفر غاز الأرجون ، يمكن استخدام غاز النيتروجين37 أو المبخر الدوار الفراغي الذي يعمل عند 6 درجات مئوية31،38 (أي أعلى من درجة حرارة انتقال الطور ل DSPC البالغة 55 درجة مئوية35) لتبخر مذيب الكلوروفورم / الميثانول.
  7. بعد تبخر المذيبات ، قم بإخضاع خليط الدهون إلى الفراغ للتخلص من أي بقايا مذيبات عضوية متبقية. أغلق القارورة الزجاجية بطبقة من البارافيلم واثقب عدة ثقوب بإبرة للسماح بتدفق الهواء أثناء الفراغ.
    ملاحظة: الغرض من استخدام البارافيلم هو منع الدهون من التشتت من القارورة الزجاجية أثناء عملية التجفيف بالتجميد.
  8. ضع القوارير في مجفف تجميد تحت الفراغ طوال الليل لإزالة أي مذيب عضوي متبقي.
  9. انتقل إلى الخطوة التالية أو قم بتخزين طبقة الدهون في درجة حرارة -20 درجة مئوية لحين الحاجة.
    ملاحظة: لا يتم استخدام أي خطوة طرد مركزي في هذا القسم أو في أي مكان آخر في البروتوكول.

2. تصنيع رقائق الموائع الدقيقة التي تركز على التدفق

ملاحظة: يتم إنتاج الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت باستخدام شريحة موائع دقيقة تركز على التدفق ، كما هو موضح في الشكل 1 أ. يتم توفير مخطط لهندسة قناة الموائع الدقيقة ، بما في ذلك أبعاد الفوهة والمخرج ، في الشكل التكميلي S1. تم وصف بروتوكول تصنيع مفصل للطباعة الحجرية الضوئية المستندة إلى SU-8 المستخدم لتحضير هذه القوالب سابقا37 ويمكن العثور عليها كمعلومات تكميلية لهذا البروتوكول. يتم تحديد عملية تصنيع شريحة PDMS في الخطوات التالية.

  1. امزج قاعدة PDMS (23. جم) وعامل المعالجة (2.3 جم) بنسبة وزن 10: 1 للحصول على إجمالي 25.5 جم من PDMS.
  2. ضع القالب الرئيسي في طبق بتري واسكب فوقه خليط PDMS.
  3. قم بإزالة الخليط تحت الفراغ (2 ~ 7 ملي بار) لمدة 40 دقيقة لإزالة فقاعات الهواء المحاصرة.
    ملاحظة: بالنسبة للأحجام الأكبر ، قد تكون هناك حاجة إلى وقت تفريغ أطول لضمان إزالة الفقاعات بالكامل.
  4. ضع القالب على لوح تسخين 75 درجة مئوية لمدة 1 ساعة.
    ملاحظة: بالنسبة للأحجام الأكبر ، قد تكون هناك حاجة إلى وقت معالجة أطول.
  5. اترك PDMS يبرد إلى درجة حرارة الغرفة. باستخدام مشرط ، اقطع بعناية حول PDMS المعالج وقشره لتحرير الشريحة.
  6. قم بقص شريحة PDMS إلى الحجم المطلوب واثقب فتحات المداخل / المنافذ باستخدام ثقب 1 مم.
  7. قم بتنظيف شريحة PDMS بشريط لاصق لإزالة جزيئات الغبار.
  8. قم بتنظيف كل من شريحة PDMS والشريحة الزجاجية باستخدام الأيزوبروبانول ، متبوعا بالماء منزوع الأيونات.
  9. اربط PDMS بالشريحة الزجاجية عن طريق معالجتها في منظف بلازما الهواء لمدة 1 دقيقة بقوة 60٪ (60 واط).
  10. ضع الرقاقة المستعبدة على لوح تسخين 95 درجة مئوية لمدة 3 دقائق لتعزيز الترابط.
  11. اترك شريحة PDMS تبرد إلى درجة حرارة الغرفة. تظهر الشريحة المصنعة بالكامل في الشكل 1 ج ، وتظهر صورة المجال الساطع المجهرية للفوهة في الشكل 1 د.
  12. ضع الرقاقة المستعبدة في منظف البلازما لمدة 5 دقائق بقوة 80٪ (80 واط) لاستعادة الماء السطحي لقناة الموائع الدقيقة.
  13. املأ الشريحة على الفور بماء Milli-Q للحفاظ على الماء
  14. قم بتخزين الرقائق في درجة حرارة الغرفة في ماء Milli-Q حتى الاستخدام.

3. تحضير محلول طلاء الفوسفوليبيد

  1. قم بإزالة فيلم الدهون المحضر من الفريزر -20 درجة مئوية وقم بإذابة الثلج في درجة حرارة الغرفة لمدة 1 ساعة.
  2. أضف 3 مل من المحلول الملحي المخزن بالفوسفات (PBS) المسخن مسبقا (55 درجة مئوية) إلى طبقة الدهون (60 مجم) للوصول إلى تركيز الدهون النهائي البالغ 20 مجم / مل. ضع القوارير في حمام مائي بدرجة حرارة 55 درجة مئوية لمدة 40 دقيقة ، مع الدوامة كل 15 دقيقة بسرعة متوسطة (المستوى 3 من 5 على خلاط الدوامة).
    ملاحظة: تعمل هذه الخطوة على إذابة مكونات الدهون مسبقا وتشتيت موحد في PBS قبل صوتنة في الخطوة 3.5. درجة الحرارة هذه هي درجة حرارة انتقال الطور ل DSPC39 ، مما يعزز الذوبان الجزئي ويقلل من تراكم الدهون. على الرغم من أن الصوتنة في الخطوة 3.6 مطلوبة لتحقيق الوضوح البصري الكامل ، فإن الحضانة الحرارية الأولية تسهل صوتنة أكثر كفاءة وقابلة للتكرار عن طريق تقليل تكوين مجاميع الدهون الكبيرة وتعزيز تجانس التشتت.
  3. أضف 0.43 مل من محلول Pluronic F68 إلى خليط الدهون للوصول إلى تركيز مولي قدره 10٪ ، وهي DSPC: DPPE-PEG5000: Pluronic F68 = 81: 9: 10 مول. بعد ذلك ، يجب أن تشبه العينة بصريا الشكل 2 أ ، وهو حل غائم.
    ملاحظة: Pluronic F68 هو خافض للتوتر السطحي يستخدم لمنع الاندماج أثناء إنتاج الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت16،40. في حالة عدم وجود Pluronic F68 ، لا يمكن تشكيل الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت باستخدام جهاز Horizon microfluidic37وتركيبة الدهون الموضحة في هذا البروتوكول16. لم يتم استخدام أي بروبيلين جلايكول في تركيبة الدهون ، حيث تم الإبلاغ عن أن هذا المركب يضر بكل من التشتت الأحادي واستقرار معلق الفقاعات الدقيقة أحادي التشتتالناتج 38.
  4. لتحضير الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت الفلورية ، قم بدمج صبغة دهنية ، مثل صبغة الكربوسيانين المحبة للدهون ، في الخليط في هذه المرحلة.
  5. صوتنيك خليط الدهون في حمام مائي بقوة 100٪ لمدة 20 دقيقة ، مع الحفاظ على درجة حرارة الماء عند 55 درجة مئوية. يجب أن يشبه محلول الدهون الشكل 2 ب بعد 20 دقيقة ، وهو محلول أقل غامضا مما كان عليه في الخطوة 3.4. استمر في الصوتنة في 10 دقائق فواصل حتى يصبح الحل واضحا ، كما هو موضح في الشكل 2C.
    ملاحظة: للحل في الشكل 2 ج، كانت هناك حاجة إلى 30 دقيقة من الصوتنة لتحقيق حل واضح. يمكن إجراء توصيف محلول الدهون عن طريق قياس حجم الجسيمات الشحمية باستخدام ، على سبيل المثال ، مبعثر الضوء الديناميكي.
  6. اترك محلول الدهون يبرد إلى درجة حرارة الغرفة قبل إجراء مزيد من المعالجة.

4. إعداد قارورة جمع الفقاعات الدقيقة

ملاحظة: لضمان التخزين طويل الأمد للفقاعات الدقيقة أحادية التشتت ، هناك حاجة إلى قارورة طبية محكمة الغلق بالغاز كقارورة تجميع.

  1. أغلق قارورة طبية زجاجية سعة 5 مل بسدادة مطاطية واملأ القارورة بغاز C4F10 . بعد ذلك ، قم بتجعيد غطاء من الألومنيوم حول القارورة لضمان إحكام الغاز. قارورة التجميع جاهزة الآن للاستخدام.

5. تحضير منصة الموائع الدقيقة

ملاحظة: كما هو موضح في الشكل 3 أ ، يشتمل النظام على منصة Horizon microfluidic37 (المشار إليها فيما يلي باسم "منصة الموائع الدقيقة") ، وجهاز كمبيوتر للتحكم ، وكاميرا عالية السرعة لمراقبة عملية الإنتاج ، ومصدر ضوء خارجي للصمام الثنائي الباعث للضوء (LED) للإضاءة أثناء التصوير عالي السرعة ، ومولد شكل موجة وظيفي لتشغيل تصوير عالي السرعة على فترات زمنية محددة أثناء الإنتاج. قبل البدء في إنتاج الفقاعات الدقيقة ، يجب تنظيف الجهاز لتقليل احتمالية انسداد الفوهة. يتضمن إجراء التنظيف كلا من الأنبوب وشريحة الموائع الدقيقة.

  1. إجراء تنظيف الأنابيب
    1. قم بتشغيل مفتاح الطاقة لمنصة الموائع الدقيقة ، الموجودة على الجانب الأيمن (الشكل 3 أ).
      ملاحظة: يشير "مفتاح الطاقة" إلى وحدة التحكم في الطاقة الرئيسية لمنصة Horizon ، والتي تنشط المتحكم الدقيقي والمضخات وأجهزة الاستشعار الداخلية للنظام.
    2. ضع قارورة زجاجية سعة 4 مل مملوءة بنسبة 70٪ من الإيثانول في الجانب الأيسر من غرفة المضخة P لمنصة الموائع الدقيقة (الشكل 3). ابدأ تدفق السائل عند 100 ميكرولتر / دقيقة بحيث يتم غسل أنبوب مدخل السائل بنسبة 70٪ من الإيثانول من القارورة. أوقف التنظيف عن طريق إيقاف تدفق السائل بعد 5 دقائق.
      ملاحظة: تشير P-pump إلى وحدة توصيل الغاز التي يتم التحكم فيها بالضغط والمدمجة في نظام الموائع الدقيقة. تهدف هذه الخطوة إلى تنظيف الأنبوب فقط ؛ لا ينبغي توصيل الأنبوب بشريحة الموائع الدقيقة في هذه المرحلة. تزيل هذه العملية الغبار والملوثات القابلة للذوبان في الإيثانول من نظام السوائل.
    3. استبدل القارورة المملوءة بالإيثانول بقارورة مملوءة بالماء.
    4. اغسل الأنبوب بماء Milli-Q بمعدل 100 ميكرولتر / دقيقة لمدة 5 دقائق لإزالة أي إيثانول متبقي من النظام.
  2. إجراء تنظيف الرقائق
    1. قم بتشغيل مفتاح إضاءة LED الداخلي لمنصة الموائع الدقيقة.
    2. أدخل شريحة PDMS في الحامل.
    3. ضع المشعب فوق الشريحة وثبته باستخدام العجلة القابلة للتعديل.
    4. قم بتوصيل أنابيب الغاز والسائل والمخرج بشريحة PDMS باستخدام الملقط. يظهر تكوين الاتصال في الشكل 3 ب. تأكد من أن أنبوب المخرج يؤدي إلى قارورة لجمع محلول النفايات من عملية التنظيف.
    5. اضبط النظام الأساسي لوضع فوهة الرقاقة في مجال رؤية الهدف.
    6. نظف الشريحة بماء Milli-Q لمدة 5 دقائق باستخدام ضغط غاز يبلغ 1000 ملي بار ومعدل تدفق سائل يبلغ 100 ميكرولتر / دقيقة. ابدأ تدفق الغاز أولا ، ثم اتبع تدفق السائل.
      ملاحظة: تتمثل هذه الخطوة في تنظيف رقاقة الموائع الدقيقة في اتجاه المنبع من الفوهة.
    7. أوقف تدفق السائل متبوعا بتدفق الغاز.
    8. أعد توصيل أنابيب الغاز والمخرج كما هو موضح في (الشكل 3 ج).
    9. كرر إجراء الغسيل بماء Milli-Q لمدة 5 دقائق أخرى ، باستخدام ضغط غاز يبلغ 1000 ملي بار ومعدل تدفق سائل يبلغ 50 ميكرولتر / دقيقة. ابدأ تدفق الغاز أولا ، ثم اتبع تدفق السائل.
      ملاحظة: يقوم هذا الإعداد بتنظيف شريحة الموائع الدقيقة في اتجاه مجرى الفوهة.
    10. أوقف تدفق السائل متبوعا بتدفق الغاز. شريحة PDMS جاهزة الآن لإنتاج الفقاعات الدقيقة.

6. إعداد التصوير عالي السرعة

ملاحظة: لمراقبة إنتاج الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت والتحكم فيها ، يوصى بدمج كاميرا عالية السرعة مع منصة الموائع الدقيقة ، حيث سيتم إنتاج الفقاعات الدقيقة بمعدل إنتاج أعلى من 105 فقاعات دقيقة / ثانية. تسمح الكاميرا عالية السرعة بقياس حجم الفقاعة الدقيقة على الرقاقة ومعدل الإنتاج ، بالإضافة إلى مراقبة اندماج الفقاعات الدقيقة على الرقاقة.

  1. قم بتركيب مصدر ضوء LED فوق منصة التثبيت (الشكل 3 أ) لإضاءة رقاقة الموائع الدقيقة أثناء التصوير عالي السرعة.
  2. قم بإقران الكاميرا عالية السرعة بمنفذ التصوير الجانبي لمنصة الموائع الدقيقة.
  3. استخدم مولد شكل موجة الوظيفة الخارجية لتشغيل تسجيلات عالية السرعة على فترات 10 ثوان طوال مدة إنتاج الفقاعات الدقيقة. قم بتوصيل خرج مشغل TTL لمولد شكل الموجة بإدخال الزناد الخارجي للكاميرا عالية السرعة باستخدام كابل BNC قياسي لضمان الاستحواذ المتزامن. هذه المراقبة ضرورية لتقييم شكل خيط الغاز واستقرار حجم الفقاعات الدقيقة أثناء الإنتاج.
    ملاحظة: المراقبة المستمرة مهمة، حيث قد يحدث انسداد أثناء الإنتاج. بالإضافة إلى ذلك ، يتم استخدام تسلسلات الصور عالية السرعة لاستخراج توزيعات حجم الفقاعات الدقيقة على الرقاقة التي تم حلها بمرور الوقت. يمكن تعديل الفاصل الزمني البالغ 10 ثوان وفقا لمتطلبات المستخدم.

7. إنتاج وتوصيف الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت

  1. قبل بدء الإنتاج ، قم بإعداد قارورة التجميع كما هو موضح في الشكل 4 أ. اخترق إبرة واحدة من خلال السدادة المطاطية لتكون بمثابة إبرة تجميع ، وإبرة أخرى من خلال السدادة كإبرة تهوية ، مع وضع طرف الإبرة بالقرب من الجزء السفلي من القارورة. حافظ على قارورة التجميع مقلوبة باستخدام مشبك أثناء الإنتاج.
    ملاحظة: تضمن إبرة التهوية ضغطا ثابتا داخل القارورة أثناء التجميع. نظرا لأن C4F10 أثقل من الهواء ، فإنه لا يخرج تلقائيا من القارورة.
  2. قم بتحميل محلول الفوسفوليبيد المحضر في مضخة P لمنصة الموائع الدقيقة.
  3. انقل جزء الفوهة من الشريحة إلى مجال رؤية الهدف.
    ملاحظة: تشتمل المنصة الدقيقة على وحدة بصرية داخلية مع تكبير/تصغير وتركيز قابل للتعديل، ومقرنة خارجية F-mount لتوصيل كاميرا عالية السرعة.
  4. لبدء إنتاج الفقاعات الدقيقة ، اضبط ضغط الغاز على 800 ملي بار ومعدل تدفق السائل على 40 ميكرولتر / دقيقة.
    ملاحظة: تدمج منصة الموائع الدقيقة قناتين سائلتين يتم التحكم فيهما في التدفق ، 1-5 ميكرولتر / دقيقة على اليسار ، و 1-100 ميكرولتر / دقيقة على اليمين ، وقناة غاز واحدة يتم التحكم فيها بالضغط. في هذا البروتوكول ، تم استخدام القناة السائلة 1-100 ميكرولتر / دقيقة وقناة الغاز التي يتم التحكم فيها بالضغط.
  5. بمجرد وصول السائل إلى الفوهة ، يقرص خيط الغاز ويطلق فقاعات دقيقة أحادية التشتت عبر المخرج (الشكل 4 أ).
  6. اضبط التسجيل عالي السرعة على معدل إطارات يبلغ ≥ 200,000 إطارا في الثانية واستخدم تسجيلات عالية السرعة لقياس حجم الفقاعات الدقيقة المنتجة عبر وظيفة imfindcircles في MATLAB.
  7. اضبط ضغط الغاز ومعدل تدفق السائل للتحكم في حجم الفقاعات الدقيقة.
    ملاحظة: بعد ضبط معدل التدفق و / أو ضغط الغاز ، استخدم البرنامج النصي MATLAB لرسم توزيع الحجم على الرقاقة من التسجيل عالي السرعة. من خلال ملاءمة توزيع الحجم مع التوزيع الغوسي ، يمكن اشتقاق متوسط μ والانحراف المعياري σ . يمثل μ الحجم الموجود على الرقاقة للفقاعات الدقيقة أحادية التشتت المنتجة. قد يحدث اندماج الفقاعات الدقيقة في المرحلة الأولى من الإنتاج بسبب بقايا ماء Milli-Q في الأنبوب ، مما يخفف من تركيز الدهون. عادة ما يتم حل هذه المشكلة بمجرد وصول محلول الدهون غير المخفف إلى الفوهة. يلخص الجدول 2 أقطار الفقاعات الدقيقة الناتجة عن العديد من معدلات التدفق المطبقة عند ضغط غاز ثابت يبلغ 800 ملي بار. يمكن أن تنتج مجموعات مختلفة من ضغط الغاز ومعدل تدفق السائل أحجام متشابهة من الفقاعات الدقيقة ، على الرغم من أن مجموعات المعلمات المختلفة تؤثر أيضا على معدل الإنتاج. عند معدل تدفق الغاز الثابت ، من المعروف أن معدل الإنتاج يرتبط ارتباطا إيجابيا بمعدلات تدفق السائل41. يبلغ معدل إنتاج الفقاعات الدقيقة في هذا البروتوكول ~10 5 فقاعات دقيقة في الثانية ، بناء على تحليل إطار تلو الآخر للتسجيلات عالية السرعة ، وهو ما يتفق مع القيم المبلغ عنها سابقا للهندسة المماثلة لتركيز التدفق37.
  8. بمجرد تحقيق حجم الفقاعات الدقيقة المطلوب ، اجمع الفقاعات الدقيقة المنتجة عن طريق توصيل أنبوب المخرج بقارورة التجميع.
  9. أثناء التجميع ، اضبط التسجيل عالي السرعة لتشغيله كل 10 ثوان لمراقبة عملية الإنتاج.
    ملاحظة: يمكن ضبط الفاصل الزمني بين التسجيلات بناء على متطلبات محددة.
  10. بعد جمع تعليق الفقاعات الدقيقة الكافية ، قم بإزالة كل من إبرة التهوية وإبرة التجميع من قارورة التجميع.
  11. أوقف تدفق السائل متبوعا بتدفق الغاز.
  12. قم بتخزين الفقاعات الدقيقة التي تم جمعها في وضع مستقيم في درجة حرارة الغرفة ، مما يضمن تحريك القارورة ميكانيكيا بالحد الأدنى.
    ملاحظة: سيتكون محلول الفقاعات الدقيقة من ثلاث طبقات كما هو موضح في الشكل 5 أ: طبقة رغوية ، وطبقة فقاعات دقيقة أحادية التشتت ، وطبقة فرعية. من الأفضل ترك طبقة الرغوة في القارورة ، حيث ذكرت الدراسات السابقة أن الفقاعات المرتبطة بالرغوة يمكن أن تتقلص تدريجيا إلى حجم أحادي التشتت16,38. لم تخضع الفقاعات الدقيقة المنتجة باستخدام هذا البروتوكول لتقييم السلامة التنظيمية. ومع ذلك ، فإن الدهون المكونة (DSPC و DPPE-PEG5000) والخافض للتوتر السطحي (Pluronic F68) تستخدم بشكل شائع في التركيبات القابلة للحقن المعتمدة من إدارة الغذاء والدواء الأمريكية وتعتبر متوافقة حيويا42،43. مطلوب مزيد من التقييم قبل السريري لإثبات السلامة للاستخدام الطبي.
  13. 2 ساعة بعد الإنتاج (أي 2 ساعة بعد إنتاج الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت) ، تميز الحجم النهائي وتركيز الفقاعات الدقيقة باستخدام آلة توصيف الجسيمات.
    ملاحظة: تتطلب الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت الناتجة عن طريقة تركيز التدفق حوالي 90 دقيقة للتثبيت إلى حجمهاالنهائي 44. لذلك ، يوصى بالسماح بساعتين على الأقل من التثبيت قبل استخدام الفقاعات الدقيقة.
  14. قم بتوصيل إبرة 19 جرام بحقنة مل ، يشار إليها فيما يلي باسم "حقنة الاستخراج".
  15. أدخل إبرة منفصلة 19 جم في قارورة الفقاعات الدقيقة كإبرة تهوية. تأكد من بقاء طرف الإبرة بالقرب من الجزء العلوي من القارورة للسماح بدخول الهواء والحفاظ على الضغط الداخلي أثناء استخراج الفقاعات الدقيقة.
  16. قم بتدوير القارورة برفق لتجانس التعليق. ينقسم التعليق إلى ثلاث طبقات: طبقة رغوية علوية ، وطبقة وسطى تحتوي على فقاعات دقيقة أحادية التشتت ، وطبقة مائية سفلية.
  17. أدخل حقنة الاستخراج بسرعة وضع طرف الإبرة بعناية في منتصف طبقة الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت ، وتجنب الرغوة والطبقة السفلية المائية. اسحب الحجم المطلوب من تعليق الفقاعات الدقيقة وقم بإزالة حقنة الاستخراج من القارورة. عند اكتمال استخراج الفقاعات الدقيقة ، قم بإزالة إبرة التهوية.

8. إجراء التنظيف والإغلاق

ملاحظة: بعد إنتاج الفقاعات الدقيقة ، يجب تنظيف منصة الموائع الدقيقة والرقاقة جيدا لضمان الأداء السليم والسماح بإعادة استخدام الشريحة. توضح الخطوات التالية عملية التنظيف.

  1. بالنسبة للشريحة ، تابع ما يلي:
    1. استبدل قارورة الدهون بقارورة ماء Milli-Q.
    2. اغسل رقاقة الموائع الدقيقة باستخدام ضغط غاز يبلغ 800 ملي بار ومعدل تدفق سائل يبلغ 40 ميكرولتر / دقيقة لمدة 5 دقائق.
    3. أوقف تدفق السائل أولا ، متبوعا بإيقاف تدفق الغاز.
    4. افصل فقط أنبوب مدخل الغاز عن رقاقة الموائع الدقيقة.
    5. املأ رقاقة الموائع الدقيقة بماء Milli-Q للحفاظ على ماء الأسطح الداخلية.
    6. أوقف تدفق السائل وافصل جميع الأنابيب المتبقية عن الشريحة.
    7. قم بتخزين الشريحة في ماء Milli-Q حتى تكون هناك حاجة إليها للاستخدام في المستقبل.
  2. بالنسبة لنظام الموائع الدقيقة ، تابع ما يلي:
    1. استبدل قارورة الماء Milli-Q بقارورة إيثانول بنسبة 70٪ في منصة الموائع الدقيقة.
    2. اغسل أنبوب مدخل السائل بنسبة 70٪ إيثانول بمعدل تدفق 100 ميكرولتر / دقيقة لمدة 5 دقائق لإزالة أي بقايا دهون.
    3. استبدل قارورة الإيثانول بقارورة ماء Milli-Q في P-Pump1.
    4. اغسل الأنبوب بماء Milli-Q بمعدل 100 ميكرولتر / دقيقة لمدة 5 دقائق لإزالة أي إيثانول متبقي من النظام. النظام نظيف الآن.
    5. قم بإيقاف تشغيل منصة الموائع الدقيقة ونظام الكاميرا عالي السرعة.

9. خطوات استكشاف الأخطاء وإصلاحها

  1. انسداد الفوهة
    ملاحظة: نظرا لصغر حجم الفوهة (5 ميكرومتر) ، يمكن أن تحدث انسدادات أثناء عملية الإنتاج. لإزالة الانسداد، اتبع الخطوات أدناه.
    1. أوقف تدفق السائل على الفور ، متبوعا بتدفق الغاز.
    2. أعد توصيل الأنبوب وفقا للإعداد الموضح في الشكل 3 ب.
    3. استبدل القارورة المملوءة بالفوسفوليبيد بقارورة مملوءة بالماء Milli-Q في P-Pump1.
    4. قم بتطبيق ضغط غاز يبلغ 1000 ملي بار واضبط معدل تدفق السائل على 100 ميكرولتر / دقيقة لمدة 5 دقائق لشطف الفوهة.
      ملاحظة: في معظم الحالات ، يتم إزالة الانسدادات بعد الشطف لمدة 5 دقائق. ومع ذلك ، إذا استمر الانسداد ، فقد يكون من الضروري استبدال شريحة PDMS بأخرى جديدة.
    5. بمجرد إزالة الانسداد ، أعد توصيل الأنبوب كما هو موضح في الشكل 3C.
    6. اغسل الرقاقة مرة أخرى بماء Milli-Q لمدة 5 دقائق ، باستخدام ضغط غاز يبلغ 1000 ملي بار ومعدل تدفق سائل يبلغ 50 ميكرولتر / دقيقة لضمان الخلوص الكامل.
    7. استبدل قارورة Milli-Q المملوءة بالماء بالقارورة المملوءة بالفوسفوليبيد في P-Pump1 ، واستأنف إنتاج الفقاعات الدقيقة.
      ملاحظة: إذا استمرت الانسدادات أثناء الإنتاج ، فقد يشير ذلك إلى عدم كفاية تنظيف الأنبوب أو رقاقة الموائع الدقيقة. في هذه الحالة ، افصل الأنبوب عن الرقاقة واتبع إجراء التنظيف الموضح في الخطوة 5. إذا استمرت الانسدادات في الحدوث بعد تنظيف النظام بأكمله تماما ، فقد يشير ذلك إلى فشل المرشح الداخلي في منصة الموائع الدقيقة. قد يؤدي استبدال الفلتر بآخر جديد إلى حل المشكلة.
  2. أعد استخدام شريحة الموائع الدقيقة إذا رغبت في ذلك.
    ملاحظة: إذا لم يتم تخزين الشريحة بشكل صحيح ، فقد تفقد الماء إذا حدث هذا ، فقد يشبه قرص خيط الغاز النمط الموضح في الشكل 5E. في مثل هذه الحالات ، يوصى بالتبديل إلى شريحة جديدة محبة للماء لضمان إنتاج فقاعات دقيقة متسقة وموثوقة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

في هذا البروتوكول ، نقدم طريقة لإنتاج فقاعات دقيقة مستقرة أحادية التشتت في درجة حرارة الغرفة باستخدام شريحة موائع دقيقة تركز على التدفق. يتم تصنيع شريحة PDMS عن طريق الصب من قالب رئيسي ، كما هو موضح في الشكل 1. لربط شريحة PDMS بشريحة زجاجية ، يتم استخدام معالجة البلازما. تعد معالجة البلازما أمرا بالغ الأهمية لأنها تغير سطح PDMS من كاره للماء إلى ماء محبب. تعتبر هذه المقاومة للماء ضرورية للحفاظ على شكل وموضع خيط الغاز أثناء إنتاج الفقاعات الدقيقة ، مما يتيح توليد مستقر طويل الأجل (في حدود ساع...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يصف هذا البروتوكول بالتفصيل كيفية إنتاج وتخزين الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت المستقرة في درجة حرارة الغرفة باستخدام شريحة تركيز تدفق الموائع الدقيقة. يمكن استخدام الفقاعة الدقيقة أحادية التشتت للتصوير بالموجات فوق الصوتية المحسنة بالتباين18 ، واستشعار الضغط غير الجراحي19 ، وتوصيل الدواء بوساطة الفقاعات الدقيقة22 ، سواء في المختبر أو في الجسم الحي.

تم الإبلاغ سابقا عن أن ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تمويل هذا العمل جزئيا من قبل مجلس البحوث الأوروبي (ERC) في إطار برنامج Horizon 2020 للبحث والابتكار التابع للاتحاد الأوروبي (اتفاقية المنحة 805308) وجزئيا من قبل العلوم التطبيقية والهندسية TTW (مشروع VIDI-project 17543) ، وهو جزء من NWO ، وكلاهما منحى إلى KK. تم تطوير منصة Horizon Microfluidic بتمويل من منح EPSRC (رقم المنح EP / I000623 و EP / K023845). يشكر المؤلفون اتحاد Microbubble Consortium (http://www.microbubbles.leeds.ac.uk/) في جامعة ليدز على المناقشات المفيدة بالإضافة إلى ستيوارت ويستون وأندرو برايس لمساعدتهم في تصور الأداة وإنتاج أجزاء لمنصة Horizon Microfluidic. تم تقديم القالب الرئيسي لتصنيع رقائق PDMS من قبل جامعة ليدز. يشكر المؤلفون روبرت بورسكينز من الهندسة الطبية الحيوية ، قسم أمراض القلب ، وخيرت سبرينجلينج من قسم الأجهزة الطبية التجريبية ، وكلاهما من Erasmus MC ، هولندا ، للمساعدة الفنية أثناء التجارب.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
1 مم خزعة لكمة   ؛كاي ميديكال143831
1،1 '-ديوكتاديسيل -3،3،3 '، 3'-رباعي ميثيل ليندوديكاربوسيانين (DiD)ثيرمو فيشر العلميد307صبغة كربوسيانين محبة للدهون
1،2-ثنائي بالميتوايل-إس إن-جليسرو-3-فوسفوإيثانولامين-ن- [كربونيل-ميثوكسي بولي إيثيلين جلايكول] (DPPE-PEG5000)الدهونرقم CAS. 384835-61-4
1،2-ديستيرويل-إس إن-جليسرو-3-فوسفوكولين (DSPC)الدهونرقم CAS. 816-94-4
100 مل اسطوانة قياس زجاجيةبلوبراند
2 مل قوارير زجاجية حجميةبلوبراند
250 مل زجاج إرلينمايربلوبراند
30 مل قارورة زجاجية   ؛DWK علوم الحياةSCERC40752700D0C2
70٪ إيثانول
75 درجة C لوحة ساخنة 
شريط لاصق
غطاء الألومنيوم   ؛سيجما ألدريتش27016
غاز الأرجون  ليندي غاز البنلوكس
C4F10 gasF2 كيماويات
كلوروفورمميرك KGaA67-66-3
متوفر سريريا   عامل تباين الموجات فوق الصوتية (أي الفقاعة الدقيقة)Bracco,
Plan-LesOuates, سويسرا		سونوفوالشكل 6 أ.
إبرة التجميع والتهوية 19G100 ستريكان4657799
كولتر عداد متعدد المقاسات 3بيكمان كولترآلة توصيف الجسيمات
عامل تباين بالموجات فوق الصوتية حسب الطلب (أي الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت)NAF1-10PFالشكل 6 أ. أنتجت كما هو موضح بواسطة: وانغ ، واي وآخرون. تأثير البلورونيك F68 على استقرار الحجم والسلوك الصوتي للفقاعات الدقيقة أحادية التشتت المطلية بالفوسفوليبيد المنتجة في درجة حرارة الغرفة. ACS Appl. ماتر. واجهات 2025 ، 17 ، 8976 ناقص ؛ 8986. (2025).
عامل تباين بالموجات فوق الصوتية حسب الطلب (أي الفقاعات الدقيقة أحادية التشتت)NAF2-10 PFالشكل 6 أ. أنتجت كما هو موضح بواسطة: وانغ ، واي وآخرون. تأثير البلورونيك F68 على استقرار الحجم والسلوك الصوتي للفقاعات الدقيقة أحادية التشتت المطلية بالفوسفوليبيد المنتجة في درجة حرارة الغرفة. ACS Appl. ماتر. واجهات 2025 ، 17 ، 8976 ناقص ؛ 8986. (2025).
ديمي ووتر
ضوء LED خارجيجي إس فيتيكGS02370
مجفف التجميدميرتين كريست جي إم بي إتشألفا 1 – 2 دينار لبناني زائد
مولد شكل الموجة الوظيفية أجيلينت33220 أ
قارورة زجاجية محكمة الغلق بالغازسيجما ألدريتشZ113964-288EA
شريحة زجاجيةVWR631-1552
كاميرا عالية السرعةفوتوروننوفا S16
منصة Horizon microfluidicجامعة ليدز ، إنجلتراالمنصة متاحة تجاريا وموصوفة بالتفصيل في: أبو صالح ، ر. ح. وآخرون الأفق: منصة الموائع الدقيقة لإنتاج الفقاعات الدقيقة العلاجية والفقاعات النانوية. مراجعة الأدوات العلمية. 92 (7), 074105 (2021).
ماتلابأعمال الرياضياتR2023a
ميثانولميرك KGaA67-56-1
مياه Milli-Q
جل PDMSسيلجاردSYLGARD ® ؛   184
محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS 1x)   ؛جيبكو10010023
منظف البلازماهينيكر العلميةHPT-100
بلورونيك F68ثيرمو فيشر العلمي24040032
سدادة مطاطيةسيغماZ166065-100EA
انابيبماسترفليكسMFLX06407-41PTFE ، 1/32 "معرف × 1/16" OD ؛ 25 قدم
ملاقط
دوامة سيجما ألدريتشZ654779
حمام مائي الصوتاتإيماجإيمي 30HC

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kooiman, K., et al. Ultrasound-responsive cavitation nuclei for therapy and drug delivery. Ultrasound Med Biol. 46 (6), 1296-1325 (2020).
  2. Langeveld, S. A. G., Meijlink, B., Kooiman, K. Phospholipid-coated targeted microbubbles for ultrasound molecular imaging and therapy. Curr Opin Chem Biol. 63, 171-179 (2021).
  3. Frinking, P., et al. Three decades of ultrasound contrast agents: A review of the past, present and future improvements. Ultrasound Med Biol. 46 (4), 892-908 (2020).
  4. Greis, C. Ultrasound contrast agents as markers of vascularity and microcirculation. Clin Hemorheol Microcirc. 43 (1-2), 1-9 (2009).
  5. Correas, J. M., et al. Ultrasound contrast agents. Examples of blood pool agents. Acta Radiol Suppl. 412, 101-112 (1997).
  6. Kooiman, K., et al. Acoustic behavior of microbubbles and implications for drug delivery. Adv Drug Deliv Rev. 72C, 28-48 (2014).
  7. de Jong, N., et al. Ultrasonic characterization of ultrasound contrast agents. Med Biol Eng Comput. 47 (8), 861-873 (2009).
  8. Cosgrove, D., Harvey, C. Clinical uses of microbubbles in diagnosis and treatment. Med Biol Eng Comput. 47 (8), 813-826 (2009).
  9. Langeveld, S. A. G., et al. The impact of lipid handling and phase distribution on the acoustic behavior of microbubbles. Pharmaceutics. 13 (1), 119(2021).
  10. Dicker, S., et al. Influence of shell composition on the resonance frequency of microbubble contrast agents. Ultrasound Med Biol. 39 (7), 1292-1302 (2013).
  11. Doinikov, A. A., Haac, J. F., Dayton, P. A. Resonance frequencies of lipid-shelled microbubbles in the regime of nonlinear oscillations. Ultrasonics. 49 (2), 263-268 (2009).
  12. Sennoga, C. A., et al. Evaluation of methods for sizing and counting of ultrasound contrast agents. Ultrasound Med Biol. 38 (5), 834-845 (2012).
  13. Schneider, M., et al. Br1: A new ultrasonographic contrast agent based on sulfur hexafluoride-filled microbubbles. Invest Radiol. 30 (8), 451-457 (1995).
  14. Wang, S., et al. Microbubble type and distribution dependence of focused ultrasound-induced blood-brain barrier opening. Ultrasound Med Biol. 40 (1), 130-137 (2014).
  15. Whittingham, T. A. Contrast-specific imaging techniques: Technical perspective. , Springer. Berlin, Heidelberg. (2005).
  16. Wang, Y., et al. Influence of pluronic f68 on size stability and acoustic behavior of monodisperse phospholipid-coated microbubbles produced at room temperature. ACS Appl. Mater. Interfaces. , (2025).
  17. Segers, T., de Jong, N., Versluis, M. Uniform scattering and attenuation of acoustically sorted ultrasound contrast agents: Modeling and experiments. J Acoust Soc Am. 140 (4), 2506(2016).
  18. Segers, T., et al. Monodisperse versus polydisperse ultrasound contrast agents: Non-linear response, sensitivity, and deep tissue imaging potential. Ultrasound Med Biol. 44 (7), 1482-1492 (2018).
  19. van Hoeve, W., et al. Improved sensitivity of ultrasound-based subharmonic aided pressure estimation using monodisperse microbubbles. J Ultrasound Med. 41 (7), 1781-1789 (2022).
  20. Wang, P., et al. Sensitivity improvement of subharmonic-based pressure measurement using phospholipid-coated monodisperse microbubbles. Ultrason Sonochem. 104, 106830(2024).
  21. Spiekhout, S., et al. Ambient pressure sensitivity of subharmonic vibrating single microbubbles. Ultrasound Med Biol. 51 (6), 931-940 (2025).
  22. van Elburg, B., et al. Dependence of sonoporation efficiency on microbubble size: An in vitro monodisperse microbubble study. J Control Release. 363, 747-755 (2023).
  23. Goertz, D. E., et al. Attenuation and size distribution measurements of definity and manipulated definity populations. Ultrasound Med Biol. 33 (9), 1376-1388 (2007).
  24. Emmer, M., et al. Pressure-dependent attenuation and scattering of phospholipid-coated microbubbles at low acoustic pressures. Ultrasound Med Biol. 35 (1), 102-111 (2009).
  25. Feshitan, J. A., et al. Microbubble size isolation by differential centrifugation. J Colloid Interface Sci. 329 (2), 316-324 (2009).
  26. Pulsipher, K. W., et al. Engineering theranostic microbubbles using microfluidics for ultrasound imaging and therapy: A review. Ultrasound Med Biol. 44 (12), 2441-2460 (2018).
  27. Castro-Hernández, E., et al. Microbubble generation in a co-flow device operated in a new regime. Lab Chip. 11 (12), 2023(2011).
  28. Nisisako, T., Torii, T. Microfluidic large-scale integration on a chip for mass production of monodisperse droplets and particles. Lab Chip. 8 (2), 287-293 (2008).
  29. Xu, S., et al. Generation of monodisperse particles by using microfluidics: Control over size, shape, and composition. Angew Chem Int Ed Engl. 44 (5), 724-728 (2005).
  30. Stride, E., et al. Microbubble agents: New directions. Ultrasound Med Biol. 46 (6), 1326-1343 (2020).
  31. Segers, T., et al. Improved coalescence stability of monodisperse phospholipid-coated microbubbles formed by flow-focusing at elevated temperatures. Lab Chip. 19 (1), 158-167 (2019).
  32. Dixon, A. J., et al. Enhanced intracellular delivery of a model drug using microbubbles produced by a microfluidic device. Ultrasound Med Biol. 39 (7), 1267-1276 (2013).
  33. Borden, M. A., Longo, M. L. Dissolution behavior of lipid monolayer-coated, air-filled microbubbles: Effect of lipid hydrophobic chain length. Langmuir. 18 (24), 9225-9233 (2002).
  34. Daeichin, V., et al. Microbubble composition and preparation for high-frequency contrast-enhanced ultrasound imaging: In vitro and in vivo evaluation. IEEE Trans Ultrason Ferroelectr Freq Control. 64 (3), 555-567 (2017).
  35. Chen, W., et al. Determination of the main phase transition temperature of phospholipids by nanoplasmonic sensing. Sci Rep. 8 (1), 14815(2018).
  36. Kwan, J. J., Borden, M. A. Lipid monolayer collapse and microbubble stability. Adv Colloid Interface Sci. 183-184, 82-99 (2012).
  37. Abou-Saleh, R. H., et al. Horizon: Microfluidic platform for the production of therapeutic microbubbles and nanobubbles. Rev Sci Instrum. 92 (7), 074105(2021).
  38. Segers, T., et al. Universal equations for the coalescence probability and long-term size stability of phospholipid-coated monodisperse microbubbles formed by flow focusing. Langmuir. 33 (39), 10329-10339 (2017).
  39. Kaneshina, S., et al. Barotropic phase transitions of dioleoylphosphatidylcholine and stearoyl-oleoylphosphatidylcholine bilayer membranes. Biochim Biophys Acta. 1374 (1-2), 1-8 (1998).
  40. Shih, R., et al. Flow-focusing regimes for accelerated production of monodisperse drug-loadable microbubbles toward clinical-scale applications. Lab Chip. 13 (24), 4816(2013).
  41. Cleve, S., et al. Microbubble formation by flow focusing: Role of gas and liquid properties, and channel geometry. J Fluid Mech. 972, A27(2023).
  42. Rodeheaver, G. T., et al. Pluronic f-68: A promising new skin wound cleanser. Ann Emerg Med. 9 (11), 572-576 (1980).
  43. Moloughney, G., Weisleder, J. Poloxamer 188 (p188) as a membrane resealing reagent in biomedical applications. Recent Pat Biotechnol. 6 (3), 200-211 (2012).
  44. Segers, T., et al. Stability of monodisperse phospholipid-coated microbubbles formed by flow-focusing at high production rates. Langmuir. 32 (16), 3937-3944 (2016).
  45. Izadiamoli, S., et al. A comprehensive experimental approach to understanding the effects of surface wettability on bubble formation at submerged orifices. Energy Equip Syst. 13 (2), 169-191 (2025).
  46. Dollet, B., et al. Role of the channel geometry on the bubble pinch-off in flow-focusing devices. Phys Rev Lett. 100 (3), 034504(2008).
  47. Shih, R., Lee, A. P. Post-formation shrinkage and stabilization of microfluidic bubbles in lipid solution. Langmuir. 32 (8), 1939-1946 (2016).
  48. Segers, T., et al. Foam-free monodisperse lipid-coated ultrasound contrast agent synthesis by flow-focusing through multi-gas-component microbubble stabilization. Appl Phys Lett. 116 (17), 173701(2020).
  49. Beekers, I., et al. Internalization of targeted microbubbles by endothelial cells and drug delivery by pores and tunnels. J Control Release. 347, 460-475 (2022).
  50. Beekers, I., et al. Opening of endothelial cell-cell contacts due to sonoporation. J Control Release. 322, 426-438 (2020).
  51. Zhang, W. Q., et al. Influence of molecular weight of polydimethylsiloxane precursors and crosslinking content on degree of ethanol swelling of crosslinked networks. React Funct Polym. 86, 264-268 (2015).
  52. Ren, K., et al. Materials for microfluidic chip fabrication. Acc Chem Res. 46 (11), 2396-2406 (2013).
  53. Segers, T., et al. High-precision acoustic measurements of the nonlinear dilatational elasticity of phospholipid coated monodisperse microbubbles. Soft Matter. 14 (47), 9550-9561 (2018).
  54. Jeong, H. H., et al. Liter-scale production of uniform gas bubbles via parallelization of flow-focusing generators. Lab Chip. 17 (15), 2667-2673 (2017).
  55. Jiang, C., et al. Microfluidic-assisted formation of multifunctional monodisperse microbubbles for diagnostics and therapeutics. Micro Nano Lett. 6 (6), 417(2011).
  56. Hashimoto, M., et al. Formation of bubbles and droplets in parallel, coupled flow-focusing geometries. Small. 4 (10), 1795-1805 (2008).
  57. Maskarinec, S. A., et al. Direct observation of poloxamer 188 insertion into lipid monolayers. Biophys J. 82 (3), 1453-1459 (2002).
  58. Frey, S. L., Lee, K. Y. C. Temperature dependence of poloxamer insertion into and squeeze-out from lipid monolayers. Langmuir. 23 (5), 2631-2637 (2007).
  59. Borden, M. A., et al. Lateral phase separation in lipid-coated microbubbles. Langmuir. 22 (9), 4291-4297 (2006).
  60. Borden, M. A., et al. Surface phase behavior and microstructure of lipid/peg-emulsifier monolayer-coated microbubbles. Colloids Surf B Biointerfaces. 35 (3-4), 209-223 (2004).
  61. van den Broek, M. R. P., et al. Functionalized monodisperse microbubble production: Microfluidic method for fast, controlled, and automated removal of excess coating material. Microsyst Nanoeng. 10 (1), 120(2024).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

PDMS Pluronic F68
الفيديو قريباً

مقالات ذات صلة