مقالة منهجية

نموذج ماوس قائم على جهاز المشي للتحقيق في الهبات الساخنة مع المراقبة المستمرة لدرجة حرارة الجلد

DOI:

10.3791/68922

⸱

أكتوبر 14, 2025

 ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Genetics and Development of Complex Phenotypes, School of Life Sciences, Fudan University, 2Department of Endocrinology, Jinshan Hospital, Fudan University, 3Institutes of Biomedical Sciences, School of Life Sciences, Inner Mongolia University, 4Department of Endocrinology and Metabolism, Zhongshan Hospital, Human Phenome Institute, Fudan University

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تؤسس هذه الدراسة نموذجا للفأر للهبات الساخنة بعد انقطاع الطمث من خلال الجمع بين استئصال المبيض والتوليد الحراري الناجم عن التمرين والمراقبة المستمرة لدرجة حرارة جلد الذيل عالية الدقة.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تضعف الهبات الساخنة بشكل كبير نوعية الحياة لدى النساء في سن اليأس ، ومع ذلك لا تزال الآليات العصبية الأساسية والعلاجات الفعالة غير مفهومة جيدا. كان التحدي الرئيسي في هذا المجال هو عدم وجود نماذج حيوانية موثوقة وطرق غير جراحية للمراقبة المستمرة لدرجة حرارة الجلد. هنا ، تم تطوير نموذج فأر يجمع بين استئصال المبيض والتوليد الحراري الناجم عن التمرين لدراسة الهبات الساخنة. باستخدام مسجل عن بعد مؤمن بغلاف ذيل مطبوع ثلاثي الأبعاد ، تمت مراقبة درجة حرارة جلد الذيل باستمرار في حالة خالية من الإجهاد. بالإضافة إلى ذلك ، قدمت كاميرات الأشعة تحت الحمراء طريقة تكميلية لمراقبة إنتاج الحرارة وتبديدها ، مما يسمح بتقييم أكثر شمولا لدرجة حرارة الجسم. باستخدام هذا النموذج ، تم العثور على الفئران التي تم استئصال المبيض تظهر ارتفاعا في درجة حرارة الجلد وانخفاض درجة حرارة الجسم الأساسية ، مما يحاكي بشكل فعال النمط الظاهري للهبات الساخنة التي لوحظت في سن اليأس. يؤسس هذا النهج نموذجا دقيقا لمراقبة الهبات الساخنة وسيكون ذا قيمة للباحثين في التنظيم الحراري وعلم الأعصاب ودراسات انقطاع الطمث السريرية.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الهبات الساخنة هي من بين أكثر أعراض انقطاع الطمث انتشارا وتخريبا ، مما يضعف بشكل كبير نوعية الحياة1. تتميز هذه النوبات بارتفاع مفاجئ في درجة حرارة الجلد متبوعا بانخفاض عابر في درجة حرارة الجسمالأساسية 2 ، وغالبا ما يكون مصحوبا بزيادة معدل ضربات القلب والقلق والدوخة3. على الرغم من تأثيرها العميق ، لا تزال العلاجات الفعالة محدودة4 ، مما يؤكد الحاجة إلى فهم أعمق لآلياتها الأساسية.

تتمثل إحدى الخطوات الحاسمة في دراسة الهبات الساخنة في تطوير نماذج حيوانية موثوقة تكرر بدقة الخلل الوظيفي في التنظيم الحراري. حاليا ، يتضمن النهج الأساسي استئصال المبيض (OVX) ، والذي يؤدي إلى تغير درجات حرارة الجلد والجسم الأساسية5. ومع ذلك ، غالبا ما تكون هذه التغييرات غير متسقة ، حيث يمكن الخلط بينها بسبب الإجهاد أو تقلبات درجات الحرارة المحيطة6. علاوة على ذلك ، لا يزال التقاط الأحداث المتفرقة الشبيهة بالهبات الساخنة أمرا صعبا. تستخدم الطرق البديلة عوامل دوائية (على سبيل المثال ، senktide أو capsaicin أو tamoxifen أو naloxone) لتحفيز توسع الأوعية الدموية الجلدي الحاد في القوارض7،8،9. في حين أن هذه المركبات تنتج زيادات سريعة وقابلة للقياس في درجة حرارة الجلد ، فإن إدارتها الغازية وآثارها المعتمدة على الجرعة تعقد تفسير استجابات التنظيم الحراري. علاوة على ذلك ، لا يزال من غير الواضح ما إذا كان توسع الأوعية الناجم عن الأدوية يلخص تماما الظروف الفسيولوجية للهبات الساخنة الطبيعية. وبالتالي ، هناك حاجة ماسة إلى نموذج حيواني أكثر دقة وموثوقية.

التمرين هو معدل معروف لدرجة حرارة الجسم وقد تم ربطه بتحريض الهبات الساخنة لدى البشر10. استفادت بعض الدراسات من التمرين القسري في الفئران لتقليد أنماط تبديد الحرارة التي تشبه الهبات الساخنة11،12،13. على الرغم من أن هذا النهج يوفر وسيلة غير جراحية لإثارة تقلبات درجات الحرارة ، إلا أن مراقبة درجة حرارة الجلد في الفئران النشطة ، خاصة عن طريق التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء ، تمثل تحديا من الناحية الفنية. بالإضافة إلى ذلك ، يتطلب التقييم الشامل للأعراض الشبيهة بالهبات الساخنة تسجيلا مستمرا وطويل الأمد لكل من الذيل (الجلد) ودرجات حرارة الجسم الأساسية.

للتغلب على هذه القيود ، تم تطوير نموذج محسن للماوس يجمع بين استئصال المبيض والتمارين التي يسببها جهاز المشي لاستحضار استجابات التنظيم الحراري الشبيهة بالوهبات الساخنة بشكل موثوق. في التجربة ، تم إيواء الفئران C57BL / 6J من 8-10 أسابيع في ظل ظروف قياسية (12:12 دورة الضوء والظلام ، 22 درجة مئوية ±1 درجة مئوية ، 50٪ ± 10٪ رطوبة). علاوة على ذلك ، تم تصميم مسجل درجة الحرارة عن بعد المؤمن بغلاف ذيل مطبوع ثلاثي الأبعاد لتمكين مراقبة درجة حرارة الذيل المستمرة الخالية من الإجهاد في الفئران التي تتحرك بحرية. كما تم دمج التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء لتوفير بيانات تكميلية حول إنتاج الحرارة وتبديدها. سيكون هذا النموذج بمثابة أداة قيمة للتحقيق في آليات الهبات الساخنة وتقييم التدخلات العلاجية المحتملة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تصميم هذه الطرق لنماذج الفئران. تمت الموافقة على دراسات الفئران من قبل لجنة رعاية واستخدام المؤسسية بجامعة فودان (2021JS0040). قبل تنفيذ البروتوكول ، تم إيواء وفقا لدليل رعاية واستخدام المختبر. في هذه الدراسة ، تم إيواء إناث الفئران C57BL / 6J البالغة من العمر 8 إلى 10 أسابيع ، والتي تزن 20-23 جراما ، في ظل ظروف قياسية (12:12 ساعة دورة الضوء إلى الظلام ، 22 درجة مئوية ± 1 درجة مئوية ، 50٪ ± 10٪ رطوبة). يتم سرد تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في جدول المواد.

1. التحضير التجريبي

  1. قم بإعداد عشر إناث فئران تتراوح أعمارها بين 8 و 10 أسابيع في ظل ظروف قياسية (12:12 دورة ضوء غامق ، 22 درجة مئوية ±1 درجة مئوية ، 50٪ ± 10٪ رطوبة) مع الطعام والماء المحرر .
  2. قم بتخصيص الفئران عشوائيا إلى مجموعات OVX والوهمية (ن = 5 / مجموعة). منزل مجمع للمساعدة في مزامنة دورات الشبق.
  3. إعداد بروتوكول جهاز المشي
    1. افتح برنامج التحكم في جهاز المشي "TSE TreadMill (USB) 5.1.7_2" على الكمبيوتر المتصل (الشكل التكميلي 1).
    2. قم بتهيئة ملف تجريبي جديد عن طريق تحديد ملف > تهيئة ملف جديد من شريط القوائم.
    3. برمجة بروتوكول التشغيل:
      1. اضبط الجزء الأول: تسارع من 0 إلى 20 ثانية من 0-0.17 م / ث.
      2. اضبط الجزء الثاني: سرعة ثابتة تتراوح بين 20 و150 ثانية عند 0.17 م/ث.
      3. اضبط الجزء الثالث: تسارع 150-170 ثانية من 0.17-0.25 م / ث.
      4. اضبط الجزء الأخير: سرعة ثابتة 170-600 ثانية عند 0.25 م / ث 10,12.
        ملاحظة: لا تستخدم التحفيز الكهربائي في هذه التجربة لتجنب الإجهاد الإضافي.

2. مراقبة الدورة الشبذية

  1. قم بتشويه المسحات المهبلية على شريحة تلطيخ يوميا في نفس الوقت كل يوم لمدة 8 أيام متتالية عن طريق التنظيف ب 100 ميكرولتر من PBS المعقمة باستخدام ماصة.
  2. عينات جافة بالهواء على الشرائح لمدة 24 ساعة في غطاء الدخان.
  3. اغمس العينات لفترة وجيزة في الميثانول بنسبة 100٪ في درجة حرارة الغرفة.
    تحذير: الميثانول سام عن طريق الاستنشاق أو الابتلاع أو ملامسة الجلد. استخدمه في غطاء دخان جيد التهوية ، وارتد قفازات النتريل ، وتجنب الشرر / اللهب.
  4. تمييع صبغة Giemsa التجارية 20× إلى 1× باستخدام PBS.
  5. وصمة عار الشرائح الثابتة الميثانولمع 1× Giemsa في الظلام لمدة 1-2 ساعة.
  6. فحص علم الخلايا المهبلية لتحديد مراحل الشبق بناء على هذه الدراسات14،15.
  7. تابع التجارب عندما تكون الفئران في حالة بذي (الشكل 2 ب).
    ملاحظة: تعامل مع الفئران برفق لتجنب اضطراب الدورة الناجم عن الإجهاد. تجنب الإدخال العميق لأطراف الماصة لمنع الحمل الزائف.

3. جراحة استئصال المبيض

  1. سجل وزن الفئران وقم بتخدير الفئران بالأيزوفلوران. استخدم وسادة تدفئة للحفاظ على درجة حرارة جسم أثناء العملية.
  2. احلق الشعر على المنطقة الظهرية الجانبية بشكل ثنائي قبل الساقين الخلفيتين وقم بتطهيره بنسبة 70٪ من الإيثانول واليود بدلا من ذلك لمدة 3 مرات.
  3. قم بعمل شق فقري بطول 1 سم على الجلد واستخدم أداة ذات رأس حاد لفصل الجلد عن الأنسجة العضلية الأساسية. ثم قم بعمل شق في جدار العضلات. كشف ضمادات دهون المبيض بعصي القطن.
  4. ربط الأوعية الدموية المبيض بالغرز. استئصال المبايض بمقص جراحي16.
  5. أغلق الشق في طبقات وعضلات وجلد بخيوط غير قابلة للامتصاص. نظف الجلد حول موقع الجراحة برفق باستخدام محلول ملحي لإزالة أي دم جاف أو مقشر مطهر متبقي.
  6. لأدوات التحكم الوهمية ، قم بقص قطعة من الوسادة الدهنية دون لمس المبايض.
  7. راقب صحة الفئران يوميا لمدة 7 أيام بعد العملية.
    ملاحظة: تأكد من الاحتفاظ بالفئران على وسادة تسخين عند حوالي 35 درجة مئوية طوال عملية التخدير.

4. زرع مسجل درجة الحرارة الأساسية

  1. برمجة وتهيئة المسجل (الشكل التكميلي 2).
    1. أدخل مسجل درجة الحرارة عموديا في محطة الإرساء.
    2. انقر فوق مسجل > الاتصال في شريط قوائم البرنامج.
    3. حدد تحرير > تسلسل قياس جديد.
    4. اختر فواصل تسجيل متعددة من خيارات وضع التسجيل.
    5. تعيين المعلمات: تاريخ البدء: [YYYY-MM-DD HH:MM]، تاريخ الانتهاء: [YYYY-MM-DD HH:MM]، الفاصل الزمني للتسجيل: 5 دقائق.
    6. أضف إعداد الفواصل الزمنية إلى التسلسل.
    7. انقر فوق مسجل > بدء تسلسل قياس جديد.
  2. تحت التخدير ، احلق وقم بتعقيم جلد البطن.
    ملاحظة: يمكن إجراء عملية زرع مسجل درجة حرارة البطن جنبا إلى جنب مع جراحة OVX لتجنب العمليات الجراحية المتعددة.
  3. قم بعمل شق في منتصف الجلد بطول 2 سم على بعد حوالي 1 سم تحت الحجاب الحاجز.
  4. مد الشق على طول خط الطي لفتح التجويف البريتوني.
  5. أدخل مسجل درجة الحرارة الأساسية برفق في تجويف البطن على طول المستوى السهمي.
    ملاحظة: يعد الوضع المناسب أمرا بالغ الأهمية لقراءات دقيقة لدرجة الحرارة. تجنب الوضع السطحي بالقرب من الجلد ، حيث قد تتداخل درجة الحرارة المحيطة مع القياسات.
  6. خياطة شق البطن باستخدام 5-0 خيوط غير قابلة للامتصاص.
  7. تطهير البطن بمحلول اليود.
    ملاحظة: راقب عن كثب أثناء التعافي. حافظ على بيئة دافئة باستخدام وسادة تدفئة حتى تستيقظ الفئران تماما.

5. مرفق مسجل درجة الحرارة المثبت على الذيل

  1. برمجة وتهيئة المسجل (راجع إجراء الخطوة 4.1 ، تعديل الفاصل الزمني للتسجيل إلى 2 دقيقة).
  2. نظف الذيل بتمريرة الإيثانول. تطهير الأكمام ثلاثية الأبعاد بنسبة 70٪ من الإيثانول وربط مسجل درجة الحرارة داخل الأكمام.
  3. ضع مادة لاصقة سريعة المعالجة على الأكمام. ضع المسجل على بعد 1 سم من قاعدة الذيل (الشكل 1 أ). تأكد من أن وجه الكشف عن المسجل على اتصال وثيق بالجلد. تأكد من تثبيت المسجل على الجانب البطني من الذيل لتقليل عبء الحركة.
  4. ثبته في مكانه مع الضغط لمدة 2 دقيقة. استخدم تخديرا قصيرا إذا لزم الأمر لوضعه بدقة.
    ملاحظة: راقب تورم الذيل أو انفصال المسجل بعد وضعه يوميا. يمكن أن يظل الجهاز المتصل بشكل صحيح جيدا لمدة 3 أيام على الأقل.

6. تشغيل جهاز المشي وجمع البيانات

  1. تأقلم الفئران مع جهاز المشي أثناء مرحلة الضوء لمدة 3 أيام باستخدام البروتوكول في الخطوة 1.3.
    1. ضع الفئران بشكل فردي على حزام جهاز المشي الثابت. اترك 10 دقائق للاستكشاف البيئي والتعود.
    2. تنفيذ البروتوكول:
      1. انقر فوق الزر قياس . انقر فوق ابدأ لتهيئة جهاز المشي.
      2. حدد بدء ملف التعريف لبدء بروتوكول التشغيل المبرمج.
  2. قم بإرفاق مسجل درجة حرارة الذيل قبل 24 ساعة من التجارب من أجل التعود الجيد (انظر الخطوة 5).
  3. جهاز المشي يعمل في المرحلة الخفيفة من اليوم التجريبي:
    1. سجل درجة الحرارة الأساسية لمدة 30 ثانية باستخدام كاميرا الأشعة تحت الحمراء قبل 10 دقائق من التمرين. يتم تسجيل درجة الحرارة الأساسية في وقت واحد باستخدام مسجل درجة حرارة البطن المزروع.
    2. قم بتشغيل الفئران على جهاز المشي وفقا للبروتوكول في الخطوة 1.3.
      ملاحظة: تأكد من تشغيل الفئران بشكل مستمر لمدة 600 ثانية. إذا توقفت الفئران عن الجري ، شجع بلطف على استمرار الحركة باستخدام فرشاة الشعر.
    3. بعد تشغيل جهاز المشي ، انقل الفئران إلى أقفاص نظيفة. قم بقياس درجة حرارة الذيل عن طريق التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء في 0 دقيقة و 5 دقائق و 10 دقائق و 15 دقيقة بعد التمرين.

7. تحليل البيانات

  1. للحصول على بيانات الأشعة تحت الحمراء ودرجة الحرارة الأساسية:
    1. احسب خط الأساس كمتوسط درجة حرارة ما قبل التمرين.
    2. رسم ΔT (خط الأساس لدرجة حرارة ما بعد التمرين) لكل نقطة زمنية.
  2. لبيانات مسجل درجة حرارة الذيل:
    1. استخدم متوسط ما قبل التمرين لمدة 10 دقائق كخط أساس.
    2. احسب ΔT على فترات 2 دقيقة لمدة 15 دقيقة بعد التمرين.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تطوير نظام مراقبة منظم حراري موثوق به

لإنشاء نموذج موثوق به لقياس درجة حرارة القلب والجلد ، تم تصميم غلاف ذيل مخصص مطبوع ثلاثي الأبعاد لتوصيل مسجل درجة الحرارة بشكل آمن على بعد 1 سم من قاعدة الذيل (الشكل 1 أ) ، مما يتيح القياس المستمر والدقيق لتبديد الحرارة أثناء الهبات الساخنة التي تسببها التمرين.

سمح هذا النظام بمراقبة د...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تؤسس هذه الدراسة نموذجا عمليا وكميا للفأر للتحقيق في الهبات الساخنة بعد انقطاع الطمث ، ومعالجة فجوة حرجة في هذا المجال. يلخص تكامل استئصال المبيض مع توليد الحرارة الناجم عن التمرين بنجاح السمات الأساسية للهبات الساخنة البشرية ، وهي الارتفاع السريع في درجة حرارة جلد الذيل متبوعا بانخفاض في درجة حرارة الجسم الأساسية18. يجمع هذا النموذج بين نقاط قوة الأساليب الحالية ويوسعها من خلال تضخيم التغيرات في درجات الحرارة والسماح بالتحكم الزمني الدقيق في تحريض الهبات الساخنة....

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعلن المؤلفون عدم وجود مصالح متنافسة.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نود أن نشكر أعضاء المختبر على مساعدتهم في هذه المخطوطة. تم دعم هذا العمل بأموال من المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين 32171144 ، والأمراض المزمنة غير السارية - المشروع الرئيسي الوطني للعلوم والتكنولوجيا (2024ZD0530300).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
مسجل درجة الحرارة الحيواني القابل للزرعستار أوديالتوقيت الصيفي nano-T
الفئران C57BL / 6Jجيم فارماتيكN000013
محلول تلطيخ Giemsaبيوتايمج0133
الصور الحرارية بالأشعة تحت الحمراء فاريوكامرأس VC HD 980
أنظمة المطحنةتسيTreadmill_6M

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Stearns, V., et al. Hot flushes. Lancet. 360 (9348), 1851-1861 (2002).
  2. Gombert-Labedens, M., Kristine, V., Andrea, F., Maloney, S. K., Baker, F. C. Effects of menopause on temperature regulation. Temperature. 12 (2), 92-132 (2025).
  3. Kronenberg, F. Menopausal hot flashes: A review of physiology and biosociocultural perspective on methods of assessment. J Nutr. 140 (7), 1380S-1385S (2010).
  4. Koysombat, K., Mcgown, P., Nyunt, S., Abbara, A., Dhillo, W. S. New advances in menopause symptom management. Best Pract Res Clin Endocrinol Metab. 38 (1), 101774(2024).
  5. Kobayashi, T., et al. Elevation of tail skin temperature in ovariectomized rats in relation to menopausal hot flushes. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 278 (4), R863-R869 (2000).
  6. Krajewski-Hall, S. J., Blackmore, E. M., Mcminn, J. R., Rance, N. E. Estradiol alters body temperature regulation in the female mouse. Temperature (Austin). 5 (1), 56-69 (2018).
  7. Krull, A. A., Larsen, S. A., Clifton, D. K., Neal-Perry, G., Steiner, R. A. A comprehensive method to quantify adaptations by male and female mice with hot flashes induced by the neurokinin B receptor agonist senktide. Endocrinology. 158 (10), 3259-3268 (2017).
  8. Merchenthaler, I., et al. The effect of estrogens and antiestrogens in a rat model for hot flush. Maturitas. 30 (3), 307-316 (1998).
  9. Zhang, Z., et al. Estrogen receptor alpha in the brain mediates tamoxifen-induced changes in physiology in mice. Elife. 10, e63333(2021).
  10. Witkowski, S., et al. Acute increases in physical activity and temperature are associated with hot flash experience in midlife women. Menopause. 31 (7), 600-607 (2024).
  11. Ban, Y. -H., et al. A hop extract Lifenol improves postmenopausal overweight, osteoporosis, and hot flash in ovariectomized rats. Evid Based Complement Alternat Med. 2018 (1), 2929107(2018).
  12. Shuto, H., et al. Forced exercise-induced flushing of tail skin in ovariectomized mice, as a new experimental model of menopausal hot flushes. J Pharmacol Sci. 98 (3), 323-326 (2005).
  13. Wilhelms, D. B., et al. CGRP is critical for hot flushes in ovariectomized mice. Front Pharmacol. 9, 1452(2018).
  14. Byers, S. L., Wiles, M. V., Dunn, S. L., Taft, R. A. Mouse estrous cycle identification tool and images. PLoS One. 7 (4), e35538(2012).
  15. Cora, M. C., Kooistra, L., Travlos, G. Vaginal cytology of the laboratory rat and mouse: Review and criteria for the staging of the estrous cycle using stained vaginal smears. Toxicol Pathol. 43 (6), 776-793 (2015).
  16. Rowe, A. A., Issioui, Y., Johnny, B., Wert, K. J. Murine orchiectomy and ovariectomy to reduce sex hormone production. J Vis Exp. (201), e64379(2023).
  17. Goldman, J. M., Murr, A. S., Cooper, R. L. The rodent estrous cycle: Characterization of vaginal cytology and its utility in toxicological studies. Birth Defects Res B Dev Reprod Toxicol. 80 (2), 84-97 (2007).
  18. Freedman, R. R. Physiology of hot flashes. Am J Hum Biol. 13 (4), 453-464 (2001).
  19. Zhang, Z., et al. Estrogen-sensitive medial preoptic area neurons coordinate torpor in mice. Nat Commun. 11 (1), 6378(2020).
  20. Ekambaram, G., Sampath Kumar, S. K., Joseph, L. D. Comparative study on the estimation of estrous cycle in mice by visual and vaginal lavage method. J Clin Diagn Res. 11 (1), Ac05-Ac07 (2017).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة