مقالة منهجية

تصور حارس البوابة: تقييم إيفان القائم على الصبغة الزرقاء لنفاذية حاجز الدم والدماغ في أسماك الزرد البالغة

DOI:

10.3791/69010

⸱

سبتمبر 30, 2025

 ,  ,  , 
1Department of Basic Medical Sciences, Kulliyyah of Medicine, International Islamic University Malaysia (IIUM), 2Department of Biotechnology, Kulliyyah of Science, International Islamic University Malaysia (IIUM), 3Department of Physiology, Faculty of Medicine, Universiti Kebangsaan Malaysia, 4Clinical Pharmacology Department, Menoufia Medical School, Menoufia University

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يقدم هذا البروتوكول طريقة موثوقة لتقييم سلامة الحاجز الدموي الدماغي (BBB) في نموذج أسماك الزرد البالغة (Danio rerio) باستخدام تقييم إيفان القائم على الصبغة الزرقاء ، مما يتيح التحليل النوعي والكمي لاضطراب الأوعية الدموية العصبية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

حاجز الدم في الدماغ (BBB) هو واجهة شبه منفذة التي تحافظ على توازن الجهاز العصبي المركزي (الجهاز العصبي المركزي) عن طريق تنظيم حركة المواد داخل وخارج الدماغ, وبالتالي حماية الأنسجة العصبية من العوامل الضارة المحتملة. يعد اضطراب BBB ميزة راسخة في العديد من الأمراض التنكسية العصبية ، بما في ذلك مرض باركنسون (PD) ومرض الزهايمر (AD) ، حيث تساهم زيادة النفاذية في تطور المرض وتفاقمه. على الرغم من أن أسماك الزرد البالغة (Danio rerio) معترف بها بشكل متزايد كنموذج قيم لدراسة الأمراض التنكسية العصبية ، إلا أن الطرق الموحدة لتقييم سلامة BBB في هذا النوع لا تزال محدودة. يصف هذا البروتوكول نهجا بسيطا وقابلا للتكرار وفعالا من حيث التكلفة لتقييم نفاذية BBB في أسماك الزرد البالغة من خلال تحليل تسرب صبغة إيفان الزرقاء (EB) من الأوعية الدموية العصبية إلى أنسجة المخ. تجمع الطريقة بين التصور النوعي والتحليل الكمي للصور لتوزيع EB للكشف عن اضطراب BBB. تشمل الخطوات الرئيسية الحقن المناسب داخل الصفاق لصبغة EB ، وتأكيد الدورة الدموية للصبغة الجهازية ، وتشريح الدماغ بعناية ، والتصوير المتسق وقياس شدة التدرج الرمادي. تم دمج الضوابط الإيجابية والسلبية للتحقق من صحة تغلغل الصبغة ودعم التفسير الدقيق. تظهر النتائج التمثيلية زيادة تسرب EB في أدمجة الزرد باركنسون مقارنة بالضوابط المحقونة بالمحلول الملحي ، مما يشير إلى زيادة نفاذية BBB. تتطلب هذه التقنية الحد الأدنى من المعدات المتخصصة وهي مناسبة للمختبرات ذات الموارد المحدودة. بشكل عام ، يوفر هذا البروتوكول أداة عملية للتحقيق في سلامة BBB في نماذج أسماك الزرد البالغة ويمكن تكييفه مع تطبيقات متنوعة ، بما في ذلك دراسات آليات المرض وتقييم التدخلات العلاجية التي تستهدف وظيفة الأوعية الدموية العصبية.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الحاجز الدموي الدماغي (BBB) هو واجهة فسيولوجية انتقائية وشبه منفذة تتكون بشكل أساسي من خلايا بطانة دماغية متخصصة ، مدعومة بالخلايا الطرفية والخلايا النجمية ، والتي تنظم التبادل الجزيئي بين مجرى الدم والفضاء الخلالي للدماغ للحفاظ على البيئة المكروية للجهاز العصبي المركزي (CNS). سلامتها ضرورية للحفاظ على توازن الجهاز العصبي المركزي وحماية الأنسجة العصبية من المواد الضارة أو السامة1. يعد اضطراب BBB سمة مرضية معترف بها جيدا في العديد من الأمراض التنكسية العصبية ، بما في ذلك مرض باركنسون (PD) ومرض الزهايمر والتصلب الجانبي الضموري2،3. تؤدي وظيفة BBB المعرضة للخطر إلى زيادة النفاذية ، مما يسمح للمركبات السامة للأعصاب والوسطاء الالتهابيين بالتسلل إلى أنسجة المخ ، وبالتالي تفاقم تطور المرض4. على هذا النحو ، يعد تقييم سلامة BBB أمرا بالغ الأهمية لاكتساب رؤى أعمق حول الآليات العصبية الوعائية والالتهابات الكامنة وراء هذه الاضطرابات.

بينما تظل نماذج القوارض في الجسم الحي والمختبر هي المعايير الذهبية لأبحاث BBB5 ، برزت أسماك الزرد (Danio rerio) كنموذج فقاريات قيم في علم الأعصاب نظرا لقابليتها للتتبع الجيني ، وفعاليتها من حيث التكلفة ، وسهولة التعامل ، وخصائص التشريح العصبي و BBB المحفوظة مع الثدييات6. على الرغم من استخدامها المتزايد في الدراسات التنكسية العصبية ، إلا أن طرق تقييم سلامة BBB في أسماك الزرد البالغة لا تزال محدودة7،8. تم استخدام تقنيات مثل حقن تتبع الفلورسنت أو المراسلين المعدلين وراثيا على نطاق واسع في اليرقات9،10 ، ولكنها تشكل تحديات كبيرة لدى البالغين بسبب التصبغ وانخفاض الشفافية. ومن ثم ، فإن الهدف من هذه الدراسة هو إنشاء بروتوكول بسيط وقابل للتكرار ويمكن إثباته بصريا لتقييم نفاذية BBB في أسماك الزرد البالغة باستخدام تسرب صبغة إيفان الأزرق (EB). تتضمن هذه الطريقة كلا من الملاحظة النوعية والقياس الكمي لتسرب الصبغة إلى أنسجة المخ ، مما يوفر أداة عملية لتقييم سلامة الأوعية الدموية العصبية في ظل الظروف المرضية.

توفر صبغة إيفان الزرقاء ، التي ترتبط بألبومين المصل ولا يمكنها عادة عبور BBB11 السليم ، بديلا عمليا لتقييم اضطراب الحاجز12. تم تطبيق تسرب EB على نطاق واسع في نماذج القوارض للكشف عن تسرب BBB في حالات مثل إصابات الدماغ الرضحية والسكتة الدماغية والالتهاب العصبي13. ومع ذلك ، فإن تطبيقه في أسماك الزرد البالغة ظل غير مستكشف إلى حد كبير. تقدم هذه الدراسة تكيفا جديدا لتقنية صبغة EB المحسنة لأسماك الزرد البالغة ، مما يتيح تقييما نوعيا وكميا موثوقا به لنفاذية BBB. هذه الطريقة فعالة من حيث التكلفة ، وتتطلب الحد الأدنى من المعدات المتخصصة ، ويمكن تحجيمها بسهولة لحيوانات متعددة ، مما يوفر ميزة عملية على الأساليب القائمة على التصوير الأكثر تعقيدا المستخدمة عادة في اليرقات.

باستخدام هذا البروتوكول ، قمنا بتقييم سلامة BBB في كل من أسماك الزرد البالغة الصحية وباركنسون. للحث على مرض باركنسون في الزرد ، تم إعطاء السم العصبي 1-ميثيل -4-فينيل -1،2،3،6-تتراهيدروبيريدين (MPTP) داخل الصفاق ، باتباع الطريقةالموصوفة سابقا 14. كشفت النتائج عن تسرب أكبر بشكل ملحوظ في أدمغة أسماك الزرد باركنسون ، بما يتفق مع اضطراب BBB الموثق جيدا الذي لوحظ في مرض باركنسون. تثبت هذه النتائج صحة حساسية وموثوقية الطريقة ، مما يدعم فائدتها في ربط أمراض الأوعية الدموية بالنتائج الجزيئية والسلوكية. وبالتالي ، تمثل هذه التقنية أداة قيمة للباحثين الذين يحققون في مساهمات الأوعية الدموية العصبية في الأمراض التنكسية العصبية ويمكن تطبيقها في كل من نماذج أسماك الزرد الوراثية والناجم عن السموم.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم اتباع هذا البروتوكول وسمحت به اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام (IACUC) التابعة للجامعة الإسلامية الدولية في ماليزيا (IIUM) ، مع الإشارة إلى الموافقة على أخلاقيات (الرقم المرجعي: IIUM / 504/14/2 / IACUC).

1. تحضير محلول مخزون صبغ إيفانز الأزرق

  1. قم بإذابة 0.1 جم من صبغة EB في 10 مل من محلول ملحي مخزن بالفوسفات 1x (PBS) لتحضير محلول مخزون 1٪ (وزن / حجم). تخلط جيدا حتى تذوب الصبغة تماما.
    تنبيه: يصنف EB على أنه مادة مسرطنة من الفئة 1B. تجنب ملامسة الجلد والعينين مباشرة. استخدم ملابس واقية وقفازات ونظارات أمان وجهاز تنفس غبار. تجنب استنشاق الغبار واتبع تعليمات التعامل مع الشركة المصنعة. لا تتخلص من صبغة إيفانز بلو (صلبة أو محلول) في الحوض. احتفظ بالنفايات في حاويات أصلية مكتوب عليها. تخلص منها وفقا للوائح النفايات الخطرة الوطنية والمحلية.
  2. قم بتصفية المحلول باستخدام مرشح حقنة 0.45 ميكرومتر. اجمع المرشح في أنبوب طرد مركزي معقم سعة 15 مل. لف الأنبوب بورق الألمنيوم واحفظه عند 4 درجات مئوية.
    ملاحظة: يمكن أيضا استخدام مرشح أصغر بحجم المسام (على سبيل المثال ، 0.2 ميكرومتر). يمكن تخزين محلول المخزون عند 4 درجات مئوية لمدة تصل إلى أسبوعين ، أو عند -20 درجة مئوية لمدة تصل إلى شهر واحد ، مع التوصية الموصى بها لتقليل دورات التجميد والذوبان المتكررة عند تخزينها مجمدة.

2. إدارة صبغة إيفانز الزرقاء لأسماك الزرد البالغة

  1. قم بتخدير الزرد عن طريق صدمة انخفاض حرارة الجسم عن طريق خفض درجة حرارة الماء تدريجيا من 12 درجة مئوية إلى 7 درجات مئوية ، حتى تتوقف الأسماك عن الاستجابة للمنبهات اللمسية.
    ملاحظة: يمكن تحقيق التخفيض التدريجي لدرجة الحرارة عن طريق إضافة كميات صغيرة من الثلج المجروش إلى الماء ببطء على مدى عدة دقائق ، مما يسمح لدرجة الحرارة بالانخفاض تدريجيا. الغمر في التريكائين هو أيضا طريقة تخدير بديلة مناسبة.
  2. حقن 20 ميكرولتر من صبغة EB 1٪ في التجويف داخل الصفاق (IP) باستخدام حقنة أنسولين 31 G. اضغط برفق على موقع الحقن لمدة 10 ثوان لمنع التدفق العكسي.
    ملاحظة: يقع تجويف الزرد داخل الصفاق خلف حزام الحوض. لزيادة معدل نجاح إعطاء EB ، صيام الأسماك لمدة 24 ساعة قبل الحقن. سيؤدي ذلك إلى إفراغ تجويف البطن لتوفير وصول ودقة أفضل إلى المساحة داخل الصفاق.
  3. انقل السمك إلى خزان الاسترداد واتركه يتعافى لمدة 30 دقيقة. مراقبة الإصابات أو الوفيات أو التغيرات السلوكية.
    ملاحظة: لمساعدة أسماك الزرد على التعافي ، استخدم درجة حرارة ماء منخفضة قليلا (20-24 درجة مئوية) لخزان الاسترداد لتوفير تأثير مخدر خفيف والمساعدة في تخدير الانزعاج المحتمل بعد الحقن. ستظهر الأسماك المحقونة لونا أزرق ، مما يشير إلى دوران الصبغة الناجح (الشكل 1).
  4. بعد 30 دقيقة ، قم بالقتل الرحيم للأسماك عن طريق صدمة انخفاض حرارة الحرارة عند 1 درجة مئوية إلى 3 درجات مئوية. ثم قم بقطع رأس السمكة باستخدام شفرة معقمة أو مقص جراحي.
    ملاحظة: للمساعدة في تشريح الدماغ لاحقا ، اترك لحم إضافي خلف الرأس عند قطع الرأس.
  5. اشطف الرأس مرتين في 1x PBS (نسبة 1:20 من السمك إلى PBS) لإزالة الدم الزائد وصبغة EB.
    ملاحظة: قد يؤدي الغسيل غير الكافي إلى نتائج إيجابية خاطئة ويضعف دقة التحليل. لمنع ذلك ، اغسل أنسجة المخ جيدا مرتين على الأقل باستخدام 1x PBS ، مما يضمن إزالة كل الدم المرئي والصبغة المتدفقة بحرية. في حالة بقاء أي صبغة متبقية ، يوصى بشدة بغسل ثالث.
  6. ثبت الرأس في 4٪ بارافورمالديهايد (PFA) عند 4 درجات مئوية طوال الليل (نسبة 1:20 سمكة إلى تثبيت). التحريض غير مطلوب أثناء التثبيت ، حيث يسمح الحجم الصغير لرأس الزرد وحجم التثبيت الكافي باختراق فعال في ظل ظروف ثابتة.
    تحذير: PFA ضار في حالة ابتلاعه أو استنشاقه أو ملامسته للجلد. تحضير محلول PFA تحت غطاء الدخان. استخدم معدات الحماية الشخصية المناسبة وتجنب استنشاق الغبار. اتبع جميع إرشادات السلامة وفقا للشركة المصنعة. تعامل مع PFA كنفايات خطرة. تجنب التخلص منه في البالوعة. جمع النفايات ووضع ملصقات عليها في حاويات محكمة الغلق والتخلص منها وفقا للوائح المحلية والوطنية.
  7. تشريح دماغ الزرد
    1. ضع الرأس الثابت في طبق بتري نظيف وقم بتشريح الدماغ كما هو موضحسابقا 15 ، باستخدام ملاقط مدببة. أضف باستمرار 1x PBS بالتنقيط أثناء التشريح للحفاظ على ترطيب الأنسجة ومنع الجفاف.
    2. تحضير صفيحة الاغاروز عن طريق إذابة 1 غرام من الاغاروز في 100 مل من الماء المقطر. ضعيها في الميكروويف حتى تذوب تماما ، واسكبيها في طبق بتري ، واتركيها تتماسك.
    3. اشطف الدماغ التشريح مرتين في حمامين منفصلين 1x PBS. بعد ذلك ، ضع المنديل على صفيحة agarose 1٪ للاحتفاظ بالرطوبة ومنع الانكماش.
      ملاحظة: قد يؤدي الغسيل غير الكافي إلى نتائج إيجابية خاطئة ويضعف دقة التحليل. لمنع ذلك ، اغسل أنسجة المخ جيدا مرتين على الأقل باستخدام 1× PBS ، مما يضمن إزالة كل الدم المرئي والصبغة المتدفقة بحرية. في حالة بقاء أي صبغة متبقية ، يوصى بشدة بغسل ثالث.

figure-protocol-1
الشكل 1: مقارنة لون البشرة بين الزرد العادي وسمك الزرد المحقون ب EB. (أ) سمك الزرد الطبيعي الذي يظهر لون بشرة بني نموذجي. (ب) سمك الزرد المحقون ب EB يظهر لونا مزرق ملحوظا ، مما يشير إلى الدوران الجهازي الناجح للصبغة. شريط المقياس = 1 سم. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

3. إنشاء سيطرة إيجابية عن طريق إصابة جرح الطعن (SWI)

ملاحظة: إصابة جرح الطعن تكسر BBB وتمكن من تسرب EB في موقع الإصابة.

  1. قم بتخدير الأسماك باستخدام طريقة الصدمة المنخفضة الحرارة (انظر الخطوة 2.1). بمجرد التخدير ، قم بحقن 20 ميكرولتر من صبغة EB 1٪ واترك الأسماك بالتعافي لمدة 30 دقيقة كما هو موضح في الخطوتين 2.2 و 2.3.
  2. بعد فترة نقاهة مدتها 30 دقيقة ، قم بإعداد إبرة معقمة 31 جرام متصلة بحقنة الأنسولين وقم بإجراء إصابة جرح الطعن على النحو التالي:
    1. قم بتخدير السمك مرة أخرى.
    2. ضع السمكة في وضع مستقيم على سطح مستو وبارد (على سبيل المثال ، كيس جل الثلج). أدخل الإبرة في جانب واحد من telencephalon بزاوية 90 درجة إلى عمق لا يتجاوز 1.5 مم (الشكل 2).
      ملاحظة: لمنع ملامسة الجلد مباشرة مع عبوة جل الثلج وتجنب تلف الجلد المحتمل ، ضع طبقة من الشاش أو المناديل الورقية بين السمك والسطح البارد (الشكل 2). بدلا من ذلك ، يمكن وضع الأسماك في طبق بتري ضحل يوضع فوق العبوة الباردة للحفاظ على التبريد دون اتصال مباشر. ضع علامة 1.5 مم على الإبرة لمنع الاختراق المفرط.
    3. انقل السمكة إلى خزان الاسترداد واتركها تتعافى لمدة 30 دقيقة.
    4. القتل الرحيم وقطع الرأس وإصلاح وتشريح الدماغ كما هو موضح في الخطوات من 2.4 إلى 2.7.
    5. للتحكم السلبي ، كرر الخطوات من 2.1 إلى 2.7 باستخدام 20 ميكرولتر من 1x PBS بدلا من صبغة EB.

figure-protocol-2
الشكل 2: إصابة الجرح طعنة للسيطرة الإيجابية. (أ) أدخل إبرة 31G لفترة وجيزة في telencephalon (دائرة حمراء) لتسهيل تغلغل صبغة EB في أنسجة المخ ؛ مقارنة جنبا إلى جنب بين الدماغ غير المصاب والدماغ المطعن ، (ب) المنظر الظهري لموقع الطعن (دائرة حمراء) ، (ج) منظر جانبي لموقع الطعنة. شريط المقياس = 1 مم. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

4. التحليل النوعي لاستسرب EB

  1. راقب أنسجة المخ التشريح تحت المجهر المجسم. قم بتحسين إعدادات الصورة (التكبير/التصغير، وتوازن البياض، والتعريض الضوئي، والتباين، وما إلى ذلك) لضمان الاتساق.
  2. التقط الصور باستخدام كاميرا مثبتة على المجهر واحفظها في. تنسيق TIFF.
    ملاحظة: استخدم إعدادات تصوير متطابقة لجميع العينات لضمان الصلاحية المقارنة.

5. التحليل الكمي لاستسعاد EB

  1. قم بتنزيل وتثبيت فيجي (رابط لتنزيل البرنامج متاح في جدول المواد). افتح الصورة في فيجي.
  2. قم بإجراء فك الالتفاف اللوني بالنقر فوق: الصورة > اللون > إزالة الألوان > RGB ، مما ينتج عنه ثلاث صور منفصلة تمثل درجات اللون الأحمر والأخضر والأزرق.
    ملاحظة: تعزل هذه الخطوة اللون الأزرق عن مكونات اللون الأخرى، مما يضمن قياس شدة الصبغة الزرقاء فقط.
  3. قم بتنشيط صورة القناة الزرقاء (عادة ما يتم تسميتها "Color_3") بالنقر فوق الصورة. قم بتحويله إلى تدرج رمادي 8 بت بالنقر فوق: صورة > اكتب > 8 بت.
    ملاحظة: يقلل التحويل بتدرج الرمادي من عناصر الألوان ويعزز التحليل المستند إلى الكثافة.
  4. قم بقياس الكثافة الرمادية للصورة 8 بت.
    1. قم بتعيين القياسات عن طريق تحديد: تحليل > تعيين القياسات؛ حدد المنطقة ومتوسط القيمة الرمادية.
    2. باستخدام أداة تحديد المستطيل، ارسم منطقة اهتمام ذات حجم موحد (ROI) وقم بقياس شدة اللون الرمادي عن طريق تحديد تحليل > قياس، أو الضغط على Ctrl + M.
      ملاحظة: يجب استخدام نفس حجم عائد الاستثمار عبر جميع العينات. قد تختلف الأبعاد المطلقة لعائد الاستثمار اعتمادا على تكبير ودقة الصورة التي تم الحصول عليها ، لذلك يجب على الباحثين توحيد حجم عائد الاستثمار داخل مجموعة البيانات الخاصة بهم لضمان قابلية المقارنة. كل بكسل في صورة التدرج الرمادي 8 بت له قيمة شدة تتراوح من 0 إلى 255، حيث يمثل 0 أسود نقي و255 يمثل الأبيض النقي، وتمثل القيم بينهما ظلالا مختلفة من اللون الرمادي.
    3. لتقليل التحيز ، ارسم ثلاثة إلى خمسة عائد استثمار داخل مناطق متسقة تشريحيا من الدماغ عبر جميع العينات. تجنب المناطق التي بها مصنوعات يدوية أو تلطيخ غير متناسق.
      ملاحظة: يمكن تحقيق اتساق التنسيب من خلال الرجوع إلى المعالم التشريحية والتأكد من أن تحديد موضع عائد الاستثمار متماثل عبر المجموعات التجريبية.
    4. متوسط متوسط القيم الرمادية من عائد الاستثمار لكل صورة للحصول على قيمة كثافة واحدة لكل دماغ. استخدم هذا المتوسط للمقارنة الإحصائية بين المجموعات.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم اختبار هذا البروتوكول على نموذج سمك الزرد باركنسون. يعد حل وسط BBB ظاهرة موثقة جيدا في مرضى باركنسون16،17،18 وفي نماذج باركنسونالمختلفة 19،20،21. للتحقيق في سلامة BBB في نموذج باركنسون لأسماك الزرد البالغة ، تمت مقارنة تسرب صبغة EB في أنسجة المخ بين الحقن الملحي (السيطرة) وسمك الزرد باركنسون. تم إنشاء نموذج PD لسمك الزرد البالغ ع...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعد تقييم سلامة BBB أمرا ضروريا لفهم الفيزيولوجيا المرضية للأمراض المتعلقة بالدماغ ، حيث يمكن أن يتسبب BBB المخترق في تطور المرض ويزيد من تفاقمه4. على الرغم من أن سمكة الزرد البالغة قد ظهرت كنموذج فعال لدراسة الأمراض التنكسية العصبية ، إلا أن طرق تقييم سلامة BBB في هذا النوع لا تزال متخلفة8. يوفر البروتوكول المقدم هنا نهجا مباشرا وفعالا من حيث التكلفة لتقييم نفاذية BBB في أسماك الزرد البالغة من خلال تحليل تسرب صبغة EB من الأوعية الدموية الع...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعلن المؤلفون عدم وجود تضارب في المصالح.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تمويل هذا البحث من قبل وزارة التعليم العالي الماليزية (MoHE) في إطار برنامج منح البحوث الأساسية (FRGS) ، رقم المنحة FRGS19-125-0734. تم دعم المساعدة في النشر لهذه الدراسة من قبل كلية الطب ، جامعة Kebangsaan ماليزيا (UKM).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
مسحوق الاغاروزفيفانتيسPC0701
صبغة إيفان الزرقاءسيجما ألدريتشE2129
فيجي إيمجالمعاهد الوطنية للصحة ، الولايات المتحدة الأمريكيةرابط التنزيل: https://imagej.net/software/fiji/downloads
كاميرا مجهريةشنتشن هاير للإلكترونيات المحدودةHY-500M
مسحوق بارافورمالديهايد (PFA)سيجما ألدريتش158127
محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS)سيجما ألدريتشص 4417
كلوريد الصوديوم (كلوريد الصوديوم)HmbG للكيماويات7647-14-5
المجهر المجسمشركة أوليمبوسSZ40
وحدة تصفية الحقنة ، 0.45 & mميرك ميليبور SLHV004SL

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kadry, H., Noorani, B., Cucullo, L. A blood-brain barrier overview on structure, function, impairment, and biomarkers of integrity. Fluids Barriers CNS. 17, 1-24 (2020).
  2. Knox, E. G., Aburto, M. R., Clarke, G., Cryan, J. F., O'Driscoll, C. M. The blood-brain barrier in aging and neurodegeneration. Mol Psychiatry. 27 (6), 2659-2673 (2022).
  3. Sweeney, M. D., Sagare, A. P., Zlokovic, B. V. Blood-brain barrier breakdown in Alzheimer disease and other neurodegenerative disorders. Nat Rev Neurol. 14 (3), 133-150 (2018).
  4. Kim, S., Jung, U. J., Kim, S. R. The crucial role of the blood-brain barrier in neurodegenerative diseases: Mechanisms of disruption and therapeutic implications. J Clin Med. 14 (2), 386(2025).
  5. Guarino, V., et al. Advancements in modelling human blood-brain barrier on a chip. Biofabrication. 15 (2), 022003(2023).
  6. Kalueff, A. V., Stewart, A. M., Gerlai, R. Zebrafish as an emerging model for studying complex brain disorders. Trends Pharmacol Sci. 35 (2), 63-75 (2014).
  7. Eliceiri, B. P., Gonzalez, A. M., Baird, A. The blood-brain and other neural barriers: reviews and protocols. , Humana Press. Totowa, NJ. (2010).
  8. Li, Y., et al. Zebrafish: A promising in vivo model for assessing the delivery of natural products, fluorescence dyes and drugs across the blood-brain barrier. Pharmacol Res. 125, 246-257 (2017).
  9. Fleming, A., Diekmann, H., Goldsmith, P. Functional characterisation of the maturation of the blood-brain barrier in larval zebrafish. PLoS One. 8 (10), e77548(2013).
  10. Kislyuk, S., van den Bosch, W., Adams, E., De Witte, P., Cabooter, D. Development of a sensitive and quantitative capillary LC-UV method to study the uptake of pharmaceuticals in zebrafish brain. Anal Bioanal Chem. 410, 2751-2764 (2018).
  11. Jaffer, H., Adjei, I. M., Labhasetwar, V. Optical imaging to map blood-brain barrier leakage. Sci Rep. 3 (1), 3117(2013).
  12. Yao, L., Xue, X., Yu, P., Ni, Y., Chen, F. Evans blue dye: A revisit of its applications in biomedicine. Contrast Media Mol Imaging. 2018 (1), 7628037(2018).
  13. Goldim, M. P. S., Della Giustina, A., Petronilho, F. Using Evans blue dye to determine blood-brain barrier integrity in rodents. Curr Protoc Immunol. 126 (1), e83(2019).
  14. Razali, K., Kumar, J., Mohamed, W. M. Characterizing the adult zebrafish model of Parkinson's disease: a systematic review of dynamic changes in behavior and physiology post-MPTP administration. Front Neurosci. 18, 1432102(2024).
  15. Lopez-Ramirez, M. A., Calvo, C. F., Ristori, E., Thomas, J. L., Nicoli, S. Isolation and culture of adult zebrafish brain-derived neurospheres. J Vis Exp. (108), e53617(2016).
  16. Al-Bachari, S., Naish, J. H., Parker, G. J., Emsley, H. C., Parkes, L. M. Blood-brain barrier leakage is increased in Parkinson's disease. Front Physiol. 11, 593026(2020).
  17. Gray, M. T., Woulfe, J. M. Striatal blood-brain barrier permeability in Parkinson's disease. J Cereb Blood Flow Metab. 35 (5), 747-750 (2015).
  18. Hourfar, H., et al. The impact of α-synuclein aggregates on blood-brain barrier integrity in the presence of neurovascular unit cells. Int J Biol Macromol. 229, 305-320 (2023).
  19. Olmedo-Díaz, S., et al. An altered blood-brain barrier contributes to brain iron accumulation and neuroinflammation in the 6-OHDA rat model of Parkinson's disease. Neuroscience. 362, 141-151 (2017).
  20. Ravenstijn, P. G., et al. Evaluation of blood-brain barrier transport and CNS drug metabolism in diseased and control brain after intravenous L-dopa in a unilateral rat model of Parkinson's disease. Fluids Barriers CNS. 9, 1-14 (2012).
  21. Wu, Y. C., Sonninen, T. M., Peltonen, S., Koistinaho, J., Lehtonen, Š Blood-brain barrier and neurodegenerative diseases-modeling with iPSC-derived brain cells. Int J Mol Sci. 22 (14), 7710(2021).
  22. Hosseini, S., et al. Efficient phenotypic sex classification of zebrafish using machine learning methods. Ecol Evol. 9 (23), 13332-13343 (2019).
  23. Dithmer, S., Blasig, I. E., Fraser, P. A., Qin, Z., Haseloff, R. F. The basic requirement of tight junction proteins in blood-brain barrier function and their role in pathologies. Int J Mol Sci. 25 (11), 5601(2024).
  24. Kinkel, M. D., Eames, S. C., Philipson, L. H., Prince, V. E. Intraperitoneal injection into adult zebrafish. J Vis Exp. (42), e2126(2010).
  25. Nishimura, Y., et al. Identification of a novel indoline derivative for in vivo fluorescent imaging of blood-brain barrier disruption in animal models. ACS Chem Neurosci. 4 (8), 1183-1193 (2013).
  26. Schoknecht, K., Eilers, J. Brain-to-blood transport of fluorescein in vitro. Sci Rep. 14 (1), 25572(2024).
  27. Harris, W. J., et al. In vivo methods for imaging blood-brain barrier function and dysfunction. Eur J Nucl Med Mol Imaging. 50 (4), 1051-1083 (2023).
  28. Hamilton, N., Allen, C., Reynolds, S. Longitudinal MRI brain studies in live adult zebrafish. NMR Biomed. 36 (7), e4891(2023).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

Fiji

مقالات ذات صلة