مقالة منهجية

تربية العث الفوريتي المرتبط بالحشرات المملة للخشب

705 مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/69039

⸱

سبتمبر 2, 2025

 ,  , 
1Tropical Research and Education Center, University of Florida IFAS, 2Fort Lauderdale Research and Education Center, University of Florida IFAS

في هذه المقالة

ملخص

هنا ، نقدم بروتوكولا لإنشاء وصيانة الثقافات المختبرية للعث الطائر المرتبط بالحشرات المملة للخشب ، بما في ذلك الأنواع المفترسة والفطريات ، باستخدام وحدة تربية مع مصادر غذائية قابلة للتخصيص وطرق قابلة للتطوير للبحث التجريبي أو التطبيقي.

الملخص

العث الفوريتيك هو شركاء شائعون لمجموعة واسعة من الحشرات المملة للخشب ، مثل غمدية الأجنحة: Curculionidae و Cerambycidae. العث الفوريتيك هو من بين المجموعات القليلة من الكائنات الحية القادرة على الوصول إلى مواقع تكاثر مضيفيها. هذه الكائنات الحية دقيقة ، وتؤسس ارتباطات وثيقة وتقارب مع الظروف الحيوية وغير الحيوية داخل صالات الحشرات المملة للخشب. قد يكون لوجودهم داخل صالات العرض تأثير كبير على سلوك الخنفساء وتكاثرها. قد تعمل بعض الأنواع كخصوم طبيعيين للخنافس وفطرياتها المتبادلة ، مما يعطل العلاقات التكافلية التي تضمن نجاحها. هذه الخصائص تجعل العث فوريتيك مرشحا واعدا لبرامج المكافحة البيولوجية التي تستهدف الآفات المملة للأخشاب. ومع ذلك ، هناك حاجة إلى طرق قابلة للتكرار لتربية هذه العث لدراسة بيولوجيتها الأساسية وبيئتها وتقييم إمكاناتها كعوامل للتحكم الحيوي. على الرغم من أهميتها ، لا توجد حاليا بروتوكولات مفصلة للحفاظ على مجموعات العث الفوريتي في الأسر. تقدم هذه الدراسة نهجا عمليا ويمكن الوصول إليه لتربية مجموعتين من العث الفوريتيك ، الفطرية / المخلفات (Acari: Astigmata) (أي Histiogaster arborsignis) المفترسة (Acari: Mesostigmata) (أي Proctolaelaps spp.). نقترح استخدام حبوب الشعير المدرفلة والديدان الخيطية كمصادر غذائية لهذه العث ، على التوالي. هذه المصادر الغذائية عملية ويمكن الوصول إليها على نطاق واسع ، وتتطلب الحد الأدنى من الصيانة مع تقديم نظام غذائي موحد مصمم خصيصا للمتطلبات الغذائية لمجموعات العث المستهدفة. يتم استخدام الركيزة القائمة على الفحم الجصي كمصفوفة لتنظيم الرطوبة. يوفر هذا المزيج كلا من الموارد الغذائية والموئل الدقيق المناسب للحفاظ على هذه العث وتكاثرها على المدى الطويل. الطريقة الموصوفة قابلة للتطوير ، مما يمكن الباحثين من توسيع وحدات التربية بما يتناسب مع حجم المستعمرة والمتطلبات التجريبية. يوفر هذا البروتوكول أداة مهمة لتطوير البحث في الأدوار البيئية للعث الفوريتي. يضمن هذا النظام الذي تم التحقق من صحته تجريبيا بقاء المستعمرة على المدى الطويل لعدة أشهر وأجيال متعددة ، مع الحفاظ على قابليته للتكيف لتربية أصناف العث الأخرى في ظل ظروف المختبر.

المقدمة

تكمل العديد من الحشرات المملة للخشب معظم دورة حياتها داخل الأشجار ، حيث تتغذى وغالبا ما تعمل كناقلات لمسببات الأمراض النباتية ، مما يشكل مخاطر جسيمة على الزراعة والنظم البيئية للغابات1،2. من بين أكثر المجموعات ضررا الخنافس الغازية في عائلات Buprestidae و Cerambycidae و Bostrichidae و Curculionidae ، والتي تم ربطها بمعدل نفوق الأشجار على نطاق واسع والخسائر الاقتصادية في جميع أنحاء العالم3. تستضيف فلوريدا أكثر من 35 نوعا من خنفساء الشهم (غمدية الأجنحة: Curculionidae) ، مع ما لا يقل عن 15 نوعا معروفا بغزو أشجار الأفوكادو 4,5. تشمل الأنواع الشائعة في البساتين Xyleborinus saxesenii Ratzeburg و Xyleborus affinis (Eichhoff) و X. bispinatus Eichhoff و X. ferrugineus (Fabricius) و X. volvulus (Fabricius) و X. gracilis (Eichhoff) و Xylosandrus crassiusculus (Motschulsky) ، غالبا ما تحدث في نفس الشجرة4،6. هذه الخنافس ضارة في المقام الأول لأنها تنقل الفطريات التكافلية ، وبعضها ممرض للنباتات7. أخطر مسببات الأمراض هي Harringtonia lauricola ، العامل المسبب لذبول الغار ، الذي تم تقديمه إلى الولايات المتحدة مع ناقله الأساسي ، Xyleborus glabratus Eichhoff ، حوالي عام 20028،9. دمر ذبول الغار صناعة الأفوكادو في فلوريدا والأصلي Lauraceae ، مما أسفر عن مقتل أكثر من نصف مليار شجرة10،11. علاوة على ذلك ، تحدث H. lauricola الآن بالاشتراك مع العديد من أنواع خنفساء الطعام الشهي ، والتي تعمل كنواقل بديلة في أنظمة الأفوكادو حيث X. glabratus نادر4،12.

العث (Acari) عبارة عن مفصليات متنوعة للغاية تحتل مجموعة واسعة من المنافذ البيئية. من بينها ، يتم التعرف على العديد من المجموعات بشكل متزايد لإمكاناتها كعوامل تحكم بيولوجية بسبب سلوكها المفترس ، ومعدلات التكاثر العالية ، وقدرتها على الازدهار في بيئات مختلفة ، بما في ذلك التربة وأسطح النباتات والمنتجات المخزنة. تؤكد قدرتها على قمع تفشي الآفات في البيوت البلاستيكية ودور الحضانة والحقول الزراعية أهميتها في برامج الإدارة المتكاملة للآفات (IPM)13،14. على سبيل المثال ، تضم عائلة Phytoseiidae عدة أنواع ذات أهمية كبيرة في المكافحة البيولوجية ، ولا سيما Neoseiulus californicus Berlese و Phytoseiulus persimilis Athias-Henriot ، والتي تستخدم على نطاق واسع لقمع سوس العنكبوت (Acari: Tetranychidae) والتربس في الدفيئة والمحاصيل الحقلية15. وبالمثل ، فإن سوس laelapid Stratiolaelaps scimitus هو عامل مكافحة بيولوجية يستهدف الآفات التي تعيش في التربة مثل يرقات البعوض الفطري والشرانق تريبس ويتم دمجه على نطاق واسع في برامج الإدارة المتكاملة للآفات16. يمثل العث الفوريتيك مجموعة واعدة في هذا السياق. تعتمد هذه العث على ارتباطات مؤقتة مع مضيفيها للتشتت وغالبا ما توجد داخل صالات العرض أو غرف الحضنة للحشرات المملة للخشب مثل اللحاء وخنافس الطعامالشهي 17،18،19.

يمتد تنوع العث الفوريتيك إلى كل من التشكل والبيئة. يظهر البعض سلوكا غذائيا آكلا للفطريات وضارة ، في حين أن البعض الآخر مفترس. بالنظر إلى قربها من مضيفيها ، فإن العث الفوريتي لديه القدرة على قمع مجموعات الحشرات مباشرة عن طريق التسابق للبيض واليرقات ، أو عن طريق إضعافها جسديا ، أو بشكل غير مباشر ، عن طريق تعطيل الارتباطات التكافلية للحشرات المملة للأخشاب20،21،22،23.

على الرغم من الاهتمام المتزايد بالعث وعوامل المكافحة البيولوجية المحتملة ، إلا أن تطوير بروتوكولات التربية له لا يزال محدودا. أبلغت بعض الدراسات عن طرق لزراعة العث المفترس الذي يعيش بحرية (Acari: Mesostigmata)24،25; ومع ذلك ، غالبا ما تفتقر الأوصاف إلى تعليمات للإنشاء الأولي لمستعمرات العث ، مما يشكل تحديا لعلماء العث الجدد. حاليا ، لا توجد بروتوكولات ثابتة متاحة للحفاظ على مستعمرات المختبرات طويلة الأجل أو تربية العث الفوريتيك للاستخدام التجريبي. يعالج البروتوكول المقدم في هذه الدراسة هذه الفجوة من خلال تقديم طريقة عملية وقابلة للتطوير وقابلة للتكرار لتربية كل من عث المفترس (أي Mesostigmata) والفطريات / المخلفات (أي Astigmata). على الرغم من أن البروتوكول موصوف في سياق عث فوريتيك ، إلا أنه قابل للتطبيق على نطاق واسع على العث الآخر ويمكن تكييفه بسهولة ليناسب أهداف البحث المتنوعة. على سبيل المثال ، يمكن أن يكون عث Astigmata الذي يتم تربيته باستخدام هذه الطريقة بمثابة فريسة مفتعلة للعث المفترس26،27.

تهدف هذه الدراسة إلى تطوير وتقييم بروتوكول تربية موحد للعث الفوريتيك ، في ظل فرضية أن تركيبة الركيزة والنظام الغذائي القابلة للتطبيق على نطاق واسع يمكن أن تدعم البقاء والتكاثر المستدامين عبر أصناف العث المتنوعة (Mesostigmata و Astigmata).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

البروتوكول الموصوف هنا هو تكيف مطور للأوصاف السابقة لتقنيات التربية الجماعية لمفصليات التربة24،25. يتضمن أيضا طريقة جديدة لتربية العث الفطري / المخلف (أي Astigmata) باستخدام أكياس بلاستيكية قابلة للتعقيم. الكواشف والمعدات المستخدمة مدرجة في جدول المواد.

1. تحضير ركيزة وحدة التربية

  1. عند بدء ثقافة ب 1-5 عث ، استخدم برطمانا بغطاء لولبي سعة 5 مل لتسهيل تصور العث أثناء إنشاء المستعمرة. لمعرفة حجم البرطمان الأولي ، احسب ما يقرب من 20 سوسا لكل حجم حاوية 30 مل.
    ملاحظة: على سبيل المثال ، عند بدء ثقافة ب 5-20 سوسا ، استخدم برطمانا شفافا بغطاء لولبي سعة 30 مل أو أصغر. عند بدء ثقافة مع 20-40 سوسا ، استخدم حجم البرطمان التالي (60 مل).
  2. قم بإعداد مزيج جاف من 90 جم من الجص الباريسي و 10 جم من مسحوق الفحم المنشط (9: 1) في دورق قابل للتعقيم سعة 500 مل. قلب المسحوق حتى يمتزج تماما قبل التعقيم.
  3. قم بتغطية الدورق بورق الألمنيوم لمنع دخول الماء إلى الحاوية أثناء عملية التعقيم.
  4. تحضير خليط من قطع اللحاء العضوي وطحالب الطحالب (2: 1) في دورق قابل للتعقيم. جهز ما يكفي لتغطية حوالي نصف حاوية التربية.
    ملاحظة: على سبيل المثال ، عند تحضير حاوية سعة 120 مل ، قم بإعداد حوالي 60 مل من الركيزة.
  5. قم بتغطية الدورق بورق الألمنيوم لمنع دخول الماء إلى الحاوية أثناء عملية التعقيم.
  6. صب 500 مل من الماء المقطر في دورق قابل للتعقيم.
  7. غطي الدورق بورق الألمنيوم.
  8. قم بالتعقيم في المزيج الجاف وخليط اللحاء والطحالب والماء المقطر في أكواب مغطاة منفصلة. اضبط الأوتوكلاف لمدة 30 دقيقة عند 121 درجة مئوية و 15 رطل لكل بوصة مربعة ، مع وقت تجفيف يصل إلى 30 دقيقة.
  9. اترك المواد تبرد إلى درجة حرارة الغرفة (25 درجة مئوية) لمدة 1 ساعة تقريبا. اترك جميع المواد مغطاة بورق الألمنيوم أثناء التبريد.
  10. بمجرد أن تبرد ، اسكب 50 مل من الماء المقطر المعقم في مزيج الفحم المنشط والجص في المرة الواحدة ، واخلط المزيج في كل مرة يضاف فيها المزيد من الماء. كرر العملية حتى يتم الحصول على قوام كريمي (القوام المثالي مشابه للمايونيز).
  11. اسكب الخليط على الفور في قاع البرطمان واضغط عليه برفق عدة مرات على سطح مستو للتخلص من فقاعات الهواء. صب ما يكفي لعمل طبقة 1 سم من الخليط.
    ملاحظة: إذا كنت تستخدم برطمانا أصغر من 30 مل ، فاضبط سمك الطبقة على حوالي 25٪ من ارتفاع البرطمان.
  12. انتظر حتى يجف الخليط تماما (حوالي 6 ساعات) (الشكل 1 أ ، ب).
  13. أضف الماء المقطر إلى الطبقة السفلية حتى يتحول لونها إلى اللون الرمادي الداكن. أضف كمية كافية من الماء لتشبع هذه الطبقة دون أن يجعل السطح رطبا. إذا تم سكب كمية زائدة من الماء ، استخدم قطعة من المناديل الورقية لامتصاص الماء الزائد.
  14. أضف الخليط المعقم من قطع اللحاء العضوي وطحالب الطحالب (2: 1) إلى وحدة التربية. أضف ما يكفي لتغطية نصف أو أقل من وحدة التربية (الشكل 1 ج).
    ملاحظة: إذا بدأت مزرعة ب 1-5 عث ، أضف قطعة صغيرة واحدة من اللحاء و / أو خصلة من طحالب الطحالب لتسهيل تصور العث أثناء إنشاء المستعمرة (الشكل 2 أ).

2. تحضير غطاء جيد التهوية

  1. احفر حفرة في وسط غطاء البرطمان. للحصول على جرة سعة 30 مل ، قم بحفر حفرة قطرها 1 سم. بالنسبة للحاويات الأكبر حجما ، قم بزيادة حجم الفتحة بمعدل قطر حوالي 2 مم لكل زيادة قدرها 30 مل في حجم الحاوية (أي فتحة قطرها 1.2 مم لحاوية سعة 60 مل ، و 1.4 مم لحاوية سعة 90 مل ، وما إلى ذلك).
    ملاحظة: عند استخدام برطمان أصغر من 30 مل ، لا ينصح بحفر ثقب في الغطاء ، لأن الركيزة ستجف بسرعة (الشكل 2 ب). تأكد من فتح الحاوية كل يومين لتبادل الهواء.
  2. استخدم الغراء الساخن لتثبيت شبكة مقاومة للعث (فتحة 80 ميكرومتر أو أقل) أعلى الفتحة. ضع الغراء الساخن حول الفتحة على جانبي الغطاء للتأكد من تغطية جميع الشقوق (الشكل 1 د).

3. مصدر الغذاء ونقل العث الفوريتيك

  1. قدم رقعا صغيرة (حوالي 20٪ من السطح) من الفريسة / المواد الغذائية بشكل منفصل في وحدة التربية.
    ملاحظة: حدد مصدر الغذاء بناء على عادات تغذية العث الذي يتم تربيته. بالنسبة للعث المفترس (أي Mesostigmata) ، قدم الديدان الخيطية و / أو اليرقات وبيض عث Astigmata (أي Aleuroglyphus ovatus أوThyreophagus entomophagus)27. الديدان الخيطية الأكثر سهولة في الوصول إليها وسهولة في الاستزراع لإطعام العث المفترس هي الديدان الدقيقة (Panagrellus spp.). (Nematoda: Panagrolaimidae) ، متاح تجاريا بسهولة لاستخدامه كمصدر غذائي لقلي السمك. بدلا من ذلك ، استخدم الديدان الخيطية الممرضة للحشرات المتاحة تجاريا ، مثل Steinernema spp. و Heterorhabditis spp.28. بالنسبة للحيوانات الفطرية / المخلفات (أي Astigmata) ، قدم حبوب الشعير الملفوفة والشوفان الملفوف.
  2. انقل العث إلى وحدة التربية باستخدام فرشاة رسم دقيقة.
  3. قم بتسمية الثقافات. اكتب الأسماء العلمية والشائعة (عند توفرها) والتاريخ وموقع المجموعة والمضيف.
  4. بعد 24 ساعة ، راقب العث تحت المجهر المجهر المجسم لتحديد الفريسة / العنصر الغذائي الذي يفضله.
  5. حافظ على الثقافات في نطاق درجة حرارة 25-27 درجة مئوية في ظلام دامس.

4. مجموعة المضيف والعث الفوريتي

  1. اختر وحدد موقع المضيفين الفوريتيك. تعمل العديد من الخنافس المملة للخشب والحشرات الأخرى كمضيفين فوريتيين للعث. مناطق الكشفية والمنافذ البيئية المحددة التي يشغلها المضيف الفوريتي.
  2. اجمع المضيفين باستخدام طرق تسمح للعث الفوريتي بالبقاء على قيد الحياة بعد التجميع ، مثل الاصطياد ، والاصطياد ، وجمع الشباك ، و / أو الانتقاء اليدوي. تجنب استخدام عوامل القتل.
    ملاحظة: تعتمد طريقة التجميع على المضيف الفوريتي. على سبيل المثال ، يمكن جمع خنافس اللحاء والطعام الشهي باستخدام مصائد قمع Lindgren ، عن طريق حفر جذوع الأشجار يدويا ، أو عن طريق وضع جذوع الأشجار المصابة في حاويات تعمل كغرف ظهور29.
  3. انقل العوائل الفوريتية إلى المختبر.
  4. استخدم مجهريا مجسمه (40-200x) لتحديد موقع العث الفوريتيك على جسم المضيف.
    ملاحظة: عادة ما يرتبط العث الفوريتي بأجنحة الخنفساء (الإليترا) ، والبشرة الناعمة (أي بين أجزاء الساق والجسم) ، والصدر ، وتحت الإليترا.
  5. بعد تحضير وحدة التربية (بعد الخطوة 2 والخطوة 3 والخطوة 4) ، استخرج العث بعناية من جسم المضيفين باستخدام فرشاة رسم دقيقة.
  6. افحص الأفراد الذين تم جمعهم تحت مجهر مجسم (40-200×) للتحقق من أن جميع العث المضاف إلى وحدة التربية موحدة شكليا. إذا تم اكتشاف أنماط شكلية متعددة ، فقم بفصلها وإنشاء وحدات تربية فردية لكل نمط شكلي مميز.
  7. انقل العث الفوريتيك إلى وحدة التربية باستخدام فرشاة طلاء دقيقة.

5. الحفاظ على الثقافة

  1. راقب الثقافات تحت مجهر مجسم (40-200×) كل يومين. تحقق من وجود علامات التلوث بالنباتات البوغية (العفن) والعث الآخر والبكتيريا.
  2. تخلص من التلوث يدويا باستخدام أداة معقمة مثل الملقط. يمكن إدارة نمو العفن الصغير عن طريق تطبيق 70٪ EtOH برفق مباشرة على الخيوط باستخدام فرشاة طلاء. القضاء على أي عث غير معترف به.
    ملاحظة: تبدو بعض مراحل حياة العث مختلفة شكليا عن غيرها. على سبيل المثال ، ينتج العديد من عث الاستجماتيد ديوتونيفس فوريتيك (hypopi) لا تشبه مراحل الحياة الأخرى. ابحث في الأدبيات عن الاختلافات المورفولوجية بين مراحل حياة العث الذي يتم تربيه.
  3. تجديد مصدر الغذاء. أضف ما يكفي من الطعام ليتم استهلاكه قبل صيانة المزرعة التالية لتجنب تلوث وحدة التربية.
  4. أضف الماء المقطر إلى قاع الوحدة التجريبية للحفاظ على الرطوبة عالية (>75٪). استخدم ماصة لإضافة الماء بزيادات قدرها 1 مل. أضف كمية كافية من الماء لتشبع هذه الطبقة دون جعل السطح رطبا (لامعا). إذا أصبح السطح رطبا بشكل مفرط ، استخدم منشفة ورقية لامتصاص الماء الزائد حتى يصبح السطح معتما.
    ملاحظة: عندما تمتص الطبقة الماء ، ستتحول إلى اللون الرمادي الداكن.
  5. مرة واحدة في الأسبوع ، رج وحدة التربية برفق لتجنب ضغط الركيزة. هذه الخطوة مهمة للثقافات التي يتم الاحتفاظ بها في حاويات تزيد عن 500 مل.

6. توسيع نطاق ثقافات العث المفترس

  1. بعد 2-4 أسابيع من تأسيس الثقافة ، أو عندما تكون الثقافة مشبعة بالعث ، قم بإعداد جرة أكبر حجما مزودة بفريسة باتباع الخطوات الموضحة أعلاه. لمعرفة حجم البرطمان المطلوب ، قم بتقدير عدد العث الذي يتم نقله واستخدم قاعدة 20 سوسا لكل 30 مل.
    ملاحظة: عندما تكون الثقافة مشبعة بالعث ، فإنها ستبدأ في الزحف فوق الركيزة ، وكذلك على الغطاء. هذا هو الوقت المناسب بشكل عام لترقية الثقافة إلى حاوية أكبر.
  2. انقل كل الركيزة مع العث من الجرة القديمة إلى الجرة الجديدة.
  3. اقلب البرطمان القديم رأسا على عقب فوق البرطمان الجديد واضغط على الجزء السفلي لطرد العث من الساحة القديمة إلى وحدة التربية الجديدة.
  4. إذا ترك عدد كبير من العث في البرطمان القديم ، فقم بنقلها يدويا باستخدام فرشاة طلاء دقيقة.

7. توسيع نطاق مزارع الفطريات / المخلفات لتربية الأكياس البلاستيكية بكميات كبيرة

ملاحظة: نظرا لأن عث الفطريات / المخلفات يستهلك الحبوب ، فإن نفطتها والمواد العضوية المتحللة يمكن أن تفسد ركيزة التربية بسرعة ، مما يجعل الظروف ضارة بالعث. لذلك ، يوصى باستخدام وحدات التربية الصغيرة ، التي تصل إلى جرة سعة 120 مل ، للحفاظ على مستعمرات صغيرة من العث الفطري. لتوسيع نطاق العث الفطري أو تربيته الجماعية ، يوصى باستخدام أكياس قابلة للتعقيم مع الشعير المدلفن.

  1. أضف 100 غرام من الشعير الملفوف أو الشوفان إلى كيس قابل للتعقيم المصفى مقاس 19 سم × 19 سم × 32 سم (يشيع استخدامه لزراعة الفطر) (الشكل 3).
  2. أضف 25 مل من الماء المقطر إلى الحبوب.
  3. أغلق الكيس بشكل غير محكم حتى لا ينفجر في الأوتوكلاف.
  4. قم بتعقيم الكيس باستخدام دورة Liquid 30 (121 درجة مئوية).
  5. انتظر حتى تبرد الحبوب تماما قبل إدخال العث.
    ملاحظة: يجب أن تكون الحبوب ناعمة ورطبة بعد تعقيمها. قد تعتمد الكمية الأولية من الماء على نوع الحبوب والعلامة التجارية ، بسبب الاختلافات في طريقة معالجتها. يمكن تعديل حجم الماء المضاف إلى الحبوب عن طريق زيادته أو تقليله بمقدار 5-10 مل من توصية البروتوكول (25 مل). على سبيل المثال ، إذا بدت الحبوب جافة تماما ، أضف 5-10 مل إضافية من الماء قبل التعقيم. في حالة وجود ماء مرئي في قاع الكيس ، قلل من كمية الماء المضافة قبل التعقيم بمقدار 5-10 مل.
  6. انقل العث من جرة التربية إلى الكيس. استخدم ملعقة صغيرة أو ما يعادلها لإخراج مزيج من جميع مراحل الحياة من السطح. انقل العث فقط مع ركيزة الحبوب. لا تنقل قطع اللحاء وطحالب الطحالب لأنها مصادر لتلوث العفن.
  7. أغلق الكيس باستخدام مادة مانعة للتسرب من البلاستيك الحراري.
  8. احتفظ بالثقافات في نطاق درجة حرارة 25-27 درجة مئوية ، ويفضل أن يكون ذلك في الظلام.

8. صيانة ثقافة الفطريات / المخلفات في أكياس بلاستيكية

  1. عندما يستهلك العث الحبوب ، يتم تحويله إلى مسحوق ويميل إلى الضغط. قم بتقليب الأكياس مرتين في الأسبوع للتأكد من تهوية الركيزة الغذائية وخلطها.
  2. عندما يتم استهلاك معظم الحبوب (>75٪) أو إذا كان هناك تلوث بالفطريات أو البكتيريا ، قم بإعداد كيس جديد بعد الخطوة 8.
  3. انقل العث إلى الكيس الجديد. تأكد من نقل الركيزة المسحوقة ، حيث ستحتوي على أعلى تركيز من العث.
    ملاحظة: يعتمد الوقت الذي يجب ترك العث في الكيس قبل نقله إلى كيس جديد على أنواع العث المعنية ، والعدد الأولي للعث الذي تم إدخاله ، ودرجة الحرارة التي يتم الاحتفاظ بها عنده. في معظم الحالات ، ستستمر الأكياس لمدة ثلاثة أسابيع تقريبا قبل استبدالها.

9. التفتيش الشهري على المستعمرة

  1. مرة واحدة في الشهر ، قم بإعداد شرائح مجهرية من 5-10 عث بالغ في المستعمرة باستخدام Hoyer's medium30.
  2. افحص العينات تحت المجهر (400-1000x) للتأكد من أن أنواع العث التي يتم تربيتها لم يتم استبدالها بملوث.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

دعم البروتوكول الموصوف في هذه المخطوطة بشكل فعال نمو وتكاثر نوعين من العث المفترس ، Lasioseius safroi (Mesostigmata: Blattisociidae) و Proctolaelaps sp. (Mesostigmata: Melicharidae) ، ونوع من الفطريات / المخلفات ، Histiogaster arborsignis (Astigmata: Acaridae) ، في ظل ظروف معملية. تم تحضير عشر مستعمرات (مكررات) لكل نوع من أنواع العث. بدأت كل مستعمرة بخمسة أفراد يتم الاحتفاظ بهم في ساحات سعة 5 مل (كما هو موضح في الخطوات 2 و 3 و 4 و 5) لأول 7 أيام ، ثم تم نقلها إلى ساحات أكبر سعة 120 مل لدعم المز...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

توضح الدراسة الحالية أن بروتوكول التربية المقترح يدعم بشكل فعال بقاء وتكاثر كل من العث المفترس (Lasioseius safroi و Proctolaelaps sp.) والأنواع الآكلة للفطريات / الضارة (Histiogaster arborsignis) في ظل ظروف معملية خاضعة للرقابة. تم تسجيل زيادات كبيرة في عدد السكان خلال فترة ال 14 يوما ، حيث تجاوز متوسط أحجام المستعمرات 200 فرد بعد الانتقال من ساحات مل إلى 120 مل. تؤكد هذه النتائج متانة البروتوكول وتؤكد قدرته على التكيف للحفاظ على أصناف العث المتنوعة. علاوة على ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإعلان عنه.

شكر وتقدير

جزئيا ، تم دعم هذا البحث من قبل النظام الوطني للتعافي من أمراض النبات في إطار مشروع داخلي تابع لوزارة الزراعة الأمريكية (5010-22410-024-00-D) ومنحة وزارة الزراعة الأمريكية NIFA 2024-51181-43302.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
حاويات شفافة سعة 5 مل مع غطاءأمازون - ميدسو‎ واي - ZS - 11-299
التفاصيل طقم فرش الطلاء الرقيق 6 قطعأمازون - ترانسونSJGGX6
رقائق الألومنيوم اليومية رينولدز رابhttps://www.reynoldsbrands.com/products/aluminum-foil/standard-foil?gad_source=1&gad_campaignid=19
457576830& gbraid = 0AAAAADmFV
MecGX9nzTc8tAkfL1_tRwqyv&
gclid=Cj0KCQjwhafEBhCcARIs
AEGZEKLB5fdLiDNOqPXlxtZA
-ZlGEYQjzLX5w7KmrTzF6-_
q8sabcwroobIaAlmPEALw_wcB
دافع كيس الحرارة السدادةأمازون - runruii619438296390
شرائط تصفية متعددة كيس قابل للتعقيمأمازون - أكياس MicrosacB076C2KTMD
الفحم المنشط العضوي بجوز الهند (مسحوق) الغذاء الصفأمازون - بيل كيميكالتيار متردد - 01
جص باريس (مسحوق)DAP10318
ريبتي باركحديقة المتوسطRB4
رقائق الشعير الملفوفةأمازون - مزارع مولبيري لينB015EURFTY
الشوفان الملفوفكويكر30000562314
طحلب الطحالبأمازون - ريارB0B1TCJQ6R
الفولاذ المقاوم للصدأ المنسوجة الأسلاك 200 شبكةمجموعة الوقتTXJ-484-الولايات المتحدة
مختبر ستيريس أمسكو 250ستيريسRSLAB250
دودة والتر - ثقافة Panagrellus silusioidesأمازون - ضفادع جوشB08XY3LM46
برطمانات بلاستيكية واسعة الفم مستديرة شفافة مع أغطية سوداءأمازون - اللحظة الأبدية73417297318230 إلى 250 مل متاح

المراجع

  1. Global review of forest pests and diseases. FAO For Pap. 156, FAO. https://openknowledge.fao.org/server/api/core/bitstreams/6ff74325-97d5-402d-8bc6-a13209a84005/content. (n.d.) (2025).
  2. Linnakoski, R., Forbes, K. M. Pathogens-the hidden face of forest invasions by wood-boring insect pests. Front Plant Sci. 10, 90(2019).
  3. Haack, R. A. Intercepted Scolytidae (Coleoptera) at U.S. ports of entry:1985-2000. Integr Pest Manag Rev. 6, 253-282 (2001).
  4. Carrillo, D., Duncan, R. E., Peña, J. E. Ambrosia beetles (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae) that breed in avocado wood in Florida. Fla Entomol. 95, 573-579 (2012).
  5. Gomez, D. F., Rabaglia, R. J., Fairbanks, K. E. O., Hulcr, J. North American Xyleborini north of Mexico: A review and key to genera and species (Coleoptera, Curculionidae, Scolytinae). ZooKeys. 768, 19-68 (2018).
  6. Atkinson, T. H., Carrillo, D., Duncan, R. E., Peña, J. E. Occurrence of Xyleborus bispinatus (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae) . Eichhoff in southern. 3669, 96-100 (2013).
  7. Hulcr, J., Dunn, R. R. The sudden emergence of pathogenicity in insect-fungus symbioses threatens naïve forest ecosystems. Proc R Soc B. 278, 2866-2873 (2011).
  8. Fraedrich, S. W., et al. A fungal symbiont of redbay ambrosia beetle causes a lethal wilt in redbay and other Lauraceae in the southern United States. Plant Dis. 92, 215-224 (2008).
  9. Harrington, T. C., Fraedrich, S. W., Aghayeva, D. N. Raffaelea lauricola, a new ambrosia beetle symbiont and pathogen on the Lauraceae. Mycotaxon. 104, 399-404 (2008).
  10. Evans, E. A., Crane, J., Hodges, A., Osborne, J. L. Potential economic impact of laurel wilt disease on the Florida avocado industry. HortTechnology. 20 (1), 234-238 (2010).
  11. Ploetz, R. C., et al. Recovery plan for laurel wilt of avocado, caused by Raffaelea lauricola. Plant Health Prog. 18, 51-77 (2017).
  12. Carrillo, D., et al. Lateral transfer of a phytopathogenic symbiont among native and exotic ambrosia beetles. Plant Pathol. 63, 54-62 (2014).
  13. Carrillo, D., De Moraes, G. J., Peña, J. E. Prospects for biological control of plant feeding mites and other harmful organisms. Prospects for Biological Control of Plant Feeding Mites and Other Harmful Organisms. , Springer International Publishing. Cham, Switzerland. 81-123 (2015).
  14. Knapp, M., van Houten, Y., van Baal, E., Groot, T. Use of predatory mites in commercial biocontrol: current status and future prospects. Acarologia. 58 (Suppl), 72-82 (2018).
  15. Barber, A., Campbell, C. A. M., Crane, H., Lilley, R., Tregidga, E. Biocontrol of two-spotted spider mite Tetranychus urticae on dwarf hops by the phytoseiid mites Phytoseiulus persimilis and Neoseiulus californicus. Biocontrol Sci Technol. 13, 275-284 (2003).
  16. Moreira, G. F., De Moraes, G. J. The potential of free-living laelapid mites (Mesostigmata: Laelapidae) as biological control agents. Prospects for Biological Control of Plant Feeding Mites and Other Harmful Organisms. Carrillo, D., De Moraes, G., Peña, J. , Springer. Cham. 81-123 (2015).
  17. Binns, E. S. Phoresy as migration-some functional aspects of phoresy in mites. Biol Rev. 57 (4), 571-620 (1982).
  18. Chaires-Grijalva, M. P., et al. Acarine biodiversity associated with bark beetles in Mexico. Acarol Stud. 1, 152-160 (2019).
  19. Hofstetter, R. W., Moser, J., Blomquist, S. Mites associated with bark beetles and their hyperphoretic ophiostomatoid fungi. Biodiversity Series. 12, 165-176 (2014).
  20. Vissa, S., Hofstetter, R. W. The role of mites in bark and ambrosia beetle-fungal interactions . Insect Physiology and Ecology. , IntechOpen. (2017).
  21. Cardoza, Y. J., et al. Multipartite symbioses among fungi, mites, nematodes, and the spruce beetle, Dendroctonus rufipennis. Environ Entomol. 37 (4), 956-963 (2008).
  22. Hofstetter, R. W., Moser, J. C. The role of mites in insect-fungus associations. Annu Rev Entomol. 59, 537-557 (2014).
  23. Moser, J. C. Mite predators of the southern pine beetle. Ann Entomol Soc Am. 68 (6), 1113-1116 (1975).
  24. Abbatiello, M. J. A culture chamber for rearing soil mites. Turtox News. 43 (7), 162-164 (1965).
  25. Freire, R. A. P., De Moraes, G. J. Mass production of the predatory mite Stratiolaelaps scimitus (Womersley) Acari: Laelapidae). Syst Appl Acarol. 12 (2), 117-119 (2007).
  26. Massaro, M., Martin, J. P. I., De Moraes, G. J. Factitious food for mass production of predaceous phytoseiid mites (Acari: Phytoseiidae) commonly found in Brazil. Exp Appl Acarol. 70, 411-420 (2016).
  27. Barbosa, M. F., De Moraes, G. J. Evaluation of astigmatid mites as factitious food for rearing four predaceous phytoseiid mites (Acari: Astigmatina; Phytoseiidae). Biol Control. 91, 22-26 (2015).
  28. Peters, A., Han, R., Yan, X., Leite, L. G. Production of entomopathogenic nematodes. Microbial Control of Insect and Mite Pests. Lacey, L. A. , Academic Press. Cambridge, MA. 157-170 (2017).
  29. Berto, M. M., et al. Beyond phoresy: interactions between Histiogaster arborsignis (Acari: Acaridae), ambrosia beetles and their fungal symbionts in Florida avocados. Symbiosis. 89 (2), 151-176 (2025).
  30. Dhooria, M. S. Acarine technology. Fundamentals of Applied Acarology. , Springer. New Delhi, India. 21-39 (2016).
  31. Fountain, M. T., Hopkin, S. P. Folsomia candida (Collembola): A "standard" soil arthropod. Annu Rev Entomol. 50 (1), 201-222 (2005).
  32. Moshkin, V. S., Brygadyrenko, V. V. Influence of air temperature and humidity on Stratiolaelaps scimitus (Acari, Mesostigmata) locomotor activity in a laboratory experiment. Biosyst Divers. 30 (2), 191-197 (2022).
  33. Gauthier, T. L. J., et al. Field-scale compression of Sphagnum moss to improve water retention in a restored bog. J Hydrol. 612, 128160(2022).
  34. Bateman, G. C. The Vivarium-being a practical guide to the construction, arrangement, and management of vivaria. , Read Books Ltd. (2017).
  35. Schausberger, P. Cannibalism among phytoseiid mites: A review. Exp Appl Acarol. 29, 173-191 (2003).
  36. Marquardt, T., Kaczmarek, S., Halliday, B. Ovoviviparity in Macrocheles glaber (Müller) (Acari: Macrochelidae), with notes on parental care and egg cannibalism. Int J Acarol. 41 (1), 71-76 (2015).
  37. Berndt, O., Meyhöfer, R., Poehling, H. M. Propensity towards cannibalism among Hypoaspis aculeifer and H. miles, two soil-dwelling predatory mite species. Exp Appl Acarol. 31, 1-4 (2003).
  38. Walter, D. E., Proctor, H. C. Mites in soil and litter systems. Mites: Ecology, Evolution & Behaviour: Life at a Microscale. , Springer. Dordrecht, Netherlands. 161-228 (2013).
  39. Ricci, M., et al. Development of a low-cost technology for mass production of the free-living nematode Panagrellus redivivus as an alternative live food for first feeding fish larvae. Appl Microbiol Biotechnol. 60, 556-559 (2003).
  40. Rueda-Ramírez, D., et al. Colombian population of the mite Gaeolaelaps aculeifer as a predator of the thrips Frankliniella occidentalis and the possible use of an astigmatid mite as its factitious prey. Syst Appl Acarol. 23 (12), 2359-2372 (2018).
  41. Navarro-Campos, C., Wäckers, F. L., Pekas, A. Impact of factitious foods and prey on the oviposition of the predatory mites Gaeolaelaps aculeifer and Stratiolaelaps scimitus (Acari: Laelapidae). Exp Appl Acarol. 70, 69-78 (2016).
  42. Mégevand, B., et al. Maintenance and mass rearing of phytoseiid predators of the cassava green mite. Exp Appl Acarol. 17 (1), 115-128 (1993).
  43. Hwang, H. -S., et al. Simple mass-rearing technique of a predatory mite Gaeolaelaps aculeifer (Canestrini) Acari: Laelapidae). Entomol Res. 49, 529-533 (2019).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة