يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

عزل وتنقية خلايا عضلة القلب في الفئران البالغة عن طريق التروية والترسيب بالجاذبية

284 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/69102

⸱

مارس 31, 2026

 ,  , 
1Deqing People's Hospital, 2School of Medicine, Nanjing University of Chinese Medicine, 3Anesthesiology Department, Shanxi Provincial People's Hospital Affiliated Shanxi Medical University

في هذه المقالة

ملخص

تهدف هذه الدراسة إلى تحسين وتبسيط عملية الاستخلاص لخلايا عضلة القلب في الفأر البالغ، بهدف نهائي هو تحسين منهجيات البحث في أمراض القلب والأوعية الدموية. يحقق هذا البروتوكول بكفاءة خلايا عضلة القلب ذات قابلية عالية للبقاء والنقاء خلال وقت معالجة أقل، مما يتيح تجارب أكثر موثوقية ويسرع التطورات العلاجية.

الملخص

لا تزال أمراض القلب والأوعية الدموية تحديا صحيا عالميا كبيرا، مما يخلق حاجة ملحة لنماذج موثوقة في المختبر. تقدم هذه الدراسة بروتوكولا محسنا لعزل وزراعة خلايا عضلة عضلة القلب البالغة للفئران لمعالجة حدود انخفاض القدرة على الحياة والتلوث غير بخلايا عضلة القلب في الطرق الحالية. يعتمد البروتوكول على تروية لانغندورف الرجعية، مستخدما صوديوم الهيبارين لمضادات التخثر واستخدام الكولاجيناز النوع الثاني وحده (1.2 ملغ/مل) للهضم. تم تنقية خلايا عضلة القلب عن طريق ترسيب الجاذبية وزراعتها على أسطح مغطاة باللامينين. أسفرت هذه الطريقة باستمرار عن 8.75 ± 0.36 × 10خلايا عضلة قلبية في كل قلب بنسبة عالية من الخلايا على شكل قضيب (91.2٪ ± 2.11٪)، ونقاء عالي (نسبة خلايا cTNT⁺DAPI⁺ بالنسبة لخلايا DAPI⁺ كانت حوالي 97.47٪ ± 1.365٪)، والتي أظهرت هياكل ساركومية واضحة. من خلال توفير طريقة موحدة وقابلة للتكرار للحصول على خلايا عضلة القلب البالغة عالية الجودة، يجسر هذا البروتوكول الفجوة بين الدراسات المخبرية والأهمية الفسيولوجية المرضية، مما يدعم الأبحاث المتقدمة في القلب والأوعية الدموية.

المقدمة

لا تزال أمراض القلب والأوعية الدموية السبب الرئيسي للوفيات حول العالم1. تعد خلايا عضلة القلب، كمحور مركزي في أبحاث القلب، أدوات أساسية لدراسة فسيولوجيا القلب والأمراض2. بينما تقدم خطوط خلايا عضلة القلب المتوفرة تجاريا والخلايا الجذعية متعددة القدرات البشرية (hPSC-CMs) التي أصبحت شائعة مؤخرا مزايا أكبر من حيث سهولة الوصول وسهولة التلاعب 3,4,5، تظهر خلايا عضلة القلب الأولية المعزولة خارج الجسم الحيوي ارتباطا بنيويا ووظيفيا متفوقا مع الآليات الفسيولوجية والمرضية القلبية. لذلك، فإن إتقان تقنيات عزل خلايا عضلة القلب في المختبر أمر بالغ الأهمية.

تظهر خلايا عضلة القلب تحولات شكلية ووظيفية مميزة طوال فترة التطور. ومن الجدير بالذكر أن هذه الخلايا تحتفظ بقدرته على التكاثر خلال التطور الجنيني وفترة الولادة (خلال 7 أيام بعد الولادة)، لكن هذه القدرة التجديدية تفقد بشكل دائم بعدذلك 6. من خلال النضج بعد الولادة، تخضع خلايا عضلة القلب لإعادة تشكيل شكلية كبيرة، وتكتسب في النهاية نمطا ظاهريا مميزا للبالغين بحلول عمر شهرين - يتميز بشكل على شكل قضيب مع بنية ساركومية منظمة للغاية7،8. تؤكد هذه الخصائص المعتمدة على مراحل النمو الأهمية الحاسمة لاستخدام خلايا عضلة عضلة الفئران البالغة في الدراسات الميكانيكية لفيزيولوجيا أمراض القلب.

من الأمور الحاسمة لتطوير هذا المجال هو الحصول الموثوق على خلايا عضلة القلب عالية الدقة، خصوصا الخلايا المشتقة من البالغين التي تحاكي بدقة فسيولوجيا القلب البشري. تواجه بروتوكولات العزل الحالية لخلايا عضلة الفئران البالغة عدة تحديات مستمرة: (1) ضعف القدرة على العيش الخلوي، (2) خصائص السكان المتجانسة، و(3) إجراءات تقنية صعبة - وكلها تعيق تقدم البحث مجتمعة 9,10. يؤكد هذا الحاجة الملحة لتحسين منهجيات العزل لتحقيق إنتاجية ونقاوة محسينة، مما يوفر منصات خلوية أكثر صلة فسيولوجيا لدراسة أمراض القلب والأوعية الدموية.

من خلال تحسين منهجي لمعايير التروية، وبروتوكولات الهضم الإنزيمي، وتركيبات الكواشف، نجحت هذه الدراسة في وضع منهجية محسنة لعزل وزراعة خلايا عضلة القلب في فئران البالغين. ينتج البروتوكول المحسن خلايا عضلة القلب ذات سلامة شكلية محفوظة جيدا، تتميز بنسب عالية على شكل قضبان وهياكل ساركومية واضحة الشكل. توفر هذه التطورات منصة تجريبية قوية للتحقيق المتعمق في فسيولوجيا أمراض خلايا عضلة القلب، مما يسهل بشكل كبير أبحاث أمراض القلب والأوعية الدموية التي تركز على آليات خلايا عضلة القلب.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تم تنفيذ جميع إجراءات الحيوانات في هذه الدراسة بدقة وفقا لإرشادات لجنة رعاية واستخدام الحيوانات المؤسسية (IACUC) المعتمدة من لجنة الأخلاقيات في مستشفى ديتشينغ الشعبي. استخدمت الدراسة فئران ذكور تتراوح أعمارهم بين 8-12 أسبوعا من نوع C57BL/6 تم شراؤهم من شركة GemPharmatech Co., Ltd. تم إيواء جميع الحيوانات في مرافق حاجز بدرجة SPF مع معايير بيئية تفي بالمعايير الوطنية (درجة حرارة الغرفة 22 ± 2 درجة مئوية، الرطوبة النسبية 50 ± 10٪، دورة الضوء والظلام 12/12 ساعة). خلال التجارب، التزمت هذه الدراسة بدقة بمبادئ "3R" (الاستبدال، التقليل، التحسين) وطبقت إجراءات قياسية، بما في ذلك التخدير وتخفيف الألم لتقليل معاناة الحيوانات.

ملاحظة: باختصار، يتم استئصال القلب السليم بسرعة من تجويف الفأر الصدري ويتعرض لتروية عكسية مع محلول كولاجناز النوع الثاني عبر جهاز لانغندورف لهضم المصفوفة خارج الخلية إنزيميا. بعد هضم كامل للأنسجة، يتم تفكيك عضلة القلب اللينة بعناية إلى تعليق خلوي واحد. يتم ترشيح تعليق الخلية الناتج بشكل متسلسل لإزالة شظايا الأنسجة غير المهضومة، تليها ترسيب بالجاذبية لإثراء خلايا عضلة القلب القابلة للحياة. يمكن بعد ذلك استخدام خلايا عضلة القلب المنقاة في التطبيقات التجريبية اللاحقة.

1. تحضير جهاز التروية لانغندورف

ملاحظة: يبلغ حجم الأنابيب الكلي لنظام لانغندورف 15.5 مل. معدل تدفق التروية هو 3.5 مل/دقيقة لتروية القلب و10-15 مل/دقيقة لغسل النظام.

  1. قم بغسل نظام لانغندورف بتدفق 50 مل من 75٪ إيثانول.
    ملاحظة: قم بتنظيف شهري لأنابيب الزجاج باستخدام 1 M HCl لضمان التعقيم.
  2. اشطف ب 250 مل من DDH2O المعقم لإزالة بقايا الإيثانول والقضاء على فقاعات الهواء.
  3. اضبط درجة حرارة حمام الماء على 42 درجة مئوية. شغل المضخة لبدء التسخين الدائري واملأ التجويف الخارجي لأنبوب السيربنتين بالماء الدافئ.
    ملاحظة: هذا يضمن وصول البرفيوسات إلى القلب عند 37 درجة مئوية.

2. تحضير المخزن

  1. جهز محلول كريبس-بيكربونات (KB)، ومخزن التروية (PB)، ومخزن الهضم (DB)، ووسط طلاء الخلايا العضلية (MPM)، ووسط زراعة الخلايا العضلية (MCM) وفقا للتركيبات المدرجة في الجدول 1.
    ملاحظة: حضر طازجا في يوم الاستخدام.
  2. تبريد مسبق 10 مل من مخزن الكيلوبايت على الثلج.
  3. املأ التلوين بالفول السوداني. اضبط معدل التدفق إلى 3.5 مل/دقيقة وقس درجة حرارة الصرف (37 درجة مئوية هي الأمثل).
  4. أغسل 7 مل من الحمض الديمقراطي في خط الأنابيب، ثم أغلق خط التروية.
  5. حضر محلول هيبارين الصوديوم (0.5٪، 62.5 كلار) وحمل 300 ميكرولتر في حقنة الأنسولين.
  6. أليكوت 10 مل من زبدة الفول و10 مل من الكيلوبايد في صحنين منفصلين من بتري وبردهما مسبقا على الثلج.
  7. ضع مصفاة خلية بحجم 100 ميكرومتر على غطاء أنبوب طرد مركزي بسعة 50 مل، ثم رطبها مسبقا بسعة 1 مل من كيلوبايت، وتثبيتها على أنبوب طرد مركزي بسعة 50 مل.

3. استخراج القلب والانتقال

ملاحظة: في هذا البروتوكول، تم استخدام قفازات معقمة وأجهزة وشاش ومسحات قطنية طوال العملية لتقليل التلوث الخارجي. بينما تعتبر تقنية المعقم الكامل ضرورية لزراعة الخلايا الأولية، إلا أنها هنا خدمت لدعم رفاهية الحيوان وسلامة الأنسجة في التحليلات النسيجية والجزيئية لاحقا، بدلا من الحفاظ على العقم لعزل الخلايا.

  1. تخدير الفأر عن طريق الحقن داخل الصفاق بجرعة 80 ملغ/كجم من بنتوباربيتال الصوديوم (درجة دوائية) مع 5 وحدة دولية/جم هيبارين صوديوم وزن الجسم. راقب عن كثب حتى يتم الحصول على تخدير عميق. اضغط أصابع الفأر وراقب اختفاء رد فعل قرص إصبع القدم للتأكد من نجاح التخدير.
  2. قم بإزالة شعر الصدر باستخدام كريم إزالة الشعر.
  3. ثبت الفأرة على لوح رغوي وقم بتعقيم جلد الصدر بنسبة 75٪ كحول.
  4. ارفع الجلد الصدري بالملاقط، وقم بعمل شق في عملية التوزيع.
  5. ارفع الزيفويد وقطع الأضلاع بشكل ثنائي الجانب نحو مناطق الإبط، ثم قطع الحجاب الحاجز بالكامل.
    ملاحظة: تجنب إلحاق الضرر بالقلب.
  6. قم بتثبيت عظمة القص والأضلاع باستخدام ملقط دموي لكشف القلب بالكامل.
  7. امتصاص الدم، وحرك الكبد بلطف نحو الأطراف الخلفية باستخدام الأنسجة. استخدم عشايات القطن بعناية لتحريك القلب وكشف الوريد الأجوف السفلي.
  8. حقن 300 ميكرولتر من محلول الهيبارين الصوديوم (من الخطوة 2.5) في الوريد الأجوف السفلي باستخدام حقنة الأنسولين المحضرة.
    ملاحظة: احرص على منع ظهور فقاعات الهواء.
  9. قم بإزالة الأنسجة الغدة الزعترية، ثم اقطع الأوردة والشرايين المحيطة. انقل القلب إلى مخزن زبدة الفول السوداني المبرد مسبقا (من الخطوة 2.6) فورا.
    ملاحظة: إزالة الغدة الدعترية تحسن رؤية الأبهر. حافظ على جزء من الشريان الأبهر أثناء الاستئصال. تم إبطاء انقباض عضلة القلب بسبب محلول زبدان الفول المبرد مسبقا. يؤدي الاستئصال القلبي تحت التخدير إلى القتل الرحيم الإنساني.
  10. باستخدام المضاق الدقيقة، أمسك الشريان الأبهر وركبه على قناة نظام التروية لانغندورف. ثبته بخياطة حرير 5-0.
    ملاحظة: قم بهذه الخطوة بسرعة. تأكد من إيقاف نظام التروية أثناء تركيب القلب.

4. تروية القلب

  1. شغل نظام التروية وابدأ التوقيت لمدة دقيقتين و30 ثانية. خلال هذه الفترة، يتكون الصرف الصحي من مخزن PB ولا يحتاج إلى جمع.
  2. عند الانتهاء من فترة دقيقتين و30 ثانية، ابدأ بجمع وإعادة تدوير مخزن DB مع توقيت لمدة 15 دقيقة.
    ملاحظة: راقب حالة عضلة القلب - الهضم الأمثل يشير إلى انخفاض مرونة الأنسجة وزيادة شفافية الجسم. إذا بدا الهضم غير مكتمل، يمكن تمديد المدة بشكل متوسط، ولكن يجب ألا تتجاوز 20 دقيقة إجمالا لمنع تلف خلايا عضلة القلب.
  3. بعد انتهاء الفترة المحمولة، انتقل من DB إلى مخزن PB واستمر في التروية لمدة 4 دقائق و30 ثانية إضافية. يحتوي الصرف خلال هذه المرحلة على مخزن DB؛ اجمعها.
  4. إنهاء التروية عن طريق إيقاف النظام بعد الفاصل الزمني النهائي.

5. تفكك الخلايا وتنقيها

  1. أزل القلب من القنية وانقله إلى مخزن KB المبرد مسبقا (المعد في الخطوة 2.6).
    ملاحظة: تم إنهاء الهضم الإنزيمي بنقل القلب فورا إلى مخزن الكيلوبايت. هذا يخفف بسرعة الإنزيم المتبقي، مما يمنع فرط الهضم ويضمن حيوية عالية للخلايا.
  2. باستخدام مقص دقيق، قم بإزالة الأنسجة الأذينية والأبهرية بعناية، مع الاحتفاظ فقط بعضلة القلب.
  3. يتم تفكيك نسيج عضلة القلب ميكانيكيا إلى شظايا صغيرة (<1 مم3) باستخدام الملقط الدقيق.
  4. قم بنفخ شظايا الأنسجة بلطف باستخدام قطارة بحجم 2 مل للحصول على تعليق خلية واحدة.
    ملاحظة: كن حذرا للغاية أثناء النفخ للحفاظ على شكل خلايا عضلة القلب على شكل قضيب. تجنب استخدام رؤوس الماصة العادية، لأن فتحتها الضيقة قد تعكر ميكانيكيا سلامة الخلية.
  5. قم بترشيح تعليق الخلية الناتج عبر مصفاة الخلية المبللة مسبقا بحجم 100 ميكرومتر (المجمعة في الخطوة 2.7) إلى أنبوب بسعة 50 مل.
  6. انقل التعليق المصفى إلى أنبوب بحجم 15 مل ودع خلايا عضلة القلب تستقر عن طريق ترسيب الجاذبية (15 دقيقة، 4 درجات مئوية).
    ملاحظة: المساحة السطحية القاعدية المخفضة لأنابيب 15 مل تعزز بشكل كبير كفاءة استرداد الخلايا مقارنة بأنابيب 50 مل.
  7. استنشق السوبرناتانت بعناية، وأعد تعليق الخلايا القلبية المثقلة بالحبيبات في 10 مل من مخزن KB البارد جدا باستخدام ماصة نقل بحجم 2 مل، وكرر الترسيب (15 دقيقة، 4 درجات مئوية).
  8. كرر الخطوات 5.4-5.7 للحصول على تحضير منقى من خلايا عضلة القلب الصلبة السليمة المناسبة للتطبيقات.

6. زراعة الخلايا

  1. غطى أطباق الزراعة بطبقة 10 ميكروغرام/مل من اللامينين واحتضن على حرارة 37 درجة مئوية لمدة ساعتين.
    ملاحظة: لتقليل الضرر الميكانيكي لخلايا عضلة القلب على شكل قضبان وتقليل وقت المعالجة الممتد المرتبط بالطلاء التفاضلي، استخدمت هذه الدراسة طلاء اللامينين بدلا من الطلاء التفاضلي، وهي استراتيجية لا تعزز فقط كفاءة التعلق الخلوي، بل تحافظ أيضا على الخصائص الفسيولوجية الأصلية لخلايا عضلة القلب.
  2. أعد تعليق خلايا عضلة القلب في 4 مل من MPM المسخن مسبقا (37 درجة مئوية). بعد إزالة محلول اللامينين، قم بزرع خلايا عضلة القلب في الأطباق المغطاة. الحضانة عند 37 درجة مئوية مع 2٪ ثاني أكسيد الكربونلمدة ساعة واحدة. راقب شكل الخلية وحجمها وكثافتها تحت المجهر.
  3. بعد الحضانة، قم بإخراج MPM بعناية واستبداله ب MCM مسخن مسبقا (37 درجة مئوية). حافظ على الحضانة عند 37 درجة مئوية مع 2٪ ثاني أكسيد الكربون2 لمدة 24 ساعة.
  4. بعد 24 ساعة، فحص خلايا عضلة القلب من حيث السلامة الهيكلية والشكل.
    ملاحظة: حافظ على تقنية المعقمة الصارمة طوال الإجراء.
    تحذير: قد يسبب الكولاجيناز النوع الثاني حساسية الجهاز التنفسي، وتهيج في الجلد والعين. تأكد من العمل في مكان جيد التهوية وتجنب استنشاق الغبار أو ملامسته للجلد والأغشية المخاطية. يجب جمع جميع أنسجة قلب الفئران المهملة، وعينات الدم، وأي مستلزمات قابلة للتخلص منها كنفايات بيولوجية خطرة في حاويات مخصصة مقاومة للتسرب تحمل رمز الخطر البيولوجي. تخضع هذه المواد لاحقا لإجراءات مركزية لإزالة التلوث والتخلص منها.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

يتم عرض عملية عزل وزراعة خلايا عضلة القلب في الفئران البالغة في البروتوكول، مع الإعداد المطلوب للأجهزة والأنابيب موضحة في الشكل 1. كشف التقييم الشفي أن خلايا عضلة القلب المعزولة حديثا، وكذلك تلك التي زرعت لمدة ساعة و24 ساعة، أظهرت جميعا شكلا مميزا على شكل قضيب أو شكل فيوسيفورم مع خطوط واضحة (الأشكال 2A-C). أظهرت التلوين المناعي الفلوري لتروبونين T القلبي (cTNT) في خلايا عضلة القلب المزروعة لمدة 24 ساعة نقاء ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تقدم هذه الدراسة تقدما منهجية مهما في أبحاث القلب والأوعية الدموية من خلال إنشاء بروتوكول محسن لعزل وزراعة خلايا عضلة القلب في الفئران البالغة. من خلال تحسين منهجية لتركيب العازل ومعايير الهضم الإنزيمي، يعزز هذا النهج بشكل ملحوظ موثوقية نظام الزراعة مع تحسين نقاء وقابلية خلايا عضلة القلب وقابليتها. توفر هذه التطورات التقنية منصة قوية لنمذجة أمراض القلب والأوعية الدموية باستخدام خلايا عضلة القلب الأولية للبالغين.

بشكل عام، يعزز الهضم الخفيف التصاق وبقاء، بينما ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

لا يوجد لدى المؤلفين تضارب مصالح للكشف عنها.

شكر وتقدير

نعبر عن امتناننا للدعم المالي الذي قدمته المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (رقم 82400312).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
BDMشركة علاء الدين العلمية، شنغهاي، الصينD111028
BSAشركة علاء الدين العلمية، شنغهاي، الصينB265994
C57BL/6 فئران  شركة جيم فارماتيك المحدودة8– ذكر عمره 12 أسبوعا 
CaCl2شركة علاء الدين العلمية، شنغهاي، الصينC431202
الكولاجيناز من النوع الثانيشركة وورثينغتون للكيمياويات الحيوية (الولايات المتحدة الأمريكية)LS004176LOT#:43D23502    وحدات نشاط الإنزيمات: 270u/mg dw
FBSبيوتايم للتكنولوجيا الحيوية، الصينC0226
الجلوكوزشركة علاء الدين العلمية، شنغهاي، الصينD639737
هيبسسيغما-ألدرتشH7006
KClشركة علاء الدين العلمية، شنغهاي، الصينP112134
KH2PO4شركة علاء الدين العلمية، شنغهاي، الصينP104075
إل-جلوتامينثيرمو فيشر العلمي25030081
ميمثيرمو فيشر العلمي11095080
MgSO4شركة علاء الدين العلمية، شنغهاي، الصينM116444
Na2HPO4شركة علاء الدين العلمية، شنغهاي، الصينS274390
NaClشركة علاء الدين العلمية، شنغهاي، الصينC111547
NaH2PO4شركة علاء الدين العلمية، شنغهاي، الصينS108339
NaHCO3شركة علاء الدين العلمية، شنغهاي، الصينS112338
البنسلين-ستريبتوميسين (100x)بيوتايم للتكنولوجيا الحيوية، الصينC0222
مجهر زراعة الخلايا المقلوب من Primovert  كارل زايس
تورينشركة علاء الدين العلمية، شنغهاي، الصينT103829

المراجع

  1. Crea, F. The burden of cardiovascular risk factors: a global perspective. Eur Heart J. 43 (30), 2817-2820 (2022).
  2. Ackers-Johnson, M., et al. A simplified, Langendorff-free method for concomitant isolation of viable cardiac myocytes and nonmyocytes from the adult mouse heart. Circ Res. 119 (8), 909-920 (2016).
  3. Claycomb, W. C., Palazzo, M. C. Culture of the terminally differentiated adult cardiac muscle cell: a light and scanning electron microscope study. Dev Biol. 80 (2), 466-482 (1980).
  4. Karakikes, I., Ameen, M., Termglinchan, V., Wu, J. C. Human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes: insights into molecular, cellular, and functional phenotypes. Circ Res. 117 (1), 80-88 (2015).
  5. Protze, S. I., Lee, J. H., Keller, G. M. Human pluripotent stem cell-derived cardiovascular cells: From developmental biology to therapeutic applications. Cell Stem Cell. 25 (3), 311-327 (2019).
  6. Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
  7. Mohamed, T. M. A., et al. Regulation of cell cycle to stimulate adult cardiomyocyte proliferation and cardiac regeneration. Cell. 173 (1), 104-116.e12 (2018).
  8. Wang, W. E., et al. Dedifferentiation, proliferation, and redifferentiation of adult mammalian cardiomyocytes after ischemic injury. Circulation. 136 (9), 834-848 (2017).
  9. Pinz, I., Zhu, M., Mende, U., Ingwall, J. S. An improved isolation procedure for adult mouse cardiomyocytes. Cell Biochem Biophys. 61 (1), 93-101 (2011).
  10. Li, D., Wu, J., Bai, Y., Zhao, X., Liu, L. Isolation and culture of adult mouse cardiomyocytes for cell signaling and in vitro cardiac hypertrophy. J Vis Exp. (87), e51357(2014).
  11. Alam, P., Maliken, B. D., Ivey, M. J., Jones, S. M., Kanisicak, O. Isolation, transfection, and long-term culture of adult mouse and rat cardiomyocytes. J Vis Exp. (164), e61073(2020).
  12. Kruppenbacher, J. P., May, T., Eggers, H. J., Piper, H. M. Cardiomyocytes of adult mice in long-term culture. Naturwissenschaften. 80 (3), 132-134 (1993).
  13. Dambrot, C., et al. Serum supplemented culture medium masks hypertrophic phenotypes in human pluripotent stem cell derived cardiomyocytes. J Cell Mol Med. 18 (8), 1509-1518 (2014).
  14. Karliner, J. S., Simpson, P. C., Taylor, J. E., Honbo, N., Woloszyn, W. Adrenergic receptor characteristics of cardiac myocytes cultured in serum-free medium: comparison with serum-supplemented medium. Biochem Biophys Res Commun. 128 (1), 376-382 (1985).
  15. Zheng, X., et al. Proteomic analysis for the assessment of different lots of fetal bovine serum as a raw material for cell culture. Part IV. Application of proteomics to the manufacture of biological drugs. Biotechnol Prog. 22 (5), 1294-1300 (2006).
  16. O'Connell, T. D., Rodrigo, M. C., Simpson, P. C. Isolation and culture of adult mouse cardiac myocytes. Methods Mol Biol. 357, 271-296 (2007).
  17. Gong, Y., et al. Mitochondrial tumor suppressor 1A attenuates myocardial infarction injury by maintaining the coupling between mitochondria and endoplasmic reticulum. Circulation. 152 (3), 183-201 (2025).
  18. Xiao, C., et al. FMO2 prevents pathological cardiac hypertrophy by maintaining the ER-mitochondria association through interaction with IP3R2-Grp75-VDAC1. Circulation. 151 (23), 1667-1685 (2025).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.