مقالة منهجية

نموذج بتر الطرف الخلفي تحت الركبة للجرذ وإعادة تعصيب عضلية مستهدفة فورية

DOI:

10.3791/69119

⸱

مايو 22, 2026

 ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic Surgery, Medical College of Wisconsin

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يوضح هذا البروتوكول كيفية إجراء بتر تحت الركبة في الفئران وإجراء إعادة تعصيب عضلي مستهدف (iTMR) فورا لدراسة استراتيجيات علاج ومنع الألم المرتبط بالبتر ولفهم آليات الألم المرتبطة بالبتر بشكل أفضل.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يقلل الألم المرتبط بالبتر من جودة حياة المريض، ويساهم في استخدام المواد الأفيونية، ويمكن أن يقلل من إعادة التأهيل الوظيفي واستخدام الأطراف الصناعية. النماذج ما قبل السريرية التي تنتج ألما بعد البتر بشكل موثوق مع الحفاظ على الحركة ضرورية لدراسة الآليات البيولوجية الكامنة وراء هذه النتائج. هنا، نقدم بروتوكولا جراحيا مفصلا وقابلا للتكرار باستخدام فئران سبراج-داولي لنمذجة بتر الأطراف الخلفية تحت الركبة. تتضمن العملية عزل وقطع فروع العصب الوركي، بما في ذلك العصب الظنبوبي، والأعصاب الشظوية المشتركة، والأعصاب السورالية، مما يؤدي إلى أمراض عصبية مستمرة بعد البتر وسلوكيات مرتبطة بالألم. تتعافى الفئران جيدا من هذا الإجراء ويمكنها التجول فورا بعد العملية دون صعوبة في الأكل أو الشرب. يمكن تقييم الحيوانات لاحقا باستخدام تدابير الألم الانعكاسية والتلقائية. سلوكيات الألم الناتجة عن هذا الإجراء قوية مع مرور الوقت، ويمكن الحصول على سلوكيات الألم الانعكاسية القياسية من الجذع. ومن المهم أن الحفاظ على الحركة يتيح إجراء اختبارات سلوكية طولية دون إرباك ضعف الحركة. بينما يركز هذا البروتوكول على البتر، يمكن تكييفه بسهولة لدمج إعادة تعصيب العضلات المستهدف (TMR) كتدخل بعد البتر عن طريق ربط الأعصاب المقطوعة بفروع حركية قريبة من الأعصاب إلى عضلة البايسبس الفخذية وشبه الغشاءية، مما يمكن من دراسة تدخلات إعادة التعصيب وتأثيرها على الألم بعد البتر. لقد استخدمنا هذا النموذج بنجاح سابقا لتقييم الفروق الخاصة بالجنس في سلوكيات الألم بعد البتر ولدراسة تأثيرات TMR. يوفر هذا البروتوكول منصة قوية ومرنة للتحقيق في الألم المرتبط بالبتر، وتكوين الأورام العصبية، والنتائج الوظيفية، مع إمكانية تطبيقه على الدراسات الانتقالية التي تهدف إلى تحسين ألم ما بعد البتر.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الألم المزمن هو أحد أكثر المضاعفات إعاقة بعد بتر الأطراف الكبرى، حيث يصيب ما يصل إلى 70٪ من المرضى 1,2,3. غالبا ما توفر استراتيجيات إدارة الألم التقليدية مثل التدخلات الدوائية، والعلاج الطبيعي، ومنع الأعصاب، والعلاجات النفسية راحة محدودة أو مؤقتة4. لذا، لا تزال هناك حاجة سريرية كبيرة لاستراتيجيات فعالة لإدارة الألم طويلة الأمد.

إعادة تعصيب العضلات المستهدفة (TMR)، التي تم تطويرها في البداية لتعزيز التحكم في الأطراف الصناعية العضلية، برز كنهج واعدة لتخفيف الألم بعد بتر الأطراف5. تتضمن التقنية الجراحية إعادة توجيه الأعصاب الحركية-الحسية المختلطة المقطوعة إلى الفروع الحركية القريبة. سريريا، أظهر TMR انخفاضات كبيرة في ألم الأطراف الوهمية، وألم الأطراف المتبقي، وأعراض الورم العصبي 6,7,8. واجهات الأعصاب الطرفية التجددية (RPNI) هي تدخل جراحي آخر يستخدم لعلاج إصابات الأعصاب والألم المرتبط بالبتر. يتم خياطة نهايات الأعصاب المبتورة ثم لفها بطعم عضلي حر (غير معصب، وعائي وعائي)9. تقوم المحاور العصبية المبتورة بعصبية الوصلات العصبية العضلية غير المعصبة لخلق انقباض عضلي في الطعم يمكن استخدامه لخلق إشارة للتحكم في العضلة العضلية. على عكس TMR، تم دراسة RPNI بشكل موسع في نموذج القوارض. مماثل ل TMR، ثبت أن RPNI يمنع تكون الأورام العصبية ويقلل الألم المرتبط بإصابة قطع الأعصاب10،11. سريريا، ثبت أن RPNI يقلل من الألم الوهمي والباقي في الأطراف لدى المبتوري12.

على الرغم من التبني السريري، لا تزال الآليات البيولوجية الكامنة وراء التأثيرات المسكنة ل TMR وRPNI غير مفهومة بشكل جيد. تعد النماذج ما قبل السريرية ضرورية لتوضيح هذه الآليات. استخدمت أبحاث سابقة نماذج قطع الأعصاب مع تعديلات لتسوية العصب لاختبار ألم الورم العصبي مباشرة10,11. يمكن لهذه النماذج قياس الألم العصبي من خلال التحفيز المباشر والألم العصبي من خلال تقييم سلوكيات الانعكاسات الشوكية في توزيع الأعصاب السليم المتبقي في القدم. على سبيل المثال، تحافظ إصابة العصب المحفوظ على العصب السورالي، ويتم قطع العصب الظنبوبي والعصب الشظوي المشترك. يتم إجراء اختبار سلوك الألم على القدم الجانبية13. نموذج بتر الطرف الخلفي يمثل أشد إصابة ممكنة للطرف. وبالتالي، هناك فقدان واسع النطاق للعصبون ومتطلبات التهابية وشفاء كبيرة مرتبطة بإصابة من هذا النوع. عندما يحدث إصابة عصبية، تساعد الخلايا العصبية السليمة في DRG في الحفاظ على الخلايا العصبية المصابة. مع البتر، يقل عدد الخلايا العصبية السليمة المتاحة بشكل كبير، ولكل عصب مصاب، يكون هناك فقدان عصبي أكبر مقارنة بإصابة عصب واحد فقط14،15،16. التقارير السابقة عن جراحة بتر الأطراف الخلفية للقوارض نادرة17,18. ومع ذلك، هناك مزايا مقارنة ببتر الطرف العلوي، مثل وفرة البيانات التاريخية التي تفحص الألم والتجدد المرتبط بالعصب الوركي، بالإضافة إلى اختبارات سلوك متحركةمتعددة 19,20.

ولمعالجة هذه الفجوة، طورنا مؤخرا نموذج بتر الطرف الخلفي للفئران يدمج TMR الفوري (الشكل 1). تم نشر تقنية إنشاء RPNI سابقا ويمكن تكييفها مع نموذج بتر الأطراف الخلفية21. يعكس هذا النموذج الإجراءات السريرية بشكل وثيق، مما يسمح لنا بتقييم سلوكيات الألم المختلفة، وتكوين الأورام العصبية، والحفاظ على الخلايا العصبية (الشكل 2)22. أظهرت أعمالنا فوائد كبيرة في المسكنات لعلاج TMR مقارنة بالبتر التقليدي، والوقاية من الأورام العصبية، وأظهرت استجابات جنسية متغيرة في حساسية البرد22,23.

يوفر البروتوكول المعروض هنا عرضا بصريا مفصلا وموحدا للتقنية الجراحية، مما يضمن قابلية التكرار والاتساق في الأساليب التجريبية. من خلال توضيح خطوات رئيسية بوضوح، بما في ذلك عزل الأعصاب، والقطع الدقيق، وتركيب الأعصاب بدون توتر، يقدم هذا البروتوكول للباحثين إطارا قويا للتحقيق في الآليات الكامنة وراء تخفيف الألم والوقاية من الأورام العصبية الذي ينظمه TMR.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يجب أن تتم الموافقة على جميع إجراءات الحيوانات من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوانات المؤسسية (IACUC) والامتثال لدليل المعاهد الوطنية للصحة (NIH) لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية.

1. التحضير قبل العملية

ملاحظة: تم استخدام ذكور وإناث فئران سبراج-داولي (مختبرات تشارلز ريفر)، تتراوح أعمارهم بين 8–10 أسابيع ووزنهم 250–300 جرام.

  1. شغل وسادة التدفئة وجهز حقل جراحي معقم. ضع وسادة معقمة عمودية على جسم الفأر للحصول على أفضل تعرض.
  2. رتب جميع الأدوات والمواد الجراحية: محلول ملحي معقم (كلوريد الصوديوم 0.9٪)، محلول مطهر بوفيدون-يود، ميلوكسيكام، كي، خياطة دقيقة 10-0، غرز مضفرة ممتصة 4-0، مسطرة، ولاصق جلدي.
    ملاحظة: يجب تعقيم جميع الأدوات الجراحية عن طريق التعقيم الداخلي أو التعقيم بالخرز الساخن.
  3. تحفز التخدير بوضع الجرذ في غرفة تحفيز تحتوي على 4٪ إيزوفلوران، وأكسجين ب 10 لتر/دقيقة، وهواء بنسبة 60٪. بعد 4 دقائق أو عند عدم الاستجابة، انتقل إلى مخروط أنف واضبط الإيزوفلوران إلى 1.5٪–2.0٪ حسب حجم الفئران.
  4. احلق موقع الجراحة من أسفل الظهر عبر الطرف الخلفي بالكامل. قم بتحضير ثلاثي مع محلول مطهر بوفيدون-يود بالتناوب ومسحات الكحول، وينتهي بالكحول.
  5. أعط 1 ملغ/كغ ميلوكسيكام تحت الجلد باستخدام حقنة توبركولين (عادة 0.2 مل لجرذ وزنه 200 جرام).

2. بتر تحت الركبة (الشكل 1)

  1. استخدم مسطرة لتحديد خط مفصل الركبة وقم بعمل علامتين إضافيتين على بعد 2 سم و3 سم بعيدا عن الركبة.
  2. قم بعمل شق جلدي محيطي على بعد 3 سم من الركبة باستخدام مشرط.
  3. استخدم تشريحا حادا وحادا لفصل الجلد محيطيا عن العضلات الأساسية حتى ينكمش بحرية.
  4. كرر عملية التقويض هذه مع العضلات الأساسية، مع تشريح دقيق حتى العظم مع الحفاظ على مستويات الأنسجة. حدد عظم الساق/الشظية على بعد 1 سم قريب من الشق المحيطي باستخدام كاوي أو قلم تحديد معقم.
  5. استخدم مقص عظمي صغير لقطع عظم الساق والشظية في الموقع المحدد. استخدم الكي لتحقيق التوماز. افحص طرف العظم بحثا عن حواف حادة وقم بتقليم أو تقليم عند الحاجة.
  6. باستخدام خياطة مضفرة قابلة للامتصاص 4-0، أغلق حجري العضلات الأمامية والخلفية معا فوق العظم لتكوين وسادة عضلية. ابدأ بخياطة الحافة الأمامية فوق عظم الساق، وهي نقطة الضغط الأساسية. عادة ما تستخدم 4–6 غرز مقطوعة.
  7. أغلق الجلد جانبيا باستخدام غرز مضفرة قابلة للامتصاص 4-0 متقطعة، وتجنب وضعه مباشرة على الجذع الحامل للوزن. ضع لاصق الجلد على طول خط الشق.

3. جراحة التدخل بتقنية TMR (الشكل 1)

  1. قم بعمل شق طولي يشق الألوية بطول 1.5–2 سم تقريبا خلف عظم الفخذ.
  2. استخدم التشريح السطحي لفصل عضلات الأرداف وأوتار الركبة، مما يكشف العصب الوركي القريب مباشرة من تثليقه إلى الأعصاب الظنبوبية، والعصب الشظوي المشترك (CP)، والأعصاب السورالية.
  3. تحديد الفروع الحركية القريبة: يتحرك فرع كبير تحت العضلة الذيلية الفخذية (CFM)، مما يؤدي إلى ظهور الفرع إلى العضلة الدماغية المزمنة، ونصف الغشاءية (SM)، وعضلة الرأسين الفخذية (BF).
  4. ارفع ال CFM باستخدام مكشاة قطنية وقسمها. قم بتحليل عصبي لفروع SM وBF بعناية باستخدام تشريح حاد تحت مجهر جراحي باستخدام ملقط دومونت الدقيق الجراحي.
    1. استخدم الملقط للإمساك بالإبينيوريوم، وباستخدام مقص نابض منحني ناعم، افتح الإبينيوريوم وقسمه طوليا، وافصل الفروع المختلفة عن بعضها البعض.
    2. حافظ على فرع CFM وقسم الفروع الأخرى بالقرب من الجذع الوركي. تتفرع الحركات المنحنية بشكل سفلي لتسهيل التوافق.
  5. قم بتحليل التفرع العرقي عن طريق فتح الإبينوريوم وتقسيمه بمقص نابض منحني ناعم. قم بتحريك فروع العصب بلطف باستخدام ملقط دقيق. أمسك كل من الفروع الثلاثة (CP، الظنبوب، السطح) من 5 إلى 10 مم بعيدا عن التفرع باستخدام الملقط.
  6. ضع الشد واقطع كل عصب بأقصى زاوية ممكنة. عند الإمساك بالطرف البعيد المقطوع، قم بقطع نظيف إلى الطرف القريب عن طريق استئصال ما لا يقل عن 5–10 ملم.
  7. قم بإجراء التلوين باستخدام غرزة نايلون 10-0: من CP إلى SM باستخدام خياطة واحدة، ومن الساق إلى الفرع الكبير باستخدام غرزة إلى غرزتين، وسورال إلى فرع BF الصغير باستخدام غرزة واحدة. استخدم ما لا يقل عن 3 عقد لكل خياطة، وتأكد من وضعها بدون توتر، وتجنب شد العصب بما يكفي لتجعيدها، ووضع الخصلات بدون زاوية حادة.

4. مجموعة البتر فقط

  1. قم بربط أعصاب الشبكي الدماغي والظنبوب والسورال باستخدام خياطة حرير 5-0. أمسك الحرير بخياطة دومونت لربط الملقط. تأكد من أن الربط يثني العصب ويتم تثبيته بأربع عقد مربعة.
  2. اسحب كل عصب بلطف بالقرب من العقدة واقطع 1–2 مم بعيدا عن الرباط. قم بإزالة 10 مم من الجزء العصب البعيد.
  3. تابع عملية البتر كما هو موضح في القسم 2.

5. الرعاية بعد العملية

  1. أعد الفأر إلى قفص دافئ حتى يصبح قادرا على المراقبة. أعطني جرعة ميلوكسيكام ثانية (0.2 مل) تحت الجلد بعد 24 ساعة.
  2. راقب يوميا لمدة 7 أيام للتأكد من سلامة الجرح، وعلامات العدوى، والألم أو الضيق، والتدخل حسب الحاجة وفقا لإرشادات IACUC.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد أثار نموذج بتر الأطراف الخلفية هذا سلوكيات متعلقة بالألم العصبي بشكل موثوق مع الحفاظ على القدرة على المشي والاستكشاف لدى الفئران. كما هو موضح في الشكل 2، يؤدي قطع العصب الطرفي أثناء البتر دون وجود هدف بعيد إلى نمو محوري غير منظم وتكوين أورام عصبية في موقع الربط، كما يظهر من خلال صبغ المناعة باستخدام ب-التوبولين والببتيدات المرتبطة بالجين الكالسيتونين (CGRP). على النقيض من ذلك، أظهرت الأعصاب المبتورة ب TMR نموا محوريا منظما في الفرع المستقبل، مع وجود محاو...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يوضح هذا البروتوكول خطوات جراحية أساسية لضمان قابلية تكرار نموذج بتر الطرف الخلفي ويظهر الحفاظ على حركة المشي والسلوك في اختبارات ما بعد البتر. يتم التركيز على المبادئ الجراحية الرئيسية، بما في ذلك التحديد التشريحي الدقيق، وتقليل التلاعب بالأعصاب، والتعامل الخالي من التوتر مع الأعصاب المقطوعة، لضمان الاتساق وقابلية التكرار بين الجراحين. تعد هذه الاعتبارات التقنية حاسمة لتحفيز أمراض الأعصاب بعد البتر بشكل موثوق وتقليل التغيرات غير المقصودة المرتبطة بالصدمات الجراحية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعلن المؤلفون عدم وجود تضارب مصالح.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد دعم هذا البحث مركز أبحاث علوم الأعصاب في كلية الطب في ويسكونسن، ومؤسسة ريتا ألين، ومؤسسة جراحة التجميل. يشكر المؤلفون وحدة الطب المقارن على رعايتهم ودعمهم للحيوانات.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
10-0 nylon microsuture (Arosurgical)AROSurgicalT04A10N07-13غرز الربط العصبي الدقيقة. غرز ميكروي 10-0. 
4-0 polyglycolic acid sutureEthiconAQ1268غرز إغلاق للعضلات والجلد. غرز قابلة للامتصاص 4-0. 
5-0 silk surgical sutureGenericGenericغرز ربط الأعصاب
Adult Sprague-Dawley ratsCharles River LaboratoriesGenericحيوان تجريبي
Alcohol prep padsDukal CorporationGenericمطهر الجلد
Betadine 10%Avrio Health LPGenericمطهر
Bone scissorsFST16030أداة قص العظام
Cautery deviceFST18010-00جهاز إيقاف النزيف
Cotton tip applicator (ProAdvantage)ProAdvantageRef 76100التلاعب بالأنسجة
Curved microdissector scissorsFST15019-10مقص ناعم لتفتيت الأعصاب
Forceps (fine Dumont)FST11254-20أداة تعامل مع الأعصاب
Forceps (suture tying Dumont)FST11063-07أداة تعامل مع الغرز
Gauze USP type VII (Cardinal Health)Cardinal HealthRef 2146الحفاظ على المجال المعقم
Heating pad warmer (TC1000 temperature controller)GenericTC1000جهاز التحكم في درجة الحرارة
Induction chamber (Braintree Scientific)Braintree Scientific Inc.Genericلإحضار التخدير
Isoflurane (Isospire)PhoenixGenericعامل التخدير
Meloxicam (Ostilox)VetONE5 mg/mLعامل مسكن للألم
RulerGenericGenericأداة قياس لعلامات التشريح
Sterile salineBaxter0.9 Sodium Lot Y425131محلول الري
Surgical blade 15 FST10015-00أداة شق الجلد
Tuberculin syringeGenericGenericإعطاء الدواء
Vaporizer (Surgivet model 100)SurgivetModel 100 S/N W2211123للحفاظ على التخدير
Vetbond tissue adhesiveWorld Precision InstrumentsGenericلاصق الجلد

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Balakhanlou, E., Webster, J., Borgia, M., Resnik, L. Frequency and severity of phantom limb pain in veterans with major upper limb amputation: results of a national survey. PM R. 13 (8), 827-835 (2021).
  2. Resnik, L., Ekerholm, S., Borgia, M., Clark, M. A national study of veterans with major upper limb amputation: survey methods, participants, and summary findings. PLoS One. 14 (3), e0213578(2019).
  3. Ephraim, P. L., Wegener, S. T., MacKenzie, E. J., Dillingham, T. R., Pezzin, L. E. Phantom pain, residual limb pain, and back pain in amputees: results of a national survey. Arch Phys Med Rehabil. 86 (10), 1910-1919 (2005).
  4. R, L., et al. Prosthesis satisfaction in a national sample of veterans with upper limb amputation. Prosthet Orthot Int. 44 (2), 81-91 (2020).
  5. Kuiken, T. A., et al. Targeted muscle reinnervation for real-time myoelectric control of multifunction artificial arms. JAMA. 301 (6), 619-628 (2009).
  6. Valerio, I. L., et al. Preemptive treatment of phantom and residual limb pain with targeted muscle reinnervation at the time of major limb amputation. J Am Coll Surg. 228 (3), 217-226 (2019).
  7. Chang, B., Mondshine, J., Attinger, C., Kleiber, G. Targeted muscle reinnervation improves pain and ambulation outcomes in highly comorbid amputees. Plast Reconstr Surg. 148 (2), 376-386 (2021).
  8. Dumanian, G. A., et al. Targeted muscle reinnervation treats neuroma and phantom pain in major limb amputees: a randomized clinical trial. Ann Surg. 270 (2), 238-246 (2019).
  9. Woo, S. L., et al. Regenerative peripheral nerve interfaces for the treatment of postamputation neuroma pain: a pilot study. Plast Reconstr Surg Glob Open. 4 (12), e1038(2016).
  10. Dehdashtian, A., et al. Sexually dimorphic pattern of pain mitigation following prophylactic regenerative peripheral nerve interface (RPNI) in a rat neuroma model. Neurosurgery. 93 (5), 1192-1201 (2023).
  11. Senger, J., et al. A direct comparison of targeted muscle reinnervation and regenerative peripheral nerve interfaces to prevent neuroma pain. Neurosurgery. 93 (5), 1180-1191 (2023).
  12. Kuniak, C. A., et al. Prophylactic regenerative peripheral nerve interfaces to prevent postamputation pain. Plast Reconstr Surg. 144 (3), 421e-430e (2019).
  13. Decosterd, I., Woolf, C. J. Spared nerve injury: an animal model of persistent peripheral neuropathic pain. Pain. 87 (2), 149-158 (2000).
  14. Hu, P., McLachlan, E. M. Selective reactions of cutaneous and muscle afferent neurons to peripheral nerve transection in rats. J Neurosci. 23 (33), 10559-10567 (2003).
  15. Welin, D., et al. Survival and regeneration of cutaneous and muscular afferent neurons after peripheral nerve injury in adult rats. Exp Brain Res. 186 (2), 315-323 (2008).
  16. Jivan, S., Novikova, L. N., Wiberg, M., Novikov, L. N. The effects of delayed nerve repair on neuronal survival and axonal regeneration after seventh cervical spinal nerve axotomy in adult rats. Exp Brain Res. 170 (2), 245-254 (2006).
  17. Garg, R., Uygur, S., Cwykiel, J., Siemionow, M. Development of targeted muscle reinnervation model in hind limb amputated rats. J Reconstr Microsurg. 34 (7), 509-513 (2018).
  18. Lago, N., Navarro, X. Evaluation of the long-term regenerative potential in an experimental nerve amputee model. J Peripher Nerv Syst. 12 (2), 108-120 (2007).
  19. Hogan, Q. Animal pain models. Reg Anesth Pain Med. 27 (4), 385-401 (2002).
  20. Sadler, K. E., Mogil, J. S., Stucky, C. L. Innovations and advances in modelling and measuring pain in animals. Nat Rev Neurosci. 23 (2), 70-85 (2022).
  21. Svientek, S. R., Ursu, D. C., Cederna, P. S., Kemp, S. W. P. Fabrication of the composite regenerative peripheral nerve interface (C-RPNI) in the adult rat. J Vis Exp. (156), e60841(2020).
  22. Zepeda, J. L., Mraz, G., Roth, E., Weihrauch, D., Hoben, G. Rat hindlimb amputation model shows analgesia and sexually dimorphic cold hypersensitivity with immediate targeted muscle reinnervation. J Pain. 33, 105460(2025).
  23. Roth, E., et al. Targeted muscle reinnervation prevents and reverses rat pain behaviors after nerve transection. Pain. 164 (2), 316-324 (2023).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

الفيديو قريباً

مقالات ذات صلة