تصور الديناميكيات الزمانية المكانية لخلايا القشرة الحسية الجسدية أثناء الوخز بالإبر الكهربائية باستخدام التصوير الثنائي الفوتوني في الجسم الحي

Shu-xiu Zhu; Fan Wu; Qiang Fu; Xue-Fei Hu

doi:10.3791/69340

Method Article

تصور الديناميكيات الزمانية المكانية لخلايا القشرة الحسية الجسدية أثناء الوخز بالإبر الكهربائية باستخدام التصوير الثنائي الفوتوني في الجسم الحي

DOI:

10.3791/69340

⸱

January 16th, 2026

Shu-xiu Zhu¹ , Fan Wu¹ , Qiang Fu¹ , Xue-Fei Hu¹

¹Traditional Chinese Medicine, School of Medicine, Acupuncture Research Institute, Jianghan University

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يدمج هذا البروتوكول نوافذ الجمجمة في فئران Thy1-GCaMP6f المعدلة وراثيا، والوخز بالإبر الكهربائي الموحد، والتصوير بفوتونتين لتصوير ديناميكيات مجموعة القشور بحجم ميلي ثانية أثناء التحفيز، كاشفا عن مرونة خاصة بالطبقة.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يضع هذا البروتوكول إطارا تجريبيا شاملا للتحقيق في ديناميكيات الدوائر القشرية أثناء تحفيز الوخز بالإبر الكهربائية (EA). تدمج المنهجية ثلاثة مكونات رئيسية: زرع نافذة الجمجمة المزمن في فئران Thy1-GCaMP6f المعدلة وراثيا، وتحفيز EA الموحد عند نقطة ST36 باستخدام نبضات ثنائية الطور بسرعة 2/100 هرتز، وتصوير الكالسيوم عالي الدقة بفوتونين. يتيح هذا النهج المتكامل التصور اللحظي لنشاط المجموعات العصبية في القشرة الحسية الجسدية الأولية (S1) بدقة زمنية تتجاوز ميلي ثانية، حيث يلتقط تفاصيل لم تكن متاحة سابقا لاستجابات الشبكة للتعديل العصبي. تكشف التقنية بنجاح عن أنماط تنشيط محددة للطبقة وتغيرات اللدونة الطولية، مما يوفر رؤى حاسمة حول الآليات القشرية الكامنة وراء تأثيرات EA. من خلال التغلب على القيود المكانية والزمانية الأساسية المتأصلة في تقنيات الرنين المغناطيسي الوظيفي التقليدية والتقنيات الكهربائية، تقدم هذه المنصة عالية الدقة قدرات تحليلية غير مسبوقة لرسم خرائط الدوائر العصبية الديناميكية. تصميم البروتوكول المتين ونتائجه القابلة للتكرار يجعله ذا قيمة خاصة لتحسين علاجات التعديل العصبي المستهدفة وتعزيز فهمنا للمرونة على مستوى الدائرة استجابة للتحفيز المحيطي.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الوخز بالإبر الكهربائية، وهو تعديل حديث للوخز بالإبر التقليدي يتضمن تيارات كهربائية مضبوطة تطبق عبر الإبر في نقاط إبر محددة، معروفا بتعديل الدوائر العصبية المشاركة في معالجة الألم، والتحكم الحركي، والوظائف الذاتية. يعتقد أن تأثيراته تتضمن سلاسل إشارات معقدة تبدأ بواسطة تنشيط الأعصاب الحسية الطرفية (وخاصة ألياف Aδ وC)، مما يؤدي إلى إطلاق الناقلات العصبية (مثل الأفيونات، السيروتونين، GABA) وتعديلات لاحقة^{عند مستويات} العمود الفقري وجذع الدماغ والقشرة 1^،². تشمل البنى الرئيسية المتورطة القشور الحسية الجسدية. داخل قشرة S1، التي تعالج المعلومات اللمسية واستقبالية الألم (nociceptive)، من المرجح أن يؤثر EA على كل من التوازنات المحلية المثبطة والمحفزة والاتصال طويل المدى ^3,4. ومع ذلك، فإن التسلسل الزمني الدقيق للتنشيط/التثبيط عبر مجموعات عصبية مختلفة (مثل الخلايا الهرمية، الخلايا العصبية الداخلية) والطبقات داخل S1 أثناء وبعد تحفيز EA مباشرة لا يزال إلى حد كبير غير محدد بسبب القيود المنهجية المذكورة سابقا ^5,6. فهم هذه الديناميكيات في الوقت الحقيقي أمر بالغ الأهمية لتحسين معلمات EA والتنبؤ بالنتائج العلاجية.

تقدم الطرق التقليدية للتحقيق في التأثيرات العصبية التنظيمية للعلاج الكهربائي بالإبر على الدوائر القشرية، مثل الدراسات السلوكية والتحليلات بعد الوفاة، رؤى قيمة لكنها غير قادرة على التقاط النشاط العصبي في الوقت الحقيقي بدقة عالية في الزمان^{المكاني} ^7,8. لتجاوز هذه القيود، يظهر تصوير الكالسيوم ذو الفوتونتين في الجسم الحي كبديل قوي، يتيح التصور المباشر لديناميكيات المجموعات العصبية أثناء التحفيز ^8,9. توفر هذه التقنية مزايا لا مثيل لها للدراسات الطولية المزمنة، مما يسمح للباحثين بملاحظة - بدقة خلوية - النشاط السريع والموزع عبر الطبقات القشرية في المستيقظة والسلوكية. على عكس الفيزيولوجيا الكهربائية الحادة، التي توفر دقة زمنية عالية ولكن بتغطية مكانية محدودة، يسهل تصوير الفوتونين المراقبة واسعة النطاق لمئات إلى آلاف الخلايا العصبية في نفس الوقت ضمن مجال رؤية محدد ^9,10. علاوة على ذلك، بالمقارنة مع تصوير الرنين المغناطيسي الوظيفي (fMRI)، الذي يتفوق في تغطية الدماغ بالكامل لكنه يعمل على مقاييس زمنية أبطأ ويفتقر إلى الخصوصية الخلوية، يوفر تصوير الكالسيوم بفوتونين اكتشافا دقيقا للنشاط من مجموعات عصبية محددة على مقياس زمني ذي صلة بالعمليات المشبكية وعلى مستوى الدائرة^11,12. لذا، فإن تصوير الفوتونين في موقع فريد لسد فجوة حرجة في فهمنا لكيفية ترجمة محفزات EA المحيطية إلى أنماط تنشيط قشرية دقيقة مكانيا وزمانيا، خصوصا في مناطق مثل القشرة الحسية الجسدية الأولية (S1). باعتباره المركز الرئيسي لمعالجة الحسية الجسدية (بما في ذلك الإشارات القادمة من نقاط الوخز)، ونظرا لأن EA يضبط نشاطه بقوة، يمثل S1 بوابة استراتيجية لدراسة ديناميكيات الدوائر القشرية الناتجة عن العلاج الكهربائي بالإبر الصينية.

المجهر الماسح بالليزر ذو الفوتونين (2PLSM) مع مؤشرات الكالسيوم المشفرة وراثيا (GECIs)، مثل GCaMP6، يمثل أداة ثورية في علم الأعصاب. يتيح التصوير المزمن عالي الدقة للنشاط العصبي في الجسم الحي مع خصوصية الخلايا وتحت الخلية¹³. تتوهج GECIs بنسبة تتناسب مع انتقالات الكالسيوم داخل الخلية، مما يعمل كبديل موثوق لإطلاق الخلايا العصبية¹⁴. والأهم من ذلك، أن استخدام 2PLSM لضوء الإثارة القريب من الأشعة تحت الحمراء يوفر اختراقا عميقا متفوقا (مئات الميكرونات) مقارنة بالمجهر التقليدي، مما يسمح بتصور النشاط في طبقات قشرية سطحية وأعمق (مثل L2/3، L4، L5). تقسيمه البصري المتأصل يقلل من الفلورية خارج البؤرة وأضرار الضوء، مما يجعله مثاليا للدراسات الطولية على مدى أسابيع أو أشهر¹⁵^، ¹⁶^، ¹⁷. تمثل هذه التقنية تقدما ثوريا في أبحاث EA، مع إمكانية تحويل فهمنا لها بشكل جذري، مما يوفر إمكانية تتبع ديناميكيات المقياس الميني ثانية لمئات إلى آلاف الخلايا العصبية الفردية في آن واحد ضمن حجم قشري محدد أثناء التحفيز.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

استخدمت جميع التجارب فأران Thy1-GCaMP6f معدلة وراثيا^عمرها 8-12 أسبوعا. تم إجراء جميع الإجراءات التجريبية وبروتوكولات رعاية وفقا لدليل المعاهد الوطنية للصحة (NIH) لرعاية واستخدام المختبرية، وتمت الموافقة عليها من قبل لجنة رعاية واستخدام بجامعة هواتشونغ للعلوم والتكنولوجيا (IACUC؛ رقم الموافقة على البروتوكول: 3603). تم بذل كل جهد لتقليل عدد المستخدمة ومعاناتها. يظهر مخطط الإعداد التجريبي في الشكل 1.

1. زرع النوافذ الجمجمة المزمن

تحفيز التخدير والتثبيت المجسمي
1. ابدأ التخدير بوضع فأر Thy1-GCaMP6f البالغ من العمر 8-12 أسبوعا في غرفة تحفيز مزودة ب 4-5٪ إيزوفلوران (حجم/حجم) في أكسجين طبي 100٪ بمعدل تدفق 1 لتر/دقيقة.
2. عند فقدان رد فعل الاستقامة (عادة خلال 2-3 دقائق)، انقل إلى وسادة تسخين محكومة حراريا (تحافظ على 37 درجة مئوية) مدمجة في إطار رقمي ستيريوتاكسي.
3. ثبت الفأر باستخدام مخروط أنف يوفر 1.5-2.0٪ من الإيزوفلوران للصيانة الجراحية. ضع مرهم العيون (مثل مرهم Puralube Vet) على كلتا العينين لمنع جفاف القرنية.
4. أدخل قضبان أذن غير مسببة للصدمة بعناية في الجزء الخارجي من السمع، لضمان تموضع متماثل دون ضغط مفرط قد يسبب تلف الأنسجة أو تمزق غشاء الطب.
5. ثبت الحنك العلوي باستخدام مشبك الأنف، لتجنب انسداد مجرى الهواء.
6. أكد التخدير العميق بغياب رد فعل الانسحاب على الدواسة إلى قرص إصبع القدم القوي ومعدل تنفس ثابت وبطيء (80-120 نفسا/دقيقة). راقب درجة حرارة الجسم الأساسية باستمرار عبر مسبار شرجي وضبط وسادة التدفئة وفقا لذلك.
7. أعط مسكنات استباقية تحت الجلد (مثل الكاربروفين، 5 ملغ/كغ) ودعم سوائل (محلول ملحي معقم، 0.5-1 مل مسكوب). تحقق من استقرار المعايير الفسيولوجية (SpO₂ > 95٪، التنفس منتظم) طوال فترة الإعداد.
التعرض الجراحي للجمجمة
1. احلق فروة الرأس الظهرية بعناية باستخدام مقص كهربائي، ثم وضع كريم كيميائي لإزالة الشعر بالكامل. اشطفها جيدا بمحلول ملحي معقم.
2. قم بعمل تطهير متسلسل: افرك الجلد المكشوف ثلاث مرات، بالتناوب بين مسحات بوفيدون-يود (10٪) و70٪ كحول إيزوبروبيل، واختتم بمحلول كلورهيكسيدين غلوكونات (2٪).
3. باستخدام مقص دقيق معقم وملقط دقيق (دومونت #5)، قم بعمل شق سهمي في منتصف الخط (~15-20 مم طولا) عبر الجلد والأنسجة الضامة تحتها، يبدأ ~2 مم خلف العينين ويمتد إلى الوصلة بين الجدارية والقذالي.
4. استخدم ملقط دموي دقيق أو كي ثنائي القطب (إعداد منخفض) للتحكم في النزيف الشعيري على طول حواف الشق. قم بسحب أغطية الجلد بلطف جانبيا باستخدام مراجعات دقيقة منحنية أو غرز حريرية 5-0 مثبتة على الدرع المحيط.
5. كشف كامل الفرج الظهري، بما في ذلك العظام الجبهية والجدارية وبين الجداري. باستخدام ميكرو-كيريت (#00)، قم بكشط الشاحاح - وهو غشاء وعائي ليفي ملتصق بسطح العظم - بدقة تحت تكبير عالي (مجهر جراحي).
6. ضع حركات خفيفة ومحيطة لتجنب خدش الجمجمة أو إتلاف الغرز (بريغما، لامبدا، ساجيتال، كورونال). احصل على سطح عظمي أملس وعائي ضروري لعملية فتح الجمجمة الدقيق والارتباط اللاصق لاحقا.
7. قم بري الحقل بشكل متكرر بمحلول ملحي معقم ودافئ (37 درجة مئوية) بنسبة 0.9٪ لإزالة غبار العظام والحفاظ على ترطيب الأنسجة.
استهداف ستيريوتاكسي لمنطقة الطرف الخلفي S1
1. باستخدام ذراع معالجة ستيريوتاكسي عالية الدقة، ضع طرف قلم علامة جراحية دقيقة أو رأس مثقاب دقيق مباشرة فوق نقطة المرجعية التشريحية (تقاطع الغرز الإكليلية والسهمية). تأكيد الإحداثيات تحت التصوير المجهر (10x).
2. اضبط جهاز التحكم لتحريك المؤشر بدقة إلى الأمام الخلفي (AP) -1.5 مم (خلف الشحم) والمتوسط الجانبي (ML) +2.0 مم (نصف الكرة الأيمن) بالنسبة للخط الأوسط (الدرز السهمي).
  ملاحظة: هذا الموقع يتوافق مع منطقة تمثيل الطرف الخلفي في القشرة الحسية الجسدية الأولية (S1) (S1HL).
3. نقش مؤشر مؤشر صغير (<0.5 مم) بخفة على سطح العظم الجداري المكشوف عند هذا الإحداثي، لضمان الرؤية دون اختراق العظم.
4. تحقق من غياب الأوعية الدموية السطحية الرئيسية التي تعبر الموقع المحدد؛ إذا كانت الأوعية الوعائية موجودة بشكل كبير، قم بضبط إحداثيات ML إلى الحد الأدنى (±0.1-0.2 مم) لتجنبها، حيث يمكن أن تنزف الأوعية الجافية بغزارة إذا تم اختراقها وتعيق وضوح البصر.
5. وثق الإحداثيات النهائية المعدلة.
تنفيذ دقيق لعملية فتح الجمجمة
1. مركز ثقب خزعة معقم وقابل للتخلص بقطر 3 مم بدقة فوق الإحداثي المعلم S1HL. اضغط بقوة وثبات نحو الأسفل أثناء تدوير الضربة بلطف لتجفيف طبقة العظم القشرية الخارجية حول المحيط بالكامل. أزل اللكمة.
2. باستخدام مثقاب جراحي دقيق عالي السرعة (مثل بحواف كاربيد بقطر 0.5-0.8 مم) مثبت على ذراع ستيريوتاكسي تحت ري ملحي مستمر بنسبة 0.9٪ (التبريد وإزالة الحطام)، يتم تخفيف العظم بعناية داخل الدائرة المخططة.
3. احفر على دفعات قصيرة باستخدام حركة طحن خفيفة ومماسية، متقدما بشكل منهجي من الأطراف نحو المركز. راقب شفافية العظم عن كثب تحت التكبير.
4. توقف عن الحفر فورا عند ملاحظة مظهر "احمرار" خفيف للجثة تحت الجسم، مما يشير إلى سمكة عظم قليلة (<50 ميكرومتر). انتقل إلى ملقط دقيق (Dumont #5/45) والمقص الدقيق لرفع وتقشير بقية الشظايا الرقيقة من العظام بدقة، مع العمل شعاعيا للخارج من المركز.
5. حافظ على الجافة الجافة سليمة - تأكد من أنها تبدو شفافة ولامعة دون تمزقات أو نزيف كبير. تحكم في أي نزيف جافي بسيط فورا بتطبيق ضغط لطيف باستخدام رغوة مضغوطة معقمة مشبعة بنسبة 0.9٪ محلول ملحي أو ثرومبين.
6. قم بغسل الجافية المكشوفة بكثرة بسائل دماغي شوكي صناعي دافئ ومعقم (aCSF) أو محلول ملحي بنسبة 0.9٪ لإزالة جميع بقايا العظام. تجنب الجفاف^17,20.
انغراس النوافذ المزمن في الجمجمة وتثبيت قضيب الرأس
1. جهز غطاء زجاجي دائري معقم بقطر 3 مم، بسماكة #1 (حوالي 150 ميكرومتر). اختياريا، يمكن تغطية سطحه الداخلي بطبقة رقيقة من السيليكون المطاطي لوضوح بصري وتقليل الالتصاق.
2. ضع الغطاء الغطاء بدقة فوق فتحة الجمجمة باستخدام ملقط دقيق. حضر أسمنت الأسنان سريع المعالجة ومعالج بالضوء (مثل Metabond أو Charisma) وفقا لتعليمات الشركة المصنعة.
3. يعمل بسرعة (<90 ثانية من وقت العمل)، ثم يطبق قطرة رفيعة من الأسمنت حول محيط الغطاء مباشرة على سطح الجمجمة الجاف والنظيف. تأكد من أن الأسمنت يغلق حافة الغطاء تماما دون أن يمتص تحت الجافة.
4. قم بتجميد الأسمنت فورا باستخدام ضوء تجليد الأسنان (ضوء أزرق، 450 نانومتر) لمدة 20-30 ثانية لكل ربع. عزز الختم بطبقات متعددة من أسمنت أكريليك ذو تجفيف ذاتي التصلب بحجم 5 مل (مثل Jet Repair Acrylic أو Paladur)، مما يبني غطاء إسمنتي منخفض الملف (<2 مم) يمتد عدة مليمترات خارج حافة فتح الجمجمة إلى الجمجمة المحيطة.
5. قم بإدخال قضيب رأس خفيف الوزن مصنوع خصيصا من الفولاذ المقاوم للصدأ أو التيتانيوم (مثل 15-20 مم بطول 15-20 مم مع فتحة مركزية) في غطاء الأسمنت خلال مرحلة التصلب الأولى.
6. تأكد من وضع قضيب الرأس موازيا للخياطة السهمية ومركزه فوق النافذة، مما يوفر نقاط تثبيت صلبة ومتوازنة لتثبيت الرأس المستقبلي تحت المجهر دون إعاقة الوصول البصري.
7. دع الأسمنت يجف تماما (≥15 دقيقة). تحقق من وجود دماء كامل ووضوح النافذة²¹.
التعافي والمراقبة بعد العملية
1. بعد تصلب الأسمنت، حرر الفأر بحذر من قضيب الأذن ومشبك الأنف. توقف عن تناول الإيزوفلوران وأعط 100٪ أكسجين حتى يستأنف التنفس التلقائي بالكامل.
2. أعط البوبرينورفين HCl (0.05-0.1 ملغ/كجم s.c.) فور انتهاء العملية لعلاج المسكن. انقل إلى غرفة استرداد مسخنة مسبقا (30-32 درجة مئوية) ومكملة بالأكسجين ومبطنة بطبقة ورقية نظيفة.
3. راقب الجهاز باستمرار حتى تستعيد الاستلقاء في عظم القص واستعادة القدرة الكاملة على الحركة (عادة من 30 إلى 60 دقيقة). أعطني جرعة ثانية من الكاربروفين (5 ملغ/كغ في المقعد) بعد 24 ساعة من العملية. قدم محلول رينجر المدفئ (1 مل في نفس الوقت) لدعم الترطيب إذا لزم الأمر.
4. ضع الفأر منفردا في قفص قياسي غني بمواد تعشيش لمنع زملاء القفص من إتلاف زرعة الرأس. حافظ على الظروف البيئية (22-24 درجة مئوية، 40-60٪ رطوبة، دورة ضوء/ظلام 12:12 ساعة) مع إمكانية الوصول إلى الطعام والهيدروجيل بشكل مرضي.
5. راقب الفأر مرتين يوميا على الأقل لمدة 7 أيام بعد الجراحة بحثا عن علامات الألم أو الضيق (انحناء الوضعية، الانتصاب، انخفاض النشاط، فقدان الوزن >15٪)، العدوى (إفرازات قذية، تورم، احمرار)، عجز عصبي، أو ارتخاء قضيب الرأس.
6. امنح فترة تعافي لا تقل عن ≥7 أيام قبل بدء أي إجراءات تجريبية (تصوير أو تحليل الأشعة الذهنية) لضمان حل الالتهاب الجراحي الحاد، واستعادة السلوك الطبيعي وتنظيف العضلات الغلمفاوية، واستقرار النشاط القشري الأساسي. وزن يوميا لتتبع التعافي²².

2. تحفيز الوخز بالإبر الكهربائية

تحديد الموقع التشريحي الدقيق لنقطة ST36
1. استهدف نقطة الوخز ST36 ("زوسانلي") بناء على المعالم التشريحية المعروفة في الطرف الخلفي للفأر. قبل إدخال الإبرة، قم بتحسس عظم الظنبوب الأمامي القريب لتحديد الحدبة العظمية - وهي البروز العظمي البارز الواقع في بعيد لمفصل الركبة حيث يدخل الرباط الرضفية.
2. باستخدام الكاليبر الدقيق أو علامة معقمة، قم بقياس 2 مم جانبيا (باتجاه الشظية) و2 مم من الذيل (خلفي) بالنسبة لمركز الحدبة في الظنبوب. هذا الموقع يتوافق مع عضلة الظنبوب الأمامية في البطن، سطحية لفرع العصب الشظوبي العميق وقريبة من انقسام الشريان الظنبوب الأمامي.
3. تأكد من غياب الأوعية الدموية السطحية الرئيسية في الموقع عبر الإضاءة العرضية إذا لزم الأمر.
  ملاحظة: الدقة أمر بالغ الأهمية، حيث يمكن للانحرافات الطفيفة (>0.5 مم) أن تغير بشكل كبير البنى العصبية التي تحفز والاستجابات القشرية اللاحقة في S1. يجب أن يتم تحديد المعالم بشكل متسق من قبل أفراد مدربين لتقليل التباين بين المشغلين^23,24.
  ملاحظة: طرق ضمان استقرار الإبر هي: (1) بعد إدخال الإبرة وتثبيتها، يسمح بفترة تكيف للفأر للتأقلم وتقليل الصعوبة الأولية. (2) تردد الاهتزاز الناتج عن محفز الوخز بالإبر الكهربائية (مثل 2 هرتز) منخفض بطبيعته في السعة. علاوة على ذلك، فإن الإبر الدقيقة المستخدمة (مثل Φ0.16 مم) تتمتع بصلابة كافية لمقاومة هذا الاهتزاز الأدنى بفعالية. (3) طوال التجربة، يراقب المشغل باستمرار موقع طرف الإبرة. سيتم استبعاد بيانات التجارب إذا لوحظت أي إزاحة كبيرة ناجمة عن حركة.
تقنية إدخال الإبرة المعقمة
1. بعد تعقيم الجلد (بالتناوب بين 70٪ إيثانول وكلوهكسيدين)، أدخل إبرة بالإبر بالإبر المعقمة من الفولاذ المقاوم للصدأ لمرة واحدة (القطر الاسمي: 0.18 مم، ما يعادل 36 مقياس؛ الطول: 13 مم) عموديا في الجلد عند الإحداثي المحدد ST36.
2. حرك الإبرة بثبات عبر الجلد والأنسجة تحت الجلد وإلى عضلة الظنبوب الأمامية الأساسية باستخدام حركة دوران ناعمة لتقليل إصابات الأنسجة.
  ملاحظة: عمق الإدخال المستهدف هو 3 مم من سطح الجلد. يضمن هذا العمق تفاعلا مثاليا للألياف العضلية من النوع الثاني والثالث (ألياف Aδ) والألياف الجسدية ذات القطر الصغير دون المخاطرة بملامسة الظنبوب الأساسية أو الحزم العصبية الوعائية العميقة.
3. ثبت محور الإبرة بإحكام باستخدام وسادة لاصقة معقمة صغيرة أو مشبك مخصص لمنع الانفصال أثناء التحفيز الكهربائي اللاحق وحركات الأطراف الدقيقة المحتملة.
4. تحقق من استقرار وضع الإبر من خلال ملاحظة تداخل عضلي موضعي طفيف ومؤقت عند الإدخال - وهو مؤشر فسيولوجي على الوضعية العضلية الصحيحة.
5. حافظ على تقنية معقمة صارمة طوال الوقت لمنع العدوى، خاصة في أنماط التحفيز المزمن^.
معلمات وتوصيل تحفيز الوخز بالإبر الكهربائية
1. توصيل المقبض المعزول للإبرة المدخلة بقناة إخراج الأنود (+) لجهاز تحفيز كهربائي قابل للبرمجة (مثل HANS Acupoint Volume Stipulator Nerve Triggerator، موديل LH202).
2. ضع قطب كاثود مرجعي (-)، عادة لوح صغير من الفولاذ المقاوم للصدأ أو قطب مشبك مغطى بهلام موصل، على الكف الخلفي النفس الجانب (مثل السطح الأخمصي بالقرب من الكعب).
3. تأكد من التلامس الآمن والمقاومة المنخفضة (<5 كيلو أوم) في كلا الموقعين. برمج المحفز لإنتاج نبضات ثنائية الطور ذات موجة مربعة (الأطوار الموجبة والسالبة المتوازنة) لتقليل استقطاب الأقطاب وتلف الأنسجة.
4. اضبط نموذج التحفيز على وضع التشتت الكثافة: انفجارات متناوبة بتردد 2 هرتز (تردد منخفض) لمدة 3 ثوان تليها 100 هرتز (تردد عالي) لمدة 3 ثوان.
  ملاحظة: هذا النمط الترددي المدمج (غالبا ما يرمز له ب 2/100 هرتز) ثبت تجريبيا أنه يعزز إفراز الأفيونات الداخلية (مثل β-الإندورفين، الإنكيفالين) والمونوأمين (مثل السيروتونين، النورإبينفرين) في الجهاز العصبي المركزي بشكل أكثر فعالية من الترددات الفردية فقط.
5. اضبط شدة التيار تدريجيا بدءا من 0.1 مللي أمبير حتى يلاحظ ارتعاش خفيف إيقاعي في الكف (ثني الأصابع أو الكاحل) بصريا - عادة ما يصل إلى ما بين 1.0 مللي أمبير في الفئران البالغة تحت التخدير الخفيف. تشير عتبة الارتعاش هذه إلى تجنيد كاف للفاحات الحركية والألياف الكبيرة ذات القطر الكبير المرتبطة بها (Aβ)، مما يؤكد التنشيط الفسيولوجي دون التسبب في ضيق أو مقاومة قوية. حافظ على هذه الشدة المحايرة طوال جلسة التحفيز التي تستمر 20 دقيقة²⁵^، ²⁶.
الضوابط الإجرائية الحيوية والمراقبة الفسيولوجية
1. تخفيف التحفيز من الآثار
  1. افصل فعليا كابلات EA عن معدات التصوير أو المسرح الرئيسي.
  2. تنفيذ تأريض قوي: قم بتوصيل طرف التأريض الخاص بالمحفز بأرضية أرضية مخصصة وضمان أن إطار المجهر ووسادة تسخين يشتركان في نقطة أرضية مشتركة.
  3. تزامن نبضات التحفيز زمنيا مع إشارة الفراغ في المجهر إذا كانت متوفرة، أو تستخدم معالجة الإشارة بعد الوقوع لإزالة التشوهات الكهربائية المتبقية من آثار الكالسيوم.
2. الاستقرار الفسيولوجي
  1. راقب باستمرار درجة حرارة الجسم الأساسية (تبقى عند 37.0 ± 0.5 درجة مئوية عبر وسادة تدفئة يتم التحكم بها بالتغذية الراجعة)، ومعدل التنفس (80-120 نفسا/دقيقة)، وSpO₂ (>95٪) طوال جلسة EA التي تستمر 20 دقيقة.
  2. حافظ على تخدير خفيف بالأيزوفلوران (1.0-1.5٪) للصموح أثناء التصوير والتحفيز المشترك. راقب باستمرار حركة الكف المستحثة؛ إذا انخفضت أو توقفت، تحقق من تلامس الإبر والمعاوقة، واضبط الشدة قليلا (≤0.1 مللي أمبير) للحفاظ على تنشيط حركي منتظم وخفيف.
  3. توقف عن التحفيز فورا إذا ظهرت علامات الضيق (مثل تسارع التنفس، أو مقاومة شديدة).
3. قابلية التكرار
  1. استخدم نفس نوع الإبرة، عمق الإدخال، نموذج المحفز، وطريقة المعايرة (عتبة حركة الكف) عبر جميع والجلسات. وثق شدة التحفيز النهائية المستخدمة لكل موضوع.
  2. امنح فترة تعافي لا تقل عن 5 دقائق بعد التحفيز قبل إنهاء التخدير أو إجراء إجراءات إضافية^27.28.

3. تصوير فوتونين خلال التصوير المبكر

تحضير، تثبيت الرأس، والصيانة الفسيولوجية
1. بعد ≥7 أيام من التعافي بعد الجراحة، تم تثبيت رأس فأر Thy1-GCaMP6f باستخدام قضيب الرأس المزروع داخل جهاز تثبيت مصمم خصيصا ومخمد للاهتزازات مركب على مرحلة XY محركية.
2. ضع بشكل مريح على جهاز مشي أسطواني منخفض الاحتكاك ومزيت بالهواء، مما يسمح بحركة الطرف الخلفي غير المقيد. حافظ على تخدير جراحي خفيف عبر توصيل مخروط أنف بمقدار 0.5-0.8٪ إيزوفلوران بنسبة 100٪ O₂. يقلل هذا الانخفاض من مستوى الأيزوفلوران من كبت النشاط العصبي مع ضمان عدم الحركة الكافية للتصوير عالي الدقة.
3. مراقبة وتسجيل درجة حرارة الجسم الأساسية باستمرار (تحافظ على 37.0 ± 0.2 درجة مئوية عبر وسادة تدفئة محكومة بالتغذية الراجعة)، ومعدل التنفس (100-140 نفسا/دقيقة)، وتشبع الأكسجين المحيطي (SpO₂ > 95٪).
4. ضع جل العيون لمنع جفاف القرنية أثناء التصوير المطول. تأكد من أن الطرف الخلفي من نفس الجانب من نافذة الجمجمة S1HL متاح لإدخال إبرة EA عند ST36.
5. اترك 15-20 دقيقة للاستقرار الفسيولوجي بعد تثبيت الرأس قبل بدء التصوير²⁹.
الاستهداف البصري والتحسين لتصوير الطبقات II/III
1. حدد بدقة المستوى البؤري لاكتساب إشارات عصبية عالية الجودة. اتبع إجراءات التحقق هذه.
  1. قلل من قوة الليزر إلى مستوى منخفض (عادة 10-20٪ من قوة التصوير، مثل 5-10 ميلي واط) لتجنب التبييض الضوئي غير الضروري والتلف الضوئي أثناء تحديد موقع الطائرة.
  2. باستخدام محرك محور Z لمجهر الفوتونين، حرك الهدف ببطء بخطوات ميكرونية. ابدأ من سطح نافذة الجمجمة وتقدم أعمق في نسيج الدماغ.
  3. في وضع المعاينة الحية ، حدد مستوى البؤرة باستخدام هذه المؤشرات البصرية كما هو موضح في الخطوات 3.2.1.4 و3.2.1.5.
  4. للحصول على المستوى البؤري الصحيح على طبقة سوما عصبية: تأكد من أن الصورة تظهر هياكل واضحة ومضيئة ومتقطعة (العقدة العصبية) تبدو دائرية أو بيضاوية مع تباين خلفية جيد. تأكد من أن حدود الخلايا حادة وتظهر مظهرا مميزا يشبه "الملح والفلفل".
  5. بالنسبة لمستوى بؤري غير صحيح: إذا بدت الصورة ضبابية أو متجانسة بدون هياكل متفرقة محددة جيدا، فعليك التعرف على أن التركيز في منطقة خالية من السوماتا. إذا كانت ظلال وعائية كبيرة وداكنة وغير منظمة مرئية، يمكنك تحديد ذلك كطبقة الأوعية الدموية.
2. التحقق من خط الأساس الفلوري المناسب
  1. تأكيد خط أساس فلوري صحي ومستقر قبل تطبيق أي منبه تجريبي لضمان تفسير صحيح لإشارات الكالسيوم اللاحقة (ΔF/F). قم بالخطوات 3.2.2.2-3.2.2.4.
  2. اضبط قوة الليزر إلى مستوى التصوير الرسمي (مثلا، 30-50 ميلي واط).
  3. احصل على صور لبضع ثوان في وضع معاينة سريع ومنخفض الدقة.
  4. راقب متوسط شدة الفلورة المعروضة في الوقت الحقيقي (أو راقب سطوع الصورة مباشرة). تحقق من أن الإشارة لا تزال مستقرة ولا تظهر علامات تبييض ضوئي سريع قبل الانتقال إلى جمع البيانات التجريبية.
3. ركز مجال رؤية التصوير داخل نافذة الجمجمة.
  1. ضع جل فوق صوتي أو ماء مقطر بين الهدف والغطاء للربط أثناء الغمر. باستخدام تباين تدرج Dodt بالأشعة تحت الحمراء أو إضاءة الفلورة فوق السطحية، حدد الأوعية الدموية السطحية ومحاذاة مجال الرؤية (FOV) لتجنب الأوعية السطحية الكبيرة (>20 ميكرومتر).
  2. التحول إلى وضع الإثارة بفوتونين باستخدام ليزر Ti:Sapphire قابل للضبط بنبض فيمتوثاني. اضبط طول موجة الإثارة إلى 920 نانومتر - وهو الأمثل لإثارة GCaMP6f (ذروة ~920 نانومتر) مع تقليل التألق الذاتي الأخضر وتلف الضوئي مقارنة بالأطوال الموجية الأقصر.
  3. قم بزيادة قوة الليزر تدريجيا (عادة 20-50 مليوواط تقاس عند العينة) مع التركيز عبر الجافة الشفافة على سطح القشرة (pia mater). ضبط موضع Z للهدف باستخدام جهاز تركيز نانوي كهروضغطي للوصول إلى عمق 200 ± 10 ميكرومتر تحت سطح العمود، وهو ما يتوافق مع الطبقة القشرية II/III.
  4. تأكيد العمق عبر كثافة وشكل الخلايا العصبية المميزة: مجموعة كثيفة من الخلايا العصبية الهرمية الصغيرة إلى المتوسطة (قطرها 10-15 ميكرومتر) مع شجرات قمم مرئية.
  5. تحسين إعدادات كسب طاقة الليزر وأنبوب مضاعف الضوء (PMT) لتحقيق فلورة أساسية قوية من GCaMP6f (F₀) دون تشبع (شدة البكسل ~50-70٪ من الحد الأقصى للكاشف) وخلفية دنيا^30,31.
    ملاحظة: أثناء التصوير، تم الحفاظ على متوسط القدرة لمصباح الإثارة على طول 920 نانومتر بدقة عند 30-50 ميلاواط عند الهدف. تم التحقق من هذا المستوى من القوة من خلال تجارب تجريبية على أنسجة حيوانية خضعت لإجراءات جراحية متطابقة، مما ضمن اكتساب الإشارة الفعال لفترات المسح التي تصل إلى 25 دقيقة مع تقليل تلف الضوء وتبييض الضوء بالفلورة.
بروتوكول اكتساب تصوير الكالسيوم عالي السرعة
1. قم بتكوين ماسح الرنين لاكتساب الإطارات عالية السرعة:
  حجم الإطار: 512 × 512 بكسل (مجال الرؤية النموذجي: ~450 × 450 ميكرومتر، حجم البكسل ~0.88 ميكرومتر)
  معدل الإطارات: 7 إطارات في الثانية (إطار في الثانية) يتم تحقيقه عبر المسح ثنائي الاتجاه (~14 كيلوهرتز معدل خط). هذا المعدل يأخذ عينات كافية من حركية التحلل في GCaMP6f (τ~500 مللي ثانية) مع موازنة نسبة الإشارة إلى الضوضاء (SNR) وتقليل التبييض الضوئي.
  زمن التوقف في البكسل: ~0.8 ميكروثانية (محسن لمعدل الضوضاء في الضوضاء عند 7 هرتز).
2. بدء الاستحواذ المستمر على التايم لابس باستخدام برامج الاستحواذ (مثل ScanImage، Prairie View). سجل فترة أساسية مدتها 5 دقائق قبل بدء تحفيز EA لتحديد ديناميكيات النشاط العصبي قبل التحفيز (F₀).
3. عند الدقيقة t = 5 دقائق، ابدأ تحفيز EA عند ST36 بينما يستمر التصوير دون انقطاع. جمع البيانات باستمرار طوال فترة تحفيز EA التي تستمر 20 دقيقة. مدة المسح الإجمالية = 25 دقيقة (1500 ثانية، ~10,500 إطار).
4. احفظ البيانات كمكدس متعدد TIFF أو صيغة ثنائية مملوكة مع طوابع زمنية مدمجة متزامنة مع نبضات تحفيز EA عبر قناة إدخال TTL.
5. مراقبة استقرار طاقة الليزر وانحراف التركيز (<2 ميكرومتر) في الوقت الحقيقي؛ توقف لفترة وجيزة لإعادة التركيز فقط إذا حدث انحراف كبير (مثلا، >5 ميكرومتر)، مع ملاحظة النقطة الزمنية³²^،³³.
تصحيح الحركة الدقيق والتسجيل المكاني
1. بعد الاستحواذ، يعالج مكدس التصوير الخام باستخدام NoRMCorre (تصحيح الحركة غير الصلب) في MATLAB لإزالة التشوهات المكانية الناتجة عن الحركات الدقيقة المتبقية (مثل التنفس، النبض).
2. أولا، قسم التكديس إلى رقع مكانية متداخلة (مثلا، 64 × 64 بكسل، وتداخل 50٪). لكل تحديث، احسب قالب مرجعي عن طريق متوسط إطارات عالية النسبة إلى الضوضاء من الفترة الأساسية.
3. باستخدام الارتباط المتقاطع القائم على فورييه، احسب إزاحات الانتقال X-Y لكل إطار بالنسبة للقالب. طبق هذه الإزاحات عبر استيفاء البكسلات الفرعية.
4. بعد ذلك، معالجة التشوهات غير الصلبة: نمذجة التشوهات المحلية داخل الرقع باستخدام تحويلات أفينية مجزأة (الترجمة + القص). قم بتحديث القالب بشكل تكراري لتحسين دقة التسجيل. المعايير الرئيسية:
  max_shift: 20 بكسل (حد للترجمة)
  max_dev: 3 بكسلات (أقصى انحراف غير صلب)
  bin_width: 50 إطارا (تجميع زمني لتحديثات القوالب)
5. تصور فعالية التصحيح من خلال فحص مخطط الارتباط بين الإطار (يجب أن يستقر حوالي 1.0 بعد التصحيح) وإنشاء خريطة فرق متوسط عرض الصورة (قبل وبعد التصحيح). احفظ التكديس المصحح بالحركة للتحليل اللاحق. تعد هذه الخطوة حاسمة لتحليل دقيق بكسلات لانتقالات الكالسيوم، خاصة أثناء الحركات الدقيقة للطرف الناتج عن EA.

4. تحليل الديناميكيات الزمانية المكانية

تخضع حزمة التصوير المصححة للحركة لتقسيم الخلايا العصبية آليا واستخراج الإشارة باستخدام خط أنابيب Suite2p (v0.12.3) في بايثون. تشمل مراحل المعالجة الرئيسية:

تحديد البصمة المكانية
1. تطبيق تحليل المصفوفة غير السالبة المقيد (CNMF) لتفكيك المكدس إلى مكونات مكانية.
2. تهيئة مناطق الاهتمام (ROIs) باستخدام نهج قائم على الترابط: ادمج البكسلات ذات الارتباط المكاني المتقاطع > 0.7 ونسبة SNR المحلية > 4 إلى عائد استثمار مرشح. التمييز بين العائد على الجاذبية الجسدية وبين التغصنات والمحاور العصبية حسب الحجم (قطر 8-15 ميكرومتر) والدائرية (عتبة الانضغاط >0.6).
تصحيح تلوث الخلايا العصبية
1. لكل عائد على العائد، حدد حلقة عصبية متحدة المركز (نصف قطر داخلي: 1.5× نصف قطر العائد على الاستثمار، نصف قطر الخارجي: 2.5× نصف قطر العائد على الداخل).
2. احسب معامل النيروبيل (r_neuropil) عبر انحدار المربعات الصغرى (أقل مربعات):
  F_corrected(t) = F_raw(t) - 0.7 × F_neuropil(t)
  (تم التحقق من المعامل تجريبيا لفئران Thy1-GCaMP6f).
فك الالتفاف الإشارة
1. استنتاج نشاط الارتفاع باستخدام OASIS (فك الالتفاف المنظم l₁) باستخدام نموذج AR(2) للضوضاء لتقدير احتمال الشوكة S(t) من مسارات ΔF/F:
  ΔF/F(t) = k ⋅ S(t) + b + ε
  حيث 'k' هي نواة الكالسيوم العابرة و ε هي ضوضاء غاوسي.
مراقبة الجودة
1. استبعد معدلات العائد على المؤشرات مع نسبة SNR <3، أو التداخل المكاني >30٪، أو ارتباط العصب العصبي >0.3. يتم إجراء التحقق البصري عبر واجهة المستخدم الرسومية^{Suite2p رقم 34}.
  تم توفير عمليات محددة وعناصر واجهة في الملف التكميلي 1. تم إدخال ملف TIFF المصحح بالحركة الذي تم إنشاؤه أعلاه مباشرة إلى خط أنابيب Suite2p. بينما تتضمن بيئة Suite2p المتكاملة تصحيح حركة صلب، تم تعطيل هذه الخطوة الداخلية الزائدة لأن تصحيحا غير صلب أكثر دقة تم تطبيقه بالفعل. يمكن العثور على عائد المؤشرات العصبية المستخرج تلقائيا في الملف التكميلي 2.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

التوصيف البنيوي لقشرة S1 والنشاط العصبي الأساسي
بدأنا بوضع أساس هيكلي ووظيفي عالي الدقة لتجاربنا التصويرية. كشف تحليل شكل الأنسجة عن اختلافات هيكلية واضحة بين تحضيرات النوافذ الجمجمية غير المطبقة (الشكل 2A) والطبقة المطبقة على غطاء (الشكل 2B). بينما أدى تطبيق الانزلاق الغطاء إلى ظهور تشوهات ضغط طفيفة (رؤوس الأسهم، الشكل 2B)، إلا أنه حافظ فعليا على السلامة الهيكلية العامة للمنطقة ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لسد الفجوة الحرجة في ملاحظة تأثيرات الوخز بالإبر الكهربائية (EA) على القشرة في الوقت الحقيقي، نقدم بروتوكولا متكاملا شاملا يجمع بين زرع النوافذ القحفية المزمن للوصول البصري، والتحفيز الموحد للضحية الدماغية، والتصوير الطولي بالكالسيوم ثنائي الفوتون الموجه للقشرة الحسية الجسدية الأولية (S1).

يقدم هذا البروتوكول المتكامل عدة مزايا واضحة مقارنة بالطرق التقليدية لدراسة تأثيرات EA القشرية. أولا، يوفر دقة مكانية زمانية غير مسبوقة، حيث يلتقط ديناميكيات النشاط العصبي ع...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد تم دعم هذا العمل بمنحة من المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (رقم 82405550). نشكر أعضاء مختبر تشانغ على النقاشات المفيدة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
Name	Company	Catalog Number	Comments
الكاربروفين	MCE	لا يوجد	5 ملغ/كغ لتخفيف الألم
الإطار الرقمي المجسم	الدفع الخلفي	كوبف موديل 1900
منبه الوخز بالإبر الكهربائية	HANS LH202 (نبضات ثنائية المراحل 2/100 هرتز)	لا يوجد	HANS LH202 (نبضات ثنائية المراحل 2/100 هرتز)
إيزوفلوران	الدفع الخلفي	R510-22-10	درجة طبية، 100٪ حامل أكسجين
نظام الحفر الدقيق	الدفع الخلفي		بربر كربيد 0.5 مم، مبرد بالمحلول الملحي
البوفيدون-يودين	MCE	HY-B2234	حل 10٪
ScanImage	ScanImage	https://scanimage.org/
محلول ملحي معقم	بيونتيان	ST341-500ml	0.9٪ NaCl
المجهر الجراحي	زايس	https://www.zeiss.com/meditec/en/products/surgical-microscopes.html	10-40&00 مرة؛ التكبير
فئران معدلة وراثيا من Thy1-GCaMP6f	سيجن	5523978	عمره 8-12 أسبوعا، ذكر/أنثى
المجهر ذو الفوتونتين	نيكون A1MP	نيكون A1MP	ليزر Ti:Sapphire (إثارة 920 نانومتر)

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Li, X., et al. A central and peripheral dual neuromodulation strategy in pain management of zoster-associated pain. Sci Rep. 14 (1), 24672(2024).
Xia, R., et al. Autonomic nervous system in bone remodeling: From mechanisms to novel therapies in orthopedic diseases. Orthop Surg. 17 (6), 1561-1576 (2025).
Arvanitidis, M., Falla, D., Sanderson, A., Martinez-Valdes, E. Does pain influence force steadiness? A protocol for a systematic review. BMJ Open. 11 (1), e042525(2021).
Urits, I., et al. An evidence-based review of galcanezumab for the treatment of migraine. Neurol Ther. 9 (2), 403-417 (2020).
Barbeau, E. J., Chauvel, P., Moulin, C. J., Regis, J., Liegeois-Chauvel, C. Hippocampus duality: Memory and novelty detection are subserved by distinct mechanisms. Hippocampus. 27 (4), 405-416 (2017).
Dannenberg, H., Young, K., Hasselmo, M. Modulation of hippocampal circuits by muscarinic and nicotinic receptors. Front Neural Circuits. 11 (7), 102(2017).
Shang, Q., et al. Erp evidence for consumer evaluation of copycat brands. PLoS One. 13 (2), e0191475(2018).
Shariff, S., et al. Advances in understanding the pathogenesis of epilepsy: Unraveling the molecular mechanisms: A cross-sectional study. Health Sci Rep. 7 (2), e1896(2024).
Wahl, A. S. State-of-the-art techniques to causally link neural plasticity to functional recovery in experimental stroke research. Neural Plast. 2018 (1), 3846593(2018).
Zheng, X. S., Yang, Q., Vazquez, A. L., Tracy Cui, X. Imaging the efficiency of poly(3,4-ethylenedioxythiophene) doped with acid-functionalized carbon nanotube and iridium oxide electrode coatings for microstimulation. Adv Nanobiomed Res. 1 (7), 2000092(2021).
De Pasquale, F., et al. A cortical core for dynamic integration of functional networks in the resting human brain. Neuron. 74 (4), 753-764 (2012).
Stamatakis, A. M., et al. Miniature microscopes for manipulating and recording in vivo brain activity. Microscopy (Oxf). 70 (5), 399-414 (2021).
Gu, Z., Jamison, K., Sabuncu, M. R., Kuceyeski, A. Human brain responses are modulated when exposed to optimized natural images or synthetically generated images. Commun Biol. 6 (1), 1076(2023).
Li, J., et al. Pedot:Pss-based bioelectronics for brain monitoring and modulation. Microsyst Nanoeng. 11 (1), 87(2025).
Lee, C. R., Najafizadeh, L., Margolis, D. J. Investigating learning-related neural circuitry with chronic in vivo optical imaging. Brain Struct Funct. 225 (2), 467-480 (2020).
Kirwan, P., et al. Development and function of human cerebral cortex neural networks from pluripotent stem cells in vitro. Development. 142 (18), 3178-3187 (2015).
Gomez, J., Neco, P., Difranco, M., Vergara, J. L. Calcium release domains in mammalian skeletal muscle studied with two-photon imaging and spot detection techniques. J Gen Physiol. 127 (6), 623-637 (2006).
Sylte, O. C., Muysers, H., Chen, H. L., Bartos, M., Sauer, J. F. Neuronal tuning to threat exposure remains stable in the mouse prefrontal cortex over multiple days. PLoS Biol. 22 (1), e3002475(2024).
Imori, T., Matsuda, H., Tohjo, M., Kamata, Y. An experimental production of suppurative otitis media in dog, and a trial to evaluate the therapeutic effect of cefmetazole on this otitis media. Jpn J Antibiot. 35 (9), 2277-2287 (1982).
Holtmaat, A., et al. high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window. Nat Protoc. 4 (8), 1128-1144 (2009).
Bray, M. A., et al. Cell painting, a high-content image-based assay for morphological profiling using multiplexed fluorescent dyes. Nat Protoc. 11 (9), 1757-1774 (2016).
Jirkof, P., et al. Assessment of postsurgical distress and pain in laboratory mice by nest complexity scoring. Lab Anim. 47 (3), 153-161 (2013).
Fang, K., Cheng, W., Yu, B. Effects of electroacupuncture at varied frequencies on analgesia and mechanisms in sciatic nerve cuffing-induced neuropathic pain mice. J Mol Neurosci. 74 (4), 98(2024).
Hsiao, I. H., Liao, H. Y., Lin, Y. W. Optogenetic modulation of electroacupuncture analgesia in a mouse inflammatory pain model. Sci Rep. 12 (1), 9067(2022).
Han, J. S. Acupuncture: Neuropeptide release produced by electrical stimulation of different frequencies. Trends Neurosci. 26 (1), 17-22 (2003).
Zeng, L. T., et al. Study on optimization of image processing parameters of pneumoconiosis by DR. Zhonghua Lao Dong Wei Sheng Zhi Ye Bing Za Zhi. 41 (12), 897-900 (2023).
Costa, F. F., et al. Identification of microRNAs as potential prognostic markers in ependymoma. PLoS One. 6 (10), e25114(2011).
Gazerani, P., Aloisi, A. M., Ueda, H. Editorial: Differences in pain biology, perception, and coping strategies: Towards sex and gender specific treatments. Front Neurosci. 15, 697285(2021).
Masamoto, K., Kanno, I. Anesthesia and the quantitative evaluation of neurovascular coupling. J Cereb Blood Flow Metab. 32 (7), 1233-1247 (2012).
Korsunsky, I., et al. sensitive and accurate integration of single-cell data with Harmony. Nat Methods. 16 (12), 1289-1296 (2019).
Theer, P., Hasan, M. T., Denk, W. Two-photon imaging to a depth of 1000 microm in living brains by use of a Ti:Al2O3 regenerative amplifier. Opt Lett. 28 (12), 1022-1024 (2003).
Grewe, B. F., Langer, D., Kasper, H., Kampa, B. M., Helmchen, F. High-speed in vivo calcium imaging reveals neuronal network activity with near-millisecond precision. Nat Methods. 7 (5), 399-405 (2010).
Pologruto, T. A., Sabatini, B. L., Svoboda, K. ScanImage: Flexible software for operating laser scanning microscopes. Biomed Eng Online. 2 (1), 13(2003).
Friedrich, J., et al. Multi-scale approaches for high-speed imaging and analysis of large neural populations. PLoS Comput Biol. 13 (8), e1005685(2017).
Tidball, P., et al. Differential ability of the dorsal and ventral rat hippocampus to exhibit group I metabotropic glutamate receptor-dependent synaptic and intrinsic plasticity. Brain Neurosci Adv. 1 (1), 2398212816689792(2017).
Yang, W., Yuste, R. Holographic imaging and photostimulation of neural activity. Curr Opin Neurobiol. 50 (1), 211-221 (2018).
Reismann, D., et al. Longitudinal intravital imaging of the femoral bone marrow reveals plasticity within marrow vasculature. Nat Commun. 8 (1), 2153(2017).
Pfeffer, C. K., Xue, M., He, M., Huang, Z. J., Scanziani, M. Inhibition of inhibition in visual cortex: The logic of connections between molecularly distinct interneurons. Nat Neurosci. 16 (8), 1068-1075 (2013).
Zhou, P., et al. Efficient and accurate extraction of in vivo calcium signals from microendoscopic video data. Elife. 7, e28728(2018).
Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice. Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).
Godenschweger, F., et al. Motion correction in MRI of the brain. Phys Med Biol. 61 (5), R32-R56 (2016).
Hattori, R., Danskin, B., Babic, Z., Mlynaryk, N., Komiyama, T. Area-specificity and plasticity of history-dependent value coding during learning. Cell. 177 (7), 1858-1872.e15 (2019).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

تصور الديناميكيات الزمانية المكانية لخلايا القشرة الحسية الجسدية أثناء الوخز بالإبر الكهربائية باستخدام التصوير الثنائي الفوتوني في الجسم الحي

In This Article

Summary

Abstract

Introduction

Protocol

Results

Discussion

Disclosures

Acknowledgements

Materials

References

Reprints and Permissions

Tags

Related Articles