مقالة منهجية

التنميط الكهربائي الفيزيولوجي اليقظ للقشرة الجبهية الأمامية البطينية في نموذج فأر للاكتئاب ومرض باركنسون

DOI:

10.3791/69366

⸱

ديسمبر 30, 2025

 ,  ,  , 
1Institute of Biomedical Research of Barcelona (IIBB), Spanish National Research Council (CSIC), 2August Pi i Sunyer Biomedical Research Institute (IDIBAPS), 3Biomedical Research Networking Center for Mental Health (CIBERSAM), ISCIII, 4Human Anatomy and Embryology Department, Faculty of Medicine, University of Valencia

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

باستخدام نموذج فأر يشبه مرض باركنسون (PD) يعبر بشكل مفرط عن الشكل الطافر A53T من ألفا-سينوكلين الإنسان (h-α-Syn) في نواة الراف الظهرية (DR)، طورنا طريقة تسجيل كهربائية فسيولوجية للتحقيق في دور دائرة القشرة الجبهية الأمامية البطنية (vmPFC)-DR في اضطرابات الاكتئاب/القلق في مرض باركنسون.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

بينما يعرف مرض باركنسون (PD) بشكل أساسي كاضطراب حركي، إلا أن الأعراض غير الحركية غالبا ما تظهر قبل العجز الحركي وتؤثر بشكل كبير على تقدم المرض، وتكون ضرورية في جميع مراحل المرض. من بين هذه الأعراض، يعد الاكتئاب والقلق من أكثر الأعراض انتشارا ويسببان عبء أعراض أعلى لدى النساء مقارنة بالرجال. غالبا ما ترتبط التغيرات في النظام السيروتوني (5-HT) باضطرابات المزاج، وقد لوحظت تراكمات α-سينوكلين (α-Syn) في نوى الرافيه 5-HT لدى مرضى باركنسون (PD) والاكتئاب. لذلك، فإن فهم الدوائر العصبية التي تكمن وراء هذه الأعراض غير الحركية أمر بالغ الأهمية.

هنا، نقدم بروتوكولا محسنا لدراسة دور دائرة نواة الرافيه الظهرية (DR) في القشرة الجبهية الأمامية البطنية (vmPFC) في اضطرابات المزاج المرتبطة بمرض باركنسون باستخدام نموذج فأر أنثى يبالغ في التعبير عن شكل A53T الطافر من α-syn البشري (h-α-Syn) في DR. تسمح طريقتنا بتقييم عالي الدقة لنشاط الخلايا العصبية في القشرة تحت الحفلية (IL) وما قبل الحوفي (PL) تحت كل من الظروف القاعدية وأثناء التكييف النفعي والانقراض. باستخدام نموذج التكييف الحسي بضوء النغمة في الفئران المستيقظة والمثبتة على الرأس، نستخدم مجسات كهربائية متعددة القنوات لتسجيل الاستجابات العصبية. أجريت التجارب في ممرات الواقع الافتراضي، حيث جمعت بين جهاز المشي الأسطواني وشاشة بصرية مزدوجة للحفاظ على التفاعل السلوكي مع ضمان التحكم الدقيق في المحفزات الحسية وثبات التسجيل.

يبني هذا البروتوكول على المشاركة الراسخة لقشرة IL وPL في تكييف الخوف والانقراض، ويوفر إطارا قويا لفحص النشاط العصبي الديناميكي في الدوائر المتورطة في السلوكيات الاكتئابية والمشابهة للقلق في اضطرابات باركنسون. من خلال تمكين القياسات السلوكية والكهربائية الفيزيولوجية المتزامنة في ظروف مضبوطة، يوفر هذا النهج أداة قوية لتوضيح الآليات العصبية البيولوجية للأعراض غير الحركية في باركنسون ولاختبار التدخلات المحتملة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

مرض باركنسون (PD) هو اضطراب حركي، لكن من المعروف أن الأعراض غير الحركية تسبق المظاهر الحركية وتكون حرجة في جميع مراحل المرض 1,2,3,4. من بين هذه الأعراض، يعد الاكتئاب والقلق من أكثر الأعراض النفسية شيوعا، حيث يؤثر بشكل كبير على جودة حياة مرضى باركنسون ويؤدي إلى عبء أعراض أعلى على النساء مقارنة بالرجال5. على الرغم من ذلك، غالبا ما يتم تشخيصهم بشكل كاف وعلاج غير كاف6. لهذه الأسباب، من الضروري فهم علم الأعصاب والدوائر المرتبطة بالأعراض النفسية العصبية لمرض باركنسون من أجل تصنيف المرضى وتقديم رعاية أكثر تخصيصا لهم.

على الرغم من أن سبب مرض باركنسون لا يزال غير واضح جزئيا، إلا أنه تم تحديد عدة سمات عصبية مرضية رئيسية. يتميز المرض بالتدهور التدريجي وفقدان الخلايا العصبية والألياف الدوبامينية (DA) في الجهاز الأنيغروسترياتلي، مما يؤدي إلى العجز الحركي النموذجي المرتبط بمرض باركنسون 7,8. ومن السمات المميزة الأخرى لمرض باركنسون وجود أجسام ليوي (LB) وعصبيات ليوي — وهي شوائب داخل خلايا تتكون من تجمعات بروتين ليفية — تتكون أساسا من بروتين α-سينوكلين (α-Syn)9,10. تكشف دراسات التصوير العصبي أيضا أن أنظمة الناقلات العصبية الأخرى تتأثر — حتى قبل تدخل DA — من بينها نظام السيروتوني (5-HT) 11,12,13. ترتبط التغيرات في النظام السيروتونالجي (5-HT) عادة باضطرابات المزاج، وقد تم اكتشاف ترسبات α-سينوكلين (α-Syn) في نوى الرافيم 5-HT لدى أشخاص تم تشخيصهم بمرض باركنسون (PD) والاكتئاب14.

تعد نوى الرافيه الظهرية (DR) أكبر نواة 5-HT في RN15، وتلعب دورا حيويا في تنظيم المشاعر، والإدراك، والمكافأة، والعدوانية، والتفاعلات الاجتماعية. وبالتالي، يرتبط الخلل في الجمهورية الديمقراطية باضطرابات نفسية عصبية مثل التوتر والقلق والاكتئاب. في هذه المرحلة، من المهم التأكيد على العلاقة الوظيفية والتشريحية القوية ثنائية الاتجاه بين القشرة الجبهية الأمامية (PFC)، وهي منطقة دماغية ضرورية لوظائف الدماغ من الدرجة الأعلى. بينما ترتبط المناطق الظهرية الأعلى في PFC بالوظائف الإدراكية، تلعب المناطق البطنية (vmPFC) دورا أساسيا في تنظيم المشاعر، والتحكم في الحركة، والذاكرة، واتخاذ القرار17,18. لذلك، يؤثر vmPFC وDR معا بشكل كبير على المزاج، ويرتبط النشاط التغير في هذه الدائرةبأعراض اكتئابية. علاوة على ذلك، ثبت أن تراكم الأشكال المجمعة من α-Syn في خلايا 5-HT في الممرض الريبي يسبب القلق والأنماط الظاهرية الشبيهة بالاكتئاب 19,20,21.

باستخدام نموذج فأر أنثى مصابة بمرض باركنسون مع نمط ظاهري اكتئابي يعبر بشكل مفرط عن شكل A53T الطافور من α-syn البشري (h-α-Syn) في DR عبر ناقل فيروسي مرتبط بالغدد (AAV)، طورنا طريقة تسجيل كهربائية فيزيولوجية. تهدف هذه الطريقة إلى دراسة دور دائرة vmPFC-DR في اضطرابات الاكتئاب/القلق في حالات باركنسون. يتضمن هذا النهج تقييم النشاط العصبي للقشرة تحت الحشفية (IL) وقبل الحفلية (PL) في الفئران المستيقظة من خلال تسجيلات جهود الحقل الأحادية والمحلية (LFPs). يتم ذلك باستخدام مسبار متعدد القنوات بالتزامن مع جهاز عرض الواقع الافتراضي. مع الاعتراف بمشاركة قشرتي PL وIL في التكييف الكربي، نقيس أيضا نشاطهما خلال هذا النموذج لتقييم وظيفتهما في المواقف المجهدة. من الضروري فهم أن PL هو الذي يحرك بشكل أساسي الاستجابات المشروطة، بينما تلعب قشرة IL دورا رئيسيا في انقراض هذه الاستجابات22,23.

يصف البروتوكول التالي خطوات زرع قضيب الرأس وتسجيل النشاط الكهربائي لقشرتي PL وIL بشكل حاد في الجسم الحي. نحقق ذلك باستخدام ممر الواقع الافتراضي، الذي يجمع بين جهاز مشي أسطواني للفئران المثبتة على الرأس مع شاشة بصرية مزدوجة. ينظم البروتوكول إلى أربع مراحل رئيسية: (1) جراحة زرع قضيب الرأس، (2) التعويد، (3) التسجيل واكتساب الإشارات، و(4) تحليل البيانات: فرز الأشواك ومعالجة البيانات مسبقا.

بعد ثلاثة أسابيع من تحفيز فرط تعبير h-α-Syn في نظام 5-HT في الدماغ، تخضع الفئران لجراحة زرع قضيب الرأس، والتي تمكن من تثبيت الرأس لاحقا. بعد فترة تعافي مدتها أسبوع، تعتاد الفئران لمدة 4 أيام على كل من المجرب وجهاز المشي ونظام تثبيت الرأس. في يوم التسجيل، يستخدم هذا الإعداد لتسجيل النشاط العصبي من قشرتي PL وIL تحت الظروف الأساسية وأثناء التكييف الهجومي. تتم معالجة البيانات العصبية الخام عبر فرز الأشواك التلقائي باستخدام Kilosort4 تليها التنظيم اليدوي في Phy2، لاستخراج عناقيد وحدة واحدة عالية الجودة لمزيد من التحليل (الشكل 1).

يقدم بروتوكول التسجيل المقترح vmPFC متعدد القنوات اليقظ والمثبت على الرأس عدة مزايا مقارنة بالبدائل الكلاسيكية مثل التحضيرات المخدرة أو خارج الجسم الحي، والتسجيلات اللاسلكية في الحرة. على عكس أساليب التخدير أو خارج الجسم الحي، تسمح هذه الطريقة بتقييم نشاط vmPFC تحت التحفيز البصري والسمعي المسيطر عليه داخل بيئة الواقع الافتراضي، وهو أمر ضروري لتنفيذ نماذج التكييف النفهي24,25. على عكس التسجيلات الحرة الحرة، يوفر التكوين المثبت على الرأس تحكما تجريبيا دقيقا في المدخلات الحسية وظروف المهام، مما يقلل من التغيرات ويتيح هياكل التجارب المتسقة. علاوة على ذلك، يقلل تثبيت الرأس من خطر انقطاع المهام الذي يلاحظ في النماذج الحرة الحرة، خاصة تحت التحفيز النفوري، مع السماح بتسجيلات متعددة القنوات عالية العائدومستقرة 26.

من منظور عملي، يتطلب هذا البروتوكول أن تعتاد على تثبيت الرأس والجري على جهاز المشي، لكنه يستفيد من أنظمة تثبيت الرأس المتوفرة تجاريا وبأسعار معقولة نسبيا تتضمن أجهزة مشي أسطوانية. وهذا يجعل النهج متاحا للمختبرات الصغيرة، حيث يمكن إعادة استخدام المجسات عدة مرات (حتى ~10 إدخالات)، مما يقلل التكاليف بشكل كبير مقارنة بالزرعات المزمنة التي تتحرك بحرية. وبالتالي، توفر هذه الطريقة توازنا بين التحكم التجريبي، والصلة السلوكية، والفعالية من حيث التكلفة. عامل آخر يجب أخذه في الاعتبار هو تطبيق نموذج التكييف النفوري. في هذه الدراسة، استخدمنا تصميما تجريبيا بناء على نفور القوارض الطبيعي للضوء: 10 نغمات سمعية (محفزات مشروطة) تلتها تعرض قصير لضوء قوي (منبه غير مشروط). على الرغم من أن هذا النمط أقل إجهادا من طرق التكييف الكلاسيكية الأخرى، مثل تلك التي تتضمن الصدمات الكهربائية، إلا أنه يشكل عامل ضغط أكثر تشابها في العالم الحقيقي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أجريت جميع التجارب مع مجموعات ضابطة متطابقة في الأعمار، وصممت إجراءات وفقا لقواعد 3R؛ أجريت وفقا للإرشادات الأخلاقية المنصوص عليها في توجيه الاتحاد الأوروبي 2010/63 (22 سبتمبر 2010)، والتشريعات الإسبانية (RD 1201/2005، L.32/2007، وL.6/2013) وتمت الموافقة عليها من قبل Generalitat Valenciana (ES462500001003؛ المرجع 2023-VSC-PA-0073)، ولجنة الأخلاقيات الحيوية المحلية في جامعة فالنسيا (المرجع A20230214153605).

ملاحظة: لضمان السلامة ومنع التلوث، ارتد طوال العملية معدات الحماية الشخصية، بما في ذلك القفازات والأحذية القصيرة ذات الاستخدام الواحد، ومعطف مختبر، وقناع، وشبكة شعر. استخدم أنظمة استعادة الأدوية البيطرية للتخلص من البقايا الناتجة عن استخدامها، وفقا للوائح المحلية وبرامج الاسترداد الوطنية المعمول بها.

1. توليد نماذج الفأرة

ملاحظة: تم إيواء الإناث البالغات C57BL/6J (عمرها 9 أسابيع) تحت ظروف بيئية مضبوطة (22 ± 1 درجة مئوية؛ دورة ضوء/ظلام 12 ساعة) مع إمكانية الوصول إلى الطعام والماء بحرية مفادمة.

  1. تحت تخدير إيزوفلوران (4٪ للتحفيز، 2٪ للصيانة) في غرفة تخدير الفأر، يتم تعيين الفئران عشوائيا لتلقي حقن ميكروكية ستيريوتاكسية في DR (الإحداثيات بالنسبة للبريغما: الأمام الخلفية [AP] −4.5 مم، متوسط الجانب [ML] −1.0 مم، الظهر البطني [DV] −3.2 مم؛ زاوية الحقن: 20°) باستخدام حقن دقيق آلي بمعدل تدفق 0.4 ميكرولتر/دقيقة، كما هو موضحسابقا 19، 27، 28.
  2. تأكد من أن كل فأر يحصل على حجم إجمالي قدره 0.6 ميكرولتر من فيروس مؤتلف مرتبط بالغدية من النوع المصلي 1/2 (AAV1/2؛ تركيز: 5.16 × 1012 gp/mL) يشفر الشكل الطافور A53T من h-α-Syn البشري، لتحفيز فرط التعبير في خلايا 5-HT في DR (n = 4) أو متجه AAV1/2 فارغ يحتوي على حمض نووي غير مشفر (AAV-EV)، يستخدم كمجموعة ضابطة (n=5).
  3. لمنع الارتجاع، حافظ على الإبرة في مكانها لمدة 8 دقائق إضافية قبل سحبها ببطء بمعدل 320-400 ميكرومتر/دقيقة.
    ملاحظة: للسلامة، تأكد من أن أنظمة التنظيف تعمل بشكل صحيح لالتقاط أبخرة التخدير قبل أي جراحة تجسيدية (القسمين 1 و2). في حالة تسرب الأيزوفلوران أثناء إعادة تعبئة جهاز التبخير، قم بتنظيفه فورا باستخدام مادة خاملة وماصة مثل نشارة الخشب. استخدم أنظمة سحب الأدوية البيطرية للتخلص من مرشحات الإيزوفلوران وأي بقايا ناتجة عن استخدامها، وفقا للوائح المحلية.

2. جراحة زرع قضيب الرأس

ملاحظة: قم بإجراء جراحة زرع قضيب الرأس باتباع الخطوات أدناه، بعد 3 أسابيع من إنشاء نموذج الفأر.

  1. التحضير قبل الجراحة والتخدير
    1. تخدير باستخدام الإيزوفلوران (4٪ للتحفيز، 1.5-2٪ للصيانة) الذي يتم توصيله عبر جهاز تبخير إيزوفلوران.
    2. ضع الفأر في جهاز الستيريتاكسي على وسادة تدفئة للحفاظ على درجة حرارة الجسم طوال العملية.
    3. افتح فم الفأر بلطف لوضع أسنانه على قضيب العض وثبت القناع المتصل بجهاز التخدير، لضمان توصيل الإيزوفلوران المستمر لصيانة التخدير.
    4. ضع قطرات العين لمنع تقرحات العين.
    5. أعط مسكنات الألم قبل 10 دقائق على الأقل من الشق عبر حقن تحت الجلد من بوتورفانول (5 ملغ/كغ في محلول ملحي).
    6. ضع ليدوكائين إقليمي (0.03 مل في كل أذن، 4 ملغ/كغ، لا تتجاوز الجرعات القصوى 7 ملغ/كغ أو كريم ليدوكائين/بريلوكائين [25 ملغ/جم ليدوكائين و25 ملغ/جم بريلوكائين]) على الأذن الداخلية لتقليل الانزعاج الناتج عن قضبان الأذن.
  2. تموضع الستيريوتاكسي وتحضير الجمجمة
    1. ضع قضبان الأذن لتثبيت الرأس بإحكام، لضمان التماثل وأقل حركة ممكنة.
    2. اضبط قضيب القاطع لجعل البريغما واللامبدا في نفس المستوى الأفقي، مع التأكد من أنهما على خط المنتصف.
    3. أكد التحريض بالتخدير بفحص فقدان انسحاب الدواسات، وردود الفعل الخشوشية، وانخفاض معدل التنفس، وغياب حركة الشارب.
    4. تأكد من وضع الفأرة بشكل صحيح في إطار الستيريوتاكسيك مع ضبط قضبان الأذن بعناية.
    5. احلق منطقة الجراحة وقم بتعقيمها باستخدام محلول مطهر (بوفيدون-يودين يليه إيثانول بنسبة 70٪) لتقليل خطر العدوى.
    6. قم بعمل شق في منتصف فروة الرأس واسحب الأنسجة الأساسية بلطف لكشف الجمجمة مع الحفاظ على التومات. تأكد من أن الجلد مفتوح بما يكفي لرؤية الحواف الجدارية الصدغية. لتحقيق ذلك، ضع أربعة مشابك بولدوج دقيقة على اللفافة تحت الجلد لتعظيم التعرض.
    7. نظف وجفف الجمجمة المكشوفة جيدا لرؤية واضحة للمعالم التشريحية (بريغما ولامبدا).
    8. تسوية الجمجمة في المحور الأمامي الخلفي عن طريق محاذاة البريغما واللامبدا في نفس المستوى الأفقي.
    9. تسوية الجمجمة في المحور الجانبي المتوسط بمطابقة عمق كلا الحواف الجدارية الصدغية.
  3. الحفر ووضع الزرعات
    1. احفر فتحة قطرها 1 مم فوق VMPFC عند الإحداثيات AP: +1.75; ML: −0.4; DV: +3.1 (الشكل 2). استخدم الذراع الستيريوتاكسي لتحديد الرؤوس الأربعة بالحبر لتوجيه إدخال مجسات السيليكون في يوم التسجيل. بالإضافة إلى ذلك، ارسم عرضا عن طريق ربط النقاط الموصوفة سابقا بمشرط ووضع كمية كبيرة من الحبر ليخترق الشقوق، مما يضمن بقاء العلامات مستقرة. أزل أي حبر زائد باستخدام قطعة قطن مبللة بنسبة 70٪ كحول.
    2. احفر ثقبين إضافيين في المنطقة الخلفية للجمجمة فوق المخيخ. أدخل سلكا يدويا في كل فتحة للرجوع إليها مستقبليا والتأريض (الشكل 2)، على التوالي.
      1. بدلا من ذلك، استخدم براغي من الفولاذ المقاوم للصدأ (الفولاذ المقاوم للصدأ A2، M1 × الحجم 2، أو الفولاذ المقاوم للصدأ 18-8، قطر 0.061" × طول 3/16") أو الكنزات الذكرية المصنوعة من الفولاذ المقاوم للصدأ. بغض النظر عن الخيار، تأكد من أن العنصر الذي يوفر الاتصال الكهربائي يبقى على اتصال مباشر مع سطح الدماغ دون الضغط لتجنب تلف الأنسجة، أو الإضرار برفاهية، أو التأثير سلبا على جودة التسجيل.
    3. اصنع أخاديد ضحلة على الجمجمة المكشوفة باستخدام مشرط لزيادة مساحة السطح لتحسين التصاق الزرعة.
    4. ضع راتنج لاصق الأسنان الوسيط على الجمجمة المنظفة والمجففة في طبقتين متسلسلتين: أولا بخليط القاعدة-المحفز لتجف تماما، ثم بالخليط المحتوي على المسحوق، لضمان تغطية السطح بالكامل وحواف الجمجمة. تحقق باستخدام الملقط من أن الرابط اللاصق بين الجمجمة والأسمنت المستقبلي قد تصلب بالكامل قبل المضي قدما.
    5. ضع قضيب رأس من الفولاذ المقاوم للصدأ بين فتحة تسجيل PFC وفتحات التأريض المرجعية (الشكل 2). محاذاة قضيب الرأس مع ذراع الستيريوتاكسي لضمان أنه على مستوى الجمجمة تماما، مما يحافظ على إحداثيات ستيريوتاكسي دقيقة أثناء تثبيت الرأس وإدخال مسبار السيليكون.
    6. اربط جميع المكونات المعدنية بالجمجمة باستخدام أسمنت السن، مع تجنب أي خرسانة تدخل فتحة التسجيل بعناية.
    7. غط عملية فتح الجمجمة باستخدام سيليكون جراحي ثنائي المكون.
      ملاحظة: إذا تم اتباع جميع الخطوات بعناية، من المتوقع أن تستمر عملية زرع ووظيفة قضيب الرأس اللاحقة دون مضاعفات، مع معدل نجاح تقديري يزيد عن 95٪.
  4. الرعاية بعد العملية
    1. راقب تعافي الفئران بعناية بعد جراحة الدماغ، لضمان استعادة وعيه والحفاظ على درجة حرارة الجسم وتجربة تخفيف الألم.
    2. الفئران المنزلية بشكل فردي في أقفاص ومراقبتها حتى التعافي الكامل.
    3. أعط البوتورفانول تحت الجلد (5 ملغ/كغ في محلول ملحي) كل 12 ساعة لمدة 3 أيام بعد الجراحة.
      ملاحظة: (حرج) طوال العملية الجراحية، راقب العلامات الحيوية باستمرار (معدل ضربات القلب والتنفس، تشبع الأكسجين، وضغط الدم). ضع قطرات العين عند الحاجة لمنع جفاف أو تلف القرنية.

3. التعود

ملاحظة: بمجرد استعادة الفئران لوزنها قبل الجراحة (حوالي 5 إلى 7 أيام بعد الجراحة)، ابدأ بروتوكول التعود لمدة 4 أيام لتأقلم تدريجيا مع الإعداد التجريبي.

  1. اليوم الأول: أجري جلستين للتعامل مدة كل منهما 10 دقائق، مع فترة راحة لمدة ساعة بين الجلسات لتعريف الفئران بالمجرب. المس الفأر بلطف وهو على الساعد لتعويده على المجرب.
  2. اليوم الثاني: أجري جلستين للتعامل مدة كل منهما 5 دقائق. بعد كل جلسة، أمسك الفأرة بلطف من قضيب الرأس بفواصل زمنية مدتها 10 ثوان لمدة 5 دقائق إجمالا.
  3. اليوم الثالث: بعد جلسة تحكم قصيرة، اسمح للفئران بالجري بحرية على جهاز المشي لمدة 7 دقائق. ثم ثبت الرأس وأبق الفئران في وضعية الرأس الثابتة لمدة 5 دقائق.
  4. اليوم الرابع: أجري جلسة جري على جهاز المشي على جهاز المشي المثبت لمدة 15 دقيقة.
    ملاحظة: (حرج) يجب سحب التي تظهر فقدانا مفرطا للوزن، أو الحلاقة، أو سلوك استكشافي، أو انخفاض الحركة، وفقا لإرشادات رفاهية المعتمدة، من الدراسة. يجب أن يبقى الزرع مستقرا تماما. أي إزاحة تتطلب استبعاد من الدراسة، لأنها قد تتلف المسبار متعدد القنوات أثناء التسجيل و/أو تؤدي إلى إشارات غير مستقرة وصاخبة.

4. تحضير المجس

ملاحظة: لتوصيل المجس بالمحولات (الشكل 3A) اتبع الخطوات التالية:

  1. قم بتوصيل محول/الموصل المجبار بمحول ذراع الستيريوتاكسيك.
  2. قم بربط محول مسرح الرأس (كل منهما Om32) مع محول المجس (الشكل 3A)، لضمان تطابق الاتجاه وتجنب القوة الزائدة.
  3. وصل المجس بالمحول (الشكل 3B). لتمكين تسجيل متزامن من منطقتي IL وPL عند 64 عمقا مختلفا، استخدم مسبار سيليكون ذو ساق واحدة و64 قناة (طول الساق: 8 مم؛ سمك الساق: 15 ميكرومتر) (الشكل 4A).
  4. لتسهيل تحديد موقع المجس لاحقا، قم بتغطية المجس بصبغة فلورية متوافقة نسيجيا أو جسيمات مغناطيسية حديدية، مما يمكن التحقق الفوري من موقع التسجيل.
  5. تطبيق الصبغة بإحدى الطرق التالية:
    1. اغمس الساق بالكامل في المحلول.
    2. أطلق قطرة صغيرة من المحلول من ميكروبايبت على المجس وافرها على طول الساق.
    3. استخدم فرشاة دقيقة مغموسة في المحلول لطلاء الجزء الخلفي من المجس.
    4. في الخطوات 4.5.2 و4.5.3، طبق على الأقل ثلاث ضربات لضمان الطلاء الصحيح للساق.
      ملاحظة: الخطوات من 4.1 إلى 4.3 مطلوبة فقط في المرة الأولى التي يستخدم فيها المجس، حيث يمكن إعادة استخدامها عبر جلسات تسجيل متعددة. بعد التسجيل، يتم فصل كابلات واجهة الطرف التسلسلي (SPI) مع إبقاء المجس متصلا بالمحول والمحولات المركبة على محول ذراع الستيريوتاكسيك.

5. التسجيل واكتساب الإشارة

  1. مراقبة دورة الشبق باستخدام بروتوكول غير جراحي يعتمد على تصنيف الخلايا في مسحات المهبل لضمان أن الإناث في مرحلة الديستروس29,30.
  2. ثبت في وضع مثبت على الرأس على جهاز مشي أسطواني مدمج مع إطار ستيريوتاكسي (الشكل 4B). تأكد من محاذاة جهاز المشي والإطار بشكل صحيح لتوفير الاستقرار والمقارنة بين المواضيع.
  3. لتسجيل واكتساب الإشارات، اتبع الخطوات 5.3.1-5.3.15.
    1. استخدم عدسة مكبرة لضمان بقاء الزرعة غير قادرة على الحركة تماما.
    2. تركيب مجموعة المجس — التي تتكون من المجس والمحولات ومحولات المسرح الأمامي — على ذراع المحول في إطار الستيريوتاكسيك.
    3. توصيل كابلات SPI، التي كانت مرتبطة سابقا بلوحة الاستحواذ، إلى المراحل الرأسية (الشكل 3B). احتفظ بسجل لكابل SPI المتصل بكل منصة رئيسية، حيث أن هذا التوافق ضروري للحفاظ على ترتيب الأقطاب أثناء الفرز التلقائي للمسامير لاحقا.
    4. قم بتوصيل السلك الأرضي من محول المجس إلى الجسر الذكري من نفس الجانب إلى نصف الكرة المسجل، والسلك المرجعي على الجانب المقابل. ضع كمية صغيرة من صفيح اللحام على السلك المدمج في الدماغ، ثم ضع الحرارة لفترة وجيزة لتثبيت الاتصال. تجنب الحرارة الزائدة لمنع تلف الأنسجة الأساسية أو إلكترونيات المحول.
    5. ضع عدسة مكبرة لرؤية الثقب الموجود لإدخال المجس في قشرتي PL وIL. تأكد من بقاء معالم الحبر واضحة في جميع الأوقات للحفاظ على إحداثيات ستيريتاكسي دقيقة أثناء العملية.
    6. وجه المجس إلى مركز فتحة vmPFC باستخدام الذراع الستيريوتاكسي والمعالم المحددة مسبقا.
    7. ضع المجس بعناية في مركز عملية فتح الجمجمة ولمس سطح الدماغ بلطف. ضع محلول ملحي دافئ على الأنسجة المكشوفة لمنع الجفاف.
    8. ابدأ بخفض المجس بمعدل 50 ميكرومتر/دقيقة لمدة 4-5 دقائق لتقليل التهاب الأنسجة. تأكد من أن ساق المجس لا تنحني أثناء هذا الإدخال الأولي.
    9. قس مقاومة مواقع التسجيل وقارن القيم مع تلك التي تقدمها الشركة المصنعة. يضمن هذا التقييم الأولي أن القنوات الأولى التي تصل إلى الدماغ لم تتعرض للتلف أو الانسداد أثناء الإدخال.
      ملاحظة: (حرج) يجب مقارنة ممانعات الأقطاب الكهربائية مع قيم الأساس للشركة المصنعة. الانحرافات التي تصل إلى ~30٪ مقبولة عموما ولا تؤثر على التسجيلات. الزيادات بين 30-100٪ يمكن أن تكون قابلة للاستخدام، لكنها تستحق الحذر والمراقبة الدقيقة. التغييرات التي تتجاوز 100٪ غالبا ما تشير إلى تلف أو انسداد، ويجب اعتبار المواقع المتأثرة غير موثوقة. في مثل هذه الحالات، يجب تنظيف المجس لتقليل الممانعة كما هو موضح سابقا. إذا لم يكن بالإمكان استعادة الممانعات إلى النطاق المقبول، يجب التخلص من المجس. ومع ذلك، في النهاية، فإن الباحث هو ما يفكر فيه عدد القنوات غير الموثوقة التي يمكن تحملها قبل التخلص من المجس؛ من المعايير الشائعة أن لا ينبغي اختراق أكثر من ~10٪ من القنوات.
    10. استمر في خفض المجس بمعدل 50 ميكرومتر/دقيقة مع مراقبة الإشارة الحية من القنوات الداخلة إلى الدماغ. تحقق من أن هذه الإشارات تشبه تلك الموجودة في القنوات التي تم تقييمها سابقا لتأكيد الإدخال الصحيح.
    11. تقدم المجس حتى يصل إلى عمق +3.1 مم DV، مع الحفاظ على ترطيب عملية فتح الجمجمة بتطبيق محلول ملحي دافئ طوال فترة النزول.
    12. أزل العدسة المكبرة وقم بإزالة أي مصادر أخرى للضوضاء الكهربائية من الغرفة.
    13. أعد قياس المقاومة للتحقق من عدم وجود أي مواقع تسجيل تم حجبها أثناء خفض المجس.
    14. راقب الإشارة من 4-5 قنوات متتالية كمرجع وانتظر 90-120 دقيقة لتثبيت إشارة المجس. بعد فترة التثبيت هذه، تحقق من أن انحراف الإشارة يكون ضئيلا لضمان أن ترتيب المسامير التلقائي اللاحق يمكنه عزل مجموعات الوحدة الواحدة بشكل موثوق.
    15. أعد قياس المقاومة قبل بدء جمع البيانات لتأكيد الظروف المناسبة لموقع التسجيل وتحديد قياس المعاوقة الأساسي. ضع محلول ملحي دافئ بانتظام لمنع جفاف الأنسجة. احفظ التسجيل كملف ثنائي (مثل .dat أو .bin) لتسهيل المعالجة المسبقة للبيانات لاحقا.
  4. بمجرد الاستقرار، اتبع الخطوات 5.4.1-5.4.6.
    1. سجل النشاط العصبي الأساسي لمدة 30 دقيقة (الشكل 4C).
    2. ابدأ بروتوكول التكييف السلبي باستخدام الأردوينو، بعد 30 دقيقة من التسجيل الأساسي. يتكون هذا من 10 نغمات سمعية (10 نغمات لكل نغمة)، تعطى مرة واحدة في الدقيقة لمدة 10 دقائق. يتبع كل نغمة مباشرة منبه ضوئي مدته 10 ثوان يعرض عبر شاشات متاهة الواقع الافتراضي (الشكل 4C).
    3. سجل النشاط العصبي لمدة 10 دقائق دون أي محفزات تكييفية.
    4. سجل نشاط قشري PL وIL خلال بروتوكول الانقراض، حيث يتم عرض 10 نغمات سمعية دون التحفيز الضوئي اللاحق.
    5. سجل النشاط العصبي لمدة 10 دقائق أخرى في غياب أي محفزات.
    6. أوقف التسجيل.
  5. إجراءات ما بعد التسجيل: بعد إكمال جلسة التسجيل، اتبع الخطوة 5.5.1.
    1. سحب المجسات: ضع محلول ملحي دافئ واسحب المجس بحذر بمعدل 100-150 ميكرومتر/دقيقة مع مراقبة إشارات الأقطاب باستمرار لتجنب التلف الميكانيكي للمسبار وتمدد الأنسجة، مما قد يؤثر على إعادة البناء النسيجي اللاحقة.
    2. بمجرد إزالة المجس من الدماغ، نقع الساق فورا في ماء مقطر لمدة 10 دقائق لمنع جفاف الأنسجة الملتصقة.
    3. قم بتخدير ببنتوباربيتال الصوديوم (100 ملغ/كغ). ثم، داخل غطاء بخار كيميائي، قم بإخوة الفأر عبر القلب ب 80 مل من محلول ملحي (0.9٪)، ثم 80 مل من بارافورمالديهايد مخفف بنسبة 4٪ في PB (0.1 M، pH 7.6).
      1. لتجنب البارافورمالديهايد، استخدم معدات الحماية للعين/الوجه، وقفازات واقية كيميائيا، وقناع الغبار. في نهاية التروية، يتم وضع البارافورمالديهيد المتبقي في وعاء للمذيبات غير الهالوجينية.
      2. في حالة الانسكاب، قم بترطيب المادة لمنع تشتت الغبار وضعها في حاويات محكمة الإغلاق. نظف المناطق الملوثة وأسطح العمل بالمبيض لتحييد البارافورمالديهايد.
    4. أزل الدماغ، وبعد التثبيت طوال الليل عند 4 درجات مئوية، وخزن في 30٪ سكروز في PB (0.1 M، pH 7.6) عند 4 °C للحماية من البرودة. احصل على مقاطع إكليلية بحجم 30 ميكرومتر باستخدام ميكروتوم مجمد، وثبت الشرائح على شرائح زجاجية هلامية.
      ملاحظة: ستستخدم هذه الأقسام لتأكيد فرط التعبير عن DR α-Syn بواسطة الكيمياء المناعية النسية كما هو الحال سابقافي 19، 20، 21وموقع المسبار.
    5. تنظيف المجسات: اغمر المنطقة القابلة للزرع في محلول منظف إنزيمي بنسبة 1٪ في ماء مقطر لمدة ساعة واحدة.
    6. نقع ساق المجس في ماء مقطر لمدة 10 دقائق أخرى لإزالة بقايا المنظفات.
    7. جفف لمدة 20-30 دقيقة في وضعية مستقيمة. بعد التجفيف، افحص المجس تحت المجهر للتأكد من عدم وجود نسيج أو حطام في مواقع التسجيل. إذا كان المجس نظيفا تماما، غمسه في كحول الأيزوبروبيل عالي الجودة لمدة دقيقة واحدة واحتفظ به في علبته المضادة للكهرباء الساكنة الأصلية.

6. تحليل البيانات: فرز النبضات والمعالجة المسبقة للبيانات

ملاحظة: لتحليل التسجيلات العصبية خارج الخلية ونسب الارتفاعات الفردية إلى خلايا عصبية محددة، استخدم خوارزمية فرز الأشواك Kilosort431 .

  1. قم بفرز الأشواك التلقائي باستخدام Kilosort431. في واجهة المستخدم الرسومية Kilosort4، اختر ملف التسجيل الثنائي وحدد تخطيط المجس وفقا لورقة تكوين الشركة المصنعة. شغل فرز الأشواك باستخدام المعلمات الافتراضية، وهي مثالية لالتقاط الموجات المسجلة في قشرتي IL و PL دون تعديلات إضافية.
  2. افحص مخرجات كيلوسورت باستخدام Phy2 (kwikteam/phy) لمزيد من التنظيم اليدوي. دمج الإضافات التي طورها المجتمع (petersenpeter/phy2-plugins؛ jiumao2/PhyWaveformPlugin) لإضافة وظائف إضافية إلى Phy2 وتحسين جودة البيانات المنسقة.
  3. قم بتسمية الضوضاء وتخلص من أي عناقيد بتردد <0.05 هرتز أو تحتوي على أقل من 500 شوكة.
  4. أيضا، ضع علامة على المجموعات التالية كضوضاء:
    1. ضع علامة على تلك التي تعرض كوريلوغرامات ذاتية مثلثية الشكل كضوضاء.
    2. ضع علامة على تلك التي تحتوي على أشكال موجية لا تشبه الأشواك كضوضاء.
    3. قم بتمييز تلك التي تم اكتشافها على قناة تسجيل واحدة أو عبر جميع القنوات ذات السعة المتغيرة كضوضاء.
    4. ضع علامة على تلك التي تظهر دورية قوية في نسخ التجميل الذاتية كضوضاء.
  5. اختر فقط العناقيد التي تظهر أشكال موجية مناسبة فسيولوجيا، وأدلة على وجود وادي مقاوم للمقاومة في المخطط الذاتي الكوريلوغرامي، وتغيرات معقولة في السعة، ومكونات رئيسية منفصلة بوضوح.
  6. تنظيف كل عنقود يدويا عن طريق تطبيق إزالة النقاط الشذرة المعتمدة على مسافة ماهالانوبيس.
  7. واصل مراجعة أشكال الموجات وتغيرات السعة كمؤشرات رئيسية على صحة التنظيف اليدوي.
    ملاحظة: بمجرد الانتهاء من فرز الأشواك، يمكن تحليل أنماط النشاط العصبية في vmPFC باستخدام الروتينات المنفذة في بايثون.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تكشف التسجيلات الحديثة لنشاط قشري PL وIL، باستخدام البروتوكول التجريبي المفصل، عن نتائج مهمة: فرط التعبير عن h-α-Syn في DR، الذي يسبب نمطا شبيها بالقلق لدى الإناث، يغير أيضا نشاط vmPFC البطنية. من خلال التحليل المعتمد على بايثون، أظهرنا أن فرط التعبير عن α-Syn في خلايا 5-HT في نواة DR غير ديناميكيات الإطلاق والتنظيم الوظيفي لدائرة vmPFC-DR، مما قلل من التمييز الكهروفسيولوجي بين الأنواع الفرعية العصبية. في الضابطة، كانت الأنواع الفرعية العصبية قابلة للفصل بوضوح بناء على الخصائص الكهربائية الفيزيولوجية، مما يسمح بتصنيف دقي...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يقدم هذا البروتوكول منهجية قوية لتقييم الفيزيولوجيا الكهربائية في الجسم الحي لقشرة PL وIL في الفئران المستيقظة المثبتة على الرأس، باستخدام نظام ممر الواقع الافتراضي. تكمن أهمية هذه الطريقة في قدرتها على دراسة دائرة vmPFC-DR مباشرة في فئران مستيقظة ومتحركة ضمن نموذج PD. حتى لو كان التركيز على الرأس يقيد حركة وقد يكون مرهقا، فإنه يوفر تحكما دقيقا في المنبهات، وتسجيل الاستقرار، وهو مناسب لدراسة الإدراك والعمليات الإدراكية، رغم أنه قد لا يعكس السلوك الطبيعي24...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعلن المؤلفون عدم وجود مصالح متنافسة.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تمويل هذا العمل من خلال منحة BBRF للباحثين الشباب رقم 31547 (MSA) لعام 2023، ومنحة الاتحاد الأوروبي MCIU/AEI/FEDER PID2022-141700OB-I00، MCIN/AEI/10. 13039/501100011033 (AB)، AGAUR 2021-SGR-01358، حكومة كتالونيا (AB)، و PID2022-141733NB-I00 (فيرمونت). نود أيضا أن نشكر الشبكة الإسبانية للبحث في مجال التوتر، MCIN/AEI/10.13039/501100011033 وشبكة CB/07/09/0034 لمركز البحوث الطبية الحيوية في الصحة النفسية (CIBERSAM). تمتلك MSA منحة مارغريتا سالاس (MS21-132) من جامعة فالنسيا (إعادة تصنيف نظام الجامعات الإسباني التابع لوزارة الجامعات في حكومة إسبانيا، بتمويل من الاتحاد الأوروبي، الجيل القادم من الاتحاد الأوروبي).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
AAV1/2-CMV/CBA-Human A53T aSyn-WPRE-BGH-polyAنهر تشارلزGD1001-RVإنسان A53T aSyn
AAV1/2-CMV/CBA-Null/فارغ-WPRE-BGH-polyAنهر تشارلزGD1004-RVالتحكم في المتجه الفارغ
ADPT A64-Om32x2كامبريدج نيوروتكأومنتيكس 2228المحول
السيليكون الجراحي ثنائي المكونات وورلد بريسيجن إنسترومنتسكويك-سيل
Butorphanol طبيب بيطري توربوغيسيك / سيميت كيوكيوت؛ الميكا67753-31-5
دورالايشركة ريلاينس لتصنيع الأسنان / كالما43640أسمنت الأسنان  
مسبار H9 متعدد القنواتكامبريدج نيوروتكASSY-77 H9
كريم EMLA (ليدوكائين / بريكولاين) Lirios Vañ &oacut; صيدلية سيمبيري679290
Microinjector جهاز الدقة العالميKDS-310-بلس
جهاز التبخير MSS Isoflurane  المستلزمات والخدمات الطبية، المملكة المتحدةMSSVAP02 
مجلس استحواذ أوبن إيفيسأوبن إيفيسOEPS-9029مجلس الاستحواذ؛ يمكن للوحة اكتساب Open Ephys بث ما يصل إلى 512 قناة من البيانات العصبية إلى الحاسوب عبر USB
C& B MetaBond باركلS380-RDالأسمنت اللاصق السريع
Pentobarbital فيتوكينول دوليثال / ميرك لايف ساينس، جامعة S.L.U.P-010-1MLالباربيتورات
RHD 32 قناة  المسرح الرئيسيتقنيات إنتان#C3314محول المسرح الرئيسي 
سيكافلويدمختبرات ثيا إس. إيه. / ليريوس فا&نتيلدي؛ &oacut; صيدلية سيمبيري6515167جل العيون  
جهاز الستيريوتاكسيك ستولتينغ51730U
الإطار المجسمناريشيغيSR-6N/SM-15R
تيرغ-أ-زيمسيغما ألدريتشZ273287محلول تنظيف المجس

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Cooney, J. W., Stacy, M. Neuropsychiatric issues in Parkinson's disease. Curr Neurol Neurosci Rep. 16 (5), 49(2016).
  2. Schapira, A. H. V., Chaudhuri, K. R., Jenner, P. Non-motor features of Parkinson disease. Nat Rev Neurosci. 18 (7), 435-450 (2017).
  3. Ahmad, M. H., Rizvi, M. A., Ali, M., Mondal, A. C. Neurobiology of depression in Parkinson's disease: Insights into epidemiology, molecular mechanisms and treatment strategies. Ageing Res Rev. 85 (1), 101840(2023).
  4. Absalyamova, M., Traktirov, D., Burdinskaya, V., Artemova, V., Muruzheva, Z., Karpenko, M. Molecular basis of the development of Parkinson's disease. Neuroscience. 565 (1), 292-300 (2024).
  5. Crispino, P., et al. Gender differences and quality of life in Parkinson's disease. Int J Environ Res Public Health. 18 (1), 198(2020).
  6. Chuquilín-Arista, F., Álvarez-Avellón, T., Menéndez-González, M. Prevalence of depression and anxiety in Parkinson's disease and impact on quality of life:A community-based study in Spain. J Geriatr Psychiatry Neurol. 33 (1), 207-213 (2020).
  7. Greffard, S., et al. Motor score of the Unified Parkinson Disease Rating Scale as a good predictor of Lewy body-associated neuronal loss in the substantia nigra. Arch Neurol. 63 (1), 584-588 (2006).
  8. Mamelak, M. Parkinson's disease, the dopaminergic neuron and gammahydroxybutyrate. Neurol Ther. 7 (1), 5-11 (2018).
  9. Wakabayashi, K., Tanji, K., Mori, F., Takahashi, H. The Lewy body in Parkinson's disease:Molecules implicated in the formation and degradation of alpha-synuclein aggregates. Neuropathology. 27 (5), 494-506 (2007).
  10. Sezgin, M., Bilgic, B., Tinaz, S., Emre, M. Parkinson's disease dementia and Lewy body disease. Semin Neurol. 39 (2), 274-282 (2019).
  11. Jellinger, K. A. The pathobiological basis of depression in Parkinson disease:Challenges and outlooks. J Neural Transm. 129 (12), 1397-1418 (2022).
  12. Wang, J., Sun, J., Gao, L., Zhang, D., Chen, L., Wu, T. Common and unique dysconnectivity profiles of dorsal and median raphe in Parkinson's disease. Hum Brain Mapp. 44 (1), 1070-1078 (2023).
  13. Miquel-Rio, L., Sarriés-Serrano, U., Pavia-Collado, R., Meana, J. J., Bortolozzi, A. The role of α-synuclein in the regulation of serotonin system: Physiological and pathological features. Biomedicines. 11 (2), 541(2023).
  14. Halliday, G. M., Blumbergs, P. C., Cotton, R. G., Blessing, W. W., Geffen, L. B. Loss of brainstem serotonin- and substance P-containing neurons in Parkinson's disease. Brain Res. 510 (1), 104-107 (1990).
  15. Ren, J., et al. Single-cell transcriptomes and whole-brain projections of serotonin neurons in the mouse dorsal and median raphe nuclei. Elife. 8 (1), e49424(2019).
  16. Huang, K. W., et al. Molecular and anatomical organization of the dorsal raphe nucleus. Elife. 8 (1), e46464(2018).
  17. Hiser, J., Koenigs, M. The multifaceted role of the ventromedial prefrontal cortex in emotion, decision making, social cognition, and psychopathology. Biol Psychiatry. 83 (1), 638-647 (2018).
  18. Alexander, L., Wood, C. M., Roberts, A. C. The ventromedial prefrontal cortex and emotion regulation: Lost in translation. J Physiol. 601 (1), 37-50 (2023).
  19. Miquel-Rio, L., et al. Human α-synuclein overexpression in mouse serotonin neurons triggers a depressive-like phenotype. Rescue by oligonucleotide therapy. Transl Psychiatry. 12 (1), 79(2022).
  20. Sarries-Serrano, U., Miquel-Rio, L., Surroca-Lopez, A., Paz, V., Meana, J. J., Bortolozzi, A. Sex-based modulation of endoplasmic reticulum stress and antidepressant response in a mouse model of α-synucleinopathy. Neuroscience Appl. 2 (1), 101028(2023).
  21. Miquel-Rio, L., et al. Early synaptic changes and reduced brain connectivity in PD-like mice with depressive phenotype. NPJ Parkinsons Dis. 11 (1), 242(2025).
  22. Vidal-Gonzalez, I., Vidal-Gonzalez, B., Rauch, S. L., Quirk, G. J. Microstimulation reveals opposing influences of prelimbic and infralimbic cortex on the expression of conditioned fear. Learn Mem. 13 (6), 728-733 (2006).
  23. Giustino, T. F., Maren, S. The role of the medial prefrontal cortex in the conditioning and extinction of fear. Front Behav Neurosci. 9 (1), 298(2015).
  24. Guo, Z. V., et al. Procedures for behavioral experiments in head-fixed mice. PLoS One. 9 (2), e88678(2014).
  25. Nasr, A., Dominiak, S. E., Sehara, K., Nashaat, M. A., Sachdev, R. N. S., Larkum, M. E. Efficient training approaches for optimizing behavioral performance and reducing head fixation time. PLoS One. 17 (11), e0276531(2022).
  26. Bjerre, A. S., Palmer, L. M. Probing cortical activity during head-fixed behavior. Front Mol Neurosci. 13 (1), 30(2020).
  27. Alarcón-Arís, D., et al. Anti-α-synuclein ASO delivered to monoamine neurons prevents α-synuclein accumulation in a Parkinson's disease-like mouse model and in monkeys. EBioMedicine. 59 (1), 102944(2020).
  28. Pavia-Collado, R., et al. Intracerebral administration of a ligand-ASO conjugate selectively reduces α-synuclein accumulation in monoamine neurons of double mutant human A30PA53Tα-synuclein transgenic mice. Int J Mol Sci. 22 (6), 2939(2021).
  29. McLean, A. C., Valenzuela, N., Fai, S., Bennett, S. A. Performing vaginal lavage, crystal violet staining, and vaginal cytological evaluation for mouse estrous cycle staging identification. J Vis Exp. (67), e4389(2012).
  30. Byers, S. L., Wiles, M. V., Dunn, S. L., Taft, R. A. Mouse estrous cycle identification tool and images. PLoS One. 7 (4), e35538(2012).
  31. Pachitariu, M., Sridhar, S., Pennington, J., Stringer, C. Spike sorting with Kilosort4. Nat Methods. 21 (5), 914-921 (2024).
  32. Opitz, A., Falchier, A., Linn, G. S., Milham, M. P., Schroeder, C. E. Limitations of ex vivo measurements for in vivo neuroscience. Proc Natl Acad Sci U S A. 114 (20), 5243-5246 (2017).
  33. Sorrenti, V., Cecchetto, C., Maschietto, M., Fortinguerra, S., Buriani, A., Vassanelli, S. Understanding the effects of anesthesia on cortical electrophysiological recordings: A scoping review. Int J Mol Sci. 22 (3), 1286(2021).
  34. Brown, E. N., Purdon, P. L., Van Dort, C. J. General anesthesia and altered states of arousal :A systems neuroscience analysis. Annu Rev Neurosci. 34 (1), 601-628 (2011).
  35. Sellers, K. K., Bennett, D. V., Hutt, A., Williams, J. H., Fröhlich, F. Awake vs. anesthetized: Layer-specific sensory processing in visual cortex and functional connectivity between cortical areas. J Neurophysiol. 113 (10), 3798-3815 (2015).
  36. Qiu, J., et al. The volatile anesthetic isoflurane differentially inhibits voltage-gated sodium channel currents between pyramidal and parvalbumin neurons in the prefrontal cortex. Front Neural Circuits. 17 (1), 1185095(2023).
  37. Windels, F. Neuronal activity: From in vitro preparation to behaving animals. Mol Neurobiol. 34 (1), 1-26 (2006).
  38. Belle, A. M., et al. Evaluation of in vitro neuronal platforms as surrogates for in vivo whole brain systems. Sci Rep. 8 (1), 10820(2018).
  39. Juczewski, K., et al. Stress and behavioral correlates in the head-fixed method:Stress measurements, habituation dynamics, locomotion, and motor-skill learning in mice. Sci Rep. 10 (1), 12245(2020).
  40. Chen, P. C., Young, C. G., Schaffer, C. B., Lal, A. Ultrasonically actuated neural probes for reduced trauma and inflammation in mouse brain. Microsyst Nanoeng. 8 (1), 117(2022).
  41. Wang, S., et al. Mechanically adaptive and deployable intracortical probes enable long-term neural electrophysiological recordings. Proc Natl Acad Sci U S A. 121 (40), e2403380121(2024).
  42. Andermann, M. L., et al. Chronic cellular imaging of entire cortical columns in awake mice using microprisms. Neuron. 80 (4), 900-913 (2013).
  43. Kondo, M., Kobayashi, K., Ohkura, M., Nakai, J., Matsuzaki, M. Two-photon calcium imaging of the medial prefrontal cortex and hippocampus without cortical invasion. Elife. 6 (1), e26839(2017).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

Ventromedial Prefrontal CortexElectrophysiological ProfilingMouse Model DepressionParkinson s DiseaseDorsal Raphe NucleusSerotonergic SystemAversive ConditioningFear ExtinctionMultichannel ElectrophysiologyVirtual Reality Mice

مقالات ذات صلة