Method Article

بروتوكول لبناء نموذج فأر لتليف عضلة القلب الناتج عن ارتفاع ضغط الدم باستخدام الأنجيوتنسين II

DOI:

10.3791/69409

⸱

November 14th, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1The Affiliated Traditional Chinese Medicine Hospital, Southwest Medical University, 2Shenzhen Traditional Chinese Medicine Hospital, 3Guangdong-Macao In-Depth Cooperation Zone in Hengqin, Chinese Medicine Guangdong Laboratory (Hengqin Laboratory), 4State Key Laboratory of Traditional Chinese Medicine Syndrome, Guangdong Provincial Hospital of Chinese Medicine, Guangdong Provincial Academy of Chinese Medical Sciences, The Second Affiliated Hospital of Guangzhou University of Chinese Medicine, Guangzhou University of Chinese Medicine, 5School of Pharmacy, Southwest Medical University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعد التسريب المستمر للأنجيوتنسين II (Ang II) عبر المضخات التناضحية أحد الطرق الكلاسيكية لبناء نماذج حيوانية لتليف عضلة القلب الناتج عن ارتفاع ضغط الدم. قام هذا البروتوكول بتحسين عملية بناء هذا النموذج بشكل منهجي ووضع النقاط الرئيسية لزرع المضخة التناضحية وتحديد المواقع وإعداد تركيز Ang II.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعد التسريب المستمر للأنجيوتنسين II (Ang II) عبر المضخات التناضحية نهجا مستخدما على نطاق واسع لإنشاء نماذج حيوانية لتليف عضلة القلب الناتج عن ارتفاع ضغط الدم. ومع ذلك ، فإن هذه التقنية تظهر قيودا معينة في التقارير الحالية ، مثل عدم استقرار Ang II ، ووضع المضخة غير الدقيق ، وعدم وجود إجراء موحد. ولا تزال التقارير الحالية عن منهجية إنشاء هذه المنهجية محدودة نسبيا. قام هذا البروتوكول بشكل منهجي بتحسين إنشاء نماذج تليف عضلة القلب الناجمة عن ارتفاع ضغط الدم بالمضخة التناضحية Ang II في الفئران ، بما في ذلك التحضير الموحد لمحلول Ang II ، ومعايرة الجرعة ، والزرع الدقيق تحت الجلد للمضخات التناضحية ، والمعايير الكمية لمؤشرات تقييم النموذج. أظهرت النتائج التجريبية أن تليف عضلة القلب الناجم عن المضخة التناضحية Ang II في الفئران ذات معدلات البقاء على قيد الحياة العالية. استقرت مستويات ضغط الدم الانقباضي عند 160 ملم زئبق بعد سبعة أيام من الزرع تحت الجلد. قللت الفئران النموذجية بشكل كبير من كسور طرد البطين الأيسر وزادت من الأبعاد الانبساطي النهائي للبطين الأيسر. بالمقارنة مع مجموعة الجراحة الوهمية ، زاد ترسب الكولاجين داخل الأنسجة الخلالية لعضلة القلب والمناطق المحيطة بالأوعية الدموية. هذه الدراسة ، بناء على حجم عينة صغير (ن = 6) ، أثبتت مبدئيا صحة جدوى إنشاء نموذج فأر لتليف عضلة القلب بارتفاع ضغط الدم باستخدام Ang II جنبا إلى جنب مع مضخة تناضحية ، وأنشأت نظاما للتحقق من النمط الظاهري الكمي.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يتميز تليف عضلة القلب (MF) ، وهو نتيجة مرضية رئيسية لارتفاع ضغط الدم ، بترسب مفرط لألياف الكولاجين داخل عضلة القلب التالفة أو المضغوطة. وهو يمثل أحد أهم أشكال تلف الأعضاء المستهدفة بوساطة ارتفاع ضغط الدم ويساهم في ضعف القلب التدريجي1،2. يعد إنشاء نماذج حيوانية مناسبة أمرا ضروريا للنهوض بالبحث الميكانيكي وتطوير استراتيجيات علاجية جديدة لتليف عضلة القلب الناتج عن ارتفاع ضغط الدم. يلعب الأنجيوتنسين الثاني (Ang II) ، وهو مستجيب مركزي لنظام الرينين والأنجيوتنسين ، دورا محوريا في التسبب في ارتفاع ضغط الدم3. لذلك أصبح الحث القائم على Ang II نهجا مستخدما على نطاق واسع لإنشاء نماذج ارتفاع ضغط الدم في الفئران.

تشمل الطرق الحالية لبناء نماذج ارتفاع ضغط الدم في المقام الأول الحث الجراحي والحث الدوائي والنماذج التلقائية المعدلة وراثيا. يستخدم الحث الجراحي عادة تقنيات مثل انقباض الشريان الكلوي أو انقباض الأبهر الصاعد أو انقباض قوس الأبهر لزيادة مقاومة تدفق الدم بشكل مصطنع ، وبالتالي ارتفاع ضغط الدم4. في حين أن هذه الطرق يمكن أن تؤسس بسرعة حالات ارتفاع ضغط الدم المناسبة لدراسة عمليات إعادة تشكيل القلب المرتبطة بحمل الإجهاد ، إلا أنها تنطوي على إجراءات معقدة مع العديد من مضاعفات ما بعد الجراحة. يستخدم الحث الدوائي بشكل عام الحقن داخل الصفاق أو الإعطاء الفموي لرفع ضغط الدم في التجارب5. في حين أن التكنولوجيا واضحة نسبيا ، إلا أن استقرار النموذج يظل عرضة للتداخل من جرعة الدواء وتكرار الإدارة واستجابات الإجهاد الحيواني. تستخدم النماذج المعدلة وراثيا مثل الفئران التي تعاني من ارتفاع ضغط الدم تلقائيا والفئران التي تعاني من ارتفاع ضغط الدم BPH / 2J ، والتي تظهر أنماطا ظاهرية مستقرة لارتفاع ضغط الدم ، على نطاق واسع في أبحاث ارتفاع ضغط الدم الوراثي. ومع ذلك ، فإن آلياتها المسببة للأمراض الفردية تحد من قدرتها على محاكاة ارتفاع ضغط الدم السريري الناجم عن العوامل المتعددة.

في الآونة الأخيرة ، اكتسبت نماذج ارتفاع ضغط الدم القائمة على التسريب المستمر Ang II عبر المضخات التناضحية تحت الجلد شعبية. تتيح هذه الطريقة الإطلاق المستمر ل Ang II بمعدل ثابت ، مع الحفاظ على تركيزات دم ثابتة على مدى فترات طويلة لتقليد العمليات المرضية عن كثب وتكرار تليف عضلة القلب الناتج عن ارتفاع ضغط الدم في الفأر6،7،8. ومع ذلك ، لا تزال هناك قيود مهمة ، لا سيما فيما يتعلق بتوحيد البروتوكول والنتائج الليفية غير المتسقة ، والتي يمكن أن تتأثر بعوامل مثل تقنية زرع المضخة والاستجابات الخاصة بالحيوان9. لمعالجة هذه الفجوات ، تقوم هذه الدراسة بتحسين النموذج القائم على المضخة التناضحية Ang II ، وتوحيد الخطوات الرئيسية ، وتوفير بروتوكول مرئي. تعزز هذه التحسينات قابلية التكاثر والتطبيق العملي ، مما يوفر مرجعا قيما للدراسات المستقبلية حول تليف عضلة القلب الناتج عن ارتفاع ضغط الدم.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تنفيذ جميع الإجراءات التجريبية وفقا للمبادئ التوجيهية لرعاية واستخدام المختبر التابعة للمعاهد الوطنية للصحة ، وتمت الموافقة على البروتوكولات التجريبية من قبل لجنة أبحاث بجامعة ساوث ويست الطبية (رقم الموافقة SWMU2020317).

1. تحضير محلول Ang II وملء المضخة التناضحية

  1. حدد 12 فأرا ذكورا من فئة C57BL / 6J من فئة SPF (انظر جدول المواد) تزن 20 ± 1 جم عن طريق اختيار عمرها 8 أسابيع لتوحيدها التنموي للتحكم في المربكات المرتبطة بالعمر. قسم الفئران إلى مجموعة جراحة وهمية ومجموعة نموذجية باستخدام طريقة التوزيع العشوائي البسيطة، مع 6 فئران في كل مجموعة.
  2. قم بقياس وزن الجسم الأولي للفأر وحدد جرعة Ang II (انظر جدول المواد) على أنها 1.46 مجم / كجم / يوم.
    ملاحظة: وفقا للتجربة الأولية ، 1.46 مجم / كغ / د هي الجرعة المثلى من Ang II. تحافظ هذه الجرعة بشكل موثوق على ضغط الدم الانقباضي عند حوالي 160 مم زئبق ، مما يؤدي بشكل فعال إلى تليف عضلة القلب المرضي مع ضمان بقاء طوال الدراسة التي استمرت 4 أسابيع.
  3. أضف 2.45 مل من محلول ملحي معقم 0.9٪ ، مبرد مسبقا إلى 4 درجات مئوية ، إلى 10 مجم من مسحوق Ang II المجفف بالتجميد. امزج المحلول جيدا واحتفظ به على الثلج للاستخدام الفوري.
  4. قم بإجراء الإجراء على الثلج باستخدام حقنة لسحب محلول Ang II ، ثم قم بحقن 200 ميكرولتر بالتتابع (تركيز 3.91 مليمول / لتر) في كل غرفة من غرف المضخة التناضحية الست (انظر جدول المواد).
  5. قم بتنشيط محرك الضغط التناضحي عن طريق غمر المضخة في محلول ملحي معقم 37 درجة مئوية لمدة 48 ساعة.
    ملاحظة: املأ المضخات التناضحية لمجموعة الجراحة الوهمية بحجم متساو من المحلول الملحي. نظرا لأن Ang II حساس للضوء ، يجب إجراء الإجراء تحت حماية كاملة من الضوء طوال الوقت.

2. زرع المضخات التناضحية وبناء النموذج 6

  1. تحضير والتخدير
    1. صيام الفئران لمدة 4 ساعات مع الوصول المجاني إلى الماء. بعد ذلك ، قم بوزن كل فأر واحسب جرعة التخدير المناسبة (80 مجم / كجم بنتوباربيتال الصوديوم) 10.
    2. تخدير الفئران عن طريق الحقن داخل الصفاق للجرعة المحسوبة من الصوديوم بنتوباربيتال.
      ملاحظة: يتطلب التعامل مع البنتوباربيتال الامتثال للوائح ، والتشغيل في غطاء الدخان ، وارتداء معدات الحماية ، ووضع العلامات على السائل المتبقي للتخلص منه بشكل منفصل.
  2. قم بإزالة الشعر من الجلد الظهري فوق المنطقة الممتدة من قاعدة الذيل إلى المنطقة الوسطى الظهرية باستخدام ماكينة حلاقة أو كريم مزيل الشعر.
  3. قم بتطهير المنطقة المحلوقة جيدا ثلاث مرات باستخدام 70٪ إيثانول11.
  4. باستخدام مشرط ، قم بعمل شق تحت الجلد بطول 0.5 سم داخل المنطقة المطهرة.
  5. من خلال الشق ، استخدم الملقط لفصل الأنسجة تحت الجلد بصراحة باتجاه الرقبة الخلفية ، مما يؤدي إلى إنشاء جيب.
  6. قم بتوجيه جسم المضخة بحيث يشير طرف القسطرة إلى رأس الماوس. ثم قم بتثبيت الطرف بملقط مرقئ وأدخل المضخة تحت الجلد في هذا الاتجاه.
  7. بعد زرع المضخة ، قم بخياطة الأنسجة تحت الجلد بخيوط قابلة للامتصاص 6-0 متقطعة وأغلق شق الجلد بالخيوط الجراحية. بعد ذلك ، ضع الماوس في حصيرة حرارية مسخنة مسبقا بدرجة حرارة 37 درجة مئوية حتى يتعافى تماما من التخدير (حوالي 5-10 دقائق).
  8. يتم نقع محلول Ang II المحضر باستمرار بالجرعة المحددة مسبقا (1.46 مجم / كجم / يوم) عبر المضخات التناضحية لمدة 28 يوما.
  9. عند الانتهاء من فترة التسريب التي تبلغ 28 يوما ، اجمع جميع البيانات التجريبية. بعد ذلك ، قم بتخدير الفئران بنفس الطريقة التي تم بها في عمليات التخدير السابقة ، أي باتباع الإجراءات الموضحة في الخطوات 2.1.1-2.1.2 ، والقتل الرحيم لها عن طريق خلع عنق الرحم.

3. قياس ضغط الدم

  1. المعدات (انظر جدول المواد) التسخين المسبق: اضبط منصة التسخين على 37-38 درجة مئوية لضمان توسع الأوعية في الأوعية الدموية لذيل الفأر.
  2. أمسك الماوس برفق وضعه في حامل التقييد ، مما يضمن بروز الذيل بحرية عبر الفتحة الخلفية. ثم نظف الذيل المكشوف جيدا بكرة قطنية مغطاة بالكحول.
  3. ضع صفعة قابلة للنفخ في قاعدة الذيل. ضع مستشعر النبض على بعد 5-10 مم تقريبا من الكفة في قسم الذيل من منتصف إلى أسفل.
  4. قم بتنشيط الجهاز وانتظر حتى يستقر شكل موجة النبض قبل المتابعة.
  5. ابدأ دورة القياس. سيقوم النظام تلقائيا بتضخيم الكفة إلى ضغط يتجاوز 200 مم زئبق لمنع تدفق الدم ، ثم ينكمش ببطء عند 2-3 مم زئبق لكل ثانية. يكتشف المستشعر ظهور موجة النبض مرة أخرى مع استئناف التدفق ، مما يحدد الضغط الانقباضي.
  6. قم بقياس ضغط الدم الانقباضي (SBP) على فترات 7 أيام بعد النمذجة ، ليصبح المجموع خمسة قياسات. لكل ماوس في كل نقطة زمنية ، سجل ثلاث قراءات متسلسلة ، مما يسمح بفترة راحة مدتها دقيقتان بين القياسات المتتالية.
  7. بعد القياسات ، أعد الفأر إلى قفصه مع الطعام والماء. نظف الحامل وغطاء الذيل لمنع التلوث المتبادل.

4. قياس وظائف القلب

  1. في اليوم 28 من النمذجة ، قم بتخدير جميع الفئران التجريبية باستخدام بنتوباربيتال الصوديوم (80 مجم / كجم بنتوباربيتال الصوديوم).
  2. ضع الماوس في وضع ضعيف على منصة ذات درجة حرارة ثابتة.
  3. إجراء تخطيط صدى القلب عبر الصدر باستخدام نظام الموجات فوق الصوتية (انظر جدول المواد). قم بتوصيل أطراف الماوس بأقطاب كهربائية على المنصة لمراقبة إشارات مخطط كهربية القلب (ECG).
  4. الحصول على تصوير قصير المحور على مستوى عضلة الثدي عبر الموجات فوق الصوتية M لتصور القلب وتحليل وظائف القلب. التقط ثلاث صور لكل فأر وقم بمتوسط البيانات للتحليل اللاحق للبعد الانبساطي الداخلي للبطين الأيسر (LVIDd) ، والقطر الانقباضي للبطين الأيسر (LVIDs) ، والتقصير الجزئي للبطين الأيسر (LVFS) ، وكسر طرد البطين الأيسر (LVEF).
    ملاحظة: حافظ على ملامسة المسبار مع جدار الصدر دون ضغط التجويف الصدري ؛ ضمان خط أخذ العينات في الوضع M عموديا على الحاجز البطيني ؛ إجراء قياسات مستمرة لمدة 3 دورات قلبية ≥ للحصول على قيم متوسطة.

5. تلطيخ ماسون

  1. أخذ عينات القلب وتثبيته
    1. قم بتخدير الفأر باستخدام بنتوباربيتال الصوديوم (80 مجم / كجم بنتوباربيتال الصوديوم). بعد ذلك ، قم بعمل شق طولي يبلغ حوالي 1.5 سم في التجويف الصدري باستخدام المقص ، وربط الأوعية القلبية الرئيسية ، واستئصال القلب بسرعة لتجنب إصابة الجر12.
    2. اشطف القلب المستخرج على الفور باستخدام PBS المبرد مسبقا لإزالة الدم وإزالة الرطوبة الزائدة برفق باستخدام ورق ترشيح نظيف. بعد ذلك ، قم بإجراء قسم عرضي على طول العضلة الحليمية للحصول على شريحة نسيج بسمك 3 مم.
    3. للتثبيت ، اغمر عينات القلب في 4٪ بارافورمالديهايد لأكثر من 48 ساعة ، مما يضمن الحد الأدنى من نسبة حجم الأنسجة إلى التثبيت 1:10.
  2. إزالة أنسجة القلب من 4٪ مثبت بارافورمالديهايد. ثم ، تحت غطاء الدخان ، قم بتقطيع الأنسجة إلى شرائح رفيعة بسمك 4 ميكرومتر بسكين جراحي وانقل الشرائح إلى كاسيت الجفاف13.
  3. تحميل أقسام الأنسجة في المجفف وتنفيذ الخطوات التالية: 70٪ إيثانول, 80٪ إيثانول, 95٪ الإيثانول لمدة 1 ساعة لكل منهما; 100٪ إيثانول الأول والثاني لمدة 45 دقيقة لكل منهما ؛ الزيلين الأول والثاني لمدة 30 دقيقة لكل منهما.
  4. قم بتضمين الأنسجة في البارافين ، ثم قم بترسيخ الكتل على صفيحة باردة مبردة مسبقا -20 درجة مئوية.
  5. استخدم ميكروتوم البارافين للحصول على مقاطع طولية بسمك 4 ميكرومتر من كتل الأنسجة المضمنة بالبارافين. بعد ذلك ، اغمر الأقسام بالتتابع في المحاليل التالية لمدة 5 دقائق لكل منها لإزالة البارافينات وإعادة ترطيبها: الزيلين الأول ، الزيلين II ، الإيثانول المطلق ، 95٪ الإيثانول ، 80٪ الإيثانول ، 70٪ الإيثانول ، وأخيرا الماء المقطر.
  6. اغمر الأنسجة في محلول تلطيخ الهيماتوكسيلين الحديد المحضر من Weigert لمدة 8 دقائق. ثم اشطفها بشكل متكرر بالماء المقطر لإزالة محلول التلوين الزائد. التمايز في محلول تمايز الإيثانول الحمضي لمدة 5 ثوان ، متبوعا باللون الأزرق في محلول ماسون الأزرق لمدة 5 دقائق. أخيرا ، اشطفها بالماء المقطر14.
  7. قم بتلطيخ الأقسام باللون الأحمر القرمزي لمدة 10 دقائق ، مع تطبيق ما يقرب من 200-300 ميكرولتر لكل شريحة لضمان تغطية كاملة وموحدة للأنسجة. ثم اشطف الأقسام في حمض الخليك الجليدي 0.2٪ لمدة 1 دقيقة.
  8. عالج الأقسام بمحلول حمض الفوسفوموليبيك لمدة 5 دقائق تقريبا ، أو حتى تتحول ألياف العضلات إلى اللون الأحمر. بعد ذلك ، قم بتلطيخ الأقسام بكمية كافية من محلول الأنيلين الأزرق لتغطية الأنسجة بالكامل (عادة 200-300 ميكرولتر لكل شريحة) لمدة 5 دقائق. أخيرا ، اشطف الأقسام بمحلول حمض الخليك الجليدي 0.2٪15.
  9. قم بتجفيف الأقسام من خلال سلسلة إيثانول متدرجة. استمر في تنظيف الأنسجة باستخدام الزيلين باستخدام ثلاث عمليات غمر مدة كل منها 1-2 دقيقة.
  10. قم بتركيب الأقسام عن طريق وضع كمية صغيرة من الراتنج المحايد وتغطيتها بغطاء.
  11. فحص مجهري (انظر جدول المواد): راقب الأنسجة الملطخة بالماسون عند تكبير 40× و 20× و 10×. صور كل شريحة للاحتفاظ بالصور التمثيلية.
    ملاحظة: تخلص من جميع النفايات وفقا لبروتوكولات السلامة المؤسسية. اجمع محلول التمايز الحمضي وحمض الخليك الجليدي في براميل مقاومة للتآكل ، وقم بتحييد النفايات عالية التركيز إلى درجة الحموضة 6-8 ، ولا تخلط مع المحاليل القلوية. قم بتخزين الإيثانول في براميل مقاومة للانفجار في مكان بارد بعيدا عن مصادر الحريق. امسك الزيلين في براميل بنية اللون ، ويعمل في غطاء دخان مع معدات واقية بالية ، ولا تخلط الأحماض (المواد) مع الإيثانول. ضع الأنسجة الحيوانية في حاويات مكتوب عليها ، وأغلقها ، وقم بتخزينها في ظروف التجمد16. وأخيرا، نقل جميع النفايات إلى مؤسسات مهنية مؤهلة للتخلص منها؛ يمنع منعا باتا خلط النفايات أو التخلص منها بشكل عرضي.

6. التحليل الإحصائي

  1. اجمع جميع البيانات الرقمية وقم بتحليلها باستخدام GraphPad Prism 9.0.
  2. استخدم اختبار العينة المستقلة لتحليل الاختلافات بين المجموعات.
  3. اضبط الدلالة الإحصائية على أنها ** P < 0.01 للدلالة العالية و * P < 0.05 للدلالة الكبيرة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم زرع اثني عشر فأرا تحت الجلد بمضخات تناضحية ونجوا. أصيبت جميع مجموعة النماذج بارتفاع ضغط الدم (ن = 6). بعد سبعة أيام من الزرع ، تجاوز متوسط SBP في المجموعة النموذجية 160 مم زئبق (الشكل 1 أ). في الأيام 14 و 21 و 28 ، ظل SBP في مجموعة النماذج باستمرار فوق 160 مم زئبق. في المقابل ، حافظت مجموعة الجراحة الوهمية على مستويات SBP الطبيعية (حوالي 90-110 مم زئبق) طوال التجربة دون ارتفاع كبير.

بعد ثمانية وعشرين يوما من زرع المضخة التناضحية ، أشار تخطيط صدى القلب إلى أنه ب...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

قام هذا البروتوكول بتحسين الخطوات الرئيسية التي ينطوي عليها التسريب المستمر ل Ang II للحث على تليف عضلة القلب الناتج عن ارتفاع ضغط الدم باستخدام مضخة تناضحية وفصل الجوانب الحرجة ، مثل وضع الزرع للمضخة التناضحية وضبط تركيز Ang II. تم اختيار مضخة نموذج 2004 لمدة 4 أسابيع ، وتم حساب جرعة Ang II بناء على معدل التسريب الاسمي ، مع الأخذ في الاعتبار الحد الأدنى من التباين بين الدفعات. تم تأكيد فعالية هذا النموذج من خلال مراقبة SBP ، والموجات فوق الصوتية دوبلر للون القلبي ، وتلوين ماسون. في هذا ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعلن جميع المؤلفين أن هذه المخطوطة لا يوجد بها تضارب في المصالح.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذا العمل من قبل المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (82074378) ، ومشروع قسم العلوم والتكنولوجيا في مقاطعة سيتشوان (2022YFS0618) ، ومشروع مكتب العلوم والتكنولوجيا وعمل المواهب في لوتشو (2023JYJ029) ، ومشروع مختبر مقاطعة قوانغدونغ للطب الصيني التقليدي لعام 2024 (HQCML-C-2024005) ، وبرنامج شنتشن للعلوم والتكنولوجيا (JCYJ20230807094603007 ، JCYJ20240813152440051) ، وصندوق شنتشن للبحوث الطبية (A2403028) ، مشروع جمعية سيتشوان الطبية (Q2025014) ومشروع جامعة ساوث ويست الطبية (2024ZKZ007 ، 2024ZKY073 ، 2023ZYYQ04). لم يكن للممول أي دور في تصميم الدراسة أو تحليل البيانات أو قرار النشر.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
أنغ الثانيشركة سيغما-ألدريتشسيغما، A9525
آلة تخديرشركة شينزين ريوارد لايف ساينس المحدودةR530
جهاز تنفسشركة شينزين ريوارد لايف ساينس المحدودةR415
GraphPad Prism شركة جراف باد سوفتوير إنك.الإصدار 9.0
جهاز قياس ضغط الدم الذكي غير الجراحيشركة نيبون سوفت دراجون المحدودةسوفترون، BP-98A
المجهر الضوئيشركة ييجينغتونغ للتكنولوجيا البصرية (شنغهاي) المحدودةأوليمبوس، SZ61TR
محلول وطقم تلوين ماسون ثلاثي الألوانشركة بكين سوليباو للتكنولوجيا المحدودةسولاربيو، G1340
فئرانشركة تشنغدو دوسي للحيوانات الاستثمارية المحدودةC57BL/6J
المضخات الأسموزيةشركة ألزاألزيت، موديل 2004
أنظمة التصوير بالموجات فوق الصوتيةشركة فوجي فيلم فيجوالسونيكس، كندافوجي فيلم، فيفو 3100

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Zhao, D., Liu, J., Wang, M., Zhang, X., Zhou, M. Epidemiology of cardiovascular disease in China: current features and implications. Nat Rev Cardiol. 16 (4), 203-212 (2019).
  2. Czubryt, M. P., Hale, T. M. Cardiac fibrosis: pathobiology and therapeutic targets. Cell Signal. 85, 110066(2021).
  3. Young, C. N., Davisson, R. L. Angiotensin-II, the brain, and hypertension: an update. Hypertension. 66 (5), 920-926 (2015).
  4. Goldblatt, H., Lynch, J., Hanzal, R. F., Summerville, W. W. Studies on experimental hypertension: I. the production of persistent elevation of systolic blood pressure by means of renal ischemia. J Exp Med. 59 (3), 347-379 (1934).
  5. Mezzano, S. A., Ruiz-Ortega, M., Egido, J. Angiotensin II and renal fibrosis. Hypertension. 38 (3), 635-638 (2001).
  6. Liu, Q., et al. Zhilong Huoxue Tongyu capsule inhibits hypertensive myocardial fibrosis via balancing TGF-β1/Smad3/Erbb4-IR/miR-29b pathway. Sci Rep. 15 (1), 25127(2025).
  7. Han, Y. J., Hu, W. Y., Piano, M., De Lanerolle, P. Regulation of myosin light chain kinase expression by angiotensin II in hypertension. Am J Hypertens. 21 (8), 860-865 (2008).
  8. Dikalova, A., et al. Nox1 overexpression potentiates angiotensin II-induced hypertension and vascular smooth muscle hypertrophy in transgenic mice. Circulation. 112 (17), 2668-2676 (2005).
  9. Zheng, H. Q., et al. Induction of thoracic aortic dissection: a mini-review of β-aminopropionitrile-related mouse models. J Zhejiang Univ Sci B. 21 (8), 603-610 (2020).
  10. Taiji, S., et al. Changes in breathing pattern during severe hypothermia and autoresuscitation from hypothermic respiratory arrest in anesthetized mice. Physiol Rep. 9 (23), e15139(2021).
  11. Lu, H., et al. Subcutaneous angiotensin II infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice. J Vis Exp. (103), e53191(2015).
  12. Gao, E., et al. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circ Res. 107 (12), 1445-1453 (2010).
  13. Liu, M., et al. Zhilong Huoxue Tongyu capsule inhibits rabbit model of hyperlipidemia and atherosclerosis through NF-κB/NLRP3 signaling pathway. Heliyon. 9 (11), e20026(2023).
  14. Foot, N. C. The Masson trichrome staining methods in routine laboratory use. Stain Technol. 8 (3), 101-110 (1933).
  15. Van De Vlekkert, D., Machado, E., D'azzo, A. Analysis of generalized fibrosis in mouse tissue sections with Masson's trichrome staining. Bio Protoc. 10 (10), e3629(2020).
  16. Bansod, H. S., Deshmukh, P. Biomedical waste management and its importance: a systematic review. Cureus. 15 (2), e34589(2023).
  17. Li, X., et al. Epigenetics-based therapeutics for myocardial fibrosis. Life Sci. 271, 119186(2021).
  18. Villalobos, E., et al. Fibroblast primary cilia are required for cardiac fibrosis. Circulation. 139 (20), 2342-2357 (2019).
  19. Percie Du Sert, N., et al. The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research. Br J Pharmacol. 177 (16), 3617-3624 (2020).
  20. Kawada, N., et al. A mouse model of angiotensin II slow pressor response: role of oxidative stress. J Am Soc Nephrol. 13 (12), 2860-2868 (2002).
  21. Tamplin, M. R., et al. Longitudinal testing of retinal blood flow in a mouse model of hypertension by laser speckle flowgraphy. Transl Vis Sci Technol. 10 (2), 16(2021).
  22. Lever, A. F., Lyall, F., Morton, J. J., Folkow, B. Angiotensin II, vascular structure and blood pressure. Kidney Int Suppl. 37, S51-S55 (1992).
  23. Kuwahara, F., et al. Hypertensive myocardial fibrosis and diastolic dysfunction: another model of inflammation. Hypertension. 43 (4), 739-745 (2004).
  24. Schultz, J. E. L., et al. TGF-β1 mediates the hypertrophic cardiomyocyte growth induced by angiotensin II. J Clin Invest. 109 (6), 787-796 (2002).
  25. Ye, S., et al. Celastrol attenuates angiotensin II-induced cardiac remodeling by targeting STAT3. Circ Res. 126 (8), 1007-1023 (2020).
  26. González, A., et al. Myocardial interstitial fibrosis in hypertensive heart disease: from mechanisms to clinical management. Hypertension. 81 (2), 218-228 (2024).
  27. Ock, S., et al. IGF-1 protects against angiotensin II-induced cardiac fibrosis by targeting αSMA. Cell Death Dis. 12 (7), 688(2021).
  28. Li, R., Frangogiannis, N. G. Integrins in cardiac fibrosis. J Mol Cell Cardiol. 172, 1-13 (2022).
  29. Wang, M. Y., et al. OTUD1 promotes hypertensive kidney fibrosis and injury by deubiquitinating CDK9 in renal epithelial cells. Acta Pharmacol Sin. 45 (4), 765-776 (2024).
  30. Ravanetti, F., et al. Modeling pulmonary fibrosis through bleomycin delivered by osmotic minipump: a new histomorphometric method of evaluation. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 318 (2), L376-L385 (2020).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Hypertensive Myocardial FibrosisAngiotensin IIOsmotic PumpMouse ModelCollagen DepositionSubcutaneous ImplantationSystolic Blood PressureLeft Ventricular FunctionPhenotype VerificationModel Evaluation
Video Coming Soon

Related Articles