مقالة منهجية

نمذجة انتشار الدماغ: التحليل الموحد للاستعمار النقيلي وأنماط النمو النسيجي باستخدام الحقن النصيري داخل القشرة

DOI:

10.3791/69415

⸱

يناير 16, 2026

 ,  , 
1Department of Internal Medicine III, Hematology and Medical Oncology, University Hospital Regensburg, 2Bavarian Cancer Research Center (BZKF), 3Center for Translational Oncology, University Hospital Regensburg, 4Fraunhofer Institute for Toxicology and Experimental Medicine ITEM-R

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمكن تقنية الحقن داخل الجمجمة المجسمة من زرع الخلايا الورمية بدقة ومواقع في قشرة الفأر، مما يجعلها نموذجا قويا لدراسة الاستعمار النقيلي للدماغ.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

النقائل الدماغية هي مضاعفة شائعة ومدمرة للأورم الصلبة المتقدمة، وغالبا ما ترتبط بتوقعات ضعيفة، وتدهور عصبي، وانخفاض جودة الحياة. تزايد معدلات فشل الجهاز العصبي المركزي والموت العصبي بسرعة، ومع ذلك لا تزال الآليات التي تدفع المراحل النهائية لانتشار الدماغ، مثل الانتشار الثانوي، وإعادة الاستعمار، ومساهمة نمط النمو النسيجي (HGP) كمعلم بديل محتمل، غير مفهومة بشكل جيد.

يتيح نموذج الحقن القياسي داخل القشرة المجسمة التقنية الانغراس الدقيق والقابل للتكرار لخلايا الورم، أو مجموعات مختلطة تشمل مكونات العضلات البثوية أو المناعية، مباشرة في قشرة دماغ الفأر. يدعم هذا البروتوكول أيضا إنشاء أرشيف أنسجة ما قبل السريري، مما يوفر منصة قوية للتحقيق في الجوانب الأساسية لاستعمار الجهاز العصبي المركزي، مثل: النمو النقيلي، ديناميكيات النمو الخاصة ب HGP، والآليات الفسيولوجية المرضية التي تسهم في الفشل العصبي. بالإضافة إلى ذلك، يدعم هذا النموذج الاختبار الدوائي في سياق قابل للتكرار وذو صلة سريرية.

على عكس طرق الحقن الجهازي (مثل وريد الذيل أو داخل القلب)، التي يتم تحسينها لدراسة الخطوات الانتقالية المبكرة لكنها تؤدي إلى معدلات متغيرة وغالبا منخفضة من استعمار الدماغ، يضمن النموذج المجسم نموا نقيلا متسقا وخاصا بالدماغ وتمكين التحقيق في المراحل المتأخرة من انتشار الجهاز العصبي المركزي. مقارنة بأنظمة خارج الجسم الحي مثل العضويات أو ثقافات شرائح الدماغ، يحافظ نموذج التصوير المجسم في الجسم الحي على التوعية، والإشارات الجهازية، والتعقيد الكامل لمشهد المناعة في الدماغ، مما يدعم الدراسات طويلة الأمد حول تقدم الورم والاستجابة العلاجية.

من خلال توفير منصة قابلة للتكرار وذات صلة سريرية، يعزز نموذجنا قدرة المجال على تحديد العلامات التنبؤية، واستكشاف استراتيجيات علاجية، وفهم آليات انتشار الدماغ في المراحل المتأخرة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

النقائل الدماغية هي مضاعفات شائعة ومدمرة لدى المرضى الذين يعانون من أورام صلبة، وغالبا ما ترتبط بتوقعات ضعيفة، وتدهور عصبي كبير، وانخفاض جودة الحياة 1,2,3. على وجه الخصوص، أصبح فشل الجهاز العصبي المركزي والوفاة العصبية نتائج متكررة بشكل متزايد في سرطانات مثل سرطان الرئة والثدي والميلانوما 4,5,6,7. يمكن أن ينشأ فشل الجهاز العصبي المركزي في سياق النقائل الدماغية من مجموعة متنوعة من الآليات، بما في ذلك تأثير الكتلة الموضعي، والوذمة حول الورم، والنزيف داخل الجمجمة، وانتشار السحايا، والتي قد تعمل بشكل مستقل أو تآزري لتؤدي في النهاية إلى الموت العصبي8.

على الرغم من أهميته السريرية، لا تزال الآليات الفسيولوجية المرضية الكامنة وراء فشل الجهاز العصبي المركزي والمراحل النهائية من تقدم الانتشار غير مفهومة بشكل جيد. نادرا ما تكون عمليات مثل الانتشار البديل، والانتشار الثانوي، وإعادة الاستعمار محور التحقيق المخصص8. غالبا ما تقتصر الدراسات السريرية وما قبل السريرية على تحليلاتها على نقاط نهائية مثل عدد نقائل الدماغ، حجمها، أو البقاء الكلي (OS)، مما يغفل عن الرؤى الميكانيكية المهمة والأسباب الحقيقية للتدهور والموت العصبي.

في هذا السياق، حددنا نحن وآخرون أنماط نمو نسيجية مميزة (HGPs) في نقائل الدماغ ترتبط بالنتائج السريرية 9,10,11. تم وصف ثلاثة أبرز رئيسي من HGP: 1) غير متسلل، يتميز بحافة ورم محددة جيدا غالبا ما تحيط بها حافة نجمية تفاعلية؛ ii) التسلل الظلائي، حيث تتسلل مجموعات من خلايا الورم إلى النسيج الدماغي المجاور دون احتواء الخلايا النجمية؛ و 3) التسلل المنتشر، الذي يتميز بتسرب واسع النطاق لخلايا ورم مفردة أو مجموعات صغيرة، مما يسبب دقات نجمية واسعة10،12.

سريريا، ترتبط الهرمونات التسللية بتوقعات أسوأ بكثير مقارنة بالأنماط غير التسللية 9,10,11. علاوة على ذلك، يبدو أن تدبيرات HGP تعكس جوانب رئيسية لديناميكيات نمو الأورام والآليات التي تؤدي إلى الموت العصبي. بينما تتوسع النقائل غير المتسللة عادة كآفة واحدة وتقيد الهياكل الحيوية في الدماغ، تظهر الآفات التسللية انتشارا ثانويا (بدءا من الآفة الموجودة وليس من الورم الأولي) داخل الجهاز العصبي المركزي، مما يساهم في تلف واسع النطاق وتدمير كامل للأعضاء (بيانات غير منشورة). قد تعيد الآفات التسربية أيضا استعمار السحايا، مما يساهم في انتشار السحايا ويعقد مسار المرضأكثر 10,13. على الرغم من أهميتها السريرية، إلا أن السرطانات السرطانية للدماغ والمراحل النهائية من استعمار الجهاز العصبي المركزي، بما في ذلك الانتشار الثانوي وإعادة استعمار نفس العضو، لا تزال غير مدروسة بشكل كاف، ويرجع ذلك إلى حد كبير إلى نقص النماذج التجريبية المناسبة.

لسد هذه الفجوة، نقدم نموذج حقن داخل الجمجمة المجسم يتيح زرع دقيق وقابل للتكرار لخلايا الورم أو الخلطات الخلوية التي تتكون من خلايا الورم ونوع أو أكثر من الخلايا غير الورمية في قشرة دماغ الفئران التجريبية. يتغلب هذا النموذج على القيود الرئيسية لنماذج الانتقالات الجهازية ويوفر منصة قوية للتحقيق في الجوانب الأساسية لاستعمار الجهاز العصبي المركزي، مثل: التفاعلات بين الورم والخلايا المناعية أثناء الاستعمار14، تأثير الخلطات الخلوية المعالجة مسبقا15، النمو النقيلي16، ديناميكيات النمو الخاصة ب HGP والآليات الفيزيولوجية المرضية التي تساهم في الفشل العصبي (بيانات غير منشورة). بالإضافة إلى ذلك، يدعم هذا النموذج الاختبار الدوائي في سياق قابل للتكرار وذو صلة سريرية14,15.

يقدم هذا البروتوكول إطارا منهجيا مفصلا لتطبيق نموذج الحقن المجسم لدراسة HGPs في النقائل الدماغية. كما يدعم تطوير أرشيف عينات منظم قبل السريري ومكتبة أنسجة رقمية للتحقيق المنهجي في بيولوجيا استعمار الجهاز العصبي المركزي في المراحل المتأخرة. هدفنا هو تمكين تحديد المؤشرات الحيوية التنبؤية والمحتملة التنبؤية، والمساهمة في تطوير استراتيجيات علاجية محسنة، وتعزيز قدرتنا على التنبؤ بالاستجابات الحادة والمزمنة لنسيج الدماغ والجهاز المناعي. من خلال هذا النهج، نسعى لتوفير منصة موحدة لدراسة منهجية لاستعمار الجهاز العصبي المركزي وتطوره النقيلي.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تنفيذ جميع الإجراءات الحيوانية الموضحة في هذا البروتوكول وفقا للإرشادات المؤسسية وتمت الموافقة عليها من قبل حكومة فرانكونيا السفلى (رقم التصريح: RUF-55.2.2-2532-2-1678). تم تصميم هذا البروتوكول للحقن الورمي داخل القشرة المجسمة في الفئران البالغة التركيبية (10-12 أسبوعا) كنموذج لاستعمار الدماغ النقيحي. يجب مناقشة أي تعديلات على البروتوكول مع مسؤول رعاية المعين.

1. الإجراءات قبل العملية

  1. تأقلم
    ملاحظة: يجب أن تتأقلم الفئران مع الظروف لمدة لا تقل عن 7 أيام قبل بدء الإجراءات التجريبية.
    1. تربية التجريبية في مجموعات تحت ظروف مختبرية قياسية (22 ± 2 درجة مئوية، رطوبة نسبية 50-60٪، دورة ضوء/ظلام 12 ساعة ) مع إمكانية الوصول إلى الطعام والماء.
    2. لتعزيز الرفاهية وتقليل التوتر، توفير إثراء بيئي على شكل مواد تعشيش، وملاجئ، وكتل للقضم.
    3. تعامل مع مرة واحدة يوميا (3-5 دقائق في كل جلسة) خلال فترة التكيف لتعريفها على التواصل البشري. بالإضافة إلى ذلك، قم بإجراء إجراءات تجريبية تحاكي الجوانب الرئيسية للجراحة القادمة، بما في ذلك الوزن والتعرض لنظام التخدير، دون الحاجة لأي تدخل تدخلي. تهدف هذه الجلسات إلى تعويد على البيئة الإجرائية وتقليل التباين المرتبط بالتوتر.
  2. الفحص البدني (فحص صحي قبل الجراحة)
    ملاحظة: قبل حقن خلايا الورم، يجب على جميع الخضوع لفحص جسدي وعصبي شامل لاستبعاد أي تشوهات مسبقة غير مرتبطة بالدراسة. يجب استبعاد التي تظهر عيوبا أو شذوذات من الدراسة. يمكن إجراء الفحص البدني في اليوم الذي يسبق الحقن.
    1. قم بإجراء فحص بدني شامل لتقييم الصحة العامة، بما في ذلك حالة الفراء، وضعية الجسم، التنفس، المشية، وزن الجسم، والسلوك العام.
    2. قيم الوظائف العصبية باستخدام اختبار السلك المعلق لتقييم قوة القبضة والتنسيق. لإجراء اختبار الأسلاك المعلقة، تعلق سلكا أفقيا (قطره حوالي 2 مم) بين دعامين، مع وضع منصات الهروب في الأطراف على ارتفاع حوالي 30 سم فوق سطح مبطن. ضع الفأر في مركز السلك ودعه يمسك السلك بأقدامه الأمامية. حرر الفأرة وابدأ التوقيت فورا. أنهى التجربة عندما يصل الفأر إلى أحد المنصات أو يسقط. اعتبر فأرة ناجحة إذا وصلت إلى المنصة خلال 60 ثانية؛ يسجل كفشل إذا سقط أو لم يصل إلى المنصة خلال هذا الوقت الزمني.
  3. تحضير محطات العمل
    1. في يوم الجراحة (اليوم 0)، قم بإعداد أربع محطات عمل مخصصة كما هو موضح أدناه لضمان سير عمل فعال والحفاظ على تقنية التعقيم طوال العملية.
      ملاحظة: استخدم مواد جراحية معقمة (طبقات تحتية، كمادات شاش، غرز، إلخ) وأدوات جراحية معقمة (مشرط، ملقط، مقص، ملعقة، إلخ).
      1. محطة العمل #1 - تحضير قبل الجراحة: استخدم هذه المحطة لوزن الفئران، وتحضير محلول التخدير، وإعطاء التخدير. جهز سطحا نظيفا يحتوي على ميزان وزن، وقفصين مع فراش (حدد واحدا للفئران المخدرة)، وحقنة بسعة 1 مل مملوءة بمحلول المخدر، ومرهم للعين.
      2. محطة العمل #2 - إعداد ما قبل وبعد الجراحة: استخدم هذه المحطة لإجراء شق فروة الرأس، وإغلاق الجمجمة، وخياطة الجرح. جهز سطحا نظيفا يحتوي على مشرط، وحقنة 10 مل تحتوي على 0.9٪ NaCl، وشمع عظم، وملعقة، ومادة خياطة، ومقطط ومقص، ومسحات قطنية، ومطهر (70٪ إيثانول)، وحقنة بسعة 1 مل مع مسكنات، ووسادة تسخين أو منصة تدفئة مشابهة.
      3. محطة العمل #3 - تحضير خلايا الورم: استخدم هذه المحطة لتحضير محلول الخلايا الورمية قبل التطعيم. جهز سطحا نظيفا يحتوي على صندوق ثلج مع حقنة هاميلتون بسعة 10 ميكرولتر وأنبوب إبندورف مع تعليق خلوي في وسط مصفوفة خارج الخلية (ECM)، وماصة بأنفوس 100 ميكرولتر لإعادة تعليق الخلايا، وثلاثة أوعية لتنظيف حقنة هاميلتون بعد تلقيح الخلايا الورمية تحتوي على ماء مقطر و70٪ إيثانول و0.9٪ NaCl.
      4. محطة العمل #4 - حقن الورم المجسم: استخدم هذه المحطة لإجراء حقن خلايا الورم المجسمة في القشرة الدماغية. جهز سطحا نظيفا يحتوي على إطار التصوير المجسم للحيوانات الصغيرة، مثقاب دقيق للأسنان، ملقط كبير، وأعواد قطنية.
  4. تحضير تعليق الخلايا الورمية
    ملاحظة: يجب تنفيذ جميع إجراءات تحضير تعليق الخلايا الورمية في خزانة سلامة بيولوجية معتمدة (غطاء من الفئة الثانية) باستخدام معدات الحماية الشخصية المناسبة (PPE)، بما في ذلك معطف المختبر، القفازات، وحماية العين، لضمان التعقيم وحماية الأفراد من التعرض المحتمل للخطر البيولوجي.
    1. قم بتريبسين الخلايا باستخدام 1 مل من التريبسين 1x EDTA.
      ملاحظة: يوصى باستخدام خلايا الورم في مرحلة النمو الأسي.
    2. حدد عدد الخلايا بدقة باستخدام طريقة عد مناسبة (مثل مقياس الدم أو عداد الخلايا الآلي).
    3. جهز نظام تعليق خلوي يحتوي على 1 × 10خلايا 3 في وسط ECM بسعة 3 ميكرولتر لكل. استخدم مزيجا بنسبة 2:1 من ECM ووسط زراعة قياسي يحتوي على 10٪ FCS ومكملات أخرى حسب الحاجة. قم بتوسيع حجم التعليق وعدد الخلايا حسب عدد (مثلا، ل10 فئران، جهز 10 ×10 3 خلايا في وسط ECM بسعة 30 ميكرولتر).
      ملاحظة: يجب تعديل عدد الخلايا المحقونة بعناية لكل خط خلوي.
    4. احتفظ بتعليق الخلية على الثلج حتى الحقن، لمدة ساعة كحد أقصى.

2. الإجراءات أثناء العمليات

  1. تخدير الفأر
    1. قم بوزن كل فأر باستخدام ميزان دقيق وحساب حجم المخدر المطلوب بناء على وزن الجسم.
    2. أعط حجم التخدير المحسوب داخل الصفاق.
      ملاحظة: استخدم نظام تخدير يغطي العملية بالكامل (حوالي ساعتين). على سبيل المثال: كيتامين 10٪ (هيدروكلوريد كيتامين، 100 ملغ/مل؛ 100 ملغ/كغ وزن الجسم) مع دوميتور (ميديتوميدين هيدروكلوريد، 1 ملغ/مل؛ 0.25 ملغ/كغ وزن الجسم)، أو بروتوكول مكافئ.
    3. بمجرد التأكد من عمق التخدير الكافي، ضع الفأر على وسادة تسخين مسبقة (تحافظ على درجة حرارة 37-38 درجة مئوية) لدعم تنظيم الحرارة ووضع مرهم العين لحماية القرنية من الجفاف.
      ملاحظة: تأكد من عمق التخدير الكافي عن طريق قرص الكف الخلفي بلطف باستخدام الملقط. المضي قدما في الجراحة فقط إذا لم يلاحظ رد فعل انسحابي.
  2. تحضير فروة الرأس والشق
    1. أعط الليدوكائين قبل العملية لتوفير التخدير الموضعي في موقع الشق. استخدم محلول ليدوكائين بنسبة 1٪ (5 ملغ/مل) وحقنه تقريبا 0.05-0.1 مل تحت الجلد على طول خط الشق المخطط. اترك على الأقل 2-3 دقائق حتى يبدأ تأثير المخدر قبل البدء في شق فروة الرأس.
    2. قم بتعقيم فروة الرأس جيدا باستخدام محلول يحتوي على اليود.
    3. شد الجلد وقم بعمل شق منتصف بطول حوالي 3-4 مم على طول الجمجمة باستخدام مشرط معقم.
    4. باستخدام نفس المشرط، قم بكشط الشغاق بلطف لكشف سطح الجمجمة.
  3. إعداد الإطار المجسم، تحديد الإحداثيات، وقطع الجمجمة
    1. ثبت رأس الفأرة في إطار الستيريوتتاكتيك باستخدام قضبان أذن.
    2. باستخدام الذراع المجسمة، حدد موقع بريغما (تقاطع غرز الجمجمة الإكليلية والسهمية) ثم حرك الذراع المجسمة 2 مم أمامي و1 مم جانبيا (يمين) إلى موقع الحقن المستهدف في القشرة الجبهية كما هو موضح في الشكل 1B وحدد عليه علامة جراحية.
      ملاحظة: إذا كان هناك وعاء دموي في موقع الحقن المقصود، يمكن تعديل الموقع حتى 0.5 مم لمنع النزيف.
    3. احفر الجمجمة بعناية باستخدام مثقاب دقيق للأسنان، مع الانتباه لعدم اختراق الجافرة.
    4. أكد الفتحة بمسح لطيف بملقط معقم للشعور بوجود اختراق.
  4. حقن خلايا الورم
    ملاحظة: اعمل بسرعة خلال هذه الخطوة، حيث يبدأ ECM في التصلب عند درجة حرارة الغرفة، مما قد يؤثر على دقة وثبات الحقن.
    1. أعد تعليق خلايا الورم بشكل كامل عن طريق الحقن صعودا وهبوطا لضمان توزيع متساو.
      ملاحظة: تجنب الدوامة لمنع تكون فقاعات الهواء.
    2. تحميل 3 ميكرولتر من تعليق الخلية في حقنة هاميلتون بسعة 10 ميكرولتر وضعها في إطار التثبيت المجسم باستخدام الحامل المناسب.
    3. ضع إبرة الحقنة بعناية فوق فتحة الشفرات.
      ملاحظة: تأكد من أن ميل الإبرة مواجها إلى اليسار لتعزيز قابلية التكرار أثناء الحقن.
    4. أدخل الإبرة عموديا في نسيج الدماغ بعمق 3.5 مم. بمجرد الوصول إلى هذا العمق، اسحب الإبرة ببطء بمقدار 0.5 مم للمساعدة في منع ارتجاع تعليق الخلية أثناء وبعد الحقن.
    5. حقن 3 ميكرولتر من تعليق الخلايا الورمية ببطء على مدى دقيقة واحدة. بعد توصيل الحجم الكامل، أبق الإبرة في مكانها لمدة دقيقتين إضافيتين للسماح للخلايا وECM بالاستقرار، مما يقلل من خطر الارتجاع.
    6. اسحب الحقنة بحذر وأخرج الفأرة من إطار المجسمة.
  5. الخياطة والتعافي من التخدير
    1. اشطف الجمجمة بلطف بمحلول معقم بنسبة NaCl 0.9٪.
    2. جفف وأغلق فتحة الحافة باستخدام شمع العظام.
    3. أغلق شق فروة الرأس باستخدام 3 إلى 4 غرز، مع التأكد من ربط كل غرز بثلاث عقد محكمة توضع بالقرب من حواف الجرح للشفاء السليم.
    4. ضع علامة على أذني الفأر بنمط ثقب أذن مناسب يتوافق مع رقم التعريف المخصص.
    5. أعد وضع مرهم العين إذا لزم الأمر لمنع جفاف القرنية أثناء التعافي. بعد ذلك مباشرة، أعد الفأرة إلى وسادة تسخين مسبقة (تحافظ على 37-38 درجة مئوية) لدعم تنظيم الحرارة وتسهيل استعادة التخدير بسلاسة.
      ملاحظة: ينصح برعاية الفئران بشكل فردي أثناء فترة التعافي لمنع الإصابات الناتجة عن التفاعل بين المستيقظة والمتعافية.
    6. نظف وتعقيم حقنة هاميلتون جيدا عن طريق شطف الإبرة والبرميل ثلاث مرات متتالية: أولا بماء مقطر، ثم بإيثانول بنسبة 70٪، وأخيرا بمحلول معقم ب NaCl 0.9٪.
    7. بعد التنظيف، خزن حقنة هاميلتون على الثلج حتى استخدامها التالي.

3. الإجراءات بعد العملية

  1. تسكنات الألم بعد العملية
    1. أعط المسكنات تحت الجلد بينما لا يزال الفأر تحت التخدير لضمان تخفيف فوري للألم بعد العملية.
      ملاحظة: استخدم مسكنات الألم المناسبة لهذا النوع من الإجراءات. على سبيل المثال، الكاربروفين بوزن 10 ملغ/كجم.
    2. بمجرد أن يستيقظ الفأر تماما ويستعيد وظيفة الحركة الطبيعية، انقله إلى قفص نظيف مع فراش جديد. راقب لفترة وجيزة بحثا عن سلوكه الطبيعي وأنماط التنفس.
    3. بعد التعافي الكامل، قدم لك مسكنات الألم عن طريق مياه الشرب (مثل الميتاميزول بوزن 200 ملغ/كجم) لمدة لا تقل عن 24 ساعة بعد الجراحة.
      ملاحظة: لتشجيع شرب الماء، قم بتحلية ماء الشرب بنسبة 0.5٪ من السكروز. لف زجاجات الشرب بورق ألمنيوم لحماية المحلول من الضوء واستبدلها يوميا. ضع ملصق على كل زجاجة لتتبع كمية المسكنات. إذا لم يتم تناول مسكنات الألم عن طريق الماء أو إذا لاحظت علامات ألم، أعط الكاربروفين (10 ملغ/كجم وزن الجسم) تحت الجلد كل 12 ساعة حتى التعافي الكامل.
  2. مراقبة الفأرة
    1. راقب جميع الفئران عن كثب كل 24 ساعة خلال أول 48 ساعة بعد الجراحة، لتقييم الوظائف الحركية والسلوك. من اليوم الثالث فصاعدا، راقب الفئران على الأقل كل 3 أيام، بما في ذلك قياسات وزن الجسم.
    2. إذا لوحظت علامات ضيق أو سلوك غير طبيعي (مثل ضعف النشاط الحركي، سلوك غير معتاد)، قم بإجراء اختبار السلك المعلق كما هو موضح سابقا. إذا اجتاز الفأر الاختبار، استمر في المراقبة وكرر الاختبار كل يومين.
    3. قم بقتل الفئران فورا (انظر القسم 3.4) عند تحقيق أحد النقاط الإنسانية المحددة مسبقا: فقدان الوزن > 20٪ من وزن الجسم الأولي (اليوم 0)، الفشل في اجتياز اختبار السلك المعلق، أو استمرار ضيق متوسط يستمر حتى 48 ساعة.
  3. العلاج العلاجي (اختياري)
    1. بعد التعافي الكامل بعد العملية، قد يبدأ نظام علاجي حسب تصميم التجربة. إذا كان هذا هو الحال، حدد توقيت بدء العلاج بوضوح في بروتوكول الدراسة وعدل خطة المراقبة لتعكس التأثيرات المتوقعة والآثار الجانبية المحتملة للتدخل العلاجي.
      ملاحظة: يجب ألا يبدأ العلاج حتى تظهر سلوكا طبيعيا، ووزن مستقر، ولا تظهر علامات ضيق بعد العملية.
  4. القتل الرحيم وجمع الأنسجة
    ملاحظة: يجب القتل الرحيم للفئران فور تحقيق نقاط النهاية الإنسانية المحددة مسبقا أو في نقاط زمنية تجريبية محددة، كما هو مطلوب في أهداف البحث المحددة.
    1. تخدير الفأرة باستخدام طريقة مناسبة (انظر الخطوة 2.1.2).
    2. افتح تجويف الصدر وقم بإجراء تروية عبر القلب باستخدام 10-20 مل من البرودة الباردة جدا من NaCl بنسبة 0.9٪، تليها 10-20 مل من البارافورمالديهيد البارد بنسبة 4٪ (PFA).
      ملاحظة: إذا كان هناك حاجة إلى نسيج طازج للتطبيقات اللاحقة (مثل عزل الحمض النووي الريبي أو FACS)، تجنب خطوة تروية PFA.
    3. اجمع الدماغ والأعضاء الأخرى التي تهمك.
      ملاحظة: يمكن تجميد الأعضاء في النيتروجين السائل، أو تثبيتها في الفورمالين لمعالجة FFPE، أو استخدامها مباشرة في التحليلات اللاحقة.
  5. تحليل ما بعد الوفاة المنظم
    ملاحظة: لتأكيد النمو المنتشر وتوصيف السمات النسيجية المرتبطة به، يجب إجراء تحليل ما بعد الوفاة لنسيج الدماغ باستخدام عينات أصلية (مجمدة حديثا) وثابتة (FFPE).
    1. تشريح الأنسجة
      1. قم بتشريح الدماغ على مستوى موقع الحقن، كما هو موضح في المخطط المرفق في الشكل 1C.
      2. احتفظ بالجزء الأمامي لمعالجة الفريد الطازج (FF). قسم هذا الجزء إلى نصفي الكرة المحقونين (i.) وغير المحقونين (n.i.).
      3. حافظ على الجزء المركزي لتثبيت الفورمالين ودمج البارافين (FFPE).
      4. تخلص من الجزء الخلفي، بما في ذلك المخيخ وجذع الدماغ.
    2. معالجة العينات
      1. قم بتجميد الجزء الأمامي في النيتروجين السائل وتخزين عينات FF عند -80 درجة مئوية حتى الاستخدام الإضافي.
      2. ثبت الجزء المركزي في 5-7 مل من 4٪ PFA في درجة حرارة الغرفة لمدة 48 ساعة قبل معالجة FFPE.
        ملاحظة: يجب إجراء تثبيت PFA باستخدام غطاء بخار كيميائي أثناء ارتداء معدات الحماية الشخصية المناسبة لتجنب التعرض للأبخرة السامة.
    3. قياس الحمل النقيلي (عينات FF)
      1. عزل الحمض النووي الريبي الكلي باستخدام مجموعة استخراج مناسبة أو بروتوكول محسن لأنسجة الدماغ.
        ملاحظة: يجب إجراء عزل الحمض النووي الريبي في خزانة أمان بيولوجية باستخدام معدات الحماية الشخصية المناسبة لمنع التلوث والتعرض للمواد الخطرة.
      2. قم بإجراء PCR الكمي (qPCR) باستخدام علامة خاصة بخلايا الورم، مثل Ck8.
        ملاحظة: يمكن تقييم الأهداف الإضافية (مثل علامات المناعة أو الخلايا البمثيرية) من خلال اختيار العلامات الجينية المناسبة. يمكن استخدام تسلسل الحمض النووي الريبي (RNA-seq) كبديل للتحليل الشامل على مستوى النسخ النصي.
      3. حساب العبء النسبي للورم عن طريق تطبيع الجين المعني (GOI، مثل Ck8) إلى جين تنظيف المنزل (HK).
    4. التحليل الأنسجي (عينات FFPE)
      1. غرس نسيج مثبت بالفورمالين في البارافين.
      2. قسم العينات إلى شرائح بسماكة 3 ميكرومتر باستخدام ميكروتوم.
        ملاحظة: يجب أن يتم استخدام الميكروتوم بواسطة أفراد مدربين لديهم معدات حماية شخصية مناسبة، باستخدام واقي الشفرة عند عدم القطع، والتخلص من الشفرات في حاويات حادة لضمان السلامة.
      3. إجراء تلوين قياسي للهيماتوكسيلين والإيوزين (H&E) والكيمياء المناعية (IHC) باستخدام الأجسام المضادة ذات الصلة، مثل Ck8 (خلايا الورم)، Cd3 (الخلايا التائية)، Iba1 (الخلايا الدبقية/البلعم)، وGfap (الخلايا النجمية).
        ملاحظة: يجب إجراء إجراءات H&E وIHC في منطقة جيدة التهوية أو غطاء أبخرة لضمان السلامة ومنع التعرض للمواد الكيميائية.
      4. مسح جميع الشرائح الملونة رقميا باستخدام ماسح شرائح عالي الدقة لبناء مكتبة مناديل رقمية.
      5. تقييم نمط النمو النسيجي (HGP) لانتشار الدماغ وفقا للبروتوكولالمنشور 10,12.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يمكن تطبيق بروتوكول الحقن المجسم (الشكل 1) على نماذج الفئران التركيبية ونماذج الفئران الزينوغرافتية، بما في ذلك السلالات البرية أو المعدلة وراثيا، حسب السؤال العلمي. يمكن استخدام أي خط خلوي مناسب قادر على النمو في الدماغ. أمثلة على خطوط خلايا الورم في الفئران التي يمكنها استعمار الدماغ تشمل، على سبيل المثال لا الحصر، خلايا أورام الثدي 4T1 و410.4، وخلايا سرطان القولون والمستقيم CMT93، وخط الخلايا الميلانومي B16-F10. الوقت اللازم لتكوين الخلايا الورمية للانتقال في الدماغ يختلف حسب خط الخلايا، ويتراوح من بضعة أيام إلى عدة أسابيع، كما أن الاختراق متغير أيضا. نوصي باستخدام نموذج بنسبة اختراق ~70٪، مما يعني أن 7 من أصل 10 على الأقل تطور نقائل خلال فترة تجريبية قصوى تبلغ 20 أسبوعا (الشكل 2A). يجب تحسين كل خط خلوي بشكل فردي، ويتم تعديل تعريرة عدد الخلايا المحقونة بعناية.

كمثال، قارنا نموذجين مرتبطين بسرطان الثدي الاصطناعي: 410.4 ومشتقه 4T1. على الرغم من التشابه الجينيبينهما 17، تظهر هذه الخطوط الخلوية سلوكا نقليا وأنماط نمو مختلفة بشكل ملحوظ في الدماغ16. بينما يحقق كلاهما عبئا نقيلي متشابه (الشكل 2B)، يظهر كل منهما مسار زمني فريد (الشكل 2C) ونقاط HGP مميزة بوضوح (الشكل 2D). لتقييم ومقارنة كفاءة الاستعمار بين خطوط الخلايا المختلفة بشكل منهجي، طورنا مؤشر الاستعمار، وهو صيغة رياضية تدمج عدد الخلايا المحقونة، ومتوسط مدة البقاء، ونجاح الاستعمار (الشكل 2E-G).

عند إجراء الحقن المجسم لأول مرة أو اختبار سلالة خلية جديدة، من الضروري تقييم أنماط النمو بعناية ومقارنة النتائج عبر والعمليات والتجارب لضمان قابلية التكرار. إحدى الخطوات الحاسمة هي حقن خلايا الورم، حيث قد يحدث تسرب تعليق الخلية. قد يؤدي ذلك إلى تضليل موقع الورم، خاصة البذور العلاجية لخلايا الورم على الجمجمة و/أو السحايا، مما قد يؤدي إلى انتشار سحائي إيجابي كاذب لا يمثل استعمارا حقيقيا داخل الدماغ مع انتشار ثانوي لاحق للسحايا. توضح هذه السيناريوهات في الشكل 3.

figure-results-1
الشكل 1: الإجراءات قبل وأثناء وبعد العملية لحقن خلايا الورم داخل القشرة الورمية بتقنية التقسيمات الفراغية في الفئران. نظرة عامة تخطيطية على الإجراء. (أ) تشمل المرحلة قبل العملية تأقلم، تقييم الصحة، تجهيز موقع الجراحة، وتعليق الخلايا الورمية. (ب) تشمل المرحلة أثناء العملية تحفيز التخدير، شق فروة الرأس، وضعه في الإطار المجسم، فتح الجمجمة الدقيق، حقن خلايا الورم في القشرة الدماغية باستخدام الإحداثيات المجسمة، إغلاق الجرح والتعافي من التخدير. (ج) تشمل المرحلة بعد العملية إعطاء المسكنات، والمراقبة الروتينية لتقييم التعافي بعد الجراحة، والحالة الصحية العامة، وتطور الأعراض العصبية (اختبار الحبل المعلق)، يليه القتل الرحيم وجمع الأعضاء. يتضمن تحليل منظم بعد الوفاة لتقييم الحمل المنتشر في الأنسجة المجمدة الطازجة (FF) عبر qPCR ولتقييم أنماط النمو النسيجي في عينات FFPE من مكتبة شرائح رقمية. يتم توضيح المراحل الإجرائية الرئيسية بشكل متسلسل لتأكيد التوقيت وسير العمل الجراحي. تم إنشاء الصورة باستخدام BioRender. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

figure-results-2
الشكل 2: النتائج التمثيلية للنمو النقيلي في نماذج الفئران للنقائل الدماغية بعد الحقن المجسم لخلايا سرطان الثدي 4T1 و410.4. (أ) صور كبيرة تظهر غياب نمو الورم في فئران التحكم بالب/سي المحقونة ب ECM (ضابطة) ووجود آفات نقائلية مرئية في الفئران التي حقنتها بأنظمة تعليق الخلايا الورمية (Met). (ب) قياس العبء المنتشر في فئران التحكم المحقونة ب ECM (CTRL) والفئران التي لديها نقائل دماغية مشتقة من خلايا سرطان الثدي 4T1 و410.4. تم تقييم الحمل المنتشر بواسطة qPCR باستخدام Ck8 كعلامة ورم، مع Gapdh وPgk1 كجينات تنظيف منزلي (HK). تعرض البيانات كقيم متوسطة مع نقاط بيانات فردية. تم إجراء التحليل الإحصائي باستخدام تحليل النوفاع الأحادي الاتجاه تلاها اختبار دانيت للمقارنات المتعددة (n = 5؛ ****P < 0.0001). (ج) منحنيات البقاء في كابلان-ماير تقارن إجمالي البقاء (OS) للفئران التي حقنتها بشكل ستيريوتاكتيك بخلايا الورم ECM فقط (ضابطة، سوداء)، 4T1 (برتقالي) أو 410.4 (زرقاء). تم إجراء التحليل الإحصائي باستخدام اختبار التصنيف اللوغاريتمي (مانتل-كوكس) (4T1 مقابل 410.4؛ n = 10؛ ***P < 0.001). (د) صور نسيجية تمثيلية للنقائل الدماغية المشتقة من خلايا 4T1 و410.4، توضح الفروقات في أنماط النمو، بما في ذلك المجموعات الجماعية والخيوط المتسللة في الظهارة على التوالي. تم صبغ أجزاء الأنسجة بجسم مضاد مضاد للسيتوكيراتين 8. (ه) تحليل مقارنة لكفاءة الاستعمار باستخدام مؤشر الاستعمار (CI). تظهر قيم CI 4T1 (برتقالي) و410.4 (زرقاء). (و) الصيغة المستخدمة لحساب CI. (ز) جدول يلخص المعلمات المدرجة في CI لكلا النموذجين. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

figure-results-3
الشكل 3: أمثلة تمثيلية على نتائج حقن التقنية المجسمة الناجحة وغير المثالية. (A,C) صور ماكروسكوبية تظهر نموا نقيلا في مواقع مختلفة: (أ) نمو الورم في الجمجمة والسحيا الناتج عن حقن غير صحيح وتسرب خلايا الورم، و(ج) انتشار ناجح للنسيج المحيطي بعد الحقن الصحيح داخل القشرة. (ب، د) تؤكد المقاطع النسيجية المقابلة (ب) نمو الورم داخل السحايا مع تسرب لاحق إلى نسيج الدماغ، و(د) الانتشار الثانوي إلى السحايا من انتشار نسيج نسيج محدد. تم صبغ أجزاء الأنسجة بجسم مضاد مضاد للسيتوكيراتين 8. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمكن تقنية الحقن داخل الجمجمة المجسمة من توصيل الخلايا الورمية أو الخلطات الخلوية بدقة ومواقع مباشرة إلى القشرة الدماغية للفئران التجريبية. عند دمجها مع تحليل منظم بعد الوفاة، يكون هذا النموذج ذا قيمة خاصة لدراسة المراحل المتأخرة من انتشار الدماغ، بما في ذلك النمو النقيلي، والانتشار الثانوي داخل الأعضاء، والسبب المحتمل للوفاة. على النقيض من ذلك، طرق الحقن الجهازي (مثل الوريد الذيلي أو الحقن داخل القلب) أكثر ملاءمة لدراسة الخطوات المبكرة لسلسلة النقائل، مثل بقاء خلايا الورم في الدورة الدموية، وتفريغ الوعاء، والبذر في الأعضاء البعيدة. ومع ذلك، فإن هذه الأساليب ليست خاصة بالدماغ وعادة ما تؤدي إلى معدلات منخفضة وغير متسقة من استعمار الدماغ 18,19,20.

تظهر النماذج النظامية أيضا تغيرا بيولوجيا عاليا، خاصة فيما يتعلق بالمناطق الدماغية المتأثرة، مما يجعل الدراسات العلاجية صعبة وتتطلب مجموعات كبيرة من. بالإضافة إلى ذلك، غالبا ما تطور نقائل خارج الجمجمة، مما قد يؤدي إلى توقف مبكر من التجارب19. تقلل هذه القيود بشكل كبير من فائدتها في دراسة انتقال الدماغ في المرحلة المتأخرة. علاوة على ذلك، فإن الانتشار الثانوي وإعادة الاستعمار يصعب التحقيق بشكل خاص باستخدام النماذج الجهازية، حيث يكاد يكون التمييز بين الانتشار الأولي (النشأ من الورم الأولي) والانتشار الثانوي (الناتج عن انتشار قائم بالفعل) أمرا شبه مستحيل. علاوة على ذلك، فإن التحليل المنظم بعد الوفاة، خاصة لتقييم النمو الكبير المنتشر ونسبة الانتشار الدماغي (HGPs) للنقائل، محدود في هذه الظروف.

مقارنة بأنظمة خارج الجسم الحي، مثل العضويات المشتقة من المريض (PDOs) والزراعة العضوية النموذجية لشرائح الدماغ (co)-plants 21,22,23,24، يقدم الحقن المجسم عدة مزايا حيوية. بينما تحافظ نماذج خارج الجسم الحي على جوانب من بنية الدماغ الأصلية وقد تشمل الخلايا المناعية المقيمة والمتسللة من المرضى أو المتبرعين، إلا أنها تفتقر إلى التوعية الدموية، والإشارات الجهازية، والتعقيد الكامل لبيئة الورم الدقيقة في الجسم الحي، خاصة التسلل الإضافي لخلايا T أو خلايا المناعة المشتقة من الدم أو نخاع العظم23. تقتصر هذه القيود على تطبيقها على الدراسات قصيرة الأمد والإعدادات المبسطة، مثل فحص الأدوية أو اختبارات التفاعل النقيلي بين الخلايا والدماغ. على النقيض من ذلك، يدعم النهج التدريوتكتيك دراسات طويلة الأمد حول تقدم الورم، والاستجابة المناعية، والتدخل العلاجي داخل كائن حي سليم. من المهم أن تقييم الأعراض العصبية كنقطة نهاية إنسانية يسمح بقياس سريري ذو صلة لبداية الانتشار الكبير. وهذا يجعل النموذج أكثر انعكاسا لمسار الأمراض البشرية، وهو أمر ذو قيمة خاصة في البحث الانتقالي. على الرغم من أنه يتضمن استخدام، مما يثير اعتبارات أخلاقية تعالج من خلال الالتزام ب 3Rs (الاستبدال، الاخفيض، والتنقيح)، إلا أن هذا النموذج لا يمكن استبداله بالكامل حاليا ببدائل خارج الحي. قدرته على تكرار السياق الفسيولوجي الكامل لانتشار الدماغ تجعله لا غنى عنه لتطوير فهمنا للديناميكيات النقائلية والفيزيولوجيا المرضية الخاصة بالجهاز العصبي المركزي.

على الرغم من العديد من مزاياه، فإن نموذج حقن الستيريوتاكتيك لديه بعض القيود التي يجب أخذها في الاعتبار. من المخاوف الرئيسية احتمال تسرب تعليق الخلايا الورمية أثناء الحقن، مما قد يؤدي إلى أنماط نمو مضللة. على وجه الخصوص، قد يؤدي الالتصاق غير المقصود لخلايا الورم بالسحايا إلى انتشار السحائي العلاجي8، وهو ما لا يعكس بدقة المسار الطبيعي للانتشار النقيلي في هذا الخط الخلوي بالتحديد. لضمان موثوقية البيانات، يجب مقارنة أنماط نمو خط خلية ورم معين بشكل متسق بين والإجراءات الجراحية والمجربين. لتقليل تسرب خلايا الورم، نقترح استخدام المصفوفة خارج الخلية (ECM)، حيث أن قوامها الشبيه بالهلام وقدرته على التصلب عند درجة حرارة الجسم تجعلها أداة مفيدة. ومع ذلك، يواجه ECM أيضا تحديات، بما في ذلك الحاجة إلى التعامل السريع أثناء الحقن لمنع التصلب المبكر. اعتبار آخر في بروتوكولنا هو حقن خلايا الورم في مزيج من ECM ووسائط تحتوي على المصل. بينما يعزز FBS عملية زرع الخلايا الورمية من خلال توفير العناصر الغذائية التي عادة ما تكون محدودة في الدماغ، إلا أنه قد يعزز أيضا الالتهاب. إذا كان هذا مصدر قلق، يمكن استخدام وسائط خالية من المصل أو محاليل ملح متوازنة (مثل HBSS أو PBS) كبدائل.

بالإضافة إلى ذلك، فإن الحقن الوريدي الوريدي أكثر تطلبا تقنيا من الطرق الأخرى، مثل الحقن الوريدي (وريدي). يتطلب تدريبا خاصا لضمان قابلية التكرار، كما أن العملية تستغرق وقتا أطول بكثير، حيث تستغرق عادة 15-30 دقيقة لكل مقارنة ب 3-5 دقائق لحقن الوريد. هذه المدة الأطول تحد من عدد التي يمكن معالجتها في كل جلسة، مما قد يشكل تحديا للدراسات العلاجية التي تتطلب مجموعات كبيرة لتحقيق القوة الإحصائية. ومع ذلك، يمكن معالجة هذا القيد بفعالية من خلال توزيع الحقن على عدة أيام، مما لا يزيد فقط من مرونة التجارب وإمكانية الجدوى، بل يدخل أيضا تفاوتا بيولوجيا قيمة، مما يعكس فروقا أكثر واقعية بين الأفراد في سلوك خلايا الورم واستجابة المضيف.

وأخيرا، من المهم ملاحظة أن هذا النموذج يتجاوز الخطوات السابقة من سلسلة الانتشار النقيلي، كما نوقش سابقا. يجب اختيار النموذج التجريبي المناسب بناء على سؤال البحث والمرحلة المحددة من النقائل التي يتم دراستها. لدراسة الاستعمار الدماغي في المرحلة المتأخرة، يظل الحقن داخل القشرة المجسم هو المعيار الذهبي.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعلن المؤلفون أنهم لا يملكون مصالح متنافسة.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

حصل J.A.L. وR.B. على تمويل من وزارة الدفاع (TRR305-B03).

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
كماشة ثقب أذن الحيواناتلاب آرت
Bepanthen® مرهم العين والأنفباير فيتال جي إم بي إتش1578675
شمع العظامب. براون210434
عواد القطنهارتمان143213
مستخلص غشاء قاعدة كولتريكس (ECM)B& D3432-005-01
المطهرب. براون  107190
رأس الحفرشركة بيلاني للاستشارات GmbHD #76
مقص العينهيرمل501
حقنة هاميلتون (10&ميكرو؛ المجلد L)VWR5491135
وسادة التدفئة  إنتراسترو258122
اختبار أنف/قضيب الأسنان بالفأر (900/1430)شركة بيلاني للاستشارات GmbHDKI 926-B
مقص عين نويسهيرمل545
بور 60 ودرجة؛ قضبان أذن فأر بطرف غير نصابيشركة بيلاني للاستشارات GmbHDKI 922
المشرطPFM Medical AG17027
ملقط سيمكين القياسيهيرمل710
خياطة البولي أميد سيرالون (DR-009، USP 7/0، EP 0.5)سيراج-فيسنر GmbH V0053491
الدرابل الستيريوتاكسي - جاكوبس تشاك - 18000 دورة في الدقيقةشركة بيلاني للاستشارات GmbHDKI 1471-200-CE-A
ستيريوتاكسي بدون محول Ratشركة بيلاني للاستشارات GmbHDKI 963٪ 920
جهاز حقن الحقن للخمسين والأطفال 10&ميكرو؛ ل هاميلتونشركة بيلاني للاستشارات GmbHDKI 1772-F1
حاملات الإبر TC مايو-هير 160 ممهيرمل6425

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wu, A., Colón, G. R., Lim, M. Quality of life and role of palliative and supportive care for patients with brain metastases and caregivers: A review. Front Neurol. 13, 806344(2022).
  2. Ostrom, Q. T., Wright, C. H., Barnholtz-Sloan, J. S. Brain metastases: Epidemiology. Handb Clin Neurol. 149, 27-42 (2018).
  3. Aizer, A. A., et al. Brain metastases: A society for neuro-oncology (sno) consensus review on current management and future directions. Neuro Oncol. 24 (10), 1613-1646 (2022).
  4. Wang, B. X., et al. Impacts of egfr mutation and egfr-tkis on incidence of brain metastases in advanced non-squamous nsclc. Clin Neurol Neurosurg. 160, 96-100 (2017).
  5. Goncalves, P. H., et al. Risk of brain metastases in patients with nonmetastatic lung cancer: Analysis of the metropolitan detroit surveillance, epidemiology, and end results (seer) data. Cancer. 122 (12), 1921-1927 (2016).
  6. Kim, Y. J., Kim, J. S., Kim, I. A. Molecular subtype predicts incidence and prognosis of brain metastasis from breast cancer in seer database. J Cancer Res Clin Oncol. 144 (9), 1803-1816 (2018).
  7. Sampson, J. H., Carter, J. H. Jr, Friedman, A. H., Seigler, H. F. Demographics, prognosis, and therapy in 702 patients with brain metastases from malignant melanoma. J Neurosurg. 88 (1), 11-20 (1998).
  8. Sparrer, D., et al. Primary and secondary metastatic dissemination: Multiple routes to cancer-related death. Molecular Cancer. 24 (1), 203(2025).
  9. Siam, L., et al. The metastatic infiltration at the metastasis/brain parenchyma-interface is very heterogeneous and has a significant impact on survival in a prospective study. Oncotarget. 6 (30), 29254-29267 (2015).
  10. Proescholdt, M. A., et al. Metinfilt: A prospective trial highlighting the importance of the histological growth pattern in brain metastases. Translational Oncology. 60, 102480(2025).
  11. Berghoff, A. S., et al. Invasion patterns in brain metastases of solid cancers. Neuro Oncol. 15 (12), 1664-1672 (2013).
  12. Blazquez, R., et al. The macro-metastasis/organ parenchyma interface (mmpi) - a hitherto unnoticed area. Semin Cancer Biol. 60, 324-333 (2020).
  13. Dankner, M., et al. Invasive growth associated with cold-inducible rna-binding protein expression drives recurrence of surgically resected brain metastases. Neuro Oncol. 23 (9), 1470-1480 (2021).
  14. Blazquez, R., et al. Intralesional tlr4 agonist treatment strengthens the organ defense against colonizing cancer cells in the brain. Oncogene. 41 (46), 5008-5019 (2022).
  15. Blazquez, R., et al. Pi3k: A master regulator of brain metastasis-promoting macrophages/microglia. Glia. 66 (11), 2438-2455 (2018).
  16. Blazquez, R., et al. Lef1 supports metastatic brain colonization by regulating glutathione metabolism and increasing ros resistance in breast cancer. Int J Cancer. 146 (11), 3170-3183 (2020).
  17. Heppner, G. H., Miller, F. R., Shekhar, P. M. Nontransgenic models of breast cancer. Breast Cancer Res. 2 (5), 331-334 (2000).
  18. Francia, G., Cruz-Munoz, W., Man, S., Xu, P., Kerbel, R. S. Mouse models of advanced spontaneous metastasis for experimental therapeutics. Nature Reviews Cancer. 11 (2), 135-141 (2011).
  19. Singh, M., Bakhshinyan, D., Venugopal, C., Singh, S. K. Preclinical modeling and therapeutic avenues for cancer metastasis to the central nervous system. Frontiers in Oncology. 7, 220(2017).
  20. Valastyan, S., Weinberg, R. A. Tumor metastasis: Molecular insights and evolving paradigms. Cell. 147 (2), 275-292 (2011).
  21. Zhu, L., Miarka, L., Baena, P., Perea-García, M., Valiente, M. Protocol to generate murine organotypic brain cultures for drug screening and evaluation of anti-metastatic efficacy. STAR Protocols. 4 (2), 102194(2023).
  22. Steindl, A., Valiente, M. Potential of ex vivo organotypic slice cultures in neuro-oncology. Neuro Oncol. 27 (2), 338-351 (2025).
  23. Blazquez, R., et al. Organotypic 3d ex vivo co-culture model of the macro-metastasis/organ parenchyma interface. Methods Mol Biol. 2764, 165-176 (2024).
  24. Chuang, H. N., et al. Coculture system with an organotypic brain slice and 3d spheroid of carcinoma cells. J Vis Exp. (80), e50881(2013).

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

Stereotactic InjectionTumor Cell ImplantationMouse Brain ModelNeurological DeclineMetastatic OutgrowthTherapeutic Response

مقالات ذات صلة