مقالة منهجية

نهج مقارنة لدراسات العد الكمي للخلايا في أدمغة الثدييات المختلفة

DOI:

10.3791/69446

⸱

يناير 16, 2026

 ,  ,  ,  , 
1Neuroscience Institute Cavalieri Ottolenghi, 2Department of Veterinary Sciences, University of Turin, 3Department of Anthropology and Center for the Advanced Study of Human Paleobiology, The George Washington University

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تحتاج علوم الأعصاب الحديثة إلى استكشاف الفروقات بين العديد من الأنواع، بما في ذلك القوارض المخبرية والبشر. ومع ذلك، تظهر صعوبات تقنية عندما تشارك الثدييات ذات الأدمغة الكبيرة. يعالج هذا النهج التنوع بين الأنواع في تجمعات الخلايا العصبية في الثدييات المختلفة تماما، مما ينتج نتائج مماثلة لرسم خرائط لكشف أنماط تطورية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تجرى معظم الدراسات العصبية البيولوجية على القوارض المختبرية. على الرغم من العديد من أوجه التشابه بين أدمغة الثدييات، هناك اختلافات مهمة أيضا، وقد تكون مضللة في الترجمة. تم العثور على اختلافات واضحة بين الأنواع في مرونة الدماغ، وخاصة تكوين الأعصاب. يمكن أن تكون العمليات العصبية المختلفة منتشرة بسبب المقايضات التطورية، حيث تظهر تباينا عبر هياكل الدماغ والثدييات وتغير إمكانية اللدونة في الأنواع المتباينة، مثل الفئران والبشر. مقارنة أنواع مختلفة تثير عدة قضايا: تواجه الدراسات المقارنة صعوبات تقنية عندما تكون الأدمغة كبيرة الحجم؛ يمكن أن يحد استخدام الأساليب التجريبية غير المتجانسة من قبل مختبرات مختلفة من مقارنة النتائج؛ قد يرتبط التباين بمسارات زمنية مختلفة لعمليات النمو العصبي بين الثدييات، مما يضيف متغيرات للمقارنة.

ولمعالجة هذه القيود، تم إنشاء نهج لدراسة التباين بين الأنواع في مجموعة من الخلايا العصبية غير الناضجة في الطبقة الثانية في الثدييات التي تختلف بشكل كبير في حجم الدماغ، والدوران الدماغي، والمكانة الاجتماعية البيئية، والعمر. على الرغم من بعض المتغيرات التي لا يمكن توحيدها بالكامل، يقترح طريقة تجمع بين تقليل التباين في جمع الأدمغة وإنشاء هياكل تشريحية مشتركة كنقاط مرجعية لإجراء عد الخلايا على مستويات دماغية مقابلة. يمكن رسم خرائط البيانات التي يتم الحصول عليها (مثل كثافات الخلايا) على أشجار التطور لكشف أنماط تطورية وتحليلها للتحقق من التغاير مع السمات العصبية التشريحية (مثل حجم الدماغ، مساحة سطح القشر). وقد أظهر هذا النهج تباينا ملحوظا في عدد الخلايا العصبية غير الناضجة في القشرة بين المجموعات التطورية واكتشاف التغايرات مع حجم الدماغ. يمكن أيضا استخدام الطريقة لقياس الفروقات عبر مراحل تطور مختلفة في نفس النوع، ويمكن توسيعها لتشمل ثدييات وعمليات بيولوجية متنوعة أخرى لرسم خريطة نتائج مماثلة تسمح بقياس كمية أكثر دقة لمجموعات الخلايا المختلفة في أدمغة البالغين لدعم اللدنة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تستخدم أبحاث علم الأعصاب إلى حد كبير الفئران والفئران المتزاوجات لترجمة النتائج إلى البشر. على الرغم من العديد من التشابهات الجزيئية والخلوية وحتى التشريحية، إلا أن هناك أيضا اختلافات مهمة بين الأنواع، مما قد يكون مضللا لتفسير البيانات قبل السريرية 1,2. على الرغم من الحاجة إلى دراسات مقارنة، إلا أنها تعيق الصعوبات التقنية والعملية عندما تشارك أدمغة كبيرة الحجم (مثلا، من متوسط 0.5 جرام في الفئران إلى 1300 جرام في البشر؛ الشكل 1A). علاوة على ذلك، يمكن أن تحد الأساليب التجريبية غير المتجانسة من مختبرات مختلفة من مقارنة النتائج، خاصة التحليلات الكمية، مما يثير أحيانا جدلا. هذه هي حالة اللدونة الهيكلية في الدماغ، مع إشارة خاصة إلى العمليات العصبية 3,4,5، وهو موضوع يهم فهم اللدونة العصبية التطورية وإصلاح الدماغ 6,7.

تشير الاكتشافات الحديثة في مجال مرونة الدماغ بقوة إلى ظهور اختلافات جوهرية خلال التطور في حدوث ومعدل وموقع تشريحي لأنواع مختلفة من العمليات العصبيةالوراثية 8. مثال على ذلك هو الانخفاض الواضح في تكوين الخلايا الجذعية العصبية الذي يحدث لدى الثدييات الكبيرة الدماغ البالغة مقارنة بقوارض المختبر 5,9,10، ويرجح أن ذلك مرتبط بتوسع مختلف لمناطق الدماغ ووظائفها كطريقة للتكيف مع الضغوط البيئية 7,8، وكذلك مع دورات زمنية عصبية مختلفة 11,12. يبدو أن معدل تكوين الأعصاب يختلف بشكل ملحوظ بين الفئران والبشر، مما يثير مسألة الترجمة13.

من ناحية أخرى، تم الافتراض أن نوعا جديدا من "تكوين الأعصاب بدون انقسام" يمثله الخلايا العصبية المحجوبة في حالة توقف النضج (ما يسمى الخلايا العصبية غير الناضجة أو الخاملة 14,15,16,17,18,19) بأنه يزداد من نوع صغير الدماغ إلى كبير الدماغ 20,21. ومن المثير للاهتمام أن مجموعة الخلايا العصبية غير الناضجة المستقلة عن الخلايا الجذعية تستضيف في القشرة الدماغية (موقع الإدراك عالي الرتبة في الأنواع ذات الدماغ22,23) وبعيدة عن المواقع العصبية الجينية القانونية، والتي ترتبط غالبا بالشم والملاحة المكانية، والتي تحتفظ بأهمية كبيرة في الأنواع العصبية الدماغية 7,8. تتجاوز هذه الاختلافات بين هياكل الدماغ وأنواع الثدييات مجرد اهتمام نسبي بحت، إذ يمكن أن تكون ذات صلة في الترجمة من خلال تغيير إمكانية اللدونة لدى الفئران والبشر. لهذه الأسباب، من الضروري تقييم مدى تمثيل الاختلافات التنوعية التطورية بين الثدييات المختلفة بشكل كبير، مع الإشارة بشكل خاص إلى القوارض والرئيسيات المختبرية.

تم وصف نهج تم وضعه مؤخرا لدراسة التباين بين الأنواع لمجموعة من الخلايا العصبية القشرية غير الناضجة (cINs) في الثدييات التي تختلف بشكل كبير في حجم الدماغ، والدوران الدماغي، والمكانة الاجتماعية البيئية 22,24,25. تعتمد هذه الطريقة على ثلاثة مبادئ: 1) اعتبار معالجة عدة أنواع ثديية (متنوعة) بالتوازي باستخدام نفس الإجراءات؛ 2) تقليل المتغيرات التي لا يمكن توحيدها بالكامل في أدمغة مختلفة تماما (إجراءات التثبيت، فترة ما بعد الوفاة، العمر) ومعالجة خصوصية النوع للأجسام المضادة في الكيمياء المناعية الخلوية باستخدام ميزات مشتركة واسعة النطاق لمجموعة الخلايا قيد الدراسة كضوابط إيجابية داخلية؛ و 3) لوضع هياكل تشريحية مقابلة كنقاط مرجعية لإجراء عد الخلايا على مستويات دماغية متوافقة لأنواع مختلفة (الشكل 1B والشكل 2). يمكن رسم البيانات التي تم الحصول عليها (مثل كثافة الخلايا) من خلال عد الخلايا المرتبطة بالعلامة المعروفة مزدوجة الكورتين (DCX 15,17,26) على أشجار التطور لكشف أنماط تطورية وتحليلها للتحقق من التغاير مع معايير مختلفة، مثل حجم الدماغ، التلفيف الدماغي، ومساحة سطح القشر.

الشكل 1
الشكل 1: معالجة أدمغة الثدييات المختلفة لتقييم توزيع وكمية cINs في الوشاح القشري. (أ) الثدييات التي تنتمي إلى أنواع وترتيبات مختلفة تتميز بأحجام ودرجات مختلفة من الدوران الدماغي وتمدد القشر. أيقونات الدماغ أعيد إنتاجها برخصة BioRender. (ب) مقاطع تاجية ممثلة من تولويدين ملون باللون الأزرق مقطوعة من أدمغة بأحجام مختلفة تماما وتمدد الوشاح القشري. تستخدم مقاطع متسلسلة مصبوغة نسيجيا (قطع كريوستات، إكليلية، بسماكة 40 ميكرومتر) لتحديد البنى العصبية التشريحية الرئيسية في كل نوع من (انظر الشكل 3)؛ لاحظ الفروقات الملحوظة في حجم الدماغ ومحيط القشرة. تم إعادة إنتاج أيقونات في اللوحة A بإذن من لا روزا وآخرين. 22. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

وأخيرا، نظرا لأن جميع العمليات التجميلية تخضع عادة لتقليل تدريجي مع زيادة عمر27,28، فإن هناك قضية أخرى في المرونة العصبية المقارنة وهي تقييم المسارات الزمنية المختلفة لهذا الانخفاض، والتي قد تكون مرتبطة بمسارات زمنية مختلفة لعمليات النمو العصبي عبر الثدييات 12,29,30. في الواقع، وجود الأنواع سريعة النضج (الفئران) مقابل الأنواع بطيئة النضج (الرئيسيات) هو سبب آخر لمحدودية نظام النماذج الأكثر شيوعا، وهو فأر المختبر، في حل التحديات في العلوم الطبية الحيوية. الطريقة الموضحة هنا يمكن أن تكون مفيدة أيضا للنظر في مجموعات الخلايا في أعمار مختلفة عبر عمر كل نوع ثم مقارنة الاتجاهات الناتجة بين الأنواع. تم العثور على اختلافات وراثية في كثافة cIN، بالإضافة إلى اختلافات في استمرارها عبر الأعمار، بين الثدييات ذات الدماغ الصغير والكبير الدماغ22,28.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

جميع إجراءات كانت تتوافق مع اللوائح الوطنية والمؤسسية ذات الصلة. تم الحصول على أنسجة الفئران من معهد علوم الأعصاب كافالييري أوتولينغي (نيكو)، أورباسانو، إيطاليا، بموجب موافقة من وزارة الصحة الإيطالية (RRID: MGI:3696370)، بإذن من مختبرات سيرينا بوفيتي وتشارلز ريفر. تم جمع أنسجة الجرذان العاري في جامعة كوين ماري بلندن (المملكة المتحدة) مباشرة بعد القتل الرحيم، وفقا للجدول 1 من قانون (الإجراءات العلمية) لعام 1986. اتبعت تجارب الأرانب توجيه مجلس المجتمعات الأوروبية 86/609/الاتحاد الأوروبي والقانون الإيطالي (DL.vo 116/92)، بموافقة وزارة الصحة الإيطالية (التفويض 66/99-A). تم الحصول على أدمغة الأغنام والحصان بعد الوفاة من مسلخ تجاري بموجب التوجيه 86/609/EEC وإشراف بيطري مستمر. تم تزويد أدمغة بعد الوفاة من قبل مختبرات مارشال بيو (ليون، فرنسا) مع التصاريح المطلوبة؛ تم جمع أدمغة القطط بعد الوفاة في جامعة بادوفا خلال تشريحات تشخيصية روتينية بموافقة المالك. اتبعت جميع الإجراءات تشريعات الاتحاد الأوروبي وإيطاليا. تم التعامل مع عينات الشمبانزي وفقا لمبادئ التوجيه الدولية لمجلس المنظمات الدولية للعلوم الطبية (CIOMS) وبموجب تصريح مكتب رعاية المختبرية (NIH-OLAW) التابع للمعاهد الوطنية للصحة (NIH-OLAW) رقم A5761-01 (للتفاصيل حول كل نوع من أنواع والتجربة، انظر الجدول التكميلي 1 والمرجع 22,25).

1. جمع الدماغ

  1. اجمع الأدمغة مباشرة أو من مؤسسات وبنوك أنسجة أخرى، لكن ضع في اعتبارك فقط نصفي الكرة الأرضية بأكملها. حدد مع المؤسسات أفضل إجراء لاستخراج الأدمغة من، مع مراعاة تقليل الضرر في نصف الكرة وضمان الحد الأدنى لفترات ما بعد الوفاة (PMI، انظر الملاحظة أدناه) والغمر السريع في محلول مثبت بعد الاستخلاص.
    ملاحظة: اعتمادا على حساسية الجسم المضاد المعني، كن على علم بمؤشر PMI. نظرا للحساسية العالية للدبل كورتين (DCX) للتحلل، اجمع عينات بنطاق مؤشر PMI من 0 إلى 1 ساعة (باستثناء الشمبانزي، الذي لديه مؤشر PMI يصل إلى 14 ساعة، والذي لم يسبب أي تغيير في جودة التلوين، الجدول التكميلي 1).
  2. نظرا لتفاوت عمر الكبير، حدد مسبقا الفئات العمرية التي سيتم جمعها بين الثدييات المختلفة التي تم النظر فيها للدراسة، للحصول على بيانات قابلة للمقارنة.
    1. لتصميم هذه الدراسة ولتحديد فئات عمرية مماثلة، حلل المعلومات من قاعدتين بيانتين عن تاريخ وتنوع: AnAge، قاعدة بيانات منسقة لتاريخ الشيخوخة وتاريخ الحياة في، وAnimal Diversity Web، قاعدة بيانات إلكترونية للتاريخ الطبيعي للحيوانات، وتوزيعه، وتصنيفه، وبيولوجيا الحفظ.
    2. قسم عمر إلى أربع مراحل (واحدة قبل البلوغ وثلاث مراحل بعد البلوغ، وهي: "البالغ"), بدءا من تصنيف الجمعية الأمريكية للطب البيطري (AVMA) لمراحل الحياة في31، حيث تم تقسيم العمر إلى ست مراحل: الجرو، الصغر، البالغ، الناضج، الكبير، والمسن.
    3. من خلال دمج مراحل الكبار السن والمسنين، بالإضافة إلى المراحل البالغة والناضجة، استخدم هذا المصطلح: ما قبل البلوغ، الشاب البالغ، منتصف العمر، وكبار السن/22 سنة.

2. تثبيت ومعالجة أنسجة الدماغ

ملاحظة: قد تختلف إجراءات التثبيت حسب حجم الدماغ والمخاوف الأخلاقية المتعلقة ببعض أنواع (معظم الرئيسيات أو الخيول ذات الدماغ الكبير لا يمكن تثبيتها ويجب تثبيتها بالغمر في المحلول الثابت بعد الاستخلاص).

  1. حافظ على انغماس الدماغ تماما في محلول مثبت (4٪ بارافورمالديهايد أو 10٪ فورمالين ينصح به).
    ملاحظة: يختلف وقت التثبيت حسب حجم الدماغ (مثلا، 3 أسابيع لدماغ؛ 3 أشهر لدماغ الخيول، الجدول التكميلي 1). تجنب تقليل الوقت أو الزائد في المحلول المثبت للحفاظ على سلامة المستضد المطلوب.
  2. اقطع نصف الدماغ المفضل إلى شرائح متساوية (بسماكة 1-1.5 سم) باستخدام مسطرة (لإجراء قطع مستقيم) وسكين طعن.
  3. اغمر شرائح الدماغ في محلول فوسفات (PB) بحجم 0.1 M (28.49 جرام فوسفات الصوديوم ثنائي البازي و7.8 جرام فوسفات الصوديوم أحادي الأساس مذاب في ماء مقطر، pH 7.4) واحتفظ بها تحت تحريك خفيف على هزاز لمدة 24 ساعة. إذا لزم الأمر (انظر الملاحظة أدناه)، تخلص من المحلول واستبدلته بمحلول جديد PB 0.1 M، pH 7.4 في اليوم التالي.
    ملاحظة: حجم وعدد الغسلات في PB 0.1M تختلف حسب حجم الدماغ (مثلا 30 دقيقة لدماغ الفأر، 3 أيام لدماغ الحصان). تأكد من أن الأدمغة مغمورة بالكامل في PB 0.1M وأن الغسائر الفورمالينية والدم والأنسجة لم تعد موجودة لإيقاف الغسل.
  4. قم بتحمي الشرائح بالتبريد عن طريق غمرها في محاليل السكروز ذات التركيز المتزايد تدريجيا (10٪، 20٪، حتى 30٪) في PB 0.1 M، ودرجة حموضة 7.4، واحتفظ بها تحت تحريك لطيف على شاكر.
    ملاحظة: يختلف حجم محاليل السكروز حسب حجم الدماغ. تأكد من أن الأدمغة مغمورة بالكامل في محاليل السكروز وأنها تغوص تماما قبل نقلها إلى تركيز أعلى من السكروز.

3. قطع نصف الكرة بالتجميد بالكامل

  1. قم بإزالة السحايا من شرائح الدماغ باستخدام ملقط منحني لتجنب المشاكل أثناء القطع.
  2. ضع الشرائح في قوالب مدمجة مملوءة بمركب درجة حرارة القطع المثلى (OCT). إذا لم تملأ الشريحة القالب المدمج، اقطع قطعة مربعة من بارافيلم أكبر قليلا من شريحة الدماغ وأضف وسط OCT إلى مركز القطعة، ثم ضع الشريحة فوق OCT.
  3. جمد الشريحة بالغمر في 300 مل من الإيزوبنتان المبرد بالنيتروجين السائل عند -50 درجة مئوية حتى يتحول وسط OCT إلى اللون الأبيض بالكامل. يمكن الاحتفاظ بشرائح الدماغ عند -80 درجة مئوية للتخزين طويل الأمد حتى التقسيم.
  4. قبل التقسيم، حافظ على شريحة الدماغ عند -20 درجة مئوية لمدة لا تقل عن 5 ساعات للسماح للنسيج بالوصول ببطء وبشكل متجانس إلى نفس درجة حرارة الكريوستات.
  5. اقطع الشريحة إلى مقاطع إكليلية متسلسلة بسماكة 40 ميكرومتر باستخدام جهاز التبريد، مع الحفاظ على نطاق درجة حرارة داخل الحجرة من -20 °م إلى -25 °م.
  6. اجمع الأقسام العائمة الحرة في صفائح تحتوي على 12 بئر وتخزينها في محلول مقاوم للتجميد (150 مل من الجلسرول، 150 مل من الإيثيلين جليكول، 150 مل من الماء المقطر، و50 مل من محلول F [1.682 جرام من ثنائي هيدرات فوسفات الصوديوم البازي و0.385 جرام من هيدروكسيد الصوديوم المذاب في ماء مقطر، درجة حموضة 7.4]) (1 مل/بئر، أو أكثر لتغطية الأقسام بالكامل في حالة الأدمغة الكبيرة) عند -20 درجة مئوية حتى التلوين.
    ملاحظة: تختلف شرائح نصف الكرة بأكملها حسب حجم الدماغ. يجب تقسيم الأدمغة الأكبر (مثل الشمبانزي، الخيول) إلى كتلتين متساويتين (ظهري وباطني) ليتم معالجتها في التجميد الطبيعي. في هذه الحالة، يمكن جمع الأقسام العائمة الحرة في لوحين من 6 آبار. بديل هو تقسيم أنصاف الكرة من الأنواع ذات الأدمغة الكبيرة باستخدام ميكروتوم منزلق، مما يسمح بوجود كتل أكبر حجما.

الشكل 2
الشكل 2: معالجة أدمغة مختلفة تماما تتبع نفس الإجراء وتتعامل مع متغيرات لا يمكن توحيدها. في الطريقة الموضحة أعلاه، يتم تنفيذ جميع الإجراءات التي يمكن توحيدها بنفس الطريقة (التثبيت العام، قطع مقاطع إكليل متسلسلة بنفس السماكة في نصف الكرة بأكمله، الإجراءات الكيميائية المناعية العامة، عد الخلايا). تم إنشاء الشكل باستخدام BioRender (https://app.biorender.com/). يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

4. التلوين النسيجي

  1. اختر مقاطع إكليل تسلسلية (قسم واحد من أصل 12). للحصول على هذا التباعد، اختر جميع أقسام بئر واحد من لوحة ال 12 بئرا. استخدمها للحصول على تمثيل كامل لنصف الكرة الكئ بالكامل وكمرجع لاختيار المقاطع التاجية عند مستويات دماغية متقاربة مختلفة بين الأنواع المختلفة المدروسة (انظر القسم 5). ركبها على شرائح هلامية بنسبة 1٪. دعها تجف لبضع ساعات.
  2. حضر المحاليل التالية (150 مل/محلول): الإيثانول 50٪، 70٪، 96٪، 100٪، زيلول، والتولويدين الأزرق.
  3. بروتوكول التلوين: ضع الشرائح بتركيزات متزايدة من الإيثانول (50٪-100٪)، دقيقة واحدة لكل منها عند 50٪-70٪، دقيقتين لكل منها عند 96٪-100٪، ثم انقلها إلى محلول الزيلول لمدة دقيقة واحدة.
  4. ضع الشرائح بترتيب عكسي: محلول الزيلول لمدة دقيقة واحدة ثم تركيز منخفض من محاليل الإيثانول (100٪-50٪)، دقيقتين لكل منها عند 100٪-96٪، دقيقة لكل واحدة عند 70٪-50٪.
  5. ضع الشرائح في 150 مل من الماءالمقطر 2O (دقيقتين).
  6. ضع الشرائح في محلول صبغة تولويدين بلو (5-10 دقائق). بعد هذه الخطوة، تظهر الأجزاء الملونة باللون الأزرق الداكن.
    ملاحظة: الأقسام الزمنية التي تحتفظ بها في المحاليل الخاصة بالصبغ النسيجي قد تختلف حسب النوع. اختبر أقسام الدماغ من النوع المعني لتحديد بروتوكول التلوين الأمثل.
  7. اشطف الشرائح ب 150 مل من ماء الهورين المقطر لمدة دقيقةواحدة.
  8. تابع خطوة التمايز بوضع الشرائح بتركيزات متزايدة من الإيثانول (70٪-100٪) لمدة دقيقة واحدة عند 70٪، ودقيقتين لكل منها عند 96٪-100٪، ثم انقله إلى محلول الزيلول لمدة دقيقة و30 ثانية. خلال هذه الخطوات، ستتحول الأقسام من اللون الأزرق الداكن إلى الأزرق السماوي.
  9. تأكد من أن الأجزاء لا تزال مبللة من آخر خطوة إكسيل قبل انزلاق الغطاء باستخدام وسط تثبيت (إذا جفت اشطفها بمحلول الزيل لمدة 5 ثوان). ثم دع الشرائح تجف لبضعة أيام.

5. اختيار مستويات الدماغ والتلوين الكيميائي المناعي

  1. باستخدام المقاطع الملونة نسيجيا التي تم الحصول عليها في القسم 4 كمرجع، حدد مستويات الدماغ بناء على السمات العصبية التشريحية المحددة: المستوى 1 (L1) - من الفتحة الأمامية للبطين الجانبي إلى L2؛ المستوى 2 (L2) - من بداية الكبسولة الداخلية الأمامية إلى L3؛ المستوى 3 (L3) - من بداية اللوزة الدماغية الأمامية إلى L4؛ المستوى 4 (L4) - من إغلاق خلفي للبطين الجانبي إلى امتداد يعادل ذلك في L2 (نفس عدد المقاطع التسلسلية بسماكة 40 ميكرومتر؛ الشكل 3).
    ملاحظة: المراجع التشريحية العصبية المذكورة أعلاه تهدف إلى السماح بمقارنة قشرات الدماغ التي تنتمي إلى أدمغة ذات أحجام ودوران دماغية مختلفة تماما. اعتمادا على منطقة الدماغ المعنية، يمكن أن تتغير الخصائص التشريحية المستخدمة كمرجع.
  2. اختر ثلاث مقاطع إكليلية متساوية المسافة من كل مستوى دماغي.
    ملاحظة: حجم كل مخزن مؤقت يستخدم في الخطوات التالية يختلف حسب حجم الدماغ (مثلا، 0.5 مل/بئر لأقسام الفأر، 1.5 مل/بئر لأقسام الخيول). تأكد من أن الأقسام العائمة مغطاة بالكامل بكل مخزن مؤقت.
  3. غسل الأقسام ثلاث مرات بدرجة PBS 0.01 M، ودرجة حموضة 7.4، لمدة 5 دقائق لكل منها.
  4. حضن الأقسام في محلول حجب بيروكسيداز داخلي (0.6٪ H2O 2، 1٪ Triton X-100 في 0.01 M PBS، درجة حموضة 7.4؛ 20 دقيقة) أو قم بسحب المستضد باستخدام حمض الستريك (10 ملليمول حمض الستريك في ماء مقطر مع 0.05٪ Tween 20، pH 6.0)، 5 دقائق عند 90 درجة مئوية.
    ملاحظة: اعتمادا على إجراء/وقت التثبيت والمستضد المعني، قد يكون من الضروري استرجاع المستضد للحصول على التلوين الأمثل (قد تختلف الحاجز، درجة الحرارة، الرقم الهيدروجيني، ووقت الحضانة حسب المستضد المعني).
  5. اغسل الأقسام مرة أخرى ب PBS 0.01 M، pH 7.4 (3 غسلات × 5 دقائق).
  6. حضن الأقسام في محلول حاجب (ألبومين مصل البقري 1-5٪ (BSA)، المصل الطبيعي، 1-1.5٪ ترايتون X-100 في 0.01 مليون PBS، الرقم الهيدروجيني 7.4؛ 90 دقيقة عند RT).
  7. حضانة الأقسام بمحلول الأجسام المضادة الأولي (1-5٪ BSA، 2-3٪ مصل طبيعي، 1-1.5٪ Triton X-100، الجسم المضاد الأساسي في 0.01 M PBS، درجة الحموضة 7.4؛ 48 ساعة عند 4 °C تحت التحريك اللطيف).
    ملاحظة: قد تعطي الأجسام المضادة ضد المستضد المعنية نتائج مختلفة من حيث جودة التلوين عند استخدامها في مناطق دماغية مختلفة وفي أنواع مختلفة26. هناك حاجة إلى مقارنة بين مجموعة من الأجسام المضادة من مصنعين مختلفين لاختيار الأداة المثلى المستخدمة في الأنواع المختلفة التي تم النظر فيها للدراسة (لتقليل التباين بين العينات).
  8. كرر خطوة الغسيل الموضحة في الخطوة 5.3.
  9. حضن الأقسام بمحلول ثانوي من الأجسام المضادة البيوتينيلية (1-5٪ BSA، 2-3٪ مصل طبيعي، 1-1.5٪ ترايتون X-100، أجسام مضادة بيوتينيلة ثانوية في 0.01 M PBS، درجة حموضة 7.4؛ ساعتان في RT).
    ملاحظة: تستخدم طريقة مركب بيروكسيداز الأفيدين-البيوتين في عد الخلايا على العصبية اللوسيدية (انظر القسم 6)، لأنها تعطي ترسبا كثيفا وطويل الأمد، مما يسمح بالتركيز عبر سمك المقطع أثناء العد. يمكن أيضا استخدام التحليل المناعي الفلوري والتحليل الكونفوكي لإجراء صبغ مناعي مزدوج أو ثلاثي لتوصيف الخلايا بشكل أعمق (للبروتوكولات، انظر المرجع 22، 25، 32).
  10. حضر مركب أفيدين-بيوتين-بيروكسيداز باستخدام مجموعة المجموعات المتاحة.
    ملاحظة: حضر محلول مركب بيروكسيداز أفيدين-بيوتين في تريس-HCl 0.05 M، درجة حموضة 7.5 (التي توفر درجة حموضة مستقرة لتكوين المركب) قبل ساعة على الأقل من الاستخدام، للسماح بتكوين المركب.
  11. اغسل الأقسام مرتين ب PBS 0.01 M، pH 7.4 (غسلتان × 5 دقائق)، ومرة واحدة في Tris-HCl 0.05 M، pH 7.5 (5 دقائق).
    ملاحظة: بما أن مركب أفيدين-بيوتين-بيروكسيداز في محلول مع تريس-HCl 0.05M، فإن الشطف ب Tris-HCl 0.05 M يسمح بتعويد الأنسجة على المحلول.
  12. حضانة الأقسام في مركب الأفيدين-البيوتين-بيروكسيداز (ساعة واحدة في RT).
  13. أقسام الغسل ب Tris-HCl 0.05 M، pH 7.5 (3 × 5 دقائق غسل).
  14. تحت غطاء البخار، حضن مقاطع في محلول صبغ 3,3'-ديامينوبينزيدين (DAB) (H2O2، DAB بدرجة Tris-HCl 0.05 M، درجة حموضة 7.5) حتى يتم الحصول على التلوين الأمثل. خلال هذه الخطوة، تتحول الأقسام من اللون الشفاف إلى اللون البني/الأحمر العنابي.
    ملاحظة: يختلف الوقت اللازم للحصول على أفضل صبغة حسب النوع الذي تم تحليله (مثلا لمنطقة DCX، 2-5 دقائق لأقسام الفئران، 20-30 دقيقة لأقسام الخيول). تحقق من الأجزاء التي تصبغ كل دقيقتين لتجنب التلوين الزائد.
  15. أقسام الغسيل بحجم PBS 0.01 M، درجة حموضة 7.4 (3 مرات غسلة لمدة 5 دقائق).
  16. ثبت الأجزاء على شريحة واحدة، وبعد أن تجف، غطها بغطاء سليب باستخدام وسط التثبيت، واترك الشرائح تجف لبضعة أيام.

الشكل 3
الشكل 3: تحديد مستويات الدماغ التشريحي العصبي لدراسة توزيع وكمية الخلايا العصبية غير الناضجة DCX+ في القشرة الدماغية. أربعة هياكل عصبية تشريحية مقابلة (بداية البطين الجانبي الأمامي [المستوى 1، L1]؛ بداية الكبسولة الداخلية [L2]؛ بداية اللوزة الدماغية الأمامية [L3]); إغلاق البطين الجانبي خلفيا [L4]؛ تم النظر إلى الدوائر الحمراء) لتحديد أربعة مستويات دماغية أمامية إلى خلفية مقابلة في جميع الثدييات المعنية، لدراسة عدد cIN داخل القشرة الدماغية بطريقة "مماثلة". (أ) مثال على القوارض المختبرية (فأر، على اليسار) والرئيسيات (شمبانزي، يمين). يتم النظر في ثلاث مقاطع إكليلية من كل مستوى دماغي (ليصبح المجموع 12 قسما؛ رؤوس سهام حمراء) للعد الخلوي على كامل محيط الطبقة الثانية لكل قسم إكليجي (ملاحظة: جميع الأقسام تحتوي على القشرة الجديدة، بينما بعضها فقط سيحتوي أيضا على قشرة قديمة). يهدف هذا النهج إلى السماح بإجراء التحليلات على مستويات عصبية تشريحية متوافقة في أدمغة تختلف كثيرا في الحجم. (ب) يعطى مثال لتحديد المستوى الأول (L1) في المقاطع الملونة نسيجيا لأنواع ثدييات مختلفة تماما. أيقونات الدماغ تم إنشاؤها باستخدام BioRender. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

6. عد الخلايا

  1. افتح برنامج Neurolucida على محطة العمل وضع الشريحة تحت المجهر مع الهدف المختار لعد الخلايا.
    ملاحظة: في عد خلايا DCX+، تم استخدام هدف 20x.
  2. عند التكبير المنخفض (مثلا، 4x)، ارسم مخطط الطبقة القشرية الثانية باستخدام أداة خط الكونتور الحرة في قائمة التتبع في البرنامج، للحصول على محيط الطول (كل من القشرة القديمة والقشرة الجديدة).
  3. اختر الرموز المفضلة لعد الخلايا في شريط أدوات Markers، الموجود في الجزء الأيسر من الشاشة. لهذا التحليل، يتم عد خليتين مختلفتين في كل منطقة محل اهتمام (القشرة القديمة، القشرة الجديدة) حسب شكلهما (الذي يتوافق مع حالات نضج مختلفة: النوع 1، ذو سوما صغير وشكل ثنائي القطب، نطاق قطر السوما 3-9 ميكرومتر؛ النوع 2، مع سوما أكبر وتشجير شجراني معقد، وقطر سوما يتراوح بين 9-18 ميكرومتر).
    ملاحظة: لهذا التحليل، يتم اختيار نوعين مختلفين من الرموز/الخلايا لكل منطقة محل اهتمام في شريط أدوات العلامات. تقسيم قطر السوما إلى نطاقات مختلفة أمر حاسم لتصنيف الخلايا بدقة دون وجود شكل واضح، والتي قد تكون في حالة نضج متوسطة. لتجنب العد الزائد، يتم استبعاد الخلايا المقطوعة عند السطح العلوي للقسم من التحليل.
  4. اجمع بيانات التحليل التطوري من ثلاث مناطق مختلفة: القشرة القديمة، القشرة الجديدة، والقشرة الدماغية (الأخيرة تم الحصول عليها بإضافة بيانات من القشرة القديمة والجديدة للقشرة الدماغية).
  5. اجمع في ملف بيانات محيط الطبقة القشرية (2 مم)، والذي يظهر في شريط أدوات قياسات الكونتور في البرنامج.
  6. في نفس الجدول، اجمع عدد خلايا النوع 1 والنوع 2 (الظاهر في شريط أدوات العلامات) والعدد الإجمالي للخلايا (المكتسب بجمع خلايا النوع 1 والنوع 2) في كل منطقة دماغية ومستوى دماغي مدرجا (ثلاثة أقسام/مستوى، بإجمالي 12 قسما/عينة).
  7. استخدم هذه البيانات للحصول على كثافة الخلايا الخطية (عدد الخلايا/مم) ونسبة الخلايا من النوع 1 والنوع 2 (رقم الخلايا من النوع 1/النوع 2 مقسوما على إجمالي عدد الخلايا ومضروبا في 100).
  8. احسب القيمة الوسيطة للكثافة (باستخدام دالة الوسيط في جدول البيانات) للأقسام الاثني عشر التي تم النظر فيها/العينة، لتمثيل كثافة الخلايا الخطية بشكل بياني. استخدم الوسيط كمقياس مركزي لأن العينة لكل مجموعة صغيرة نسبيا (4/مجموعة)، وبعض المجموعات تظهر توزيعات غير متماثلة (الوسيط أقل تأثرا بالقيم القصوى).
  9. احسب نسبة الخلايا من النوع 1 و2 في كل عينة (باستخدام الصيغة الموضحة أعلاه) ثم احصل على متوسط القيمة المئوية بين العينات الأربع أو الأنواع التي تم النظر فيها (باستخدام دالة المتوسط في جدول البيانات). بعد ذلك، استخدم كثافة الخلايا الخطية لإجراء تحليلات تطورية (انظر القسم 7)، واستخدم إجمالي الخلايا التي تم عدها في كل قسم إكليل لتقدير العدد الكلي للخلايا العصبية/نصفي الكرة الأرضية غير الناضجة.
  10. استخدم أداة التحديد الحرة على برنامج Neurolucida لرسم خط عبر قطر السوما بشكل عمودي على محوره الرئيسي. من خلال تنفيذ هذه الخطوة، احسب طول قطر ما لا يقل عن 100 خلية موجبة DCX (DCX+) المختارة عشوائيا من كلا النوعين في كل نوع (25 خلية/عينة) في كل منطقة دماغية، للحصول على نطاق قطر السوما لخلايا النوع 1 والنوع 2.

7. التحليلات التطورية: توليد شجرة التطور

  1. أنشئ قائمة بالأنواع المحللة في Notepad باستخدام أسمائها العلمية، ثم رفعها إلى الموقع https://timetree.org/.
    ملاحظة: يمكن التحقق من الأسماء العلمية باستخدام الموقع: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/taxonomy
  2. تصدير ملف الشجرة المحصل عليه بالنقر على زر ملف إلى Newick .

8. التحليلات التطورية: عد دمج البيانات في شجرة التطورية

  1. في أعمدة منفصلة من ورقة البيانات، قم بإدراج جميع الأنواع المحللة والبيانات المقابلة التي يجب ربطها بها (في هذه الحالة: كثافة خلايا القشرة الكاملة DCX+، كثافة الخلايا في القشرة الجديدة DCX+، وكثافة خلايا القشرة القديمة DCX+). إذا كان هناك عدة أفراد متاحين لكل نوع، احسب متوسط الكثافة المتوسطة للمعلمات المختارة.
  2. قم بتحميل برنامج مشروع ميسكيت (https://www.mesquiteproject.org/) لدمج شجرة التطور مع بيانات العد.
    ملاحظة: يتطلب هذا البرنامج أن تكون جافا موجودة بالفعل على الكمبيوتر.
  3. افتح ملف نيويك الذي كان محفوظا سابقا بواسطة Timetree بالنقر على فتح الملف. ثم اختر خيار ملف شجرة نيويك البسيط/فيليب . عامل الملف كنص واحفظه ك ".nex".
  4. في الصفحة الجديدة التي تفتح، اختر Taxa&Trees متبوعا نافذة جديدة ثلاثية، واختر مع الأشجار من المصدر. في نافذة النافذة المنبثقة، اختر شجرة المخزنة، واضغط موافق. سيتم عرض تبويب جديد يسمى الأشجار المستوردة .
  5. قم بتعديل شجرة التطور الرسومي (مثل الخط، الحجم، الفروع التي تتناسب مع الطول) في قسم العرض .
  6. أضف علامة تبويب جديدة على Mesquite، اختر إضافة ثم مصفوفة حرف جديدة واختر عدد الأحرف (في هذه الدراسة، العدد = 3، وهو ما يعادل كثافات خلايا DCX+ الثلاثة). عامل الشخصيات كبيانات مستمرة.
    ملاحظة: تمثل الأحرف البيانات المراد ربطها بشجرة التطور.
  7. انسخ البيانات التي ستتم ربطها بشجرة التطور الوراثي (الجزء 6.4) في هذا التبويب الجديد واحفظها.
  8. في تبويب الأشجار المستوردة، اختر تحليل:شجرة وتتبع تاريخ الشخصية لإجراء تحليل حالات الأسلاف البسيطة .
  9. احفظ الملف كملف PDF.

9. التحليلات التطورية: حجم الدماغ وكثافات خلايا DCX+

  1. في ورقة البيانات التي تم إنشاؤها سابقا، أضف عمودا بحجم دماغ كل نوع من الأنواع.
  2. احسب اللوغاريتم الطبيعي لكثافات خلايا DCX+ وحجم الدماغ.
  3. تشغيل حزمة البرمجيات الإحصائية المفضلة (https://www.statskingdom.com/linear-regression-calculator.html) وتنفيذ انحدار خطي بسيط
  4. قم بتنزيل ملفات النتائج وحفظ البقايا كأعمدة جديدة في ورقة البيانات.
    ملاحظة: تمثل البواقي انحراف نقاط البيانات عن خط الانحدار.
  5. في ورقة البيانات، اختر عمود البقايا والعمود الذي يحتوي على أسماء الأنواع. ثم اذهب إلى الإدراج واختر رسم بياني للرسم البياني لعرض البواقي بشكل رسومي.

10. التحليلات التطورية: امتداد القشرة الجديدة وارتباط كثافة الخلايا DCX+ في القشرة الجديدة

  1. في ورقة البيانات التي تم إنشاؤها سابقا، أضف عمودا يحتوي على بيانات مساحة سطح الطبقة النيوكورتيكية الثانية لكل نوع من الأنواع، وحساب اللوغاريتمات الطبيعية.
  2. في البرنامج الإحصائي، يتم تنفيذ الانحدار الخطي البسيط باستخدام قيم مساحة سطح الطبقة النيوقشرية اللوغاريتمية II كمتغير X وكثافة خلايا القشرة الجديدة اللوغاريتمية DCX+ كمتغير Y.
  3. قم بتنزيل الملفات التي تم الحصول عليها وحفظ البواقي في عمود جديد في ورقة البيانات، حيث يمكن إنشاء رسم بياني للبقايا كما في الخطوة 9.5.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تشترك خلايا DCX+ في قشرة الدماغ لجميع الأنواع المدروسة بشكل متسق في سلسلة من الخصائص التي تشير إلى وجود مجموعة محفوظة جيدا من الخلايا العصبية غير المتمايزة (الشكل 4A). باختصار، هي: (1) مرتبة طوبوغرافيا لتشكيل طبقة أحادية على الطبقة القشرية II؛ (2) إظهار الأنواع الفرعية المورفولوجية الموصوفة لمراحل نضج مختلفة في الخلايا العصبية غير الناضجة، (أ) مع انتشار كبير لخلايا صغيرة أحادية القطب/ثنائية القطب وجزء صغير من الخلايا ذات التغصنات المعقدة التي تذكر الخلايا الهرمية، (ب) معظمها يعبر معا عن علام...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الطريقة الموصوفة هنا توفر بيانات كمية مماثلة عند النظر في أنواع متنوعة تختلف بشكل كبير في أحجام الأدمغة والتشريح العصبي. يمكن استخدامه لتقييم اتساق تجمعات الخلايا في كامل دماغ الثدييات المتنوعة، وكذلك لمتابعة تطورها في نوع واحد عبر مراحل لاحقة، من مرحلة ما بعد الولادة إلى الشيخوخة. يبدأ بافتراض أن عددا كبيرا نسبيا من الأدمغة (نصفي الكرة الأرضية كاملة) والأنواع ستكون متورطة، وسيتم معالجتها من قبل نفس المختبر وفقا لمعايير الجودة في أخذ العينات والتثبيت، ثم يتم تحليلها باستخدام نفس الإجراء<...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نشكر ماتيو بيوماتي وكيارا لا روزا على مساهمتهما في تحديد البروتوكول المبلغ هنا للخلايا العصبية غير الناضجة في القشرة. وقد دعم العمل مؤسسة CRT - كاسا دي ريسبارميو دي تورينو (منحة RF=2022.0618) إلى LB؛ PRIN2022 (منحة 2022LB4X3N) إلى لاعب الوسط؛ المؤسسة الوطنية للعلوم (منح EF-2021785، DRL-2219759) والمعاهد الوطنية للصحة (منح NS092988، AG067419) إلى CCS.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
10٪ فورمالينسيغما-ألدرتشHT501128
2-ميثيل بوتان سيغما-ألدرتش320404إيزوبنتان
3,3&برايم;-ديامينوبنزيدين رباعي هيدروكلوريد هيدراتسيغما-ألدرتشD5637
4٪ بارافورمالديهيدسيغما-ألدرتش441244
مصل البقر ألبومينسيغما-ألدرتشA9647
حمض الستريك  سيغماC0759
تركيب DPX لعلم الأنسجةسيغما-ألدرتش  06522
الإيثانولميرك1.00983
الإيثيلين جليكولسيغما-ألدرتش102466
الجلسرولسيغما-ألدرتشG7893
محلول بيروكسيد الهيدروجينسيغما-ألدرتشH1009
كيليك - مركب O.C.T.البصريات الحيوية  05-9801
برنامج ميسكيتمشروع ميسكويتنسخة ميسكيت 3.81 (النسخة 955)
الجبل الجديدسيغما-ألدرتش1.09016
الفوسفات المخزن (PB)ناناصنع حسب الطلب
محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS)ناناصنع حسب الطلب
هيدروكسيد الصوديومريدل-دي هاين6213
فوسفات الصوديوم ثنائي الهيدراتسيغما-ألدرتش71645
فوسفات الصوديوم ثنائي الأساسسيغما-ألدرتش71500
سكروزسيغما-ألدرتشS9378
تولويدين بلوسيغما-ألدرتش89640
ترايتون X-100 سيغما-ألدرتشT8787
20 سنةسيغما-ألدرتشP9416
مجموعة بيروكسيداز VECTASTAIN Elite ABC-HRP (قياسي)مختبرات فيكتورPK-6100
Xylol سيغما-ألدرتش247642

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Brenowitz, E. A., Zakon, H. H. Emerging from the bottleneck: benefits of the comparative approach to modern neuroscience. Trends Neurosci. 38 (5), 273-278 (2015).
  2. Bolker, J. A. Animal models in translational research: rosetta stone or stumbling block. Bioessays. 39 (12), 1-8 (2017).
  3. Moreno-Jiménez, E. P., Terreros-Roncal, J., Flor-García, M., Rábano, A., Llorens-Martín, M. Evidences for adult hippocampal neurogenesis in humans. J Neurosci. 41 (12), 2541-2553 (2021).
  4. Sorrells, S. F., et al. Positive controls in adults and children support that very few, if any, new neurons are born in the adult human hippocampus. J Neurosci. 41 (12), 2554-2565 (2021).
  5. Simard, S., Matosin, N., Mechawar, N. Adult hippocampal neurogenesis in the human brain: updates, challenges, and perspectives. Neuroscientist. 31 (4), 141-158 (2024).
  6. Bao, H., Song, J. Treating brain disorders by targeting adult neural stem cells. Trends Mol Med. 24 (12), 991-1006 (2018).
  7. Ghibaudi, M., Zanone, A., Bonfanti, L. Brain structural plasticity in large-brained mammals: not only narrowing roads. Neural Regen Res. 21 (5), 1669-1680 (2026).
  8. Bonfanti, L., La Rosa, C., Ghibaudi, M., Sherwood, C. C. Adult neurogenesis and "immature" neurons in mammals: an evolutionary tradeoff in plasticity. Brain Struct Funct. 229 (8), 1775-1793 (2024).
  9. Paredes, M. F., Sorrells, S. F., Garcia-Verdugo, J. M., Alvarez-Buylla, A. Brain size and limits to adult neurogenesis. J Comp Neurol. 524 (3), 646-664 (2016).
  10. Parolisi, R., Cozzi, B., Bonfanti, L. Humans and dolphins: decline and fall of adult neurogenesis. Front Neurosci. 12, 497(2018).
  11. Snyder, J. S. Recalibrating the relevance of adult neurogenesis. Trends Neurosci. 42 (3), 164-178 (2019).
  12. Bonfanti, L., Charvet, C. J. Brain plasticity in humans and model systems: advances, challenges, and future directions. Int J Mol Sci. 22 (17), 9358(2021).
  13. Duque, A., Arellano, J. I., Rakic, P. An assessment of the existence of adult neurogenesis in humans and value of its rodent models for neuropsychiatric diseases. Mol Psychiatry. 27, 377-382 (2022).
  14. Gómez-Climent, M. A., et al. A population of prenatally generated cells in the rat paleocortex maintains an immature neuronal phenotype into adulthood. Cereb Cortex. 18 (10), 2229-2240 (2008).
  15. Rotheneichner, P., et al. Cellular plasticity in the adult murine piriform cortex: continuous maturation of dormant precursors into excitatory neurons. Cereb Cortex. 28 (7), 2610-2621 (2018).
  16. Sorrells, S. F., et al. Immature excitatory neurons develop during adolescence in the human amygdala. Nat Commun. 10 (1), 2748(2019).
  17. La Rosa, C., Parolisi, R., Bonfanti, L. structural plasticity: from adult neurogenesis to immature neurons. Front Neurosci. 14, 75(2020).
  18. Bonfanti, L., Seki, T. The PSA-NCAM-positive "immature" neurons: an old discovery providing new vistas on brain structural plasticity. Cells. 10 (10), 2542(2021).
  19. Benedetti, B., Couillard-Després, S. Why would the brain need dormant neuronal precursors. Front Neurosci. 16, 877167(2022).
  20. Luzzati, F., Bonfanti, L., Fasolo, A., Peretto, P. DCX and PSA-NCAM expression identifies a population of neurons preferentially distributed in associative areas of different pallial derivatives and vertebrate species. Cereb Cortex. 19 (5), 1028-1041 (2009).
  21. Palazzo, O., La Rosa, C., Piumatti, M., Bonfanti, L. Do large brains of long-living mammals prefer non-newly generated, immature neurons. Neural Regen Res. 13 (4), 633-634 (2018).
  22. La Rosa, C., et al. Phylogenetic variation in cortical layer II immature neuron reservoir of mammals. Elife. 9, e55456(2020).
  23. Sherwood, C. C., Gómez-Robles, A. Brain plasticity and human evolution. Annu Rev Anthropol. 46, 399-419 (2017).
  24. Piumatti, M., et al. Non-newly generated, "immature" neurons in the sheep brain are not restricted to cerebral cortex. J Neurosci. 38 (4), 826-842 (2018).
  25. Pattaro, A., et al. Phylogenetic variation of layer II cortical immature neurons in dog and horse confirms covariance with brain size and neocortical surface. Brain Struct Funct. 230 (6), 115(2025).
  26. Ghibaudi, M., et al. Consistency and variation in doublecortin and Ki67 antigen detection in the brain tissue of different mammals, including humans. Int J Mol Sci. 24 (3), 2514(2023).
  27. Ben Abdallah, N. M., Slomianka, L., Vyssotski, A. L., Lipp, H. P. Early age-related changes in adult hippocampal neurogenesis in C57 mice. Neurobiol Aging. 31, 151-161 (2010).
  28. Ghibaudi, M., et al. Age-related changes in layer II immature neurons of the murine piriform cortex. Front Cell Neurosci. 17, 1205173(2023).
  29. Workman, A. D., Charvet, C. J., Clancy, B., Darlington, R. B., Finlay, B. L. Modeling transformations of neurodevelopmental sequences across mammalian species. J Neurosci. 33 (17), 7368-7383 (2013).
  30. Charvet, C. J., de Sousa, A. A., Vassilopoulos, T. Translating time: challenges, progress, and future directions. Brain Res Bull. 221, 111212(2025).
  31. Bartges, J., et al. AAHA canine life stage guidelines. J Am Anim Hosp Assoc. 48, 1-11 (2012).
  32. Ghibaudi, M., et al. Multispecies characterization of immature neurons in the mammalian amygdala reveals their expansion in primates. PLoS Biol. 23 (8), e3003322(2025).
  33. Ghibaudi, M., Boda, E., Bonfanti, L. From mice to humans: a need for comparable results in mammalian neuroplasticity. Neural Regen Res. 20 (2), 464-466 (2025).
  34. Smulders, T. V. The relevance of brain evolution for the biomedical sciences. Biol Lett. 5, 138-140 (2009).
  35. Keck, T. Bridging theory and experiment in (statistical) learning. Curr Opin Neurobiol. 94, 103106(2025).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

Quantitative Cell CountingComparative NeurobiologyMammalian Brain VariationCortical Immature NeuronsBrain PlasticityNeurogenesis DifferencesBrain Size ComparisonPhylogenetic AnalysisNeurodevelopmental ProcessesCell Population Quantification

مقالات ذات صلة