مقالة منهجية

التكاثر القائم على المزارعين داخل الجسم الحي للدودة الخيطية الممرضة للحشرات

636 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/69678

⸱

يناير 9, 2026

 ,  ,  , 
1US Department of Agriculture, Agricultural Research Service, Vegetable Crops Research Unit, 2Department of Entomology, University of Wisconsin-Madison, 3US Department of Agriculture, Agricultural Research Service, Southeast Fruit and Tree Nut Research Unit

في هذه المقالة

ملخص

نقدم طريقتين للمزارعين لتكاثر الديدان الخيطية الممرضة للحشرات كمبيدات حشرية حيوية. تستخدم الطريقة الأولى جل البولي أكريلاميد كركيزة لزراعة الدود، بينما تستخدم الثانية صوف القطن المطلي بالبوليمر كركيز للزراعة. تعتمد كلتا الطريقتين على التكاثر الحي للديدان الخيطية داخل جثث الحشرات.

الملخص

الديدان الخيطية الممرضة للحشرات (EPNs) التي تنتج بطرق المختبر أو في الجسم الحي ، هي عوامل فعالة جدا للمكافحة الحيوية لإدارة الآفات الحشراتية. تنتج أنظمة التكاثر الكتلي في الجسم الحي دوددا خيطية عالية الجودة، لكنها غالبا ما تكون أكثر كثافة عمل و/أو أقل فعالية من حيث التكلفة من الطرق التجارية في المختبر . أنظمة تكاثر الديدان الخيطية الموجهة للمزارعين التي تم وصفها حتى الآن غير موثوقة عموما لأنها تعتمد على مصادر خارجية (مختبرات صناعية أو أكاديمية) لمعايرة اللقاح. صممنا أنظمة جديدة قائمة على المزارعين حيث يمكن للمزارعين إنتاج دودهم الخيطية باستمرار بعد الحصول على اللقاح من مختبرات وشركات إنتاج EPN المعروفة.

هنا، نقدم طريقتين للمزارعين لتكاثر الحمض النووي الحيوي كمبيدات حشرية حيوية بكميات كبيرة. في الطريقة الأولى، قارنا إنتاج الديدان الخيطية في الجسم الحي باستخدام طريقة الفخ الأبيض القياسية مع نهج موجه للمزارعين باستخدام جل البولي أكريلاميد كركيزة للدودة. أنتجت الطريقة الموجهة للمزارعين عددا أكبر من الديدان الخيطية مقارنة بالطريقة القياسية عند زراعة نوعين من الديدان الخيطية المتوفرين بشكل شائع (ستاينرنما كاربوكابسا وهيتيرورهابديتس بكتيريوفورا).

في الطريقة الثانية، تم تكاثر نوعين من الديدان الخيطية الأصلية (Oscheius onirici و Heterorhabditis georgiana) بكميات كبيرة داخل يرقات الخنافس الحية (Tenebrio molitor) التي كانت مدمجة بين طبقتين من قطن مغطى بالبوليمر. استخدمت عملية جمع الديدان الخيطية الناتجة من طبقة الصوف الثنائية الري المنهجي لصينية الري، مما خلق خليط من الديدان الخيطية جاهز للتطبيقات الميدانية. تحمل هذه الأنظمة الموجهة للمزارعين وعدا باعتماد واسع من قبل أصحاب المصلحة الزراعيين لأن هذه الأساليب بسيطة تقنيا وقابلة للتوسع لأولئك الذين يبحثون عن طرق موثوقة وسهلة الوصول لإنتاج الديدان الخيطية. من خلال توفير وسيلة للمزارعين لإنشاء أدوات إدارة الآفات الخاصة بهم، يجب أن تسهل هذه الطرق استقلالية وربحية أكبر في المزارع الأمريكية.

المقدمة

الديدان الخيطية الممرضة للحشرات (EPNs)، التي تمثلها عادة أنواع ستاينيرنيما والتهاب الهيتيرورهابديت، اعتمدت لسنوات عديدة كعوامل فعالة للمكافحة الحيوية للآفات الحشرية المنقولة في التربة1. تبحث الدودة الخيطية عن مضيفات في التربة للحشرات، وعندما تجد الديدان المضيفة المناسبة، تدخل جسم الحشرة وتنشر بكتيريا تكافلية لقتل الحشرة2. تستهلك هذه البكتيريا التعايشية المضيف، وتتكاثر داخل الجثة، وتصبح المصدر الغذائي الأساسي للديدان الخيطية3. في النهاية، بعد عدة أجيال من الديدان الخيطية داخل جثة المضيف، تظهر الديدان الصغيرة المعدية (IJs) للبحث عن مضيفات حشرات جديدة. في هذه المرحلة يمكن حصاد الديدان الخيطية واستخدامها كمبيد حيوي لحماية المحاصيل. يمكن للمزارعين (وغيرهم من أصحاب المصلحة الزراعيين) شراء تركيبات لمثل هذه الديدان الخيطية المفيدة، لكن نادرا ما يستطيع المزارعون زراعة دودهم الخاصة لاستخدامها كجزء من برامج إدارة الآفات.

زراعة وحصاد الديدان الخيطية عبر طرق الإنتاج التقليدية يمكن أن يكون صعبا للغاية. غالبا ما يعتمد الإنتاج على نطاق صغير للرياض الكهربائي المقاومة على طرق التصوير الحي ، بينما يستخدم الإنتاج في المختبر على نطاق أكبر4. تستخدم معظم طرق المختبر متجانسات من المنتجات الحيوانية كنظام غذائي للدودة الخيطية، مما يتجنب التعامل مع الحشرات. ليس من المستغرب أن الإنتاج في الجسم الحي قد يكون تحديا ومكلفا لأنه يتضمن تطعيم مضيفات حشراتية حية، وغالبا ما يستخدم طريقة الفخ الأبيضرقم 5 مع إما Galleria mellonella L. ('ديدان الشمع') أو Tenebrio molitor L. ('ديدان الدقيق'). زراعة الديدان الخيطية داخل مضيفي الحشرات لا تضيف فقط التكلفة العالية للحشرات الحية بل أيضا الجهد المرتبط بالتعامل معها.

مع تطور الحشرات المفرطة داخل مضيفيها، تظهر الجثث علامات مميزة للعدوى تتوافق مع جنس EPN الذي يصيبها6. يمكن بعد ذلك وضع الجثث على سطح مبلل داخل وعاء حامل تم وضعه داخل طبق أكبر مملوء بالماء7. عندما تكمل الديدان دورة حياتها داخل جثة المضيف، تخرج الديدان الخيطية من الجثة ويتم جمعها، عادة باستخدام ري لطيف بالماء، ثم تخزن في وسائط متنوعة، بما في ذلك الركائز الخاملة مثل الجل (الشكل 1)، نشارة الخشب، أو الفيرميكوليت8. يعكس الإنتاج في الجسم بشكل عام اقتصادا منخفضا بسبب العمالة وتكاليف الحشرات 7.9.

يعتمد الإنتاج في المختبر على تربية الرياض الكهربائية على وسط صناعي يحتوي على زراعات أحادية الأكسن للرياض الدماغية وبكتيريا التعايش الخاصة بها، مثل Photorhabdus (لالتهاب الارتباك المتجانس) وXenorhabdus (لستينرنيما). تتطلب هذه الطريقة خبرة متقدمة واستثمارا رأس ماليا كبيرا للمواد والأجهزة المصاحبة للتخمير عالي الإنتاجية. وبالتالي، من المرجح أن يكون الإنتاج الموثوق للتغذية الكيميائية في المختبر مكلفا جدا للعديد من العمليات الزراعية.

بالنسبة للمزارعين وغيرهم من أصحاب المصلحة الزراعيين، يمكن تجاوز التحديات التقنية المرتبطة بتقنيات الديدان في الاختبار من خلال تحسين منهجيات الديدان الحية، خاصة تعزيز تربية الحشرات12 مع تلقيح الديدان الخيطية الآلي والحصاد 7,13. يمكن أن تصبح هذه الطرق في الجسم الحي، أكثر كفاءة بكثير، نظرا لأنها تحسن إجراءات تلقيح وإنتاج وتخزين EPN 7,14,15,16. علاوة على ذلك، يمكن تخصيص الإنتاج في الجسم الحي لتلبية احتياجات المستخدمين النهائيين من خلال تسهيل إنتاج EPN من قبل المزارعين أنفسهم17. أحد العيوب الأساسية لهذه الطريقة هو أنه يجب إعادة تزويد المزارعين بلقاح الدودة الخيطية من مصدر تجاري أو ممول من القطاع العام لكل جولةإنتاج، مما يجعل المزارع معتمدا بشكل دائم على مصدر اللقاح الخارجي المقدم. لذلك، كان هناك حاجة إلى طريقة إنتاج مستدامة وطويلة الأمد للمزارعين. يتم عرض الطرق المستدامة الناتجة في هذه الورقة.

لاستكشاف هذه النهج، قمنا بإعداد طريقتين مختلفتين للإنتاج في الجسم الحي . في الطريقة الأولى، قارنا الإنتاج في الجسم الحي ، من نهج الفخ الأبيض القياسي مع الطريقة الجديدة الموجهة للمزارعين. والنتيجة هي نهج بسيط نسبيا ومنخفض التكلفة لإنتاج EPN، مستدام وسهل التكيف مع أنواع EPN9. واحدة من المزايا الرئيسية لهذه الطريقة هي أن مجموعة صغيرة من الحمض النووي المنتج في أي "دفعة" يمكن استخدامها لتحصين مضيفي الحشرات للدفعات التالية. لذا، بمجرد تزويد المزارع باللقاح الأولي ل EPN، لا يكون هناك حاجة للمادة المصدرية الخارجية. تستجيب هذه العملية للاستخدام المستمر من قبل المزارع.

تم تطوير نهج مماثل منخفض التكلفة/منخفض المدخلات لتكاثر الديدان الخيطية بالتوازي، يركز بشكل كبير على مكافحة آفات التوت البري في ولاية ويسكونسن، الولايات المتحدة الأمريكية. مؤخرا، تم اكتشاف سلالين من الديدان الخيطية من هذا النوع، Oscheius onirici (الديدان: Rhabditidae) وHeterorhabditis georgiana (الديدان الخيطية: Rhabditidae)، في الأراضي الحمضية للخث في وسط ويسكونسن18 وتم اختبارهما مرارا في دراساتميدانية 18,19. هذه الأنواع محلية وقد ثبت أنها شديدة الضراوة ضد آفات الحشرات التي كانت تاريخيا مشكلة. لذلك، كان العديد من المزارعين مهتمين باستخدام هذه الديدان الخيطية كعوامل للسيطرة البيولوجية على آفات المحاصيل (دودة الفاكهة السبارغانوثيس وخنفساء البرغوث ذات الشعر الأحمر). يمكن تكاثر الديدان الخيطية بكميات كبيرة في الجسم الحي باستخدام يرقات الخنافس (Tenebrio molitor) التي تم دمجها داخل طبقات رطبة وجيدة التهوية من صوف قطني مطلى بالبوليمر (أي 'شاش الحصان'). والأهم من ذلك، أن الألياف قابلة للبلل لكنها صلبة بما يكفي للحفاظ على سمك الشاش بعد إضافة الماء. نتيجة لذلك، لا تضغط طبقات الشاش الثنائية عند رطبتها، مما يسهل دوران الهواء بشكل أفضل والبقاء على قيد الحياة للدود. يحاكي نظام الشاش ذو الطبقتين بشكل أفضل الفراغات المسامية داخل التربة الرطبة، وهو مناسب لتخزين الديدان الخيطية بمجرد ظهور الديدان الخيطية. يتم جمع الرياح البيضاء من طبقة الشاش الثنائية بسهولة من خلال ري منهجي للشاش وجمع الدودة الغنية بالدود.

البروتوكول

1. الحصول على التطعيم الأولي والإجراءات الأساسية

ملاحظة: الإنتاج الضخم للطرق القائمة على المزارعين يعتمد على مضيفات الحشرات المصابة. في الطريقة الأولى، بمجرد إنتاج اللقاح الأولي، لم تعد هناك حاجة إلى معلقات مائية للدودة الخيطية لإصابة المضيفين الجدد.

  1. لبدء اللقاح الأولي، احصل على نوع EPN المطلوب. استخدم المرحلة اليفية المعدية (IJ) من Steinernema carpocapsae (جميع السلالات) وHeterorhabditis bacteriophora (السلالة VS).
  2. باستخدام IJs، قم بإصابة يرقات G. mellonella في الطور الأخير باستخدام طريقة الفخ الأبيض7.
  3. قم بتلقيح يرقات 50 جرام ميلونيلا الحية ب IJs (100 IJs/حشرة) من S. carpocapsae أو H. bacteriophora في صفائح Petri (90 مم) مبطنة بورق ترشيح. حافظ على الحشرات الملقحة عند 25 درجة مئوية حتى تقترب الحشرات من الظهور (5-7 أيام ل S. carpocapsae، 7-10 أيام ل H. bacteriophora).
  4. تابع عملية الإنتاج المستمرة القائمة على المزارع9.
    1. للتلقيح الجماعي، ضع جثة مصابة واحدة (مثل المصابة ب S. carpocapsae أو H. bacteriophora) تحتوي على 50 يرقة حية من G. mellonella في حاوية بلاستيكية (حاويات بسعة 5.7-14.2 لتر) مبطنة بمنشفة ورقية مبللة وابق على درجة حرارة 25 درجة مئوية.
    2. بعد 72 ساعة، قم بإزالة الجثث التي لا تظهر عليها تغيرات لونية مناسبة (بني/بني لستاينرنيما؛ وأحمر/برتقالي لالتهاب الهيتيرورهابديت) من الحاوية لتجنب التلوث.
    3. انقل الجثث إلى حاويات تحتوي على مسحوق جل بولي أكريلاميد في حاويات بلاستيكية شفافة ورطبها بالماء (20 مل/جرام جاف من الجل). ضع الجثث فوق شبكة شاشة نايلون (2 مم × 2 مم حجم المسام) لفصلها عن الجل7.
    4. احصد ال IJs من المضيفين المصابين (الذين يبقون على الشاشة فوق الجل). استمر في الحصاد إلى الجل حتى ~5-7 أيام بعد بدء ظهور ال IJs؛ إزالة وتخلص من الجثث المنضبلة (يجب السماح لحصاد IJs بالاستمرار حتى ينخفض بشكل كبير، عادة حوالي 5-7 أيام).
      ملاحظة: يمكن استخدام الجرعات المثبتة في الجل لبدء اللقاح لجولة لاحقة من إنتاج EPN، أو تستخدم مباشرة للتطبيق، أو تخزن تحت التبريد لاستخدامها لاحقا لعدة أسابيع إلى أشهر دون فقدان في الفعالية أو حتى 3-6 أشهر لإعادة التطعيم.
  5. لتطوير اللقاح لجولات الإنتاج اللاحقة، عرض يرقات G. mellonella الصحية لمواد IJs داخل الجل في أطباق بتري (90 مم). ثم استخدم هذه المضيفات المصابة حديثا لتطعيم المجموعة التالية من يرقات G. mellonella (كما ذكر أعلاه في الخطوات 1.2 و1.3).
  6. لتطبيقات EPN، اشطف ال IJs التي دخلت الجل باستخدام ماء الصنبور أو الشاشات (حجم المسام < 0.3 سم). بدلا من ذلك، ضع EPNs في الجل مباشرة على الساحات الصغيرة دون شطف.
    ملاحظة: يمكن استخدام الأنابيب المائية في المعلقات المائية وتطبيقها وفقا لممارسات الزراعة القياسية (الرشاشات، الري، إلخ).7. يمكن تخزين الجل لعدة أسابيع تحت التبريد مع انخفاض طفيف في فعالية EPN، بينما يمكن تخزينه في درجة حرارة الغرفة لمدة لا تزيد عن أسبوعين. تحت التبريد، يمكن تخزين الجل لأشهر (تختلف الأوقات الدقيقة حسب نوع EPN).

2. تجربة ستاينرنما كاربوكابسي

ملاحظة: كان هدف هذه الدراسة هو التحقق من صحة إنتاج الجرعة البيضاء بنهج قائم على المزارعين مقارنة بنهج الفخ الأبيض القياسي من خلال تغيير حجم الساحة.

  1. تم إعداد التجربة لتشمل خمس علاجات بكثافة جثث مختلفة تتراوح بين 5 إلى 50 مضيفا في كل ساحة.
    1. T1: التحكم: ضع 5 جثث في مصائد بيضاء باستخدام أطباق بتري (10.0 سم × 1.5 سم؛ القطر [D] × الارتفاع [H]) أو 0.06 جثث/سم2.
    2. T2: ضع 30 جثة في مصائد بيضاء أكبر (15.0 سم × 1.5 سم؛ D × H) في حاويات بلاستيكية شفافة بسعة 14.2 لتر (43.2 سم × 28.3 سم × 16.5 سم؛ L × W × H) أو 0.025 جثث/سم2.
    3. T3: وضع 25 جثة في جل بولي أكريلاميد (15 جرام من مسحوق الجل + 300 مل من ماء الصنبور) في حاويات بلاستيكية شفافة بسعة 5.7 لتر (36.2 سم × 21 سم × 12.4 سم؛ L × W × H) أو 0.033 جثث/سم2.
    4. T4: ضع 30 جثة في جل بولي أكريلاميد (35 جرام من الجل الجاف + 700 مل من ماء الصنبور) في حاويات بلاستيكية شفافة بسعة 14.2 لتر أو 0.025 جثث/سممربع.
    5. T5: ضع 50 جثة في هلام بولي أكريلاميد (35 جرام من مسحوق الجل الجاف + 700 مل من ماء الصنبور) في حاويات بلاستيكية شفافة بسعة 14.2 لتر أو 0.041 جثة/سم2.
  2. استخدم طريقة الفخ الأبيض القياسية (T1) كوسيلة تحكم (انظر الخطوة 2.1).
  3. تأكد من أن كل علاج يحتوي على أربع نسخ مكررة وكرر التجربة كاملة مرتين.
  4. ضع الجثث مع معالجات هلامية فوق شبكة النايلون بحجم 2 مم × 2 مم.
  5. غط جميع الحاويات بأغطية مثقبة مشدودة بشكل فضفاض وحافظ على درجة الحرارة عند 25 درجة مئوية.
  6. راقب الفخاخ البيضاء يوميا لظهور IJ وتنتهي بعد 7 أيام من أول ظهور لها.
  7. في النهاية، قيم إجمالي إنتاج المحلول الصناعي لكل حشرة بناء على إجراءات التخفيف القياسية6.
  8. في الجل، عد ال IJs بعد خلط الجل جيدا، وسجل الحجم الكلي للجل، وتخفيف 10 مل منه في الماء (بنسبة 1:100)، وتحركه لمدة تقارب 20 دقيقة.

3. تجربة التهاب بكتيريوفورا الهرورهابدي

ملاحظة: تم تصميم هذه التجربة لاختبار إجراء إنتاج قائم على المزارعين لمرض H. bacteriophora (استندت الإجراءات إلى نتائج تجربة S. carpocapsae ).

  1. إعداد العلاجات: ضع 5 جثث في مصائد بيضاء في أطباق بتري (100 مم D × 15 H مم) و50 جثة في جل البولي أكريلاميد (35 جرام من مسحوق الجل الجاف + 700 مل من ماء الصنبور) في حاويات بلاستيكية شفافة بسعة 14.2 لتر.
  2. استخدم طريقة الفخ الأبيض (انظر الخطوة 3.1) لتكون أداة التحكم.
  3. كرر التجربة كاملة مرتين مع خمس نسخ من كل علاج.
  4. قم بإجراء التجربة وقيم عائد IJ بنفس طريقة التجربة السابقة (انظر القسم 2).

4. أوشيوس أونيرسي وانتشار هيتيرورهابديتس جورجيانا

ملاحظة: كان هدف هذه الدراسة التحقق من صحة إنتاج الجوع الصناعي باستخدام نهج ثان قائم على المزارعين يعتمد على صوف قطني مطلي بالبوليمر (شاش حصان) كأساس للزراعة. في هذا الإجراء، يعمل شاش الحصان كأساس للكائنات الناشئة لأن خصائصه الفيزيائية تسمح بالتهوية وحصاد الحصاد الفعال لأنواع الحصان. تمت مقارنة طريقة الشاش الحصاني مع ركيزة الدودة الخيطية القياسية (صوف قطني بسيط).

  1. افحص العاملين في تصميم عاملي ثنائي الاتجاه متقاطعا بالكامل: هوية الديدان الخيطية (O. onirici أو H. georgiana) × ركيزة الزراعة (شاش الحصان أو صوف القطن). سيخلق هذا التصميم التجريبي (2 × 2) أربع تركيبات علاجية فريدة، كل منها يكرر 7 مرات ويصف في تصميم عشوائي بالكامل.
  2. لكل نسخة مكررة، ضع شاش حصان أو صفيحة من الصوف القطن في صينية بلاستيكية ضحلة (35.6 سم × 25.4 سم × 2 سم) لتكون ركيزة لعائل الحشرات. انشر 200 يرقة من T. molitor (تم قتلها بالتجميد) بشكل متساو على الورقة. ضع ورقة أخرى بنفس الأبعاد فوق اليرقات، لتكوين ثلاث طبقات (طبقة سفلى من الصوف، طبقة من ديدان الدقيق، وطبقة علوية من الصوف). لكلا نوعي الديدان الخيطية، حضر سبع صواني باستخدام شاش الحصان وسبع صواني باستخدام القطن.
  3. اشتق الديدان الخيطية IJ لكل من O. onirici و H. georgiana من مزارع الديدان الخيطية في الجسم الحي مع T. molitor (ديدان الدقيقة) كمضيف على القطن المبلل الدائري.
    1. ضع دائرتين صغيرتين من القطن داخل طبق بتري ورطبهما بنقع (10-15 مل) من ماء الصنبور.
    2. ضع 4-6 يرقات T. molitor (حية أو مزيلة بالتجميد) في نمط غير متداخل بين الدائرتين القطنيتين.
    3. أضف 10 مل من دودة الديدان الخيطية (400-500 IJs/mL) إلى الدائرة القطنية العلوية، مما يسمح للدودة بالبحث عن ديدان الدقيقتين وإصابتها.
      ملاحظة: عند 21-22 درجة مئوية، تبدأ السرطانات المقاومة بالظهور بعد 2-4 أسابيع من التطعيم.
    4. احصد ال IJs من أطباق بتري عن طريق صب (مرتين) 20-25 مل من الماء فوق الجزء العلوي من القطن وجمع العجينات التي تسربت عبر القطن.
  4. أصيب مضيفي الحشرات داخل الصواني الكبيرة والضحلة من خلال تغمر الصفوف جيدا بحوالي 400 مل من تعليق الديدان الخيطية (80,000-90,000 دود/لتر). دع الديدان الخيطية تصيب يرقات الحشرات وتحتضن لمدة 4 أسابيع عند 21-22 درجة مئوية.
  5. بعد 4 أسابيع، احصد الديدان الخيطية عن طريق ري كل صينية مرتين بغمر (500 مل لكل صيني) من ماء الصنبور، وجمع ما مجموعه لتر واحد من دودة الديدان.
  6. عد كثافة الديدان الخيطية لكل مل تحت مجهر تشريح وعد الأعداد لكل صينية مكررة.

النتائج

تجربة S. carpocapsae
كانت تأثيرات العلاج ذات دلالة كبيرة بناء على متوسط أعداد الوجث/الجثث (تحليل العين الأحادي الاتجاه: F 4,39 = 2.95، P = 0.0362). كان فقط T2 و T4 مختلفين بشكل ملحوظ عن بعضهما البعض، حيث أنتج T4 عددا أكبر من IJs لكل جثة (244,029 ± 16,241) مقارنة بT2 (159,114 ± 9,669) (الشكل 2).

تجربة H. bacteriophora
لوحظ تأثير علاج كبير على متوسط عدد ال IJs لكل جثة في هذه التجربة (ANOVA أحادي الاتجاه: F1,19 = 5.0، P = 0.040). المعالجة المبنية على طريقة المزارع كانت تحتوي على عدد أكبر بكثير من المعالجات الجزئية/الجثث (186,389 ± 28,645) مقارنة بمعالجة الفخ الأبيض (124,470 ± 19,129) (الشكل 3).

أوشيوس أونيرسي وانتشار هيتيرورهابديتس جورجيانا
كان طبقة شاش الحصان الثنائية فعالا بنفس القدر من الصوف القطن في توفير ركيزة للزراعة لديدان O. onirici وH. georgiana (Two-Direction: التأثير الرئيسي لديدان الديدان الخيطية: F1,23 = 0.146؛ P = 0.706; التأثير الرئيسي لنوع الركيزة: F1,23 = 0.104; P = 0.751; التفاعل بين هوية الديدان الخيطية ونوع الركيزة: F1,23 = 0.346; P = 0.563). كان متوسط O. onirici لكل لتر من صواني تحتوي على القطن وشاش الحصان (بالملايين) على التوالي 101.11 ± 13.73 و95.93 ± 20.19. كان متوسط H. georgiana لكل لتر من صواني تحتوي على قطن وشاش حصان (بالملايين) على التوالي 82.23 ± 18.69 و99.93 ± 18.40.

الشكل 1
الشكل 1: مخطط لطريقة المزارع. الخطوة 1: التطعيم؛ الخطوة 2: الحضانة الجماعية؛ الخطوة 3: الانتقال إلى جل بولي أكريلاميد مع الشاشة. الاختصار: IJs = الدودة الخيطية اليافعة المعدية. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

الشكل 2
الشكل 2: متوسط إنتاج شباب Steinernema carpocapsae (كل) اليافعين المعديين (IJ) لكل جثة Galleria mellonella عبر خمس علاجات. الاختصار: IJs = الدودة الخيطية اليافعة المعدية. تم التقاط هذه الصورة بإذن من أوليفيرا-هوفمان وآخرين. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

الشكل 3
الشكل 3: متوسط إنتاج اليافعين المعديين لالتهاب البكتيريا البدينية (السلالة VS) لكل جثة جاليريا ميلونيلا من فخ وايت وعلاج هلام بولي أكريلاميد الزائد. تم التقاط هذه الصورة بإذن من أوليفيرا-هوفمان وآخرين. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

المناقشة

كشفت هذه الأبحاث أن الطرق الموجهة للمزارعين (باستخدام جل البولي أكريلاميد و/أو طبقة مزدوجة من الشاش المطلي بالبوليمر) يمكن أن تنتج أعدادا كبيرة من الدودة الخيطية لبرامج مكافحة الآفات. ومن المهم أن المعايير الأساسية للعمليات المذكورة أعلاه يمكن تحسينها لتلبية احتياجات المزارعين (مثل كثافة العائل، وأحجام الساحات، والركائز المستخدمة). قد يكون النهجان مناسبين لأنظمة زراعة مختلفة؛ سيكون المقارنة والتحسين الإضافي للطرق موضوعا رئيسيا للأبحاث المستقبلية.

عند مقارنة هلام البولي أكريلاميد مع طريقة White Trap، تنتج ركيزة الهلام أعدادا أكبر من IJs. عنصر حاسم في هذه النتائج هو أن IJs يمكنها التحرك مباشرة إلى الهل، بينما في الفخاخ البيضاء يجب أن تتحرك من داخل طبق الاحتجاز إلى طبق الحصاد، وبالتالي قد لا تصل بعض IJs إلى طبق الحصاد. هناك مزايا لجمع ال IJs مباشرة من الجل، نظرا لأن IJs تميل إلى التشتت في محيطها، مما يركز بفعالية في الجل، مما يسهل التخزين و/أو الحصاد.

وبالمثل، يمكن للديدان الجزئية المزروعة في ديدان الوجبة المدمجة في طبقة الشاش الثنائية أن تغادر الجثث، ومن خلال تتبع الجاذبية، ستتحرك للأسفل وتتجمع على/في ألياف الشاش المبللة. يخلق هيكل الطبقة الثنائية المطلية بالبوليمر مساحة سطح عالية يمكن تركيز الديدان الخيطية عليها. سهولة الزراعة والحصاد للدودة تجعل هذا النهج مقبولا للمزارعين الراغبين في إنتاج الديدان الخيطية داخليا. الاكتشاف بأن شاش الحصان كان منتجا مثل الصوف القطن مهم جدا لأنه يشير إلى أن فوائد شاش الحصان (أي تحسين كفاءة حصاد الديدان الخيطية) يمكن الحفاظ عليها دون تقليل الإنتاجية. من المحتمل أن شاش الحصان يوفر تهوية أكبر مقارنة بالقطن، لأن ألياف الشاش لا تنهار لتصبح حصيرة كثيفة مبللة بالماء. ومن المهم أن الديدان الخيطية التي تخرج مباشرة من مضيف مصب (وفقا لطرقنا في الجسم الحي ) قد أظهرت - كمجموعة - قدرتها على العثور على العائل الحشرية وإخضاعها وقتلها، مما يدل على درجة عالية من العدوى (قدرة الغزو)، وقدرة انتشار أفضل، وضراوة أعلى، وتحمل بيئي (غير حيوي)، مقارنة بالديدان الخيطية المنتجة عبر طرق المختبر 21. 22.

يمكن تكييف نظام الإنتاج الموجه للمزارعين المقترح هنا بسهولة مع أنواع أخرى من EPN، حيث أن مضيف الحشرات، Galleria mellonella، حساس جدا لمعظم أنواع Steinernema وHeterorhabditis 6. قد تستخدم مضيفات حشرية أخرى، مثل T. molitor 6,7,18,19. تم إثبات قيمة تركيبة الجل بواسطة Leite وآخرون (2018)23؛ إذا تم حفظها تحت درجة الحرارة المناسبة في نظام الجل، يمكن تخزينها لعدة أشهر قبل الاستخدام. التركيبة المعتمدة على الهلام مناسبة جدا لمعظم أنظمة التطبيق؛ تم استخدام الجل الذي يحتوي على بولي أكريلاميد بنجاح كتركيبات EPN قياسية لعقود 6,7,24. علاوة على ذلك، تحتوي الهلام على مستويات عالية من القدرة على التخزين، كما أن الحصاد من الجل عبر الفحص والشطف سهل جدا24 دقيقة، وقد يستغرق أقل من 5 دقائق (ملاحظة شخصية من شابيرو-إيلان)، كما تلاحظ إنتاجية أعلى في نظام الجل مقارنة بالفخاخ البيضاء. تحتفظ تركيبات الهلام ب IJs داخل التركيبات (بينما كانت تركيبات أخرى (المبنية على الخث، الفيرميكوليت، خليط الزراعة الدياتومي وسماد الفطر) تحتوي على نسبة أعلى من ال IJs التي خربت من الوسط23). تجارب إضافية على ركائز تخزين الدودة الخيطية التي يمكن أن تذوب تماما في ماء خزان الرش (مثل الإسفنج الفينولي كما استخدمها لييت وآخرون (2023)25 ستكون ذات قيمة للمزارعين.

نهجنا الموجه نحو المزارعين له عيب محتمل — فالتكرار في الزراعة الفرعية يمكن أن يسبب تدهور ضراوة الديدان الخيطية، وهو أمر يشكل مشكلة محتملة لجميع أنظمة الإنتاج. يمكن تجنب هذه المشكلة إذا استخدم المزارعون لقاحا أوليا من خطوط التزاوج الداخلي26 ثم قيدوا من كثافة الديدان الخيطية أثناء أحداث العدوى، مما يحد من حدوث "الخائنات" (الديدان الخيطية غير الضارة التي تعتمد على دودة أخرى لقتل المضيف) داخل مزارع الديدان27.

تمثل طرقنا الجديدة للإنتاج القائمة على المزارعين أساليب مستدامة، متاحة، عالية الإنتاجية، طويلة العمر، ومنخفضة التكلفة (لكنها تتطلب جهدا كبيرا) في إنتاج EPN. المفتاح للإنتاج المستمر هو استخدام لقاح أولي موثوق، يعتمد على مضيفات مصابة أو جل مخزن. لذا فإن العملية تستجيب للاستخدام المستمر من قبل المزارعين، وهو بديل للطرق الأخرى التي يعتمد فيها المزارع باستمرار على مصدر لقاح يوفره خارجيا. وجود طرق متعددة لأنظمة تكاثر الديدان الخيطية الموجهة للمزارعين سيسمح للمزارعين بتكييف النظام ليناسب ممارساتهم الزراعية.

الدافع الذي يدفعه المزارعون لإنتاج دودة الديدان الخاصة بهم سيكون متنوعا مثل الدافع الذي يدفعه المزارعون أنفسهم، ولكن بالنظر إلى أن الدودة الخيطية التي تنتج بطرق الحياة في الجسم غالبا ما تظهر قدرة بحث وكفاءة وقوة أكبر21,22، فهناك قيمة جوهرية لتربية الديدان في الجسم الحي. وعلى العكس، فإن الديدان الخيطية المنتجة عبر طرق المختبر لا تواجه حشرات حية أثناء تطورها، مما يحرم الديدان الخيطية فعليا من فرصة الحفاظ على فتك فرد مرتفع (وهو مقياس مهم لقيمتها كعامل للتحكم البيولوجي) 7,21,22. يجب النظر في الفعالية من حيث التكلفة لأساليبنا مقارنة بتقنيات التصوير في الجسم الحي، وكذلك بالفعالية من حيث التكلفة للمنتجات التجارية للمنتجات الكيميائية الحيوية. فعالية الحقل والتكاليف هما من المحددات المهمة لأي برنامج للتحكم البيولوجي.

الإفصاحات

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

نشكر ستايسي بيرد على المساعدة الفنية. ذكر الأسماء التجارية أو المنتجات التجارية في هذا المنشور هو فقط لغرض تقديم معلومات محددة ولا يعني توصية أو تأييد من وزارة الزراعة الأمريكية.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
الحاويات البلاستيكية الشفافةSterile Crop, Townsend MAhttps://www.sterilite.com/
الحاويات البلاستيكية الشفافةIris USA, Inc, Pleasant Prairie, WIhttps://www.irisusainc.com/
صوف القطنMedLine Cotton Rolls, 1 × 8.5 قدم لفاتhttps://athome.medline.com/en/medline-sterile-cotton-roll-1in-x-8-5ft-1lb-10ct-non6028
Heterorhabditis georgianaUSDA ARS وحدة أبحاث محاصيل الخضروات، ماديسون، WIN/A
Ocheius onirici USDA ARS وحدة أبحاث محاصيل الخضروات، ماديسون، WIN/A
مسحوق هلام البولي أكريلاميدSoil Moist, JRM Chemical, كليفلاند OHhttps://www.soilmoist.com/
صوف القطن المطلي بالبوليمر (شاش الحصان)Leggett & PlattBB Satin Star 12'S, لفة 30 × 36 بوصة
Steinernema carpocapsae (جميع السلالات)  Heterorhabditis bacteriophora (سلالة VS)USDA ARS مختبر أبحاث الفاكهة والمكسرات الجنوبية الشرقية، بايرون، جورجيا.N/A

المراجع

  1. Campos-Herrera, R. Nematode Pathogenesis of Insects and Other Pests: Ecology and Applied Technologies for Sustainable Plant and Crop Protection. , Springer International Publishing. Cham. (2015).
  2. Lacey, L. A., Georgis, R. Entomopathogenic nematodes for control of insect pests. J Nematol. 44 (2), 218-225 (2012).
  3. Mucci, N. C., et al. Apex predator nematodes and meso-predator bacteria consume their basal insect prey through discrete stages of chemical transformations. mSystems. 7 (3), e0031222(2022).
  4. Shapiro-Ilan, D. I., Leite, L. G., Han, R. Production of entomopathogenic nematodes. Mass Prod Benef Organisms. 2023, 293-315 (2023).
  5. White, G. F. A method for obtaining infective nematode larvae from cultures. Science. 66 (1709), 302-303 (1927).
  6. Hazir, S., Kaya, H. K., Touray, M., Çimen, H., Shapiro-Ilan, D. Basic laboratory and field manual for conducting research with the entomopathogenic nematodes, Steinernema and Heterorhabditis, and their bacterial symbionts. Turk J Zool. 46 (4), 305-350 (2022).
  7. Shapiro-Ilan, D., Raymond, B. Limiting opportunities for cheating stabilizes virulence in insect parasitic nematodes. Evol Appl. 9 (3), 462-470 (2016).
  8. Askary, T. H., Ahmad, M. J. Survival and virulence capacity of native strain of entomopathogenic nematode, Steinernema cholashanense, in different formulations. Agric Res. 10 (3), 390-397 (2021).
  9. Oliveira-Hofman, C., Steffan, S., Shapiro-Ilan, D. A sustainable grower-based method for entomopathogenic nematode production. J Insect Sci. 23 (5), 4(2023).
  10. Ehlers, R. U. Mass production of entomopathogenic nematodes for plant protection. Appl Microbiol Biotechnol. 56 (5-6), 623-633 (2001).
  11. Dunn, M. D., Belur, P. D., Malan, A. P. Development of cost-effective media for the in vitro liquid culture of entomopathogenic nematodes. Nematology. 24 (7), 763-775 (2022).
  12. Automated insect separation system. US Patent. , US8025027Bl (2011).
  13. Gaugler, R., Brown, I., Shapiro-Ilan, D., Atwa, A. Automated technology for in vivo mass production of entomopathogenic nematodes. Biol Control. 24, 199-206 (2002).
  14. Lindegren, J. E., Valero, K. A., Mackey, B. E. Simple in vivo production and storage methods for Steinernema carpocapsae infective juveniles. J Nematol. 25 (2), 193-197 (1993).
  15. System and method for producing beneficial parasites. US Patent. , 8677935 (2014).
  16. Van Zyl, C., Malan, A. P. Cost-effective culturing of Galleria mellonella and Tenebrio molitor and entomopathogenic nematode production in various hosts. Afr Entomol. 23 (2), 361-375 (2015).
  17. Testa, A. M., Shields, E. J. Low labor "in vivo" mass rearing method for entomopathogenic nematodes. Biol Control. 106, 77-82 (2017).
  18. Ye, W., Foye, S., MacGuidwin, A. E., Steffan, S. Incidence of Oscheius onirici (Nematoda: Rhabditidae), a potentially entomopathogenic nematode from the marshlands of Wisconsin, USA. J Nematol. 50 (1), 9-26 (2018).
  19. Foye, S., Steffan, S. Two native Wisconsin nematodes represent virulent biocontrol agents in cranberries. Biol Control. 138, 104042(2019).
  20. Foye, S., Steffan, S. A., Bruck, D. A rare, recently discovered nematode, Oscheius onirici (Rhabditida: Rhabditidae), kills Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae) within fruit. J Econ Entomol. 113 (2), 1047-1051 (2020).
  21. Shapiro-Ilan, D. I., Lewis, E. E., Son, Y., Tedders, W. L. Superior efficacy observed in entomopathogenic nematodes applied in infected-host cadavers compared with application in aqueous suspension. J Invertebr Pathol. 83 (3), 270-272 (2003).
  22. Gulzar, S., et al. Environmental tolerance of entomopathogenic nematodes differs among nematodes arising from host cadavers versus aqueous suspension. J Invertebr Pathol. 175, 107452(2020).
  23. Leite, L. G., Shapiro-Ilan, D. I., Hazir, S. Survival of Steinernema feltiae in different formulation substrates: Improved longevity in a mixture of gel and vermiculite. Biol Control. 126, 192-197 (2018).
  24. Georgis, R. Formulation and Application Technology. In Entomopathogenic Nematodes in Biological Control. , CRC Press. Boca Raton. (1990).
  25. Leite, L. G., Chacon-Orozco, J. G., Shapiro-Ilan, D. I., Baldo, F. B., Cardoso, J. F. M. Effects of temperature for optimizing production and storage of Steinernema rarum in a novel biphasic process, and efficacy of the nematode against Sphenophorus levis. Biol Control. 187, 105381(2023).
  26. Sharifi-Far, S., Shapiro-Ilan, D. I., Brownbridge, M., Hallett, R. H. The combined approach of strain discovery and the inbred line technique for improving control of Delia radicum with Heterorhabditis bacteriophora. Biol Control. 118, 37-43 (2018).
  27. Shapiro-Ilan, D. I., Morales-Ramos, J. A., Rojas, M. G. In vivo production of entomopathogenic nematodes. Methods Mol Biol. 1477, 137-158 (2016).

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

إكثار النيماتودا بكميات كبيرةعوامل المكافحة الحيويةإدارة الآفاتطريقة المصيدة البيضاءهلام البولي أكريلاميدملاط النيماتودايرقات الخنافسالأنظمة الموجهة للمزارعين
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.