يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

الفولتمترية الدورية السريعة للمسح السريع لتسجيل إفراز الدوبامين خارج الجسم الحي

486 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/69790

⸱

مارس 17, 2026

 ,  , 
1Department of Clinical and Biomedical Sciences, University of Exeter Medical School, Hatherly Laboratories

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

يقيس فولتمترية الفولتمترية الدورية السريعة (FCV) ديناميكيات الدوبامين السريعة بدقة أقل من الثانية باستخدام أقطاب دقيقة من ألياف الكربون. يصف هذا البروتوكول حالة ال FCV في شرائح دماغ الفأر الحادة، بما في ذلك تصنيع الأقطاب، وتحضير الشريحة، والمعايرة، والاختبارات القائمة على التحفيز لفحص كيفية تنظيم الخلايا العصبية الكولينية لإفراز الدوبامين المخططة تحت الظروف الفسيولوجية.

الملخص

الفولتمترية الدورية سريعة المسح (FCV) هي تقنية كهروكيميائية تتيح الكشف في الوقت الحقيقي عن الناقلات العصبية القابلة للأكسدة، بما في ذلك الدوبامين (DA)، والنورإبينفرين، والسيروتونين، بدقة زمنية دون ثانية. من خلال تطبيق موجة جهد مثلث سريع المسح على ميكروإلكترود ألياف الكربون، يسمح FCV بقياس حساس للغاية للتغيرات السريعة والمؤقتة في تركيزات الناقلات العصبية خارج الخلية بدقة زمنية ممتازة. وهذا يجعل FCV مناسبا بشكل خاص لتسجيل أحداث الإشارات العصبية السريعة. تصف هذه المقالة تطبيق FCV لقياس إفراز DA المستحث في شرائح دماغ الفأر خارج الجسم الحي . يوضح البروتوكول خطوات أساسية لتصنيع الأقطاب الدقيقة بألياف الكربون، وتحضير شرائح الدماغ الحادة، وتعديل الأقطاب، وجمع البيانات، والمعايرة اللاحقة لتحويل إشارات التيار إلى تركيزات DA المطلقة. باستخدام مضاد ثنائي هيدرو-β-إريثرويدين (DHβE) المحتوي على مستقبل أستيل كولين نيكوتين (nAChR) الانتقائي، نثبت أن نشاط nAChR له تأثير منظم قوي على إفراز DA المخطط. معا، يبرز هذا العمل فيروس ال FCV كنهج قوي للتحقيق في انتقال أحاديات الأمين عبر مناطق الدماغ.

المقدمة

الفولتمترية الدورية سريعة المسح (FCV) هي تقنية كهروكيميائية تم تطويرها لمراقبة التقلبات السريعة في الناقلات العصبية النشطةكهربائيا 1. على عكس الفولتمترية الدوري التقليدية التي تستخدم معدلات مسح بطيئة1، يطبق FCV موجة جهد مثلث بمعدل مسح أسرع بكثير (عادة 400 فولت/ثانية) عبر قطب دقيق من ألياف الكربون بمقياس ميكرومتر، مما يتيح قياسات ثانية ثانية لتركيز الناقل العصبي2. تولد هذه المعدلات العالية تيارا شحنا خلفيا كبيرا لكنه مستقر يمكن طرحه رقميا لعزل التيارات الفارادية الناتجة عن تفاعلات الأكسدة والاختزال للناقلات العصبية 2,3.

يتيح FCV قياسا فوريا لتركيزات الناقلات العصبية خارج الخلية في مناطق دماغية محددة، مما يوفر دقة زمنية عالية وانتقائية كيميائية معتدلة4. تجعل هذه الميزات من FCV مناسبا جدا لدراسة الإشارات الكيميائية العصبية السريعة في كل من التحضيرات داخل الجسم الحي وخارج الجسم، بما في ذلك الحيوانات الحرة أو المخدرة وشرائح الدماغ الحادة 5,6,7. تقدم هذه التقنية عدة مزايا: (1) يمكن استخدام بروتوكولات التحفيز المسيطر عليها لتحفيز استجابات الدوبامين المحددة؛ (2) القطر الصغير لأقطاب الألياف الكربونية يقلل من تلف الأنسجة ويسمح بتسجيل مكاني دقيق؛ (3) يعد FCV متوافقا بشكل كبير مع التلاعبات الدوائية، مما يتيح تحقيقا فعالا لتحريك إطلاق الأحاديات الأمين والامتصاص؛ و(4) الجمع بين الانتقائية الكيميائية والدقة الزمنية العالية يوفر اكتشافا أفضل مقارنة بطرق كهروكيميائية أخرى مثل الأمبيرومترية، وطرق أخذ العينات مثل الغسيل الدقيق، التي غالبا ما تفتقر إلى السرعة اللازمة لالتقاط أحداث ناقلات عصبية سريعة وعابرة أو تواجه تحديات في تحديد وقياس جزيئات محددة5.

الدوبامين (DA) هو معدل عصبي رئيسي يشارك في المكافأة، والتحفيز، والتحكم الحركي، وجوانب متعددة من التعلم والذاكرة، ويتميز بديناميكيات الإطلاق السريع والعابر8. في FCV، يتم تطبيق موجة جهد مثلث، عادة ما تمتد من -0.4 فولت إلى +1.2 فولت، بشكل متكرر على قطب دقيق من ألياف الكربون. خلال المسح الأنودي (للأعلى)، يتم أكسدة DA بالقرب من سطح القطب عند حوالي +0.6 فولت، مما يطلق إلكترونين ويشكل دوبامين-أو-كينون. خلال المسح الكاثودي (للأسفل)، يتم تقليل هذا المركب مرة أخرى إلى DA عند حوالي -0.2 فولت، مما يستهلك إلكترونين9. يتيح توقيع التيار والجهد الناتج الكشف الدقيق والقياس لإطلاق وخلو التيار السريع مع دقة مكانية وزمنية عالية، مما يكشف عن تقلبات ثانية إلى ثانية في مستويات DA خارج الخلية. في تجاربنا، تم جمع تسجيلات FCV على تردد 10 هرتز لمدة 15-30 ثانية، وهو ما كان كافيا لالتقاط إطلاق DA الناتج عن التحفيز الكهربائي.

داخل المخطط، يتم تنظيم إطلاق DA بشكل محكم بواسطة الخلايا العصبية الكولينية المحلية (ChIs). على الرغم من أن ChI تشكل فقط ~1٪-2٪ من الخلايا العصبية المخططة، إلا أنها تنمو بشكل واسع ولديها سيطرة قوية على المحاور الدوبامينية من خلال التفاعلات المحاور المحورية10,11. من المرجح أن يلعب هذا التنظيم دورا حاسما في التعلم الخطي. أثناء التعلم، تظهر خلايا الدماغ العصبية الديناميكية الآلية إطلاق النار المرحلي استجابة للمكافآت أو الإشارات التنبؤية12، بينما تظهر الخلايا العصبية الدماغية نمط إطلاق متزامن متعدد المراحل متعدد المراحل في الإثارة والتوقف والارتداد13. يؤكد التزامن الزمني بين توقف ChI ونشاط DA المرحلي أهمية تنظيم إطلاق DA بواسطة ChI عبر مستقبلات الأستيل كولين النيكوتينية (nAChRs)14,15. بعيدا عن تنظيم إطلاق DA، ثبت أن هذا التوافق الزمني ضروري لتحفيز اللدونة المشبكية المرتبطة بالتعلم في المخطط16، مما يشير إلى أهمية توضيح التفاعلات بين إشارات ChIs وDA داخل هذه الدائرة.

تؤثر Chis على إطلاق DA من خلال آليتين مميزتين على الأليق. أولا، يمكن أن يؤدي التنشيط المتزامن ل ChIs إلى إطلاق DA سريع وقصير الكمون يحدث بشكل مستقل عن الإطلاق الجسدي الدوباميني عبر تنشيط nAChRs على محاور DA17، 18، 19. من المرجح أن يكون هذا الشكل من إطلاق DA المحوري متجها توليد جهود فعل خارج الرحم داخل محاور DA17. ثانيا، يمكن لتنشيط ChI أن يثبط بشكل كبير إطلاق DA اللاحق عن طريق منع إزالة الاستقطاب لمحاور DA20. ومن الجدير بالذكر أن هذا الكبت يحدث مع زمن استجابة قصير جدا ويمكن أن يكون ناتج عن مستويات منخفضة نسبيا من نشاط ChI لا تؤدي بدورها إلى إطلاق DA قابل للكشف، مما يشير إلى أن تنشيط nAChRs أكثر فعالية في كبح إطلاق DA المستمر من تحفيز إطلاق DA. لذلك، تشير هذه العوامل إلى أن الشفط الكيميائي قد يؤثر بشكل عام على إفراز DA في الظروف الفسيولوجية. ومع ذلك، على نطاق مكاني أدق، قد تسهل ChIX محليا إطلاق المحور المحوري لDA.

تسلط هذه النتائج مجتمعة الضوء على دور تنظيمي مضبوط بدقة ل Chis في التحكم في إشارات DA المخططة20. يوفر FCV نهجا قويا لتحليل هذه التفاعلات بين Chl-DA، حيث تتيح دقته العالية للزمن قياسا دقيقا لكل من التأثيرات الميسرة والقمعية لنشاط ChI على إطلاق DA.

توضح هذه المقالة الإجراءات الأساسية لتصنيع الأقطاب الدقيقة من ألياف الكربون وقياس تركيزات DA خارج الخلوي المستحثة باستخدام FCV في تحضيرات خارج الجسم .

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على جميع إجراءات الحيوانات من قبل مجلس المراجعة الأخلاقية لرعاية الحيوان بجامعة إكستر وأجريت بموجب ترخيص وزارة الداخلية [PP262252]. المواد المستخدمة والمواد المستخدمة مدرجة في جدول المواد.

1. تحضير الأقطاب الكهربائية الدقيقة من ألياف الكربون

  1. املأ وعاء زجاجي نظيف بالأسيتون. اغمر الشعيرات الدموية الزجاجية بالكامل في الأسيتون، لضمان امتلاء كل شعيرات شعرية.
  2. باستخدام الملقط، أدخل ألياف كربونية واحدة في شعيرات دموية مملوءة بالأسيتون. أزل الشعيرات الدموية من الأسيتون واتركها تجف تماما في الهواء.
  3. حمل الأنبوب الجاف في سحب الأقطاب الدقيقة الرأسية، مع وضع منتصف الأنبوب في محاذاة خيط التسخين.
  4. قم بتفعيل السحب وضبط مستوى السخان على 58.1 لإنتاج قطبين من ألياف الكربون من أنبوب شعري واحد. اجمع الأقطاب الكهربائية المسحوبة للقص.
    ملاحظة: لا توجد إعدادات عالمية لدرجة حرارة التسخين أو قوة السحب. تختلف هذه المعايير بين الأجهزة ويجب تحسينها من خلال التجربة والخطأ لكل إعداد مختبري.
  5. ضع القطب المسحوب تحت مجهر مزود بمؤشر 10×. باستخدام مشرط، قم بقص طرف الألياف إلى طول ~100 ميكرومتر (الشكل 1A).
  6. قم بإزالة حوالي 1 سم من العزل من كل طرف من سلك موصل. ضع طبقة رقيقة من الحبر الفضي الموصل على أحد الأطراف المكشوفة.
  7. أدخل الطرف المطلي بالفضة من السلك في الطرف الخلفي لقطب ألياف الكربون، لضمان اتصال قوي بين السلك والألياف. أغلق الوصلة بالغراء الفائق واتركه يجف تماما.

2. تحضير الحلول

  1. حضر محلول القطع المعتمد على السكروز.
    1. لتحضير 1 لتر من محلول القطع القائم على السكروز (pH 7.4، ~300 mOsm/L)، قم بإذابة المكونات التالية (بالملي مول): 85 NaCl، 25 NaHCO3، 2.5 KCl، 1.25 NaH2PO4، 7 MgCl2، 10 جلوكوز، و65 سكاروز.
    2. انقل 200 مل من محلول القطع القائم على السكروز إلى زجاجة نظيفة. أضف 200 ميكرولتر من 1 M CaCl2· H2 Oللوصول إلى تركيز نهائي CaCl2 يبلغ 1 ملليمولار. ضع فقاعات في المحلول بخليط غاز يحتوي على 95٪ أوسيدالكربون 2 / 5٪ ثاني أكسيد الكربون لمدة لا تقل عن 30 دقيقة قبل الاستخدام.
  2. تحضير سائل دماغي شوكي صناعي (aCSF، pH 7.4، 300 mOsm/L) للتسجيل.
    1. تحضير محلول مخزون بسعة 10× aCSF عن طريق إذابة التالي في 1 لتر من الماء المقطر: 1300 ملليمول NaCl، 250 ملليمول NaHCO3، 25 ملليمول KCl، و12.5 ملليمول NaH2PO4. خزن محلول المخزن عند 4 درجات مئوية.
    2. لتحضير 1× aCSF، اجمع 100 مل من محلول 10× aCSF مع 52 مل منNaHCO 3 بسعة 0.5 M. قم بتخفيف الخليط إلى 1 لتر باستخدام الماء المقطر. أضف 2 مل من 1 M CaCl2· H2O للحصول على تركيز نهائي 2 ملليمولار CaCl2. ضع المحلول بفقاعة ب 95٪ O2/5٪ ثاني أكسيد الكربونلمدة لا تقل عن 30 دقيقة قبل الاستخدام.
  3. تحضير محلول قياسي للمعايرة بحجم 2.5 مللي مولايت للمخزن
    1. تحضير 0.1 ملليمولار حمض بيركلوريك عن طريق تخفيف 20 ميكرولتر من 0.1 مليون حمض بيركلوريك إلى 20 مل من الماء المقطر. اخلط جيدا لضمان التخفيف الكامل.
    2. يزن 9.48 ملغ من مسحوق هيدروكلوريد DA ويذيبه في حمض البركلوريك بقوة 0.1 ملليمول المحضر أعلاه للحصول على تركيز نهائي يبلغ 2.5 ملم. خزن المحلول عند 4 درجات مئوية وحميه من الضوء لمنع الأكسدة.

3. تحضير شريحة الدماغ

  1. قم بقتل الحيوانات بحياتها، ثم استخرج الدماغ بسرعة ونقله فورا إلى محلول قطع قائم على السكروز البارد جدا.
  2. قم بتركيب الدماغ على منصة الاهتزاز وقطع شرائح إكليلية بطول 300 ميكرومتر بين +1.5 مم و+0.5 مم بالنسبة للبريغما بسرعة قطع 0.34 مم/ثانية.
  3. انقل الشرائح إلى غرفة استرداد تحتوي على aCSF بدرجة حرارة 32 °م. حضن الشرائح لمدة 30-40 دقيقة.
  4. بعد الاسترجاع، حافظ على الشرائح في درجة حرارة الغرفة في طبقة aCSF مؤكسجة باستمرار حتى الاستخدام الإضافي.

4. إعداد التجهيز وتكييف الأقطاب الكهربائية

  1. شغل نظام التروية. قم بحقن كامل المنصة بالماء المقطر لمدة لا تقل عن 10 دقائق. شغل نظام التدفئة واضبط درجة الحرارة على 32 درجة مئوية.
    ملاحظة: تأكد من أن حساس الحرارة مغمور بالكامل في المحلول قبل تفعيل السخان.
  2. شغل برنامج مولد التحفيز، والكاميرا، وجهاز التحكم الدقيق، وإضاءة خلفية المجهر.
  3. افتح برنامج HDCV لجمع بيانات FCV. اضبط معلمات الجهد على شكل موجة مثلث تمتد من -0.4 فولت إلى +1.2 فولت بمعدل مسح 400 فولت/ثانية، مطبق عند 10 هرتز.
  4. ضع شريحة الدماغ في وسط حجرة القطع وثبتها باستخدام قيثارة.
  5. باستخدام جهاز التحكم الدقيق، أدخل طرف القطب إلى مجال رؤية المجهر.
  6. افحص طرف القطب تحت المجهر للتأكد من أنه سليم وغير مكسور.
  7. ابدأ بجمع البيانات وتحقق من مخطط التيار والجهد.
  8. قم بتكييف القطب الجديد بوضعه في نسيج قشري وتشغيل دورة موجية مثلثية لمدة لا تقل عن 30 دقيقة قبل التسجيل.
    ملاحظة: يجب أن يظهر الفولتموغرام الدوري الصحيح منحنى شحن مميز (الشكل 1B). استبدل القطب إذا كان الفولتموجرام مشوها (الشكل 1C-E) أو إذا كان التيار الخلفي غير مستقر. إذا استمر عدم الاستقرار، تحقق من اتصال التأريض.

5. قياس تركيز DA خارج الخلية

  1. باستخدام جهاز التلاعب الدقيق، حرك قطب التسجيل من موقع التكييف إلى موقع التسجيل المستهدف داخل شريحة الدماغ.
  2. ضع قطبا محفزا ثنائي القطب متحد-مركز في موقع التسجيل المطلوب. ضع قطب التسجيل على بعد حوالي 50 ميكرومتر من قطب التحفيز (الشكل 2A,B).
  3. تقديم تحفيز كهربائي بنبضة واحدة عند 0.65 مللي أمبير بعرض نبضة 200 ميكروثانية وفترة تحفيز بين 150 ثانية. تحقق من أن قمم الأكسدة والاختزال تحدث عند الفولتية المتوقعة (الشكل 2C) وأن التيار المؤقت للتيار الكهربائي يظهر حركية إطلاق وخلوص نموذجية (الشكل 2D).
  4. سجل 10 إشارات DA الأساسية وراجع الثلاثة الخطوط الأساسية النهائية. تأكد من أن التفاوت بين هذه الإشارات أقل من 5٪.
    ملاحظة: إذا كانت سعة الإشارة منخفضة أو استمرت في الانخفاض، تحقق من إمداد الكربوجين، واستقرار درجة الحرارة، والأومضية ودرجة الحموضة في aCSF.
  5. توصيل نبضات التحفيز باستخدام تسلسل شبه عشوائي يشمل كل من النبضة المفردة (1p) والأربع نبضات (4p، 100 هرتز).
    ملاحظة: التحفيز 4p 100 هرتز يحاكي الإطلاق الطبيعي عالي التردد لخلايا DA11 ، ويستخدم عادة لتقييم أقصى مقدار للاكتئاب المعتمد على ChI، والذي يحدث تقريبا بعد 7-8 مللي ثانية من تنشيط ChI20. أنماط تحفيز بديلة طوال التسجيل لتقليل انحياز التسلسل.
  6. قم بإذابة العامل الدوائي المطلوب في aCSF واغسل المحلول بفقاعة بنسبة 95٪ O2/5٪CO2 لمدة لا تقل عن 10 دقائق.
  7. ضع الدواء في غرفة الاستحمام وحضن حتى يتم الوصول إلى التأثير الدوائي الكامل (مثلا 10-15 دقيقة ل DHβE). كرر إجراءات التحفيز والتسجيل في ظروف معالجة بالمخدرات.

6. المعايرة

  1. تحضير محلول معايرة DA بسعة 2 ميكرومولار عن طريق تخفيف 20 ميكرولتر من مخزون 2.5 مللي مولار DA إلى 25 مل من aCSF المؤكسج.
  2. ضع القطب بالقرب من المدخل. اضبط تركيز المجهر لرؤية الحواف العليا والسفلية للمدخل بوضوح. أعد التركيز على مركز أنبوب السحب واضبط الميكرو مانبوليتور (رفع أو خفض) حتى يصبح طرف القطب واضحا.
  3. قم بحقن القطب بتدفق الأكسجين بتدفق سريع لمدة حوالي 10 ثوان لغسل سطح القطب. أثناء مراقبة المفتاح تحت المجهر، قم بتغيير خط التروية من aCSF إلى محلول معايرة DA.
  4. حافظ على تدفق التروية باستخدام محلول DA لمدة 30-60 ثانية. أعد الأنبوب إلى aCSF واستمر في التفريغ لغسل الحمض الداخلي. كرر عملية المعايرة كاملة ثلاث مرات.
  5. احسب عامل المعايرة (nA/μM) باستخدام متوسط استجابة التيار (ΔI) من تطبيقات DA الثلاثة (الشكل 2E). لكل تطبيق، احسب ΔI باستخدام: ΔI = IDApeak− IDAbase. نقسم قيم ΔI ونقسمها على تركيز DA المعروف (2 ميكرومتر) للحصول على عامل معايرة القطب الكهربائي.
  6. ضع علامة على القطب بتاريخ التجربة واحتفظ بجميع ملفات بيانات المعايرة للرجوع إليها مستقبلا.
    ملاحظة: يتم معايرة كل قطب تسجيل في نهاية اليوم التجريبي ولا يعاد استخدامه في التسجيلات اللاحقة لضمان الحساسية والدقة المثلى.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

تم قياس سعات إصدار DA من تسجيلات FCV القابلة للطرح في الخلفية. لكل تجربة، تم توليد الإشارة الخلفية من خلال متوسط خمسة فولتموغرامات مستقرة للتحفيز المبدئي، مما أتاح العزل الواضح لذروة الأكسدة. تم قياس إطلاق DA كذروة تيار الأكسدة عند حوالي +0.6 فولت. في نهاية كل تجربة، تم معايرة الأقطاب الكهربائية، وتحويل تيارات الأكسدة القصوى إلى تركيزات DA باستخدام عامل الحساسية الخاص بالأقطاب الكهربائية (nA/μM). لتسهيل المقارنات عبر الحالات، تم حساب متوسط الاستجابات عبر ثلاث تجارب وتم تطبيعه إلى الاستجا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يصف هذا البروتوكول الإجراءات الأساسية لقياس إفراز DA المستحث باستخدام FCV في شرائح دماغ الفأر الحادة ويوفر دليلا شاملا لسير العمل الأساسي. بالإضافة إلى التطبيقات الخاصة ب DA، يمكن أيضا استخدام FCV للكشف عن ناقلات عصبية أخرى، مثل النورأدرينالين والسيروتونين، في كل من التحضيرات خارج الجسم الحي وفي الجسم 21، 22، 23. هنا، نسلط الضوء على المكونات الرئيسية للطريقة، بما في ذلك تصنيع ا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يان-فنغ تشانغ هو مؤسس شركة أوكسبيو.

شكر وتقدير

تم تمويل هذا العمل من خلال منحة (SBF009\1125) من جائزة Springboard من أكاديمية العلوم الطبية بدعم من مؤسسة القلب البريطانية، والسكري في المملكة المتحدة، ووزارة الحكومة للعلوم والابتكار والتكنولوجيا (DSIT)، وويلكم إلى Y. -F. Z.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
الأسيتونسيغما-ألدرتش534064-500 مل
كلوريد الكالسيومسيغما-ألدرتش21115-100 ملحل 1M
ألياف الكربونشركة جودفيلو كامبريدج المحدودةLS596012 بحث عام
قطب ثنائي القطب متحد-المركزFHC300197قطب التحفيز
هيدروبروميد ديهيدرو-وبيتا;-إريثرويدينتوكريس للعلوم الحيوية12A/295293
الدوبامين HClقمة الاختبارB1482
نظام الفحص السريع للفولتمترية الدوري المقاومويف نيورAF01FSCV1
الشعيرات الدموية الزجاجيةجهاز هارفاردGC200F-10
الجلوكوزسيغما-ألدرتشSLCQ7550
مصدر طاقة الهالوجينأوليمبوس  TH4
محفز التيار المعزولديجيتيمرDS3
سداسي هيكسايرات كلوريد المغنيسيومسيغما-ألدرتشM2670
كابل متعدد النواة  مالتيكومب برو3372784
حمض البركلوريكعلم فيشرUN29200.1 مليون في حمض الخليك الجليدي
مضخات البريستالتيكجيلسون مينيبلس 3
كلوريد البوتاسيومسيغما-ألدرتشP9541
برايم بي إس آي إكسبريستيليداين01-برايم-BSI-EXP
طلاء سيلفر الموصلمكونات RSRS 186-3600
مرجع كلوريد الفضة/الفضةوورلد بريسيجن إنسترومنتس0226Eقطب مرجعي
سلايسكوبساينتفيكابرو 2000
بيكربونات الصوديومسيغما-ألدرتشS5761
كلوريد الصوديومعلم فيشر2402665
فوسفات الصوديوم أحادي الأساسسيغما-ألدرتشS5011
مولد التحفيزأنظمة القنوات المتعددةSTG5 
سكروزميليبور84100
جهاز سحب الأقطاب الدقيقة الرأسية  ناريشيغيPC-100

المراجع

  1. Roberts, J. G., Sombers, L. A. Fast-scan cyclic voltammetry: Chemical sensing in the brain and beyond. Anal Chem. 90 (1), 490-504 (2018).
  2. Venton, B. J., Cao, Q. Fundamentals of fast-scan cyclic voltammetry for dopamine detection. Analyst. 145 (4), 1158-1168 (2020).
  3. Movassaghi, C. S., et al. Maximizing electrochemical information: A perspective on background-inclusive fast voltammetry. Anal Chem. 96 (16), 6097-6105 (2024).
  4. Zhao, S., Piatkevich, K. D. Techniques for in vivo serotonin detection in the brain: State of the art. J Neurochem. 166 (3), 453-480 (2023).
  5. Rodeberg, N. T., Sandberg, S. G., Johnson, J. A., Phillips, P. E. M., Wightman, R. M. Hitchhiker's guide to voltammetry: Acute and chronic electrodes for in vivo fast-scan cyclic voltammetry. ACS Chem Neurosci. 8 (2), 221-234 (2017).
  6. Wickham, R. J., Park, J., Nunes, E. J., Addy, N. A. Examination of rapid dopamine dynamics with fast scan cyclic voltammetry during intra-oral tastant administration in awake rats. J Vis Exp. (102), e52468(2015).
  7. Maina, F. K., Khalid, M., Apawu, A. K., Mathews, T. A. Presynaptic dopamine dynamics in striatal brain slices with fast-scan cyclic voltammetry. J Vis Exp. (59), e3464(2012).
  8. Klein, M. O., et al. Dopamine: Functions, signaling, and association with neurological diseases. Cell Mol Neurobiol. 39 (1), 31-59 (2019).
  9. Clark, P. J., España, R. A. In dopaminergic system function and dysfunction: Experimental approaches. Fuentealba-Evans, J. A., Henny, P. , Springer US. New York, NY. 249-281 (2023).
  10. Zhang, Y. -F., Cragg, S. J. Pauses in striatal cholinergic interneurons: What is revealed by their common themes and variations. Front Syst Neurosci. 11, 80(2017).
  11. Rice, M. E., Cragg, S. J. Nicotine amplifies reward-related dopamine signals in striatum. Nat Neurosci. 7 (6), 583-584 (2004).
  12. Schultz, W., Dayan, P., Montague, P. R. A neural substrate of prediction and reward. Science. 275 (5306), 1593-1599 (1997).
  13. Aosaki, T., et al. Responses of tonically active neurons in the primate's striatum undergo systematic changes during behavioral sensorimotor conditioning. J Neurosci. 14 (6), 3969-3984 (1994).
  14. Joshua, M., Adler, A., Mitelman, R., Vaadia, E., Bergman, H. Midbrain dopaminergic neurons and striatal cholinergic interneurons encode the difference between reward and aversive events at different epochs of probabilistic classical conditioning trials. J Neurosci. 28 (45), 11673-11684 (2008).
  15. Morris, G., Arkadir, D., Nevet, A., Vaadia, E., Bergman, H. Coincident but distinct messages of midbrain dopamine and striatal tonically active neurons. Neuron. 43 (1), 133-143 (2004).
  16. Reynolds, J. N. J., et al. Coincidence of cholinergic pauses, dopaminergic activation and depolarisation of spiny projection neurons drives synaptic plasticity in the striatum. Nat Commun. 13 (1), 1296(2022).
  17. Liu, C., et al. An action potential initiation mechanism in distal axons for the control of dopamine release. Science. 375 (6587), 1378-1385 (2022).
  18. Threlfell, S., et al. Striatal dopamine release is triggered by synchronized activity in cholinergic interneurons. Neuron. 75 (1), 58-64 (2012).
  19. Cachope, R., et al. Selective activation of cholinergic interneurons enhances accumbal phasic dopamine release: Setting the tone for reward processing. Cell Rep. 2 (1), 33-41 (2012).
  20. Zhang, Y. -F., et al. An axonal brake on striatal dopamine output by cholinergic interneurons. Nat Neurosci. 28 (4), 783-794 (2025).
  21. Nguyen, M. D., Venton, B. J. Fast-scan cyclic voltammetry for the characterization of rapid adenosine release. Comput Struct Biotechnol J. 13, 47-54 (2015).
  22. Dunham, K. E., Venton, B. J. Improving serotonin fast-scan cyclic voltammetry detection: New waveforms to reduce electrode fouling. Analyst. 145 (22), 7437-7446 (2020).
  23. Rafi, H., Zestos, A. G. Recent advances in FSCV detection of neurochemicals via waveform and carbon microelectrode modification. J Electrochem Soc. 168 (5), 057520(2021).
  24. Salinas, A. G., et al. Distinct sub-second dopamine signaling in dorsolateral striatum measured by a genetically-encoded fluorescent sensor. Nat Commun. 14 (1), 5915(2023).
  25. Schmidt, K. T., McElligott, Z. A. Dissecting the catecholamines: How new approaches will facilitate the distinction between noradrenergic and dopaminergic systems. ACS Chem Neurosci. 10 (4), 1872-1874 (2019).
  26. Farassat, N., et al. In vivo functional diversity of midbrain dopamine neurons within identified axonal projections. Elife. 8, 48408(2019).
  27. John, C. E., Jones, S. R. In electrochemical methods for neuroscience. Michael, A. C., Borland, L. M. , CRC Press/Taylor & Francis Taylor & Francis Group, LLC. Boca Raton. (2007).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

قطب كهربائي دقيق من ألياف الكربونتحضير شرائح الدماغالكشف عن النواقل العصبيةتهيئة القطب الكهربائياكتساب البياناتانتقال المونوأمينمستقبل الأسيتيل كولين النيكوتيني

تم نشر هذه المقالة

الفيديو قريباً

تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.