يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

تأسيس نموذج الجرذان للرفض الحاد بوساطة الأجسام المضادة في زراعة الكلى

294 مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/69793

⸱

فبراير 10, 2026

 ,  ,  ,  , 
1Department of Urology, The First Affiliated Hospital of Shandong First Medical University & Shandong Provincial Qianfoshan Hospital

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

تصف هذه المقالة تأسيس نموذج الفئران للرفض الحاد بوساطة الأجسام المضادة (AAMR) في زراعة الكلى. يتم تحفيز النموذج عن طريق تحسس فئران لويس المستلمة مسبقا باستخدام ترقيع جلدية من فئران براون نرويج المتبرعة قبل 14 يوما من زراعة الكلى، مما يوفر منصة قوية لدراسة الفيزيولوجيا المرضية لجمعية AAMR.

الملخص

يظل الرفض الحاد بوساطة الأجسام المضادة (AAMR) عقبة رئيسية أمام بقاء الطعم على المدى الطويل في زراعة الكلى. تعتمد الفيزيولوجيا المرضية في AAMR بشكل أساسي على الأجسام المضادة الخاصة بالمتبرع (DSA) التي تحفز تنشيط المكملة، مما يؤدي إلى إصابة الخلايا البطانية، والتهاب الأوعية الدموية، وخلل في الطعم. على الرغم من التقدم في العلاجات المثبطة للمناعة، لا يزال علاج AAMR غير مثالي. لذلك، فإن تطوير نماذج حيوانية موثوقة ل AAMR أمر بالغ الأهمية لفهم آلياته وتقييم التدخلات العلاجية المحتملة. في هذه الدراسة، تم تأسيس نموذج فئران ل AAMR عن طريق توعية فئران لويس المتلقية بترقيع جلد الجرذان الناروجي المتبرع لمدة 14 يوما قبل زراعة الكلى. لم يتم إعطاء أي عوامل مثبطة للمناعة للمتلقين طوال الدراسة. أظهر تحليل البقاء انخفاضا ملحوظا في بقاء الطعم في المجموعة المجهزة مسبقا مقارنة بالمجموعة غير المتحسسة مسبقا (6.2 ± 1.1 يوم مقابل 10.0 ± 0.7 يوم، ونسبة الترقيم < 0.001). ارتفعت مستويات DSA-IgG في المصل بشكل ملحوظ من اليوم السابع بعد زراعة الجلد واستمرت في الارتفاع حتى اليوم الخامس بعد زراعة الكلى، كما ارتفعت مستويات DSA-IgM في المصل بشكل ملحوظ في اليومين السابع والرابع عشر بعد زراعة الجلد. بدءا من 6 ساعات من زراعة الكلى، بدأت الطيور الخضراء تظهر علامات التهاب الكبيبات، والتهاب الشعورات الدموية حول الأنبوب، وترسيب C4D في الشعيرات الدموية. بدءا من 3 أيام من زراعة الكلى، لوحظت أضرارا كبيرة في الطيور النخرية وتلف الأنبوب. تدهورت هذه التغيرات تدريجيا مع مرور الوقت وكلها تتوافق مع خصائص AAMR. يعيد هذا النموذج بشكل فعال السمات الرئيسية ل AAMR، موفرا منصة قوية للدراسات المستقبلية حول الآليات الأساسية والعلاجات المحتملة.

المقدمة

أصبح زراعة الكلى (KT) نهجا علاجيا حيويا لمرض الكلى في المرحلة النهائية 1,2. ومع ذلك، يظل رفض الزراعة عاملا رئيسيا يؤثر على بقاء الطيور الكلوية على المدى الطويل 3,4. الأنواع الأساسية من الرفض التي تلاحظ سريريا هي الرفض الحاد (AR) والرفض المزمن (CR). يصنف الرفض الحاد أيضا إلى الرفض الحاد بوساطة خلايا تائية (TCMR) والرفض الحاد بوساطة الأجسام المضادة (AAMR)5,6,7. في السنوات الأخيرة، مع تطوير وتطبيق عوامل مثبطة للمناعة، تم التحكم بشكل فعال في حدوث TCMR. ومع ذلك، لا يزال AAMR أحد الأسباب الرئيسية لخلل الطيور الذهبية 8,9.

يعتقد على نطاق واسع أن الفيزيولوجيا المرضية ل AAMR تتحث بواسطة الأجسام المضادة الخاصة بالمتبرع (DSA) التي تنتج إما قبل أو بعد الزراعة10. عندما يرتبط DSA بالمستضدات على خلايا البطانة الوعائية في الطيور الوعائية، يتم تنشيط سلسلة المتمم الكلاسيكية، مما يؤدي إلى تكوين مركبات هجوم الغشاء وتلف الطعم العلوي11. أثناء تنشيط المكملة، يرتبط جزء الانقسام C4d تساهميا بأسطح خلايا بطانة الشعيرات الخضراء. بالإضافة إلى ذلك، تجذب المواد الكيميائية مثل منتجات الانقسام المكملة C3a وC5a الخلايا الالتهابية (مثل البلعميات) لتسلل إلى الشعيرات الدموية الدائرية، مما يؤدي إلى التهاب الشعيرات الدموية وإصابة إضافية في الطعم12،13. لذلك، يعتمد التشخيص السريري ل AAMR بشكل أساسي على أدلة ارتفاع مستويات DSA في المصل، والتهاب الشعيرات الدموية، ونخر الأنبوب، وترسيب C4d في شعيرات الطعوم14، 15، 16. تشمل الاستراتيجيات العلاجية الحالية ل AAMR بشكل أساسي تثبيط نشاط خلايا B أو خلايا البلازما، وإزالة DSA المتداولة، وتثبيط تنشيط المكملات. تشمل هذه الحركات البلازمافريسية، الامتصاص المناعي، الأجسام المضادة وحيدة النسيلة CD20 (ريتوكسيماب)، مثبطات البروتيازوم (بورتيزوميب)، مثبطات المكملات (إيكوليزوماب)، وإنزيم محلل IgG (IdeS)17,18,19,20,21,22,23,24,25 . ومع ذلك، تظل فعالية العلاج بشكل عام أقل من المستوى الأمثل، حيث لم يثبت أي علاج موحد فعاليته القوية في التجارب العشوائية. علاوة على ذلك، غالبا ما ترتبط استراتيجيات مثبطة المناعة الحالية بعبء كبير من الآثار الجانبية، خاصة زيادة القابلية للمضاعفات المعدية الشديدة والسرطاناتالخبيثة 21,25,26,27. لذا، هناك حاجة إلى مزيد من البحث لتوضيح الفيزيولوجيا المرضية لعلاج AAMR وتطوير أساليب علاجية أكثر فعالية.

يعتمد التحقيق في آليات الأمراض واستكشاف استراتيجيات الوقاية الجديدة على نماذج الحيوانات الصغيرة، مما يجعل إنشاء نموذج موثوق للوقاية في KT أمرا ضروريا. لدى فريقنا البحثي خبرة واسعة في بناء نماذج KT AAMR28 للفئران. أجرت هذه الدراسة اختبار KT باستخدام فأر براون نورواي (BN) على فأر لويس. يمثل فئران BN (RT1n) ولويس (RT1l) زوجا غير متطابق بالكامل مع MHC، مما يوفر أساسا وراثيا قويا للرفض الألوجيني29. مقارنة بطرق النمذجة البديلة، فإن استراتيجية التحسس المسبق لزراعة الجلد المستخدمة هنا تقدم مزايا واضحة في المتانة والأهمية الفسيولوجية. على عكس نماذج نقل الأجسام المضادة السلبية التي تعتمد على الحقن العابر وتفتقر إلى تفاعل المناعي مع المضيف، فإن هذا النهج النشط للتحسس يؤسس ذاكرة مناعية طويلة الأمد، ويحاكي بشكل وثيق السيناريو السريري للمرضى ذوي الحساسية العالية30. علاوة على ذلك، وعلى عكس تصاميم التحسس الأخرى، مثل نقل الدم الخاص بالمتبرع، والتي قد تنتج عيارات أجسام مضادة متغيرة أو حتى تحفز تحملا حسب البروتوكول، يوفر زراعة الجلد منبها واحدا وقويا وعالي المناعة29. يضمن ذلك التوليد القابل للتكرار لتحليل الديناميكية عالية القياس وظهور أنماط AAMR بشكل مستمر (مثل التهاب الشعيرات الدموية، ترسيب C4d) ضمن نافذة زمنية محددة من 5 إلى 7 أيام، مما يجعله منصة قابلة للتنفيذ لتقييم الفعالية العلاجية. أسسنا نموذج AAMR من خلال إجراء KT في هذه الفئران الألوجينية بعد أسبوعين من التحسس المسبق لزراعة الجلد، وقيمنا النموذج من خلال تحليلات مصلية وتاريخية ومناعية.

فيما يتعلق بقابلية تطبيق النموذج، يمكن لمستخدمي هذا البروتوكول توقع ظهور أنماط AAMR قابلة للتكرار بين اليومين 5 و7 بعد الزراعة. تشمل القراءات الأساسية الأساسية للتحقق من صحة هذا النموذج حركية إنتاج DSA (IgG و IgM) في المصل، والأدلة النسيجة على التهاب الأوعية الدقيقة (التهاب الكبيبات والتهاب الشعيرات الدموية حول الأنبوب)، والترسيب المنتشر C4d في الشعيرات الدموية حول الأنبوب. ومع ذلك، يجب على القراء أن يكونوا على دراية بوجود قيد أساسي: طريقة الحساسية المسبقة للجلد تثير استجابة مناعية واسعة تشمل كل من الأذرع الخلطية والخلوية. وبالتالي، يظهر هذا النموذج عادة كمرض رفض مختلط — يتميز بخصائص AAMR السائدة مع TCMR المصاحبة، بدلا من عملية معزولة بوساطة الأجسام المضادة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تم إجراء جميع إجراءات الحيوانات وفقا لمعايير المؤسسات المؤسسية وتمت الموافقة عليها من قبل لجنة أخلاقيات الحيوانات المؤسسية في جامعة شاندونغ الطبية الأولى ومستشفى شاندونغ الإقليمي تشيانفوشان. جميع الإجراءات التزمت بمبدأ 3R وإعلان هلسنكي (رقم الموافقة) جينيو-إياكيو-2024-A066). تم تفصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في هذه الدراسة في جدول المواد.

1. تحضير الحيوانات

  1. يؤوون ذكر بالغين من نوع BN (RT1n) وفئران لويس (RT1l) (200-250 جم) في منشآت محددة خالية من مسببات الأمراض (SPF). وباعتبارها سلالات متزاوجة، فإن الأفراد ضمن نفس السلالة متطابقون وراثيا، مما يضمن تجانس المتبرعين.
  2. قسم الفئران إلى أربع مجموعات تجريبية كما هو موضح في الشكل 1: (1) KT التركيبي، (2) KT التركيبي بعد زراعة الجلد (ST)، (3) KT التماثل، و(4) KT التزاوي بعد ST.
    ملاحظة: قم بجميع الإجراءات الجراحية في غرفة عمليات SPF تحت المجهر المجسم. حافظ على درجة حرارة جسم الحيوان عند 37 درجة مئوية باستخدام طاولة جراحية حرارية طوال جميع الإجراءات.
  3. تحفز التخدير باستخدام 4٪-5٪ إيزوفلوران يحمل بواسطة أكسجين 100٪ بمعدل تدفق 1.0 لتر/دقيقة في غرفة الحث (وفقا للبروتوكولات المعتمدة مؤسسيا). بعد التحفيز، حافظ على التخدير مع 1.5٪-2٪ إيزوفلوران عبر مخروط أنف. تمت مراقبة عمق التخدير من خلال التحقق من فقدان رد فعل سحب الدواسة طوال الإجراء.

2. التحسس المسبق عبر ST (للمجموعتين 2 و4)

  1. احصد طعم جلد كامل السماكة بحجم 2 سم × 2 سم من ذيل فأر متبرع (لويس للمجموعة 2؛ BN للمجموعة 4).
    ملاحظة: الفأر المتبرع المستخدم في زراعة الجلد يختلف عن المتبرع اللاحق، رغم أنه من نفس السلالة المتزاوجة.
  2. جهز سرير تطعيم بنفس الحجم على ظهر الفأر المتلقي.
  3. ضع طعم الجلد المتبرع على السرير الجاهز وثبته باستخدام غرز متقطعة كما هو موضح سابقا31.
  4. اترك 14 يوما للتوعية قبل المضي قدما في زراعة الكلى.

3. عملية المتبرع ل KT

  1. تخدير الجرذ المانح (لويس للمجموعتين 1 و2؛ BN للمجموعتين 3 و4).
  2. ضع الفأر في وضعية الاستلقاء على الظهر وقم بإجراء فتح البطن في منتصف الخط الممتد من النتوء الإكسفوئيد إلى الارتباط الداخلي العانة (حوالي 3-4 سم طولا) لكشف الأعضاء البطنية بالكامل32.
  3. اسحب الأمعاء بلطف لرؤية الكلية اليسرى والأوعية الدموية المرتبطة بها.
  4. عزل الشريان الكلوي الأيسر عند مصدره عن الشريان الأبهر البطني والوريد الكلوي الأيسر عند التقامه مع الوريد الأجوف السفلي.
    ملاحظة: نختار عزل وقطع الأوعية مباشرة عند العظم دون حصاد بقعة الأبهر أو الوريد (بقعة كاريل). بينما تتطلب هذه التقنية مهارات دقيقة في الجراحة الدقيقة للتشريح، نفضل أن تقلل من مدى شرايين الشقيق في الشريان الأورطي المتلقي ولتقليل خطر الجلطة الناتجة عن الاضطراب المرتبط بإعادة بناء الرقعة.
  5. قم بتغذية الكلية اليسرى بحوالي 2 مل من محلول ملحي بارد (4 درجات مئوية) (125 وحدة إفريقية/مل) عبر الشريان الأورطي البطني حتى تصبح الكلية شاحبة31.
  6. اقطع الوريد الكلوي الأيسر، ثم الشريان الكلوي الأيسر.
  7. اقطع الحالب، مع التأكد من بقاء بقعة صغيرة من المثانة متصلة.
  8. اجمع الكلية وضعها فورا في محلول حفظ الكلى البارد العالي الحيوي (HCA) على الثلج بحجم 0.5-1.0 مل.

4. عملية المستلم ل KT

  1. تخدير فأر لويس المتلقي.
  2. قم بإجراء شق البطن في منتصف الخط وكشف الشريان الأبهر البطني والوريد الأجوف السفلي تحت مستوى الأوعية الكلوية الأصلية.
  3. عزل جزء من الشريان الأبهر البطني والوريد الأجوف السفلي.
  4. تثبيت الجزء الوعائي المعزول باستخدام مشابك وعائية بولدوغ.
  5. قم بعمل شق طولي صغير (حوالي 1.0-1.5 مم طوله، مطابقا لقطر الشريان الكلوي المتبرع) في الشريان الأورطي البطني وإجراء تشريح من طرف إلى جانب مع الشريان الكلوي المتبرع باستخدام غرز نايلون 10-0 بشكل مستمر.
  6. قم بعمل شق مطابق في الوريد الأجوف السفلي وقم بإجراء تشريح من طرف إلى جانب باستخدام الوريد الكلوي المانح باستخدام 8-0 غرز نايلون.
    ملاحظة: لا يتم إجراء الهيبارينية الجهازية على المتلقي لمنع النزيف المفرط.
  7. أولا، قم بإزالة المشبك الوعائي من الوريد الأجوف السفلي لتثبيت تدفق وريدي. ثم قم بإزالة المشبك الشرياني من الشريان الأبهر البطني ببطء لاستعادة تدفق الدم إلى الطعم.
  8. افحص وجود التعقيم الدموي وقيم تروية الطعم. اضغط أي نقاط نزيف بسيطة باستخدام أعواد قطنية.
    ملاحظة: يجب أن تتحول الكلية التي تم تثبيتها بنجاح إلى اللون الوردي والصلب بسرعة.
  9. قم بإعادة بناء المسالك البولية عن طريق تركيب رقعة المثانة المانحة على قبة مثانة المتلقي باستخدام غرز نايلون 10-0.
  10. استئصال كلتيهما الأصليتين للجرذ المستقبل لضمان أن البقاء يعتمد فقط على وظيفة الطعم.
    ملاحظة: طوال الإجراء، تم الحفاظ على إجمالي وقت نقص التروية الباردة (من حصاد المتبرع إلى إعادة التروية) أقل من 60 دقيقة، وتم الحفاظ على وقت نقص التروية الدافئ (أثناء التشريح) أقل من 30 دقيقة لتقليل الإصابة الإقفاري.
  11. أغلق الشق البطني على طبقات باستخدام غرز حرير 5-0.
  12. مباشرة بعد إغلاق الجرح، أعط البوبرينورفين (0.05 ملغ/كجم) تحت الجلد لتخفيف الألم، وبنسلين (40,000 وحدة حرارة/كغ) داخل العضلات لمنع العدوى. أعط 1-2 مل من محلول ملحي دافئ معقم تحت الجلد لمنع الجفاف.

5. الرعاية والمراقبة بعد العملية

  1. راقب الفئران المتلقية يوميا للبقاء على قيد الحياة، والسلوك (اليقظة، الحركة)، والحالة الفسيولوجية (تناول الطعام، الإخراج).
  2. افحص الجرح الجراحي يوميا بحثا عن علامات العدوى أو الانفصال.
  3. راقب الفئران كل ساعة خلال أول 24 ساعة بعد الجراحة، وعلى الأقل ثلاث مرات يوميا في الأيام 2-3، ومرة أو مرتين يوميا بعد ذلك.
  4. استبعد المتلقين الذين يتوفون خلال 24 ساعة بعد الزراعة بسبب مضاعفات تقنية مثل الجلطة الوعائية، تسرب البول، أو النزيف، من التحليل النهائي. في هذه الدراسة، بلغت نسبة نجاح الجراحة الإجمالية حوالي 90٪.

6. تقييمات ما بعد الزراعة

  1. اكتشاف مستويات DSA
    1. جمع عينات دم من الوريد الذيلي في الأيام 0 و3 و7 و14 بعد التوقيت القصير وفي الأيام 1 و3 و5 بعد KT.
    2. قم بطرد المركزي بالعينات عند ~1500 × جرام لمدة 10 دقائق لفصل المصل وتخزينه عند -20 درجة مئوية حتى التحليل.
    3. احصد الطحال من فأر مانح وقم بتفكيكه ميكانيكيا عبر مصفاة خلوية بحجم 70 ميكرومتر إلى محلول ملحي بارد فوسفات مخزن (PBS). قم بإزالة خلايا الدم الحمراء باستخدام مخزن التحليل ACK لمدة 5 دقائق، ثم غسل الخلايا مرتين باستخدام PBS (الطرد المركزي عند 300 × جرام لمدة 5 دقائق). عد الخلايا واضبط التركيز النهائي إلى 1 ×10 7 خلايا/مل.
    4. امخفف مصل المتلقي 1:25 مع PBS.
    5. حضن 50 ميكرولتر من المصل المخفف مع 5 × 10 خلايا طحالفأر مانحة لمدة 30 دقيقة عند 37 درجة مئوية.
    6. اغسل الخلايا مرتين ب 2 مل من PBS عن طريق الطرد المركزي عند 400 × جرام لمدة 5 دقائق عند 4 درجات مئوية
    7. حضن الخلايا بأجسام مضادة مضادة مضادة للفئران IgG متقاربة ب FITC ومضادة مضادة للفئران متقاربة ب PE (راجع جدول المواد للنسخ المحددة) لمدة ساعة واحدة عند 4 درجات مئوية.
    8. اغسل الخلايا وأعد تعليقها في PBS بتركيز 5 × 10 إلى6 خلايا/مل.
    9. تحليل العينات باستخدام مقياس تدفق خلوي لقياس متوسط شدة الفلورة (MFI) ل DSA-IgG و IgM.
  2. الفحص المرضي لزراعة الكلى
    1. حصاد الطعوم الكلوية في نقاط زمنية محددة (حصاد في اليوم الخامس بعد KT للKT التركيبي بعد مجموعة ST؛ 6 ساعات، 12 ساعة، 1 يوم، 2 يوم، 3 أيام، 4 أيام، و5 أيام بعد KT للKT اللوجيني بعد مجموعة ST).
    2. ثبت عينات الأنسجة في بارافورمالديهيد بنسبة 4٪ لمدة 24 ساعة في درجة حرارة الغرفة. بعد الجفاف والتنظيف، قم بإدخال الأنسجة في كتل البارافين وقطعها إلى أقسام بحجم 4 ميكرومتر.
    3. قم بإجراء تلوين بالهيماتوكسيلين-إيوزين (HE) وحمض الشيف الدوري (PAS) على الأقسام.
    4. بالنسبة لكيمياء المناعة النسية، قم بسحب المستضدات عن طريق غمر الأقسام في مخزن EDTA (pH 9.0) وتسخينها في قدر الضغط. عند الوصول إلى الضغط الكامل، حافظ عليه لمدة 5 دقائق، تليها تبريد طبيعي إلى درجة حرارة الغرفة.
    5. عالج الأقسام ب 3٪ بيروكسيد الهيدروجين لمدة 10 دقائق.
    6. حضن الأقسام طوال الليل عند 4 درجات مئوية مع الأجسام المضادة الأولية ضد CD31 وC4d.
    7. تطبيق DAB+ الركيزة-كروموجين لمدة 30 ثانية في درجة حرارة الغرفة للتصور.
    8. مسح الأجزاء الملطخة باستخدام ماسح شرائح رقمي.

7. التحليل الإحصائي

  1. تعرض البيانات الكمية كمتوسط ± انحراف معياري (SD). تم إجراء تحليلات إحصائية باستخدام برامج إحصائية مناسبة.
  2. قيم معدلات بقاء المستفيدين باستخدام تحليل كابلان-ماير.
  3. قارن البيانات الكمية بين المجموعات باستخدام اختبار t الخاص بطالب.
    ملاحظة: تعتبر قيمة P < 0.05 ذات دلالة إحصائية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

زمن بقاء اللوغرافات الكلوية
نجا المستلمون في كل من KT التركيبي والKT التركيبي بعد مجموعات ST على المدى الطويل دون رفض طوال فترة الملاحظة التي استمرت شهرا. وعلى العكس، كان زمن بقاء الطيور اللوغرافية في مجموعة KT التجميلية وKT التهجيني بعد مجموعة ST (10.0 ± 0.7) أيام و(6.2 ± 1.1) أيام على التوالي، مع فرق ذو دلالة إحصائية بين المجموعتين (الشكل 2A).

مستويات DSA (IgG و IgM)
أظهرت مستويات DSA-IgG ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

لا يزال AAMR يمثل تحديا كبيرا في KT بسبب تقدمه السريع ونتائجه السريرية غير المواتية 33,34,35,36. حتى مع العلاجات المضادة للرفض الفعالة الحالية التي تعكس النوبات الحادة، يتقدم أكثر من 40٪ من المرضى إلى مقاومة مقاومة الحمض النووي المزمن. بعد تشخيص المقاومة المضافة المزمنة، غالبا ما تنخفض نسبة البقاء على قيد الحياة بعد خمس سنوات إلى أقل من 50٪. معدل البقاء على قيد...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يعلن المؤلفون عدم وجود تضارب مصالح.

شكر وتقدير

وقد دعمت هذه الدراسة المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (82373042)، وفريق الابتكار المشترك للأبحاث السريرية والأساسية (202409)، ومؤسسة العلوم الطبيعية في مقاطعة شاندونغ (ZR2022QH291، ZR2025MS1199).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
الأجسام المضادة وحيدة النسيلة المضادة لمادة CD31أبكام (المملكة المتحدة)AB64543بالنسبة للكيمياء المناعية (وسم خلايا البطانة الوعائية)
رقم الاستنساخ: TLD-3A12
مضاد ال C4d  الأجسام المضادةهيكولت بيوتيك (هولندا)HP8034بالنسبة للكيمياء المناعية النسيطية (اكتشاف ترسيب المكملات)، يكون التخفيف 1:50
رقم الاستنساخ: NA (متعدد النسيلات)
الجسم المضاد IgG مضاد للفئران مرافق FITCأبكام (المملكة المتحدة)ab6840يستخدم لقياس تدفق الخلايا لمستويات DSA-IgG
رقم الاستنساخ: متعدد النسيال
نظام تخدير الغازشركة نانجينغ كالفن للتكنولوجيا الحيوية المحدودة.KW-MZJ-4مزود بإيزوفلوران للتخدير العام
رقم الاستنساخ: NA (متعدد النسيلات)
الجسم المضاد IgM مضاد للفئران المرافق ب PEالأسطورة الذاتية408918يستخدم لقياس تدفق الخلايا لمستويات DSA-IgM
رقم الاستنساخ: MRM-47
المجهر الجراحي الستيريوتاكسيشركة بكين تشونغتيان قوانغتشنغ للتكنولوجيا المحدودة.TS-39NKيستخدم لإجراء جراحة زراعة الكلى للفئران
رقم الاستنساخ: NA
مشابك بولدوغ الأوعائيةشركة روبوز للأدوات الجراحية.RS-5481Tيستخدم لمنع تدفق الدم أثناء زراعة الكلى
رقم الاستنساخ: NA

المراجع

  1. Perico, N., et al. Long-term clinical and immunological profile of kidney transplant patients given mesenchymal stromal cell immunotherapy. Front Immunol. 9, 1359(2018).
  2. Tonnus, W., et al. Rubicon-deficiency sensitizes mice to mixed lineage kinase domain-like (MLKL)-mediated kidney ischemia-reperfusion injury. Cell Death Dis. 13 (3), 236(2022).
  3. Sedej, I., et al. Extracellular vesicle-bound DNA in urine is indicative of kidney allograft injury. J Extracell Vesicles. 11 (9), e12268(2022).
  4. Nian, Y., et al. IL-21 receptor blockade shifts the follicular T cell balance and reduces de novo donor-specific antibody generation. Front Immunol. 12, 661580(2021).
  5. Luan, D., et al. FOXP3 mRNA profile prognostic of acute T cell-mediated rejection and human kidney allograft survival. Transplantation. 105 (8), 1825-1839 (2021).
  6. Duneton, C., Winterberg, P. D., Ford, M. L. Activation and regulation of alloreactive T cell immunity in solid organ transplantation. Nat Rev Nephrol. 18 (10), 663-676 (2022).
  7. Mirzakhani, M., et al. Soluble CD30, the immune response, and acute rejection in human kidney transplantation: A systematic review and meta-analysis. Front Immunol. 11, 295(2020).
  8. Sellarés, J., et al. Understanding the causes of kidney transplant failure: the dominant role of antibody-mediated rejection and nonadherence. Am J Transplant. 12 (2), 388-399 (2012).
  9. Montgomery, R. A., Loupy, A., Segev, D. L. Antibody-mediated rejection: new approaches in prevention and management. Am J Transplant. 18 (Suppl 3), 3-17 (2018).
  10. Heeger, P. S., Haro, M. C., Jordan, S. Translating B cell immunology to the treatment of antibody-mediated allograft rejection. Nat Rev Nephrol. 20 (4), 218-232 (2024).
  11. Chong, A. S. Mechanisms of organ transplant injury mediated by B cells and antibodies: Implications for antibody-mediated rejection. Am J Transplant. 20, 23-32 (2020).
  12. Bery, A. I., Hachem, R. R. Antibody-mediated rejection after lung transplantation. Ann Transl Med. 8 (6), 411(2020).
  13. Trivyza, M. S., et al. Circulating immune complexes and complement activation in sensitized kidney transplant recipients. Int J Mol Sci. 25 (20), (2024).
  14. Gupta, S., et al. Impact of early rejection treatment on infection development in kidney transplant recipients: A propensity analysis. J Transplant. 2024, 6663086(2024).
  15. Haas, M., et al. Banff 2013 meeting report: Inclusion of C4d-negative antibody-mediated rejection and antibody-associated arterial lesions. Am J Transplant. 14 (2), 272-283 (2014).
  16. Loupy, A., et al. The Banff 2019 Kidney Meeting Report (I): Updates on and clarification of criteria for T cell- and antibody-mediated rejection. Am J Transplant. 20 (9), 2318-2331 (2020).
  17. Stegall, M. D., Gloor, J. M. Deciphering antibody-mediated rejection: New insights into mechanisms and treatment. Curr Opin Organ Transplant. 15 (1), 8-10 (2010).
  18. Stegall, M. D., et al. Terminal complement inhibition decreases antibody-mediated rejection in sensitized renal transplant recipients. Am J Transplant. 11 (11), 2405-2413 (2011).
  19. Sorohan, B. M., et al. Complement in antibody-mediated rejection of the kidney graft: from pathophysiology to clinical practice. J Clin Med. 14 (8), (2025).
  20. Montgomery, R. A., Loupy, A., Segev, D. L. Antibody-mediated rejection: New approaches in prevention and management. Am J Transplant. 18 (Suppl 3), 3-17 (2018).
  21. Eskandary, F., et al. A randomized trial of bortezomib in late antibody-mediated kidney transplant rejection. J Am Soc Nephrol. 29 (2), 591-605 (2018).
  22. Matsuda, Y., Watanabe, T., Li, X. K. Approaches for controlling antibody-mediated allograft rejection through targeting B cells. Front Immunol. 12, 682334(2021).
  23. Cohen, P., Tcherpakov, M. Will the ubiquitin system furnish as many drug targets as protein kinases. Cell. 143 (5), 686-693 (2010).
  24. Choi, A. Y., et al. Emerging new approaches in desensitization: Targeted therapies for HLA sensitization. Front Immunol. 12, 694763(2021).
  25. Jordan, S. C., et al. IgG endopeptidase in highly sensitized patients undergoing transplantation. N Engl J Med. 377 (5), 442-453 (2017).
  26. Perrottet, N., Koller, M. T., Hadaya, K., De Geest, S., Descoeudres, C. Infectious complications and graft outcome following treatment of acute antibody-mediated rejection after kidney transplantation: A nationwide cohort study. PLoS One. 16 (4), e0250829(2021).
  27. Schinstock, C. A., Mannon, R. B., Budde, K. Recommended treatment for antibody-mediated rejection after kidney transplantation: The 2019 expert consensus from the Transplantation Society working group. Transplantation. 104 (5), 911-922 (2020).
  28. Liao, T., He, W., Zhang, L. Noninvasive quantification of intrarenal allograft C4d deposition with targeted ultrasound imaging. Am J Transplant. 19 (1), 259-268 (2019).
  29. Huang, G., Wang, C., Zhang, M. Characterization of transfusion-elicited acute antibody-mediated rejection in a rat model of kidney transplantation. Am J Transplant. 14 (5), 1061-1072 (2014).
  30. Wasowska, B. A., et al. Passive transfer of alloantibodies restores acute cardiac rejection in IgKO mice. Transplantation. 71 (6), 727-736 (2001).
  31. Liao, T., et al. Noninvasive quantification of intrarenal allograft C4d deposition with targeted ultrasound imaging. Am J Transplant. 19 (1), 259-268 (2019).
  32. Ahmadi, A. R., Smith, B. H., Zhang, Y. Orthotopic rat kidney transplantation: A novel and simplified surgical approach. J Vis Exp. (147), e59403(2019).
  33. Rodrigo, E., Chedid, M. F., Segundo, D. S., Millán, J., López-Hoyos, M. Acute rejection following kidney transplantation: State-of-the-art and future perspectives. Curr Pharm Des. 26 (28), 3468-3496 (2020).
  34. Schinstock, C., Stegall, M. D. Acute antibody-mediated rejection in renal transplantation: Current clinical management. Curr Transplant Rep. 1 (2), 78-85 (2014).
  35. Chehade, H., Pascual, M. The challenge of acute antibody-mediated rejection in kidney transplantation. Transplantation. 100 (2), 264-265 (2016).
  36. Mauiyyedi, S., et al. Acute humoral rejection in kidney transplantation: II. Morphology, immunopathology, and pathologic classification. J Am Soc Nephrol. 13 (3), 779-787 (2002).
  37. Lederer, S. R., et al. Impact of humoral alloreactivity early after transplantation on the long-term survival of renal allografts. Kidney Int. 59 (1), 334-341 (2001).
  38. Salvadori, M., Bertoni, E. Impact of donor-specific antibodies on the outcomes of kidney graft: Pathophysiology, clinical, therapy. World J Transplant. 4 (1), 1(2014).
  39. Baldwin, W. M. III, Valujskikh, A., Fairchild, R. L. Mechanisms of antibody-mediated acute and chronic rejection of kidney allografts. Curr Opin Organ Transplant. 21 (1), 7-14 (2016).
  40. Chong, A. S., Rothstein, D. M., Safa, K., Riella, L. V. Outstanding questions in transplantation: B cells, alloantibodies, and humoral rejection. Am J Transplant. 19 (8), 2155-2163 (2019).
  41. Roders, N., Schlotterer, A., Axt-Fliedner, R. SYK inhibition induces apoptosis in germinal center-like B cells by modulating the antiapoptotic protein myeloid cell leukemia-1, affecting B-cell activation and antibody production. Front Immunol. 9, 787(2018).
  42. Benzimra, M., Calligaro, G. L., Glanville, A. R. Acute rejection. J Thorac Dis. 9 (12), 5440-5457 (2017).
  43. Roberts, D. M., Jiang, S. H., Chadban, S. J. The treatment of acute antibody-mediated rejection in kidney transplant recipients: A systematic review. Transplantation. 94 (8), 775-783 (2012).
  44. Bickerstaff, A., Nozaki, T., Wang, J. J., et al. An experimental model of acute humoral rejection of renal allografts associated with concomitant cellular rejection. Am J Pathol. 173 (2), 347-357 (2008).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

C4d
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.