مقالة منهجية

تصميم وتوحيد نموذج إصابة الفك السفلي لدراسة تجديد أنسجة الجمجمة الوجهية في نموذج أمبيستوما مكسيكانوم

DOI:

10.3791/69895

⸱

أبريل 24, 2026

 , 
1Departamento de Estudios Básicos Integrados, Facultad de Odontología, Universidad de Antioquia, 2Grupo Genética, Regeneración y Cáncer, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales, Universidad de Antioquia, 3Instituto de Biología, Universidad de Antioquia

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

كان هدف هذه الدراسة توحيد نهج جراحي آمن وقابل للتكرار لإجراء بتر كامل عرضي للفك السفلي في Ambystoma mexicanum لدراسة تجديد الأنسجة الجمجمية والوجهية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

المجمع الجمجمي الوجهي هو منطقة تشريحية يمكن أن تتأثر في البشر بتشوهات نموية وإصابات وأمراض مثل السرطان، مما يؤدي إلى فقدان الأنسجة المتأثرة. وهذا يخلق حاجة للبحث عن استراتيجيات لتجديد هذه الأنسجة المفقودة. وقد عزز ذلك دراسة الآليات الخلوية والجزيئية التي تنظم الاستجابة التجديدية للهياكل الجمجمجية الوجهية المصابة في الأنواع المتجددة، حيث يعد Ambystoma mexicanum (A. mexicanum) نوعا ذا أهمية كبيرة.

وفقا لما سبق، تم تصميم وتوحيد نموذج جراحي لآفة قابل للتكرار في فك الأكسولوتل لدراسة الاستجابة التجديدية للأنسجة المصابة ومحاكاة عيب حرج مشابه لتلك التي تجرى لدى البشر. لذا، تم تخدير الحيوانات الصغيرة/البالغة بين 12-15 سم بنسبة تريكائين بنسبة 0.1٪ لمدة 20-30 دقيقة. بعد ذلك، تم إجراء بتر عرضي كامل باستخدام تقنية بأربع أيدي على الثلث البعيد من الفك السفلي، بما في ذلك المنطقة التناظرية والجزمية السمفيتية، مع إزالة الهياكل العظمية المقابلة للعظم السني وغضروف ميكل، بالإضافة إلى الأنسجة الرخوة مثل العضلات والأنسجة الضامة والأعصاب والجلد. بعد ذلك، تم تنظيم بقايا العظام، وتم تطبيق 0.5٪ سلفاميرازين. تم تقييم استجابة الأنسجة بشكل ماكروسكوبي وبواسطة التململ. تمت الموافقة على جميع الإجراءات التي أجريت من قبل لجنة تجارب الحيوانات في جامعة أنتيوكيا، كولومبيا. تظهر النتائج أن الحيوانات المبتورة كانت قادرة على تجديد الهياكل القمجمية والوجهية التي تم إزالتها من الناحية الشكلية والهيكلية والوظيفية.

ويعد هذا العمل ذا أهمية كبيرة، حيث يوفر تقنية جراحية قابلة للتكرار مع بقاء 100٪ للحيوانات المبتورة والمعاد بترها عندما كان هناك حاجة لجمع الأنسجة المتجددة. لذلك، يمثل هذا التصميم الجراحي مدخلا أساسيا لإجراء تحليلات مقارنة مع الفقاريات الأخرى القادرة على تجديد هياكل الجمجمة والوجه، ولدراسة الآليات الخلوية والجزيئية الكامنة وراء هذه الاستجابة التجديدية في المستقبل.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم وصف القدرة على تجديد الأنسجة والأعضاء والهياكل المعقدة على نطاق واسع في جميع أنحاء مملكة الحيوانات 1,2,3. لذا، كان الاهتمام بفهم كيفية تفعيل هذه الأنواع لتنظيم الاستجابة التجديدية بعد الإصابة أو بتر الهياكل المختلفة داخل الأطراف مثل الأطراف والذيول محور الاهتمام في دراسة بيولوجيا التجدد 4,5,6,7,8.

ولهذا العمل، فإن دراسة تجديد أنسجة الجمجمة الوجهية كانت أيضا مجالا باهتمام كبير على مستوى العالم، نظرا لأن هذه المنطقة التشريحية تتأثر بشدة بإصابات الوجه، واضطرابات النمو الجمجمي الوجهية، والأمراض المعدية، وأمراض الأورام، بما في ذلك سرطان الفم9. في وجود الأورام، يلزم استئصال هياكل أو مناطق واسعة من الأنسجة، سواء في الفك أو مناطق الوجه الأخرى، مما يولد الحاجة لإعادة بناء وتعزيز إصلاح المنطقة المصابة 10,11,12. وبالتالي، في العقود الأخيرة، نمت دراسة تجديد الأنسجة الجمجمة الوجهية، نظرا للحاجة لاستكشاف وتحديد الآليات الخلوية والجزيئية التي يمكن أن تعزز الاستجابة التجديدية لهذه الأنسجة في الأنواع ذات القدرة التجديدية المنخفضة، مثل البشر13،14. أدى ذلك إلى استخدام نماذج حيوانية قادرة على تجديد هياكل الجمجمة الوجهية، مثل الفك، لاستكشاف وتوضيح الآليات المشاركة في الاستجابة التجديدية بعد تكوين آفات صغيرة أو عيوب حرجة في الفك.

أبرزت الدراسات السابقة حول بتر الفك السفلي تصميم أنواع مختلفة من الطرق الجراحية التي تتحدى قدرة الأنواع المختلفة على تجديد هذا البنية16. في حالة سمك الزرد، كشفت البترات المستعرضة في الثلث البعيد من الفك والاقترابات الجانبية إلى الفك عن استجابة تجديدية يتم فيها استعادة الجزء المبتور شكليا ونسيجيا 17,18. من ناحية أخرى، أظهرت الدراسات الرائدة على البرمائيات، مثل Notophthalmus viridescens، أنه بعد البتر المستعرض للفك، والذي يشمل هياكل مثل اللسان وجهاز البلعوم في مستوى البتر، يمكن للأنسجة المفقودة، بما في ذلك العظم السني وأنسجة العضلات والأسنان، أن تتجدد. ومع ذلك، لا يمكن إعادة تجدد البنية اللغوية والجهاز البلعومي19,20. ومع ذلك، عندما لا يدرج اللسان والجهاز البلعمي في مستوى البتر في نفس النوع، فإن جميع الأنسجة المعاد تجديدها تعيد تشكيل شكل وبنية الأنسجة المبتورة21,22. بالإضافة إلى ذلك، تظهر البترات المستعرضة في نوع Cynops pyrrhogaster التي لا تشمل اللسان في مستوى البتر استجابة تجديدية للهياكل الفكية المبتورة23. تظهر دراسات أخرى أن البتر العرضي الكامل في الثلث القريب من الفك السفلي والانحناء الجانبي للفك السفلي في أنواع مثل Ambystoma maculatum، Desmognathus fuscus، Plethodon cinereus، Eurycea bislineata، وAmbystoma opacum يعزز استجابة تجديدية في الأنسجة المصابة24,25. يظهر هذا أن نجاح الاستجابة التجديدية يمكن أن يختلف حسب تصميم ومدى الأنسجة المشاركة في مستوى البتر.

من ناحية أخرى، أحد الأنواع النموذجية بين البرمائيات المستخدمة كمرجع لدراسة الآليات الكامنة وراء الاستجابة التجديدية هو البرمائيات الأوروديلة A. mexicanum 26,27. أظهرت تقارير سابقة أن هذا نموذج استثنائي قادر على تجديد هياكل الجمجمة والوجه، بما في ذلك الأنسجة الرخوة لقاع الفم، والعظم السني، وغضروف ميكل، والهياكل العضلية والأسنان 28,29,30,31. وقد نتجت هذه النتائج عن طرق جراحية متنوعة، بما في ذلك إصابة اللكمة في قاع الفم، واستئصال الأسنان مع جزء من العظم السني، ونهج أوسع يتميز ببتر جانبي لجزء من الفكالسفلي 28، 29، 30، 31. ومع ذلك، حتى الآن، لم يتم وصف أي نهج جراحي عرضي كامل يسبب عيبا حرجا، يشمل في الوقت نفسه المنطقة البعيدة من النصف الأيسر والأيمن، بالإضافة إلى العظم السني، وغضروف ميكل، والسيم الكامل للفك السفلي، والأنسجة السنية والعضلية على الجانبين.

لذلك، تصف هذه الورقة العملية خطوة بخطوة لإجراء بتر عرضي كامل لفك A. mexicanum، مما يسمح بمراقبة الاستجابة التجديدية للأنسجة المبتورة بنسبة 100٪ في الحيوانات التي تم إجراء العملية عليها. علاوة على ذلك، ونظرا لنقص التفاصيل حول كيفية إجراء هذا النوع من البتر، يهدف هذا الدليل الجراحي إلى ضمان قابلية تكرار هذا النوع من النهج الجراحي لأي باحث يخطط لإجراء تحليلات مقارنة على المستويات الشكلية والأنسجة والخلايا والجزيئية في هذا النوع وغيره من الأنواع التي تعرضت لنفس النوع الجراحي، بالإضافة إلى طرق أخرى، بما في ذلك البتر الجانبي للفك السفلي. في النهاية، يوفر هذا العمل أساسا لتحديد الجزيئات المستقبلية التي تعزز الاستجابة التجديدية لهذه الهياكل، مع تطبيقات محتملة في طب تجدد الأنسجة الجمجمية والوجهية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الكائن النموذجي المستخدم في هذا المشروع كان السمندل A. mexicanum، وهو مستوطن في منطقة سوشيميلكو، المكسيك. تم تأسيس هذه المستعمرة قانونيا في عام 2014 باستيراد السمندل الأم من مركز أمبيستوما للمخزون الجيني في جامعة كنتاكي، وتضم حاليا 32 والدا وأكثر من 200 حيوان صغير. تمت الموافقة على جميع الإجراءات من قبل لجنة أخلاقيات التجارب الحيوانية في جامعة أنتيوكيا (UdeA) بموجب القانون رقم 151 بتاريخ 27 مارس 2023، مع الأخذ في الاعتبار المعايير الوطنية والدولية لأخلاقيات التجارب الحيوانية، مثل الفصل السادس من القانون 84 لعام 1989 والباب الخامس من القرار 8430 لعام 1993 لوزارة الصحة في كولومبيا32,33.

1. التعامل مع الحيوانات

ملاحظة: تم استخدام الحيوانات التي يبلغ طولها حوالي 12 إلى 15 سم ولديها نمط ظاهري بري لتوحيد هذا البروتوكول. ومع ذلك، لا تستثنى الحيوانات الصغيرة والحيوانات ذات الأنماط الظاهرية الأخرى.

  1. اختر الأكسولوتل بطول حوالي 12-15 سم (من الخطم إلى الذيل).
  2. ضع الأكسولوتل بشكل فردي في وعاء كبير بما يكفي للسماح له بالتحرك بسهولة، ويفضل أن يكون شفافا ومستطيلا.
  3. حافظ على الحيوانات عند درجة حرارة بين 19 °م و21 °م في محلول هولتفريتر بنسبة 20٪ قبل الإجراء ودورات الإضاءة والظلام (12:12).
    ملاحظة: كلما أمكن، تجنب إطعام الحيوانات أكثر من 24 ساعة قبل إجراء الإجراء. وذلك لمنع نوبات القيء.

2. بتر عرضي كامل في الثلث البعيد من الفك السفلي

  1. تحضير التخدير والجراحة قبل الجراحة للحيوانات
    1. حضر محلول مخدر بنسبة 0.1٪ من تريكائين ميثانيسلفونات: اخلط 1 جرام من تريكائين ميثانيسلفونات، 100 ميكرولتر من 1 م إيثيلين ديامين رباعي أسيتيك حمض (EDTA)، درجة الحموضة 7.5، 50 ميكرولتر من 0.5٪ فينول أحمر، وصنع حتى 1 لتر مع محلول هولتفريتر 40٪. اضبط الرقم الهيدروجيني إلى 7.5 باستخدام NaOH.
    2. جهز جميع أدوات الجراحة المجهرية المعقمة (مقص، ملقط، ملقط، ملعقة 7A، أنابيب 1.5 مل، مقياس الدنتيم، ماصة باستور، صحن بتري، وصينية بلاستيكية لوضع الحيوان لاحقا لإجراء العملية.
    3. نظف منطقة العمل بنسبة 70٪ كحول مطهر، وضبط ووضع الضوء المباشر فوق ساحة الجراحة بشكل مناسب.
  2. الرحمة
    1. ضع الأكسولوتل في وعاء يحتوي على حوالي 500 مل من محلول تخدير ترايكاين ميثانيسلفونات بنسبة 0.1٪ لمدة 20-30 دقيقة لضمان تخدير عميق.
      ملاحظة: تأكد من أن الحيوان مغمور بالكامل في محلول التخدير.
    2. تحقق من علامات التخدير العام من خلال التحقق من غياب حركة الخياشيم والاستجابة للمحفزات اللمسية تماما.
      ملاحظة: لمراقبة تجديد الفك، بعد تخدير الحيوان، التقط صورا قبل العملية باستخدام المجهر المجسم، باتباع الخطوات في القسم 4.
  3. بتر كامل عرضي للفك
    ملاحظة: يجب إجراء البتر بأقصى درجات الحرص والسرعة باستخدام تقنية بأربع أيدي، أي جراحين.
    1. ضع الحيوان بعناية في وضعية الاستلقاء (مكشوف) على الصينية البلاستيكية.
    2. قس المنطقة المراد بترها باستخدام جهاز قياس الأسنان الجذوري (كاليبر) من الحافة الخارجية للفك نحو الطرف القريب من هذا البنية، حوالي 2.5 مم في منطقة الذقن/التمثيل السينمائي (الشكل 1A).
      ملاحظة: يتم إجراء القياس باستخدام الكليبر فوق جلد الحيوان (خارج الفم).
    3. ضع علامة بقلم شمعي أحمر لتحديد مسار سطح البتر ومدى العيب الجراحي.
    4. ارفع الأكسولوتل بحذر وامسكه بقوة بيد واحدة حتى لا ينزلق الحيوان من قبضة المشغل.
      ملاحظة: يجب أن يتم تنفيذ هذا الإجراء من قبل أحد المشغلين (المشغل 1)، بينما يكون المشغل الآخر (المشغل 2) مسؤولا عن التعامل مع الأدوات الجراحية وإجراء الشق.
    5. ضع ضوءا مباشرا فوق منطقة رأس الأكسولوتل، وتحديدا فوق المنطقة التشريحية التي سيتم تشغيلها.
    6. أما باليد الأخرى، فاستخدم الجانب المستدير والأعرض من ملعقة 7A لفصل اللسان عن قاع الفم ومنطقة الفك المراد إجراء العملية. (الشكل 1B).
      ملاحظة: تأكد من أن اللسان مثبت قليلا على الفك العلوي.
    7. أولا، قم (المشغل 2) بقطع أولي باستخدام الملقط الجراحي، من الحافة الخارجية للفك فوق الجلد والأنسجة الصلبة (عظم الأسنان وغضروف ميكل) (الشكل 1C).
      ملاحظة: تأكد من أن الأدوات مشحذة بشكل كاف لتحكم أكبر عند قطع ومعالجة الأنسجة.
    8. استمر في القطع عرضيا باستخدام مقص جراحي دقيق بحيث يعبر الشق عرض الفك بالكامل من موقع القطع الأول إلى الجانب المقابل حتى يتم إزالة النسيج البعيد للفك بالكامل، وفقا لمستوى البتر المخطط له (البتر العرضي الكامل) (الشكل 1D).
      ملاحظة: في حالة الأكسولوتل الأكبر ذات الفكوك الأكثر متانة، ينصح بإنهاء سطح القطع بالملقط لقطع أنظف وأقل إزعاجا للهياكل العظمية (الشكل 1E).
    9. لاحظ الانكماش الفوري للأنسجة الرخوة المتبقية (الشكل 1F).
    10. اجمع الأنسجة المبتورة باستخدام ملقط تشريح وغمره في أنبوب بسعة 1.5 مل مع المحلول المطلوب حسب الإجراء المراد إجراؤه: 4٪ بارافورمالديهيد (PFA) للتثبيت والتقنية النسيجة أو التألق المناعي، أو لاحقا في تريزول أو RNA لاستخراج RNA أو DNA أو البروتين، من بين تقنيات أخرى (الشكل 1F).
      ملاحظة: يمكن استخدام هذا النسيج كأداة تحكم غير متجددة للمقارنة مع الأنسجة المعاد تجديدها من منظور نسيجولوجي، أو لإظهار الجينات القاعدية، أو للكشف عن علامات التمايز النهائي للأنسجة.
    11. ضع الأكسولوتل في طبق بتري، راقب تحت المجهر المجسم، وأعد تشكيل حواف العظم والغضاريف المكشوفة باستخدام الملقط.
    12. ضع الأكسولوتل بعناية في الصينية البلاستيكية وطبق حمامات مضادات حيوية سلفاميرازين بنسبة 0.5٪ لمدة 12 ساعة.

3. التعافي بعد العملية من A. mexicanum

  1. بعد الجراحة، ضع الأكسولوتل في الحاوية البلاستيكية الشفافة مع محلول هولتفريتر بنسبة 40٪ ولاحظ علامات التعافي من التخدير العام، مثل حركات الخياشيم، رد فعل الاستقامة، أو الاستجابة للمحفزات اللمسية. يستغرق التعافي الكامل حوالي 30-60 دقيقة.
    ملاحظة: حافظ على محلول هولتفريتر بنسبة 40٪ باردا، عند درجة حرارة بين حوالي 4 °م و8 °م.
  2. غير محلول هولتفريتر البارد 40٪ كل 24 ساعة لمدة لا تقل عن 8 أيام.
    ملاحظة: أول 48 ساعة هي الأهم في تعافي الحيوان، لذا يجب أن يكون تحت المراقبة اليومية.
  3. بعد 24-48 ساعة من الإجراء، أطعم الأكسولوتل طعاما ناعما يسهل اصطياده وأقل ضررا للحيوان.
    ملاحظة: لا تطعم الأكسولوتل خلال أول 24 ساعة بعد الإجراء.

4. التقاط الصور ومراقبة الاستجابة التجددية

ملاحظة: يجب التقاط جميع الصور بأسرع وقت ممكن لتجنب التعامل المطول مع الحيوان الذي تم جراحته مؤخرا.

  1. بمجرد تخدير الحيوان بالكامل، التقطه بعناية وخذه إلى المجهر المجسم والكاميرا الرقمية في طبق بترى لالتقاط صور قبل وبعد البتر.
    ملاحظة: نظف وتعقيم المجهر المجسمي بنسبة 70٪ كحول مسبقا.
  2. استخدم ضوء ساقط يشير إلى رأس الأكسولوتل لمراقبة منطقة الفك بشكل أفضل.
  3. أمسك جسم الأكسولوتل بإحكام بيد واحدة لمنعه من الانزلاق خارج حقل التقاط الصورة.
    ملاحظة: تجنب التقاط الصور في وسط مائي لمنع تشوهات الحجم الفعلي؛ استخدم طبق بتري بدون سائل. بلل الأكسولوتل بخفة أحيانا بنسبة 40٪ من محلول هولتفريتر.
  4. حدد منطقة الفك بشكل صحيح وركز عليها بشكل مناسب.
    ملاحظة: في الأيام التي تلي (المتابعة) الإجراء، ضع في اعتبارك الحاجة إلى التركيز المناسب، حيث أن تجديد الأنسجة في المراحل المبكرة غالبا ما يكون دقيقا جدا وفي بعض الحالات غير ملحوظ.
  5. قم بتحسين معايير التقاط الصورة عن طريق تعديل أدوات البرنامج (التباين، السطوع، التعريض، الكسب، توازن اللون الأبيض، إلخ).
  6. التقاط الصور باستخدام المجهر المجسم (0.7x) لأخذ القياسات ومراقبة تجديد البنية.
  7. وبعد اكتمال فترة التجديد، تم صبغ الأنسجة المعاد تجديدها باستخدام الأزرق الألسي والأحمر الأليزارين وفقا للبروتوكول34 المبلغ عنه سابقا.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نظرا لأهمية وأهمية دراسة الاستجابة التجديدية المحتملة بعد البتر لهياكل الجمجمة الوجهية في أنواع مثل A. mexicanum29، من الضروري وجود تقنية جراحية آمنة وقابلة للتكرار تسمح ليس فقط بتقييم استجابة الأنسجة التجديدية، بل توفر أيضا معدل وفيات منخفض أو صفر في الحيوانات التي تخضع للجراحة. وبالتالي، تقدم هذه الدراسة توحيد نهج جراحي ناجح يتضمن البتر العرضي الكامل، بإزالة المنطقة الأبعد بين الهيميمانديبلين (بما في ذلك المنطقة الثنائية السمزي والباراسيمفيسي) في A....

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تقدم هذه الورقة النهج الجراحي الناجح لبتر الفك السفلي بالكامل في نموذج A. mexicanum الحيواني، إلى جانب عدة توصيات ضرورية لإعادة إنتاج هذا النموذج الجراحي لمراقبة الاستجابة التجديدية لهذه الهياكل وتحديد العوامل التي تنظم هذه العملية التجديدية.

في هذه الدراسة، تم إجراء بتر عرضي كامل على الثلث البعيد من الفك السفلي في A. mexicanum، شمل هياكل ثنائية مثل الجلد، والجلد، والعظم السني، والأسنان، وغضروف ميكل، والعضلات، بما في ذلك العضلات الخلفية بين ا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعلن المؤلفون أنه لا توجد تضارب مصالح.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نود أن نشكر نائب رئيس الجامعة للبحث في جامعة أنتيوكيا على الموارد التي قدمها صندوق المشروع الأول للمعلمين المنتسبين. نود أن نشكر نظام المعهد العام للملكيات في كولومبيا ودعوة المنح الدراسية الخامسة عشرة لجامعة أنتيوكيا على تمويل درجة الماجستير لسامانتا تاركينو. وأخيرا، نود أيضا أن نشكر كل طالب يشارك في رعاية مستعمرة الأكسولوتل في مختبرنا.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
Axolotl (Ambystoma mexicanum)Ambystoma Genetic Stock CenterN/A15-18 cm و 16 غرام - 22 غرام wildetype
Calcium Chloride dihydrateDuksan1098CaCl2 2H2O
Digital camera MotiCAM 5MotiCAM https://www.motic.com/upload/File/201407/2014071115335993.pdf
EDTA - Sodium salt, dihydrateBiobasicEB0185C10H14N2O8Na2 . H2O
Glass petri dishany makerN/ABorosilicate glass
Magnesium Sulfate 7-hydrateITW Reagents131404.1211MgSO4 7H2O
Microsurgical instrumentsN/AN/AForceps, clamp, 7A spatula, dentimeter و scissors
Pasteur pipetteany makerN/ALow-density polyethylene
Potassium ChlorideDuksan372KCl
Red wax pencilany makerN/A
Sodium ChlorideMerkK48297604 717NaCl
Software Motic Images Plus-Versión 2.0Motic https://www.motic.com/As_Support_Download/d42.html
Stereo microscopeOlympus SZX16 N/A
Sulfamerazine sodium saltSigma- AldrichS08004-Amino-N-(4-methyl-2-pyrimidinyl) benzenesulfonamide
Tricaine methanesulfonateSigma- AldrichE10521Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate
Tubes 1.5 mLAxygenMCT150CPure polypropylene

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Agata, K., Inoue, T. Survey of the differences between regenerative and non-regenerative animals. Dev Growth Differ. 54 (2), 143-152 (2012).
  2. Alvarado, A. S., Tsonis, P. A. Bridging the regeneration gap:Genetic insights from diverse animal models. Nat Rev Genet. 7 (11), 873-884 (2006).
  3. Elchaninov, A., Sukhikh, G., Fatkhudinov, T. Evolution of regeneration in animals:A tangled story. Front Ecol Evol. 9 (1), 121(2021).
  4. Zhao, A., Qin, H., Fu, X. What determines the regenerative capacity in animals. Bioscience. 66 (9), 735-746 (2016).
  5. Poss, K. D. Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals. Nat Rev Genet. 11 (10), 710-722 (2010).
  6. Riquelme-Guzmán, C., Sandoval-Guzmán, T. The salamander limb:A perfect model to understand imperfect integration during skeletal regeneration. Biol Open. 13 (2), bio060152(2024).
  7. Grigoryan, E. N., Markitantova, Y. V. Tail and spinal cord regeneration in urodelean amphibians. Life (Basel). 14 (5), 594(2024).
  8. Tazaki, A., Tanaka, E. M., Fei, J. F. Salamander spinal cord regeneration:The ultimate positive control in vertebrate spinal cord regeneration. Dev Biol. 432 (1), 63-71 (2017).
  9. Tahmasebi, E., et al. The current regenerative medicine approaches of craniofacial diseases:A narrative review. Front Cell Dev Biol. 11 (1), 1112378(2023).
  10. Chen, W. L., et al. Craniofacial resection and reconstruction in patients with recurrent cancer involving the craniomaxillofacial region. J Oral Maxillofac Surg. 75 (3), 622-631 (2017).
  11. Kim, Y. S., et al. Role of craniofacial resection for malignant tumors involving the anterior skull base:Surgical experience in a single institution. Brain Tumor Res Treat. 3 (2), 81-87 (2015).
  12. Wu, C. A., Dutta, R., Virk, S., Roy, N., Ranganathan, K. The need for craniofacial trauma and oncologic reconstruction in global surgery. J Oral Biol Craniofac Res. 11 (4), 563-569 (2021).
  13. Vignolo, S. M., et al. Strategies for craniofacial tissue engineering:Innovations for scalable bone regeneration. Plast Aesthet Res. 12, (2025).
  14. Charbonneau, Å, Salo, T., Roy, S., Tran, S. D. Axolotls' and mices' oral-maxillofacial trephining wounds heal differently. Cells Tissues Organs. 210 (4), 260-274 (2021).
  15. Vieira, W. A., McCusker, C. D. Regenerative models for the integration and regeneration of head skeletal tissues. Int J Mol Sci. 19 (12), 3752(2018).
  16. Ferretti, P. Re-examining jaw regeneration in urodeles:What have we learnt. Int J Dev Biol. 40 (4), 807-811 (1996).
  17. Wang, X., et al. Two origins of blastemal progenitors define blastemal regeneration of zebrafish lower jaw. PLoS One. 7 (9), e45380(2012).
  18. Ohgo, S., et al. Tissue regeneration during lower jaw restoration in zebrafish shows some features of epimorphic regeneration. Dev Growth Differ. 61 (7-8), 419-430 (2019).
  19. Goss, R. J., Stagg, M. W. Regeneration of lower jaws in adult newts. J Morphol. 102 (2), 289-309 (1958).
  20. Goss, R. J., Stagg, M. W. Regeneration in lower jaws of newts after excision of the intermandibular regions. J Exp Zool. 137 (1), 1-11 (1958).
  21. Finch, R. A. The influence of the nerve on lower jaw regeneration in the adult newt, Triturus viridescens. J Morphol. 129 (4), 401-413 (1969).
  22. Ghosh, S., Thorogood, P., Ferretti, P. Regenerative capability of upper and lower jaws in the newt. Int J Dev Biol. 38 (3), 479-490 (1994).
  23. Kurosaka, H., Takano-Yamamoto, T., Yamashiro, T., Agata, K. Comparison of molecular and cellular events during lower jaw regeneration of newt (Cynops pyrrhogaster) and West African clawed frog (Xenopus tropicalis). Dev Dyn. 237 (2), 354-365 (2008).
  24. Graver, H. T. Re-regeneration of lower jaws and the dental lamina in adult urodeles. J Morphol. 157 (3), 269-279 (1978).
  25. Graver, H. T. The polarity of the dental lamina in the regenerating salamander jaw. J Embryol Exp Morphol. 30 (3), 635-646 (1973).
  26. Hincapie Agudelo, M., Carbonell Medina, B. A., Arenas Gómez, C. M., Delgado, J. P. Ambystoma mexicanum, un organismo modelo en biología del desarrollo y regeneración:Experiencia colombiana. Acta Biol Colomb. 27 (1), 113-126 (2022).
  27. Vieira, W. A., Wells, K. M., McCusker, C. D. Advancements to the axolotl model for regeneration and aging. Gerontology. 66 (3), 1-11 (2019).
  28. Kramer, J., et al. Axolotl mandible regeneration occurs through mechanical gap closure and a shared regenerative program with the limb. Dis Model Mech. 17 (9), dmm050743(2024).
  29. Charbonneau, A. M., Roy, S., Tran, S. D. Oral-facial tissue reconstruction in the regenerative axolotl. J Exp Zool B Mol Dev Evol. 326 (8), 489-502 (2016).
  30. Sader, F., Denis, J. F., Roy, S. Tissue regeneration in dentistry:Can salamanders provide insight. Oral Dis. 24 (4), 509-517 (2018).
  31. Makanae, A., et al. Neural regulation in tooth regeneration of Ambystoma mexicanum. Sci Rep. 10 (1), 1-15 (2020).
  32. Ley 84 de 1989. , Congreso de Colombia. https://www.funcionpublica.gov.co/eva/gestornormativo/norma.php?i=306 (1989).
  33. Resolución No 8430. , Ministerio de Salud y Protección Social. https://www.minsalud.gov.co/Normatividad_Nuevo/RESOLUCION%208430%20DE%201993.pdf (1993).
  34. Carbonell-M, B., Zapata Cardona, J., Delgado, J. P. Post-amputation reactive oxygen species production is necessary for axolotls limb regeneration. Front Cell Dev Biol. 10, 921520(2022).
  35. Ghosh, S., Thorogood, P., Ferretti, P. Regeneration of lower and upper jaws in urodeles is differentially affected by retinoic acid. Int J Dev Biol. 40 (6), 1161-1170 (1996).
  36. Graver, H. T. Origin of the dental lamina in the regenerating salamander jaw. J Exp Zool. 189 (1), 73-83 (1974).
  37. Kragl, M., Tanaka, E. M. Axolotl (Ambystoma mexicanum) limb and tail amputation. Cold Spring Harb Protoc. 2009 (8), (2009).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة